Name: Oznaczanie ilościowe kwasów humusowych i fulwowych w rudach humatów, DOC, materiałach humififikowanych i produktach handlowych zawierających substancje humusowe (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-03-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 55 s
Description: Poznaj metodę grawimetryczną oznaczania kwasów humusowych i fulwowych w próbkach środowiskowych. Technika zapewnia dokładniejszą analizę niż dotychczasowe metody regulacyjne.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Stowarzyszeniu Handlu Produktami Humusowymi (HPTA) za wsparcie w finansowaniu prac, które doprowadziły do standaryzacji metod opisanych w tym artykule, a także Lawrence'owi Mayhew oraz doktorom Danowi Olkowi i Paulowi Bloomowi za wsparcie techniczne podczas prac standaryzacyjnych.

1. Przygotowanie próbki stałej
<ol>
	<li>Rozdrobnić około 5 g próbki przeznaczonej do analizy za pomocą moździerza i tłuczka, tak aby 100% rozdrobnionej próbki przeszło przez amerykańskie standardowe sito o rozmiarze oczek nr 200 (tj. 74 μm), upewniając się, że proszek jest dobrze wymieszany.</li>
	<li>Określić grawimetrycznie zawartość wilgoci w proszku.
	<ol>
		<li>Zważyć aluminiową łódkę wagową i zapisać masę (Wwb).</li>
		<li>Przenieść około 2 g próbki proszkowej do łodzi wagowej i zanotować masę (Wws+wb).</li>
		<li>Umieścić łódkę wagową w suszarce na 24 godziny w temperaturze 102 °C (nie przekraczać 102 °C). Po upływie 24 godzin wyjąć łódkę ważącą z suszarki i umieścić w eksykatorze do ostygnięcia na co najmniej 1 godzinę.</li>
		<li>Zważyć i zanotować masę łodzi wagowej i wysuszonej próbki proszku (Wds+wb).</li>
		<li>Oznaczyć zawartość wilgoci za pomocą wzoru 1.1. 
		Wzór 1.1 Zawartość wilgoci w proszku próbki stałej 
		% wilgotności = (((Wws+wb- Wwb) – (Wds+wb - Wwb))/ (Wws+wb - Wwb)) * 100</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Procedura ekstrakcji
<ol>
	<li>Próbki stałe
	<ol>
		<li>Odważyć około 2,5 g przesianej próbki w proszku (Wsamp) do plastikowej lub aluminiowej łódki wagowej i zanotować masę z dokładnością do czterech miejsc po przecinku.</li>
		<li>Załadować próbkę do cylindra z podziałką o pojemności 1 l i napełnić cylinder do objętości 1 l 0,1 M NaOH (4 g NaOH x L-1).</li>
		<li>Dodać mieszadło magnetyczne (np. o długości 5 - 7 cm) i szybko mieszać (tj. 300 – 400 obr./min) na płytce mieszającej, aż próbka zostanie dokładnie wymieszana.</li>
		<li>Przenieść całą zawartość butli miarowej do kolby Erlenmeyera o pojemności 1 l, opróżnić przestrzeń nad kolbą za pomocą gazuN2 i przykryć otwór kolby hermetyczną pokrywą.</li>
		<li>Umieścić kolbę Erlenmeyera na talerzu mieszającym i mieszać z prędkością 300 - 400 obr./min przez 16 - 18 godzin.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Próbki cieczy
	<ol>
		<li>W przypadku materiałów płynnych należy dokładnie wymieszać próbkę przez potrząsanie, aby upewnić się, że badana ciecz jest jednorodnie wymieszana. Upewnij się, że wszelkie pozostałości, które mogły spaść na dno pojemnika, są dokładnie wymieszane.</li>
		<li>Dodać około 5 g badanej cieczy, zważonej z dokładnością do 4 miejsc po przecinku (WTL), do butli z podziałką o pojemności 1 l.</li>
		<li>Napełnić cylinder z podziałką 0,1 M NaOH do końcowej objętości 1 l.</li>
		<li>Dodać mieszadło magnetyczne (np. o długości 5 – 7 cm) i szybko mieszać (np. 300 - 400 obr./min) na płytce mieszającej, aż badana próbka zostanie całkowicie wymieszana.</li>
		<li>Przenieść mieszaninę do kolby Erlenmeyera o pojemności 1 l, opróżnić przestrzeń nad wodą za pomocą gazuN2 i przykryć otwór kolby hermetyczną pokrywą.</li>
		<li>Umieścić kolbę Erlenmeyera na płytce mieszającej i mieszać z prędkością 300 - 400 obr./min przez 1 godz. 
		UWAGA: Po tym momencie postępowanie z próbkami stałymi i ciekłymi jest takie samo.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Usuwanie nierozpuszczalnych substancji z ekstraktów alkalicznych
<ol>
	<li>Po zakończeniu mieszania wyjąć kolbę z płytki mieszającej, przenieść mieszaninę do odpowiednich probówek wirówkowych i odwirować całą objętość przy sile 4,921 x g przez 30 minut.</li>
	<li>Zebrać alkaliczny supernatant zawierający kwas hialuronowy i tłuszcz tłuszczowy do czystej kolby Erlenmeyera o pojemności 1 l zawierającej mieszadło magnetyczne. Wyrzuć nierozpuszczalny materiał. Filtracja przez watę szklaną lub jakościową bibułę filtracyjną o wielkości porów 2,5 μm jest zalecana, jeśli po odwirowaniu nie wytrącają się resztkowe cząstki.</li>
</ol>
4. Wytrącanie i oddzielanie HA od FF
<ol>
	<li>Mieszając ekstrakt alkaliczny z prędkością 300 - 400 obr./min na płytce mieszającej, włożyć sondę pH do środkowej części roztworu (pionowo) i dodawać kroplami HCl do ekstraktu alkalicznego, aż do osiągnięcia stabilnego pH 1,0 ± 0,1.</li>
	<li>Gdy pH pH 1 zostanie osiągnięte i pozostanie stabilne, wyjąć sondę pH z kolby, wyjąć mieszadło, przykryć kolbę hermetyczną pokrywą i pozostawić kolbę do momentu, aż wytrącony kwas hialuronowy osiądzie na dnie kolby. 
	UWAGA: Czas potrzebny do wytrącenia się kwasu hialuronowego i wypadnięcia z roztworu będzie się różnić w zależności od źródła i ilości kwasu hialuronowego w próbce. Zwykle potrzeba 1 -6 godzin, aby kwas hialuronowy całkowicie się wytrącił i wypadł z roztworu.</li>
	<li>Odwirować ekstrakt i wytrącony kwas hialuronowy w temperaturze 4921 x g przez 1 godzinę. Po odwirowaniu odlać sklarowany osad FF do czystego 1 litra Erlenmeyera i przykryć hermetyczną pokrywą. 
	UWAGA: Może być konieczne wydłużenie czasu wirowania w celu wystarczająco mocnego upakowania kwasu hialuronowego, aby umożliwić dekantację kwasu gorącolistego bez włączania któregokolwiek z wytrąconego kwasu hialuronowego.</li>
	<li>Umieścić probówki wirówkowe w suszarce o temperaturze 100 °C na 24 godziny.</li>
	<li>Po wysuszeniu wyjmij probówki z pieca do suszenia i umieść w eksykatorze do ostygnięcia do temperatury pokojowej. Po schłodzeniu przenieść ilościowo pozostałość z probówki, zeskrobując ją z boków i dna probówki szpatułką, przenieść do wytarowanej łodzi wagowej i zanotować masę (WEHA). Tą pozostałością jest "wyekstrahowany kwas hialuronowy". 
	UWAGA: Jeśli do separacji HA i FF użyto probówek wirówkowych większych niż 50 ml, wygodnie jest przenieść wytrącony HA do odpornych na temperaturę probówek wirówkowych o pojemności 50 ml w celu przeprowadzenia procesu suszenia. Ponadto, jeśli dostępny jest liofilizator, wytrącony kwas hiaologiczny można suszyć w liofilizacji. Zbieranie kwasu hialuronowego w stanie liofilizowanym jest łatwiejsze, ponieważ kwas hialuronowy nie przykleja się do boku plastikowych tubek i nie musi być złomowany.</li>
</ol>
5. Oznaczanie zawartości popiołu
UWAGA: Procedura oznaczania zawartości popiołu w próbkach suszonego HA i FA jest taka sama. Pokazano procedurę wykorzystującą notację dla HA.
<ol>
	<li>Przenieść około 30 mg osuszonego kwasu hialuronowego (WHA) do czystego, uprzednio zważonego naczynia ceramicznego (WCD), które zostało uprzednio wysuszone w piecu suszącym w temperaturze 100 °C, a następnie schłodzone w eksykatorze do temperatury pokojowej. Po zarejestrowaniu łącznej masy zważonego kwasu hialuronowego i naczynia (WHA+CD), należy spalić kwas hialuronowy w piecu muflowym przez 2 godziny w temperaturze 600°C. 
	UWAGA: Dla każdej próbki kwasu hialuronowego należy przetworzyć trzy kontrpróby, a do obliczenia czystego kwasu hialuronowego należy wykorzystać średnią zawartość popiołu.</li>
	<li>Po 2 godzinach wyjmij naczynie i zawartość z piekarnika muflowego i umieść w eksykatorze do ostygnięcia. Po ostygnięciu zważ naczynie z popiołem (WASH+CD) i oblicz stosunek popiołu (Ash rat) według wzoru 1.2: 
	Formuła 1.2 Popiół szczur = (WASH+CD - WCD) / (WHA+CD - WCD)</li>
</ol>
6. Określenie procentu oczyszczonego wyekstrahowanego HA
<ol>
	<li>Oznaczyć końcową masę czystego kwasu hialuronowego (WPHA), korygując zawartość popiołu według wzoru 1.3: 
	Wzór 1,3 WPHA = WEHA * (1-Szczur popiołowy)</li>
</ol>
7. Oznaczanie stężenia (%) czystego kwasu hialuronowego w oryginalnej próbce źródłowej
<ol>
	<li>Oznaczyć stężenie czystego kwasu hialuronowego za pomocą wzorów 1.4 i 1.5: 
	Wzór 1.4: % czystego kwasu hialuronowego w próbce stałej = (WPHA/Wsamp) * 100 
	Wzór 1,5: % czystego kwasu hialuronowego w próbce cieczy = (WPHA/WTL) * 100</li>
</ol>
8. Przygotowanie kolumny do oczyszczania HFA
<ol>
	<li>Przygotować niskociśnieniową kolumnę chromatograficzną wypełnioną żywicą z polimetakrylanu metylu DAX-8. Jeśli żywica nie była wcześniej używana, namocz żywicę w metanolu na 2 godziny, a następnie dokładnie spłucz dejonizowanymH2O, aż cały metanol zostanie usunięty.
	<ol>
		<li>Usuń małe cząsteczki żywicy, które w tym czasie unoszą się na wodzie. Jeśli żywica była wcześniej używana, zregeneruj ją zgodnie z opisem w punkcie 10.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po dokładnym wypłukaniu wlać żywicę do szklanej kolumny chromatograficznej o wymiarach 5 x 25 cm, wyposażonej w końcówkę z frytą o grubości 10 μm jako podparcie złoża żywicy. Pozostaw 2,5 do 5 cm na górze kolumny dla roztworu bez żywicy, aby umożliwić wymieszanie FF przed wejściem do złoża żywicy. Dopasuj górną część do kolumny i przepompuj dejonizowany H2Oprzez górną część kolumny, aby wypełnić złoże żywicy DAX-8 za pomocą pompy perystaltycznej.</li>
</ol>
9. Izolacja HFA
<ol>
	<li>Po zapakowaniu złoża żywicy załaduj FF na kolumnę za pomocą pompy perystaltycznej, pod niskim ciśnieniem, przez górną część kolumny. Stosować natężenie przepływu 35 – 40 ml/min. Bardzo ważne jest, aby górna część żywicy w kolumnie pozostawała pokryta roztworem przez cały czas trwania procedury ładowania i płukania, aby zapobiec wysuszeniu żywicy i przeprowadzeniu ekstraktu przez złoże żywicy.</li>
	<li>Gdy frakcja fulwowa zostanie całkowicie załadowana na żywicę, należy przepłukać żywicę wodą dejonizowaną, aby usunąć niezaadsorbowaną "hydrofilową frakcję fulwową" (HyFF), przepompowując ją przez górną część kolumny za pomocą pompy perystaltycznej pod niskim ciśnieniem. Stosować natężenie przepływu 35 – 40 ml/min. Ścieki zawierające HyFF należy wyrzucić, chyba że zostaną one wykorzystane do analizy.</li>
	<li>Przemyć kolumnę dejonizowanymH2O, aż absorbancja ścieków z kolumny przy 350 nm będzie równa (np. w granicach 0,015 jednostki absorbancji) dejonizowanejH2Oużytej do przemywania kolumny. Użyj wody dejonizowanej do wyzerowania (tj. ślepej) spektrofotometru.</li>
	<li>Desorpcję HFA przez elucję wsteczną poprzez pompowanie 0,1 M NaOH przez dno kolumny za pomocą pompy perystaltycznej. Stosować natężenie przepływu 35 – 40 ml/min. Wychwycić ścieki z pompy (Na-fulwat w czystym pojemniku o odpowiedniej wielkości (np. 2 l Erlenmeyera). 
	UWAGA: Większość adsorbcji HFA znajduje się na samej górze łoża żywicy DAX-8. Desorpcja poprzez wprowadzenie 0,1 M NaOH z dna kolumny minimalizuje ilość 0,1 M NaOH potrzebną do pełnej desorpcji FA.</li>
	<li>Cały HFA został zdesorbowany, gdy absorbancja ścieków z kolumny jest równa absorbancji 0,1 M NaOH wpływającego przy 350 nm. Użyj 0,1 M NaOH jako ślepej próby spektrofotometrycznej. Dodać ścieki pobrane w celu sprawdzenia absorbancji zdesorbowanego roztworu FA, aby upewnić się, że wszystkie FA zostały wychwycone.</li>
</ol>
10. Usuwanie popiołu HFA przez protonację
<ol>
	<li>Przepuścić roztwór Na-fulwatianu, wielokrotnie, przez grawitacyjne zasilanie, przez mocną żywicę kationową H+- wymienną (tabela materiałów) zawartą w kolumnie o średnicy 5 × 50 cm, ze frytą szklaną w celu zatrzymania żywicy, aż przewodność elektryczna ścieków osiągnie <120 μS/cm, mierzoną miernikiem przewodności elektrycznej. Przed każdym przejazdem żywica wymienna H+ wymaga renowacji zgodnie z opisem w rozdziale 11.
	<ol>
		<li>Aby upewnić się, że cały FA zostanie usunięty z żywicy po ostatnim przejściu, należy przepłukać żywicę wodą dejonizowaną, aż absorpcja ścieków przy 350 nm będzie taka sama (np. w granicach 0,015 jednostki absorbancji) jak woda dejonizowana używana do mycia kolumny. Użyj dejonizowanegoH2Ojako ślepej próby spektrofotometrycznej. Dodać płukanie i wszelkie porcje ścieków pobrane w celu sprawdzenia absorbancji do oczyszczonego roztworu FA. Aby pomóc w usunięciu całego FA, żywicę można kilkakrotnie wymieszać (np. za pomocą długiego szklanego lub plastikowego pręta).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zagęścić FA do objętości około 15 ± 2 ml za pomocą wyparki obrotowej w temperaturze 55 °C.</li>
	<li>Całkowicie przenieść 15 ml koncentratu FA do plastikowej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml i wysuszyć w temperaturze 60±3 °C do stałej suchości w piecu suszącym. Liofilizacja jest alternatywą dla suszenia w piekarniku. Po wysuszeniu przenieść probówkę do eksykatora w celu ostygnięcia.
	<ol>
		<li>Usuń FA z tuby, zeskrobując boki i spód probówki szpatułką i zważyć zebrane FA na wstępnie wytarowanym papierze wagowym. Tym materiałem jest "Ekstrahowany FA" (WEFA).</li>
		<li>Określić stosunek popiołu (ASH rat) wyekstrahowanego FA zgodnie z opisem w kroku 6 dla HA i obliczyć stosunek popiołu przy użyciu wzoru 1.2. Oznaczyć masę wyekstrahowanego FA bez popiołu (WPFA) przy użyciu wzoru 1.3, zastępując WEFA masą WEHA. Na koniec oznaczyć % czystości FA w próbce, stosując wzór 1.4, podstawiając WPFA przez WPHA.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
11. Regeneracja żywicy DAX-8
<ol>
	<li>Zregeneruj żywicę DAX-8, pompując 0,1 M HCl (8,33 ml stężonego HCl/1000 ml końcowej objętości dejonizowanegoH2O) przy natężeniu przepływu 35 – 40 ml/min przez dno kolumny, aż pH ścieku zrówna się z pH dopływu. Użyj pompy perystaltycznej, aby przepompować wszystkie odczynniki przez kolumnę DAX-8 podczas regeneracji.</li>
	<li>Przepłukać kolumnę wodą DI, pompując ją do górnej części kolumny, aż pH ścieków zrówna się z pH dopływu (tj. wody DI).</li>
</ol>
12. Regeneracja żywicy H+-kationowymiennej
<ol>
	<li>Żywicę kationowymienną H+ należy zregenerować w procesie wsadowym, przelewając żywicę do dużej zlewki (np. zlewki plastikowej o pojemności 4 l), kilkakrotnie spłukać, przykrywając żywicę DIH2O, mieszając, a następnie wylewając wodę.</li>
	<li>Przykryj żywicę 1 M HCl (83,3 ml stężonego HCl/1000 ml końcowej objętości wody DI). Odstawić na co najmniej 2 godziny, od czasu do czasu mieszając (np. raz na 30 minut).</li>
	<li>Usuń nadmiar kwasu z żywicy, wylewając kwas i przykrywając żywicę wodą DI. Mieszać energicznie mieszadłem przez 15 s, następnie pozwolić żywicy opaść na dno kolby, a następnie odlewać wodę. Powtarzaj proces, aż przewodność elektryczna wody do płukania ≤ wyniesie 0,7 μS/cm.</li>
	<li>Załaduj zregenerowaną żywicę z powrotem do kolumny. Przykryj dejonizowanymH2O, aby upewnić się, że żywica pozostaje mokra między użyciami.</li>
</ol>

<ol><li>DiDonato, N., Chen, H., Waggoner, D., Hatcher, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+origin+and+formation+for+molecular+components+of+humic+acids+in+soils%5BTitle%5D)+AND+%22Geochimica+et+Cosmochimica+Acta%22%5BJournal%5D)">Potential origin and formation for molecular components of humic acids in soils.</a> Geochimica et Cosmochimica Acta. 178, 210-222 (2016).</li>
<li>Waggoner, D. C., Chen, H., Willoughby, A. S., Hatcher, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+of+black+carbon-like+and+alicyclic+aliphatic+compounds+by+hydroxyl+radical+initiated+degradation+of+lignin%5BTitle%5D)+AND+%22Organic+Geochemistry%22%5BJournal%5D)">Formation of black carbon-like and alicyclic aliphatic compounds by hydroxyl radical initiated degradation of lignin.</a> Organic Geochemistry. 82, 69-76 (2015).</li>
<li>Baldock, J. A., Skjemstad, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+the+soil+matrix+and+minerals+in+protecting+natural+organic+materials+against+biological+attack%5BTitle%5D)+AND+%22Organic+Geochemistry%22%5BJournal%5D)">Role of the soil matrix and minerals in protecting natural organic materials against biological attack.</a> Organic Geochemistry. 31 (7-8), 697-710 (2015).</li>
<li>Kallenbach, C. M., Frey, S. D., Grandy, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+evidence+for+microbial-derived+soil+organic+matter+formation+and+its+ecophysiological+controls%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Direct evidence for microbial-derived soil organic matter formation and its ecophysiological controls.</a> Nature Communications. 7, 13630(2016).</li>
<li>Schaeffer, A., Nannipieri, P., Kastner, M., Schmidt, B., Botterweck, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+humic+substances+to+soil+organic+matter-microbial+contributions.+In+honour+of+Konrad+Haider+and+James+P.+Martin+for+their+outstanding+research+contributionns+to+soil+science%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Soils+Sediments%22%5BJournal%5D)">From humic substances to soil organic matter-microbial contributions. In honour of Konrad Haider and James P. Martin for their outstanding research contributionns to soil science.</a> Journal of Soils Sediments. 15 (9), 1865-1881 (2015).</li>
<li>Stevenson, F. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStevenson%2C+FJ+%22Humus+Chemistry%3A+Genesis%2C+Composition%2C+Reactions.+2e%22">Humus Chemistry: Genesis, Composition, Reactions. 2e</a>. , Wiley. (1994).</li>
<li>Weber, J., Chen, Y., Jamroz, E., Miano, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preface%3A+humic+substances+in+the+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Soils+and+Sediments%22%5BJournal%5D)">Preface: humic substances in the environment.</a> Journal of Soils and Sediments. 18, 2665-2667 (2018).</li>
<li>Schnitzer, M. Organic matter characterization. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSchnitzer%2C+M+%22Methods+of+soil+analysis%2C+part+2%3A+Chemical+and+microbiological+properties%22">Methods of soil analysis, part 2: Chemical and microbiological properties</a>. Page, A. L., Miller, R. H., Keeny, D. R. , American Society of Agronomy. Madison, Wisc. 581-594 (1982).</li>
<li>Mehlich, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photometric+determination+of+humic+matter+in+soils%3A+A+proposed+method%5BTitle%5D)+AND+%22Communications+in+Soil+Science+and+Plant+Analysis%22%5BJournal%5D)">Photometric determination of humic matter in soils: A proposed method.</a> Communications in Soil Science and Plant Analysis. 15 (12), 1417-1422 (1984).</li>
<li>Lamar, R. T., Talbot, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Critical+comparison+of+humid+acid+test+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Communications+in+Soil+Science+and+Plant+Analysis%22%5BJournal%5D)">Critical comparison of humid acid test methods.</a> Communications in Soil Science and Plant Analysis. 50 (15-16), 2309-2322 (2009).</li>
<li>Swift, R. S. Organic matter characterization. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSwift%2C+RS+%22Methods+of+soil+analysis%2C+part+3%3A+Chemical+methods%22">Methods of soil analysis, part 3: Chemical methods</a>. Sparks, D. L. , Soil Science Society of America. Madison, WI. 1011-1069 (1996).</li>
<li>Lamar, R. T., Olk, D. C., Mayhew, L., Bloom, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+standardized+method+for+quantitation+of+humic+and+fulvic+acids+in+humic+ores+and+commercial+products%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+AOAC+International%22%5BJournal%5D)">A new standardized method for quantitation of humic and fulvic acids in humic ores and commercial products.</a> Journal of the AOAC International. 97 (3), 722-731 (2014).</li>
<li>International Organization of Standards. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fertilizers+and+soil+conditioners-Determination+of+humic+and+hydrophobic+fulvic+acids+concentrations+in+fertilizer+materials%5BTitle%5D)+AND+%22International+Organization+of+Standards%22%5BJournal%5D)">Fertilizers and soil conditioners-Determination of humic and hydrophobic fulvic acids concentrations in fertilizer materials.</a> International Organization of Standards. , ISO/DIS 19822 (1982).</li>
<li>Liam, L. E., Serben, T., Cano, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gravimetric+quantification+of+hydrophobic+filmic+acids+in+lignite+material+using+acetone%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+AOAC+International%22%5BJournal%5D)">Gravimetric quantification of hydrophobic filmic acids in lignite material using acetone.</a> Journal of the AOAC International. 102 (6), 1901-1907 (2019).</li>
<li>House, W. A., Zhmud, B. V., Orr, D. R., Lloyd, G. K., Irons, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transportation+of+pesticides+by+colloids.+Final+Report%5BTitle%5D)+AND+%22Institute+of+Freshwater+Ecology.+National+Environment+Research+Council%22%5BJournal%5D)">Transportation of pesticides by colloids. Final Report.</a> Institute of Freshwater Ecology. National Environment Research Council. , IFE Report No. RL/T11059N1/6 (1998).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Początkowe etapy ekstrakcji i izolacji kwasu hialuronowego w tej metodzie są stosunkowo proste. Ponieważ izolacja HFA obejmuje chromatografię kolumnową, uzyskanie powtarzalnych wyników wiąże się ze ścisłym przestrzeganiem szczegółów każdego kroku i praktyki. W szczególności pierwszorzędne znaczenie ma prawidłowe przygotowanie żywic. Niezwykle ważne jest, aby żywica z polimetakrylanu metylu DAX-8 była odpowiednio przygotowana i zapakowana. Prawidłowe upakowanie żywicy wpływa zarówno na wydajność, jak i jakość HFA. Jeśli istnieje kanalizacja, to ani obróbka wstępna (tj. zakwaszenie), ani adsorpcja HFA nie będą kompletne, a separacja doprowadzi do niedokładnych wyników. Jeżeli przed załadowaniem próbki zaobserwuje się kanały lub przestrzenie w żywicy, kolumnę należy wyjąć i wstrząsnąć w celu ponownego rozprowadzenia kulek żywicy, pozwalając im osiąść bez kanałów, a następnie ponownie zapakować, pompując czysty DIH 2O przez żywicę. Ponadto, jak wspomniano w protokole, utrzymanie objętości cieczy nad żywicą podczas ładowania FF na żywicę pozwoli FF wymieszać się przed wejściem do żywicy i spowoduje bardziej efektywną adsorpcję. W przypadku mocnej żywicy kationowej H+-wymiennej (tabela materiałów) nie można przyspieszyć całkowitej regeneracji. Wymiana Na+/H+ wymaga czasu i dlatego najlepiej przeprowadzić ją w obróbce masowej, aby żywica mogła być mieszana podczas ponownego zakwaszania. Mieszanie żywicy podczas płukania z DI H2O pomaga usunąć nadmiar HCl. Podczas podnoszenia zakwaszonej żywicy w celu usunięcia nadmiaru kwasu, mieszanie żywicy pomaga usunąć HCl. Niezwykle ważne jest usunięcie kwasu do punktu, w którym zostanie osiągnięta przewodność elektryczna ≤ 0,7 μS/cm. Jeśli nie, HCl zostanie przeniesiony wraz z HFA.
Wreszcie, podczas desorpcji HFA z żywicy DAX-8, gdy absorbancja dopływu zrówna się z absorbancją ścieków, dobrą praktyką jest pozostawienie kolumny na kilka godzin, aby sprawdzić, czy zostanie uwolniony dodatkowy HFA. Jeśli tak, będzie to postrzegane jako żółknięcie cieczy nad żywicą. W takim przypadku dodatkowy HFA może zostać usunięty przez ciągłą desorpcję, aż do momentu, gdy absorbancja dopływu/ścieków ponownie zrówna się.
Jedną z wad izolacji HFA jest to, że cały proces jest czasochłonny. Całkowita desorpcja HFA z żywicy DAX-8 i całkowite usunięcie z żywicy wymiennej H+ skutkują znaczną objętością HFA, która musi zostać zmniejszona przez odparowanie obrotowe. Jest to zdecydowanie wąskie gardło w analizie. W celu skrócenia tego czasu zasugerowano desorpcję HFA z żywicy DAX-8 przy użyciu acetonu, a nie 0,1 M NaOH14. Autorzy stwierdzili, że stosując 50% acetonu jako desorbentu zamiast NaOH, uzyskano podobny wynik HFA, a DAX-8 został odpowiednio zregenerowany, a tym samym można było wyeliminować etap wymiany H+. Modyfikacja ta spowodowała znaczne skrócenie czasu analizy w wyniku zmniejszenia wytwarzanej objętości i szybszego obrotowego odparowania acetonu w porównaniu z wodą. Ta modyfikacja zasługuje na dalsze badania.
Metoda ta ogranicza się do analizy materii organicznej, która została poddana procesowi humifikacji, a w przypadku torfu i węgla miękkiego – dalszych procesów torfowania oraz odpowiednio torfowania i uwęglania. Humifikacja to proces, w którym martwy, głównie materiał roślinny, jest rozkładany przez sekwencję drobnoustrojów, które konsumują i modyfikują coraz bardziej oporne substraty. Procesy abiotyczne uczestniczą również w reakcjach rozkładu i resyntezy. Humifikacja ostatecznie prowadzi do produkcji stosunkowo opornych materiałów składających się z niejednorodnych mieszanin tysięcy cząsteczek, które tworzą zakres masy cząsteczkowej oraz zawartości węgla, tlenu i wodoru, które tworzą HS. HS są dalej modyfikowane przez torfowanie i uwęglenie. Dlatego ta metoda nie jest odpowiednia dla materiałów roślinnych, które zostały zmodyfikowane w procesach chemicznych. Na przykład lignosulfonian jest szeroko stosowany jako domieszka HFA. Lignosulfonian jest produktem ubocznym procesu roztwarzania siarczynów. Dlatego materiał ten nie został wyprodukowany w procesie humifikacji. Ponadto istnieje wiele substancji, które wiążą się z żywicą DAX-8. Na przykład żywica DAX-8 została użyta do adsorpcji pestycydów z roztworu15. Oczywiście, pestycydy nie są HS. W związku z tym powiązanie materiału z żywicą DAX-8 nie uzasadnia twierdzenia, że jest to HFA. Warunkiem wstępnym jest zarówno produkcja przez humifikację, jak i wiązanie z żywicą DAX-8.
W miarę jak dowiadujemy się więcej o udziale różnych składników HS w różnych zastosowaniach, korzystne może okazać się dalsze frakcjonowanie HS, a tym samym odpowiednia modyfikacja metody. W obecnej formie metoda ta nie określa ilościowo HYFA. Jednak frakcja ta może również wykazywać aktywność np. w biostymulacji roślin, gdzie w zabiegach rolniczych stosuje się na ogół cały FF, a nie oczyszczony HFA.

Substancje humusowe (HS) to dynamiczne pozostałości, które powstają w wyniku mikrobiologicznego rozkładu i transformacji martwych tkanek roślinnych1,2,3 wzbogacone o mikrobiologiczne produkty uboczne i biomasę3,4,5 przez proces, który jest określany jako humification6. HS są obecne w glebach, wodach naturalnych, osadach jeziornych, torfowiskach, miękkich węglach i łupkach humusowych i stanowią około 25% całkowitego węgla organicznego na ziemi7. Substancje te są złożonymi mieszaninami tysięcy unikalnych cząsteczek, które są frakcjonowane na trzy główne frakcje w oparciu o ich różną rozpuszczalność w silnie zasadowych i kwaśnych roztworach wodnych. Frakcje te są kwasami humusowymi (HA), które zawierają frakcję rozpuszczalną w alkaliach, ale nierozpuszczalną w kwasach; kwasy fulwowe (FA), frakcja rozpuszczalna zarówno w zasadach, jak i kwasach; oraz frakcja huminowa, która jest nierozpuszczalna przy wszystkich wartościach pH6,8. Frakcja fulwowa (FF) jest dalej dzielona na frakcje hydrofobowe FA (HFA) i hydrofilowe (HyFA). Frakcje te definiuje się jako część FF, która wiąże się z hydrofobową żywicą DAX-8 (HFA) i część, która nie wiąże się z żywicą (HyFA).
HS są coraz częściej używane w rolnictwie, gdzie są szeroko stosowane jako biostymulatory upraw, w hodowli zwierząt, w szczególności jako dodatek do paszy dla zwierząt gospodarskich, w górnictwie w płuczkach wiertniczych i remediacji środowiska jako wahadłowce elektronowe. Wzrasta również liczba badań nad zastosowaniem HS w zastosowaniach medycznych u ludzi.
Istnieje wiele metod ilościowego oznaczania HA i FA. Jednak większość z tych metod nie jest ani dokładna, ani precyzyjna. Na przykład dwie najczęściej stosowane metody oznaczania kwasu hialuronowego w USA to metoda kolorymetryczna9 oraz metoda Kalifornijskiego Departamentu Żywności i Rolnictwa (CDFA), z których obie wykazały zawyżenie ilości kwasu hialuronowego w szeregu źródeł rud i ekstraktów z zachodnich Stanów Zjednoczonych i Kanady10. Metoda kolorymetryczna lub spektrofotometryczna jest niedokładna, ponieważ opiera się na absorbancji ekstraktów alkalicznych, które oprócz HA, FA i innych chromoforów absorbują się na użytej długości fali, a norma nie jest reprezentatywna dla badanych materiałów10. Metoda CDFA nie jest dokładna, ponieważ nie zapewnia stężeń kwasu hialuronowego w stanie bezpopiołowym. Ponieważ różne rudy mają różne ilości popiołu, z których część jest przenoszona podczas ekstrakcji, a sam proces ekstrakcji dodaje popiół, ta metoda nie zapewnia dokładnej wartości stężeń HA10. W odpowiedzi na zapotrzebowanie na dokładną i precyzyjną metodę, w 2014 r. opublikowano ustandaryzowaną procedurę grawimetryczną opartą na procedurze szczegółowo opisanej przez11, aby zająć się oznaczaniem ilościowym zarówno HA, jak i FA na zasadzie wolnej od popiołu12. Metoda ta została następnie zaadaptowana, z niewielkimi modyfikacjami, przez Międzynarodową Organizację Normalizacyjną (ISO) w 2018 r. w ramach Nawozy i kondycjonery gleby jako "Oznaczanie stężeń humusowych i hydrofobowych kwasów fulwowych w materiałach nawozowych"13.
Ten artykuł przedstawia protokół ekstrakcji i ilościowego oznaczania humusowych i hydrofobowych kwasów fulwowych oraz podaje szczegóły dotyczące dokładności i precyzji danych uzyskanych za pomocą tej metody.

<table><tbody><tr><td>Amberlite IR 120 H+-exchange żywica</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10322</td><td>H+ form</td></tr><tr><td>Waga analityczna</td><td>Ohaus</td><td>PA214</td><td>ze szklaną osłoną przeciwwiatrową</td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>Beckman Coulter</td><td>Allegra X-14</td><td>minimum 4300 obr./min</td></tr><tr><td>Probówki wirówkowe</td><td>Beckman Coulter</td><td></td><td>Pasuje do wybranego wirnika</td></tr><tr><td>Ceramika Tygle do spalania</td><td>Sigma</td><td>Z247103</td><td></td></tr><tr><td>Kolumna chromatograficzna do DAX-8</td><td>Diba</td><td>Omnifit 006EZ-50-25-FF</td><td></td></tr><tr><td>Kolumna chromatograficzna do IR 120</td><td>Chemglass</td><td>CG-1187-21 2 cale na 24 in.</td><td></td></tr><tr><td>Eksykator</td><td>Capitol Scientic</td><td>Kimax 21200-250</td><td>Piec do</td></tr><tr><td>suszenia</td> próżniowego <td>Fisher Scientific</td><td>Isotemp</td><td>Precision&plusmn; 3? C</td></tr><tr><td>Miernik przewodności elektrycznej</td><td>HM Digital</td><td>EC-3</td><td></td></tr><tr><td>Kolby Erlenmeyera</td><td>Amazon</td><td></td><td>1L, 2L</td></tr><tr><td>HCl skoncentrowane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>320331</td><td></td></tr><tr><td>Magnetyczna płytka mieszająca</td><td>Barnstead-Thermolyne</td><td>721</td><td></td></tr><tr><td>Mieszadła</td><td></td><td></td> magnetyczne Można <td>je uzyskać w wielu punktach sprzedaży</td></tr><tr><td>Mufla Piec</td><td>Fisher scientific</td><td>Thermolyne Typ 47900</td><td></td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>795429</td><td></td></tr><tr><td>Azot gazowy</td><td>Praxair</td><td>UNI1066</td><td>czystości 99,99%</td></tr><tr><td>Pompa perystaltyczna</td><td>Cole Parmer</td><td>Masterflex 7518-00</td><td></td></tr><tr><td>Rurka perstaltyczna</td><td>Cole Parmer</td><td>Masterflex Pharmed 06508-17</td><td></td></tr><tr><td>pH-metr</td><td>Oakton Instrumenty</td><td>WD-35618--03</td><td></td></tr><tr><td>Parownik obrotowy</td><td>Buchi</td><td>R-210 / R-215</td><td></td></tr><tr><td>Spektrofotometr</td><td>Opieka zdrowotna SCiences</td><td>Ultrospec II</td><td>Podwójna wiązka 200 do 900 nm z dokładnością długości fali &plusmn; 1 nm i odtwarzalność &plusmn; 0,5 nm.</td></tr></tbody></table>

oznaczanie ilościowe kwasów humusowych i fulwowych w rudach humatów, doc, materiałach humififikowanych i produktach handlowych zawierających substancje humusowe

Quantification of Humic and Fulvic Acids in Humate Ores, DOC, Humified Materials and Humic Substance-Containing Commercial Products

Celem tej metody jest zapewnienie dokładnego i precyzyjnego stężenia kwasów humusowych (HA) i/lub fulwowych (FA) w miękkich węglach, rudach humusowych i łupkach, torfach, kompostach i produktach handlowych zawierających substancje humusowe. Metoda opiera się na alkalicznej ekstrakcji badanych materiałów przy użyciu 0,1 N NaOH jako ekstrahentu i oddzieleniu rozpuszczalnych w alkaliach substancji humusowych (HS) od produktów nierozpuszczalnych przez odwirowanie. pH odwirowanego ekstraktu alkalicznego jest następnie dostosowywane do pH 1 ze stężeniem HCl, co powoduje wytrącenie się kwasu hialuronowego. Wytrącony kwas hialuronowy oddziela się od frakcji fulwowej (FF) (frakcji HS, która pozostaje w roztworze) przez odwirowanie. Kwas hialuronowy jest następnie poddawany procesowi suszenia w piecu lub liofilizacji i określana jest zawartość popiołu w wysuszonym kwasie hialuronie. Masę czystego (tj. bezpopiołowego) kwasu hialuronowego dzieli się następnie przez masę próbki i otrzymaną frakcję mnoży się przez 100 w celu oznaczenia % kwasu hialuronowego w próbce. Aby określić zawartość FA, FF jest ładowany na hydrofobową żywicę DAX-8, która adsorbuje frakcję FA zwaną również hydrofobowym kwasem fulwowym (HFA). Pozostała frakcja kwasu niefulwowego, zwana również hydrofilową frakcją fulwową (HyFF), jest następnie usuwana przez przemywanie żywicy dejonizowanymH2O, aż do całkowitego usunięcia całego niewchłoniętego materiału. FA jest następnie desorbowany za pomocą 0,1 N NaOH. Powstały Na-fulwat jest następnie protonowany przez przepuszczenie go przez silną żywicę H+-wymienną. Otrzymany FA jest suszony w piecu lub liofilizowany, a zawartość popiołu określana jest, a stężenie w próbce oblicza się w sposób opisany powyżej dla HA.

Dane dotyczące wydajności metody znajdują się w tabelach 1 – 5. Precyzja metody ekstrakcji HA i FAH z ciekłych próbek handlowych o bardzo różnych stężeniach HA i FHA podano w tabeli 1.
Względne odchylenia standardowe (RSD) dla HA były niższe niż te dla HFA, ale średni RSD HFA dla trzech próbek cieczy wynosił 6,83%, co wskazuje na wysoki stopień precyzji. Współczynnik Horwitza (HorRat) jest znormalizowanym parametrem wydajności, który wskazuje na przydatność metod analizy pod względem precyzji laboratoryjnej. Tutaj został wykorzystany do precyzji wewnątrzlaboratoryjnej. Wartość < 0,5 może wskazywać na nieujawnione uśrednianie lub wysoki poziom doświadczenia w stosowaniu metody. Wartości > 2,0 wskazują na niejednorodność badanych próbek, konieczność optymalizacji metody lub szerszego szkolenia, działanie poniżej granicy wykrywalności lub niemożliwą do zastosowania metodę. W przypadku analizy próbek cieczy HorRat wynosił tylko > 2 dla jednej z analiz HFA (tabela 1).
Dane dotyczące precyzji ekstrakcji HA i HFA z trzech próbek rudy humusowej są podane w Tabeli 2. Ponownie, z wyjątkiem HFA wydobytego z Rudy 2 i HA z Rudy 3, wszystkie HorRaty były poniżej 2. Świadczy to o wysokim stopniu precyzji tej metody ekstrakcji HA i HFA dla próbek rud humusowych.
Producenci roślinnych biostymulatorów często tworzą produkty, które zawierają HS oprócz innych składników, takich jak wodorosty, nawozy nieorganiczne, węgiel czy melasa. Tabela 3 przedstawia wyniki analizy włączenia tych rodzajów dodatków w odniesieniu do precyzji metody. Żaden z dodatków nie wpłynął znacząco na odzysk kwasu hialuronowego lub HFA (tabela 3).
Tabela 4 i Tabela 5 informują o odzyskach HA i HFA, odpowiednio, z próbek cieczy, które symulowały produkty handlowe o bardzo niskich stężeniach. Wyzdrowienia były doskonałe i wahały się od 88% do 97% dla HA (Tabela 4) oraz od 92% do 104% dla HFA (Tabela 5). Średnie odzyski dla HA i HFA wynosiły odpowiednio 93% i 97%, a % RSD dla obu HS było mniejsze niż 5%. Chociaż precyzja jest doskonała, dane te wskazują na potrzebę przeprowadzenia replik laboratoryjnych. Granica wykrywalności metody (MDL) i granica oznaczalności metody wynosiły 4,62 i 1,47 mg/l dla HA oraz 4,8 i 1,53 mg/l dla HFA.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="8">Substancje humusowe, %</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>materiał</td>
			<td colspan="2">L16</td>
			<td colspan="2">L17</td>
			<td colspan="3">L2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>HFA (Język HFA)</td>
			<td>Ha</td>
			<td>HFA (Język HFA)</td>
			<td>Ha</td>
			<td>HFA (Język HFA)</td>
			<td>Ha</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Przedstawiciel 1</td>
			<td>Klasa 1,44</td>
			<td>17</td>
			<td>Godzina 6,59</td>
			<td>7,76</td> pkt.
			<td>0,36</td> pkt.
			<td colspan="2">4.46</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Przedstawiciel 2</td>
			<td>Pytanie 1,39</td>
			<td>Godzina 16.03</td>
			<td>Godzina 6,25</td>
			<td>Godzina 7,79</td>
			<td>0,42</td> pkt.
			<td colspan="2">4.93</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Przedstawiciel 3</td>
			<td>Klasa 1,34</td>
			<td>godz. 16.44</td>
			<td>6.02</td>
			<td>Godzina 7,55</td>
			<td>0,4</td>
			<td colspan="2">4.46</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Przedstawiciel 4</td>
			<td>1,54</td> pkt.
			<td>godz. 16.75</td>
			<td>6.2</td>
			<td>Godzina 7,69</td>
			<td>0,33</td> pkt.
			<td colspan="2">4.53</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>znaczyć</td>
			<td>1,43</td> pkt.
			<td>godz. 16.56</td>
			<td>Lokal 6,27</td>
			<td>7,7</td>
			<td>0,38</td> pkt.
			<td colspan="2">4.6</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">SD</td>
			<td rowspan="2">0.09</td>
			<td rowspan="2">0.42</td>
			<td>0</td>
			<td rowspan="2">0.11</td>
			<td rowspan="2">0.04</td>
			<td colspan="2" rowspan="2">0.23</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RSD, %</td>
			<td>Lokal mieszkalny 6,29</td>
			<td>Godzina 2,53</td>
			<td>3.8</td>
			<td>Pytanie 1,39</td>
			<td>Rozdział 10.4</td>
			<td colspan="2">4.91</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hor Szczur(r)</td>
			<td>Wynik 1,58</td>
			<td>0,72</td> pkt.
			<td>Wydanie orzeczenia 1,25</td>
			<td>0,47</td> pkt.
			<td>Godzina 2,31</td>
			<td colspan="2">1.55</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="8">a Warunki ekstrakcjiwynosiły 1 g na 1 L 0,1 M NaOH.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1. Precyzja metody ekstrakcji i oznaczania ilościowego HA i HFA z ciekłych próbek handlowych. Warunki ekstrakcji wynosiły 1 g w 1 L 0,1 M NaOH.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="7">Substancje humusowe, %</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td colspan="2">Ruda 1</td>
			<td colspan="2">Ruda 2</td>
			<td colspan="2">Ruda 3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>materiał</td>
			<td>HFA (Język HFA)</td>
			<td>Ha</td>
			<td>HFA (Język HFA)</td>
			<td>Ha</td>
			<td>HFA (Język HFA)</td>
			<td>Ha</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Przedstawiciel 1</td>
			<td>Pytanie 1,75</td>
			<td>67,4</td> pkt.
			<td>Godzina 1,31</td>
			<td>Godzina 27.01</td>
			<td>1,55</td> pkt.
			<td>8,95</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>Przedstawiciel 2</td>
			<td>Rejon 1,69</td>
			<td>67,63</td> pkt.
			<td>Wydanie orzeczenia 1,25</td>
			<td>Godzina 27.48</td>
			<td>Rozdział 1,41</td>
			<td>7.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Przedstawiciel 3</td>
			<td>Pytanie 1,63</td>
			<td>67,1</td> pkt.
			<td>Pytanie 1,27</td>
			<td>O godz. 27.34</td>
			<td>Pytanie 1,47</td>
			<td>Godzina 8,35</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Przedstawiciel 4</td>
			<td>1,77</td> pkt.
			<td>67,59</td> pkt.
			<td>1,55</td> pkt.
			<td>Godzina 26,89</td>
			<td>1,51</td>
			<td>7,98</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>znaczyć</td>
			<td>1,71</td> pkt.
			<td>Z dnia 67,53</td> pkt.
			<td>Godzina 1,35</td>
			<td>Godzina 27,18</td>
			<td>Rejon 1,49</td>
			<td>Klasa 8.12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sd</td>
			<td>0,06</td>
			<td>0,94</td> pkt.
			<td>0,14</td>
			<td>0,28</td> pkt.
			<td>0,06</td>
			<td>0,73</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>RSD, %</td>
			<td>3.7</td>
			<td>Pytanie 1,39</td>
			<td>Godzina 10.33</td>
			<td>Pytanie 1,02</td>
			<td>Norma 4.02</td>
			<td>Godzina 9.02</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HorRat(r)</td>
			<td>0,99</td> pkt.
			<td>0,66</td> pkt.
			<td>Z drugiej strony, 71</td> TGL
			<td>0,42</td> pkt.
			<td>1,07</td>
			<td>Pytanie 3,09</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 2. Precyzja metody ekstrakcji i oznaczania ilościowego HA i HFA z rud humusowych. Warunki ekstrakcji wynosiły 1 g próbki w 1 l 0,1 M NaOH. (Dane zaczerpnięte z Lamar et al., 2014)
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>symulować</td>
			<td>Domieszka</td>
			<td>HA, %</td>
			<td>FA, %</td>
			<td>Względny odzysk HA, %</td>
			<td>Względny odzysk HFA, %</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>żaden</td>
			<td>81,61</td> pkt.
			<td>12,86</td> pkt.
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cyfra arabska</td>
			<td>żaden</td>
			<td>80,16</td> pkt.
			<td>Godzina 12.78</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>wodorost</td>
			<td>80,21</td> pkt.
			<td>godz. 12.85</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cyfra arabska</td>
			<td>wodorost</td>
			<td>80,72</td> pkt.
			<td>Godzina 12,79</td>
			<td>99,5</td> pkt.
			<td>Nr 99,6</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>nawóz</td>
			<td>80,25</td> pkt.
			<td>Godzina 12,98</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cyfra arabska</td>
			<td>nawóz</td>
			<td>Nr kat. 79,57</td> pkt.
			<td>123,77</td> pkt.
			<td>98,8</td> pkt.
			<td>101,6</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>węgiel</td>
			<td>78,79</td> pkt.
			<td>12,92</td> pkt.
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cyfra arabska</td>
			<td>węgiel</td>
			<td>81,27</td> pkt.
			<td>Godzina 12,84</td>
			<td>98,9</td> pkt.
			<td>101,8</td> TGL
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>melasa</td>
			<td>Nr kat. 79,38</td> pkt.
			<td>Godzina 12,99</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cyfra arabska</td>
			<td>melasa</td>
			<td>81.02</td>
			<td>Godzina 12,72</td>
			<td>Nr 99,2</td> pkt.
			<td>100,9</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>znaczyć</td>
			<td></td>
			<td>Klasa 80,3</td>
			<td>godz. 12.85</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sd</td>
			<td></td>
			<td>0,885</td> pkt.
			<td>0,09</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="6">a Końcowe stężenie FA + HA 2,5 g/L dodane do 0,1 M NaOH. (dane zaczerpnięte z Lamar et al., 2015)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 3. Wpływ domieszek na oznaczanie ilościowe HA i HFA z leonardytu Gascoyne. (Dane zaczerpnięte z Lamar et al., 2015)
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="4">HA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Przykładowy identyfikator</td>
			<td>Wydobyty, mg</td>
			<td>Wyleczony, mg</td>
			<td>Odzyskane, %</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>Rejon 24,6</td>
			<td>Dnia 23,7</td>
			<td>96,3</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>cyfra arabska</td>
			<td>Rozdział 22,6</td>
			<td>Pytanie 19,9</td>
			<td>88,1</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>3</td>
			<td>Dnia 25,2</td>
			<td>Norma 23,6</td>
			<td>93,7</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>4</td>
			<td>22,5</td> pkt.
			<td>21,5</td> pkt.
			<td>95,6</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>5</td>
			<td>23,9</td> pkt.
			<td>21,8</td> pkt.
			<td>91,2</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>6</td>
			<td>Pytanie 23,2</td>
			<td>20,8</td> pkt.
			<td>89,7</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>7</td>
			<td>24</td>
			<td>Pytanie 23,2</td>
			<td>Nr 96,7</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>znaczyć</td>
			<td>Dnia 23,7</td>
			<td>Rozdział 22.1</td>
			<td>93 Rozdział 93</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sd</td>
			<td>Pytanie 1,01</td>
			<td>1,52</td>
			<td>Klasa 3,43</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RSD, %</td>
			<td>Godzina 4,35</td>
			<td>6,88</td> pkt.
			<td>Rejon 3,67</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="4">(dane zaczerpnięte z Lamar et al., 2014)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 4. Odzyskiwanie kwasu hialuronowego z kolczastych półfabrykatów. (Dane zaczerpnięte z Lamar et al., 2014)
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td colspan="4">FA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Przykładowy identyfikator</td>
			<td>Wydobyty, mg</td>
			<td>Wyleczony, mg</td>
			<td>Odzyskane, %</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1</td>
			<td>Pytanie 19,9</td>
			<td>Rozdział 19</td>
			<td>Nr 95,48</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>cyfra arabska</td>
			<td>Rozdział 23,1</td>
			<td>Norma 22,9</td>
			<td>Nr 99,13</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>3</td>
			<td>Pytanie 20,7</td>
			<td>Rozdział 19,4</td>
			<td>Nr 93,72</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>4</td>
			<td>20,5</td> pkt.
			<td>Pytanie 19,8</td>
			<td>Nr 96,39</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>5</td>
			<td>20,8</td> pkt.
			<td>21,6</td> pkt.
			<td>103,85</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>6</td>
			<td>21,9</td> pkt.
			<td>20,1</td>
			<td>91,78</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>7</td>
			<td>22,7</td> pkt.
			<td>Rozdział 22,3</td>
			<td>98,24</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>znaczyć</td>
			<td>O godz. 21.37</td>
			<td>Godzina 20,73</td>
			<td>Nr 96,94</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>Sd</td>
			<td>Pytanie 1,21</td>
			<td>Pytanie 1,53</td>
			<td>3,95</td> pkt.
		</tr>
		<tr>
			<td>RSD, %</td>
			<td>Klasa 5,64</td>
			<td>Godzina 7,36</td>
			<td>Godzina 4.07</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="4">(Dane zaczerpnięte z Lamar et al., 2014)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 5. Odzysk HFA z kolczastych półfabrykatów. (Dane zaczerpnięte z Lamar et al., 2014)

Ta metoda zapewnia grawimetryczną kwantyfikację substancji humusowych (np. kwasów humusowych i fulwowych) na bazie bezpopiołowej, w suchych i płynnych materiałach z miękkich węgli (tj. utlenionych i nieutlenionych węgla brunatnego i subbitumicznego), rud humatów i łupków, torfów, kompostów i komercyjnych nawozów oraz dodatków do gleby.

Oznaczanie ilościowe kwasów humusowych i fulwowych w rudach humatów, DOC, materiałach humififikowanych i produktach handlowych zawierających substancje humusowe

The purpose of this method is to provide an accurate and precise concentration of humic (HA) and/or fulvic acids (FA) in soft coals, humic ores and ...

Nowa standardowa metoda oznaczania ilościowego kwasów humusowych zapewnia dokładniejszą i bardziej precyzyjną analizę w porównaniu z istniejącymi metodami akceptowanymi przez przepisy, a także zapewnia standardową metodę oznaczania ilościowego czystego hydrofobowego kwasu fulwowego. Zaletą tego protokołu jest to, że zapewnia analizę grawimetryczną stężeń humusowych i hydrofobowych kwasów fulwowych na bazie bezpopiołowej, a proces ekstrakcji został zoptymalizowany w celu uzyskania najwyższych odzysków zarówno kwasów humusowych, jak i fulwowych z próbek. Procedurę zademonstruje Ryan Fountain, chemik analityczny z naszego laboratorium chemii humusowej.Aby przygotować próbkę stałą, użyj moździerza i tłuczka, aby zmiażdżyć około pięciu gramów próbki do analizy, aż 100% dobrze wymieszanej próbki będzie mogło przejść przez standardowe w USA sito o rozmiarze oczek 200. Aby grawimetrycznie określić zawartość wilgoci w proszku, należy przenieść około dwóch gramów próbki proszku do wstępnie obważonej aluminiowej łodzi wagowej i zapisać masę łodzi i próbki. Następnie umieść łódź wagową w piecu do suszenia w temperaturze 102 stopni Celsjusza na 24 godziny.Następnego dnia umieścić łódź w eksykatorze do ostygnięcia przez co najmniej godzinę przed zważeniem i zarejestrowaniem masy łodzi wagowej i wysuszonej próbki, a następnie użyć wzoru do oznaczenia zawartości wilgoci zgodnie ze wskazaniami. Aby przeprowadzić ekstrakcję z próbki stałej, należy zważyć około 2,5 grama pozostałej próbki i zapisać masę z dokładnością do czterech miejsc po przecinku. Następnie załaduj próbkę do litrowej kolby Erlenmeyera i przepłucz łódkę wagową wodą dejonizowaną, aby usunąć całą rudę.Napełnić zlewkę do objętości jednego litra 0,1-molowym wodorotlenkiem sodu i dodać mieszadło magnetyczne o średnicy od pięciu do siedmiu centymetrów, aby ułatwić szybkie mieszanie próbki z prędkością od 300 do 400 obrotów na minutę na płytce mieszającej. Po dokładnym wymieszaniu próbki opróżnić przestrzeń czołową kolby z gazowym azotem, następnie uszczelnić otwór kolby hermetyczną pokrywą i umieścić kolbę na płytce mieszającej w celu mieszania z prędkością 300 do 400 obrotów na minutę przez 16 do 18 godzin. W przypadku ekstrakcji materiału płynnego należy dokładnie wstrząsnąć próbką, aby upewnić się, że badana ciecz jest jednorodnie wymieszana, łącznie z wszelkimi pozostałościami, które mogły spaść na dno pojemnika.Zważyć około pięciu gramów badanej cieczy i zanotować masę z dokładnością do czterech miejsc po przecinku. Następnie dodaj płyn do jednolitrowego cylindra z podziałką i napełnij cylinder 0,1-molowym wodorotlenkiem sodu do końcowej objętości jednego litra. Za pomocą mieszadła magnetycznego szybko wymieszać próbkę, jak pokazano, aż próbka do badań zostanie całkowicie wymieszana, a następnie przenieść mieszaninę do jednolitrowej kolby Erlenmeyera, następnie opróżnić przestrzeń nad wodą za pomocą azotu gazowego i mieszać zawartość kolby z prędkością 300–400 obrotów na minutę przez jedną godzinę, jak pokazano.Aby usunąć nierozpuszczalne substancje z ekstraktów alkalicznych, pod koniec inkubacji z mieszaniem, przenieść mieszaninę do odpowiednich probówek wirówkowych i odwirować całą objętość próbki przy 4,921x G przez 30 minut w temperaturze pokojowej. Pod koniec wirowania zebrać alkaliczny supernatant zawierający kwas humusowy i frakcję fulwową, która zawiera hydrofobowy kwas fulwowy, w czystej, jednolitrowej kolbie Erlenmeyera z mieszadłem magnetycznym. W przypadku wytrącania kwasu humusowego z frakcji fulwowej, mieszając zebrany ekstrakt alkaliczny z prędkością od 300 do 400 obrotów na minutę na płytce mieszającej, włożyć sondę pH do środkowej części roztworu i dodawać stężony kwas solny kroplami, aż do osiągnięcia stabilnego pH 1,0 plus lub minus 0,1.Gdy pH się ustabilizuje, wyjmij sondę i mieszadło, przepłucz je wodą dejonizowaną i zamknij kolbę hermetyczną pokrywą. Pozostawić kolbę na jedną do sześciu godzin, aż wytrącony kwas humusowy osiądzie na dnie, przed odwirowaniem ekstraktu i wytrąceniem kwasu humusowego w temperaturze 4,921 x G przez jedną godzinę. Pod koniec wirowania wlać supernatanty zawierające frakcję fulwową do czystej, litrowej kolby Erlenmeyera i zamknąć kolbę hermetyczną pokrywą.Umieść probówki wirówkowe zawierające kwas humusowy w piecu suszącym o temperaturze 100 stopni Celsjusza na 24 godziny i upewnij się, że pokrywki są luźne lub zdjęte, aby zapewnić suszenie. Po wysuszeniu probówki schłodzić w eksykatorze, aż osiągną temperaturę pokojową. Po schłodzeniu za pomocą szpatułki przenieś pozostałość z każdej probówki do pojedynczej tarowanej łodzi wagowej w celu określenia masy wyekstrahowanej próbki kwasu humusowego.Aby określić zawartość popiołu w próbce, należy przenieść około 30 miligramów wysuszonego kwasu humusowego do czystego, wstępnie zważonego naczynia ceramicznego w celu określenia masy próbki do ważenia i naczynia. Następnie spalaj kwas humusowy w piekarniku muflowym przez dwie godziny w temperaturze 600 stopni Celsjusza przed schłodzeniem naczynia w eksykatorze. Po ostygnięciu zważ naczynie i użyj wzoru do obliczenia stosunku popiołu.Aby określić końcową masę czystego kwasu humusowego, należy użyć wzoru do skorygowania zawartości popiołu. Następnie użyj wzorów, aby określić stężenie czystego kwasu humusowego. Aby przygotować nową, niskociśnieniową kolumnę chromatograficzną DAX8 wypełnioną żywicą z polimetakrylanu metylu, należy zanurzyć żywicę w metanolu przez dwie godziny w zlewce, a następnie dokładnie spłukać żywicę wodą dejonizowaną, aż cały metanol zostanie usunięty.Następnie usuń wszelkie drobne cząsteczki żywicy unoszące się na wodzie. Po dokładnym wypłukaniu wlej wypłukaną lub zregenerowaną żywicę do szklanej kolumny chromatograficznej o wymiarach 5 na 25 centymetrów wyposażonej w końcówkę z 10-mikronową frytą jako podparcie złoża żywicy, pozostawiając 2,5 do 5 centymetrów w górnej części kolumny i umieść górną część na kolumnie. Aby odnowić poprzednio używaną żywicę lub przygotować świeżo umytą nową żywicę, użyj pompy perystaltycznej do pompowania 0,1-molowego kwasu solnego o natężeniu przepływu od 35 do 40 mililitrów przez dno kolumny, aż pH ścieków zrówna się z pH dopływu, a następnie pompuj wodę dejonizowaną do górnej części kolumny, aż pH ścieków będzie równe pH dopływu.Po zapakowaniu złoża żywicy użyj pompy perystaltycznej, aby załadować frakcję fulwową na kolumnę pod niskim ciśnieniem przez górną część kolumny przy natężeniu przepływu od 35 do 40 mililitrów. Gdy frakcja fulwowa zostanie całkowicie załadowana na żywicę, umyj żywicę wodą dejonizowaną, aby usunąć niezaadsorbowaną hydrofilową frakcję fulwową. Przemyć kolumnę wodą dejonizowaną, aż absorpcja ścieków z kolumny o wielkości 350 nanometrów będzie równa absorpcji wody dejonizowanej użytej do przemywania kolumny.Aby zdesorbować HFA, należy przepompować 0,1-molowy wodorotlenek sodu przez dno kolumny i wychwycić ścieki z fulwionu sodu pompy do czystego pojemnika o odpowiedniej wielkości. Cały HFA został zdesorbowany, gdy absorbancja ścieków z kolumny jest równa absorbancji 0,1-molowego wodorotlenku sodu wpływającego na głębokości 350 nanometrów. Aby usunąć popiół HFA przez protonację, najpierw wlej żywicę protonowo-kationwymienną do dużej zlewki, a następnie przykryj i wymieszaj żywicę ze świeżą wodą dejonizowaną kilka razy, wylewając wodę po każdym płukaniu, aż czerwony kolor zostanie całkowicie usunięty.Po ostatnim praniu przykryj żywicę jednym molowym kwasem solnym i odstaw mieszaninę na co najmniej dwie godziny, mieszając co 30 minut. Pod koniec zakwaszania zastąp kwas wodą dejonizowaną i energicznie mieszaj prętem mieszającym przez 15 sekund, zanim żywica opadnie na dno kolby i wyleje wodę. Powtarzaj proces, aż przewodność elektryczna wody do płukania będzie mniejsza lub równa 0,7 mikroSiemensa na centymetr i załaduj zregenerowaną żywicę do kolumny o wymiarach 5 na 50 centymetrów z frytą szklaną w celu zatrzymania żywicy.Następnie przykryj żywicę świeżą wodą dejonizowaną i wielokrotnie przepuszczaj fulwat sodu przez silną żywicę kationowo-protonową za pomocą zasilania grawitacyjnego, aż przewodność elektryczna ścieków będzie mniejsza niż 120 mikrosiemensów na centymetr. Aby upewnić się, że cały FA zostanie usunięty z żywicy, po ostatnim przejściu przepłucz żywicę wodą dejonizowaną, aż absorpcja ścieków na głębokości 350 nanometrów będzie taka sama, jak woda dejonizowana używana do mycia kolumny. Dodać płukanie i wszelkie ścieki użyte do sprawdzenia absorbancji do oczyszczonego roztworu FA.Aby pomóc w usunięciu FA, żywicę można kilkakrotnie mieszać. Użyj wyparki obrotowej o temperaturze 55 stopni Celsjusza, aby zagęścić FA do około 15 plus minus dwumililitrowej objętości i całkowicie przenieś całą objętość koncentratu FA do 50-mililitrowej plastikowej probówki wirówkowej. Wysuszyć próbkę do temperatury 60 plus minus trzy stopnie Celsjusza do stałej suchości w piecu suszącym i przenieść probówkę do eksykatora w celu ostygnięcia.Gdy próbka ostygnie, za pomocą szpatułki zeskrobać wyekstrahowany FA na kawałek wstępnie zważonego papieru wagowego i określić stosunek popiołu, wyekstrahowaną masę FA i procent czystego FA w oryginalnej próbce, jak pokazano dla kwasu humusowego. W powyższej tabeli przedstawiono precyzyjne dane dotyczące metody ekstrakcji HA i HFA z ciekłych próbek handlowych o bardzo różnych stężeniach HA i HFA. Resztkowe odchylenie standardowe dla HA było niższe niż dla HFA, ale średnie resztkowe odchylenie standardowe HFA dla trzech próbek cieczy wynosiło 6,83%, co wskazuje na wysoki stopień precyzji.Współczynnik Horowitza był również większy niż dwa tylko dla jednej z analiz HFA. W powyższej tabeli przedstawiono dane dotyczące precyzji ekstrakcji HA i HFA z trzech próbek rudy humusowej. Podobnie jak w poprzedniej analizie, z wyjątkiem HFA wyekstrahowanego z rudy drugiej i HA z rudy trzeciej, wszystkie współczynniki Horowitza były poniżej dwóch, co świadczy o wysokim stopniu precyzji tej metody ekstrakcji HA i HFA z próbek rudy humusowej.W tej analizie nie zaobserwowano, aby żadne dodatki biostymulujące rośliny znacząco wpływały na odzysk HA lub HFA. W tabelach tych przedstawiono poziomy odzysku kwasu hialuronowego i kwasu ciekłego z próbek cieczy, które stymulowały produkty handlowe o bardzo niskich stężeniach. Odzysk był doskonały, wahał się od 88% do 97% w przypadku HA oraz od 92% do 104% w przypadku HFA, ale wskazuje również na potrzebę przeprowadzenia powtórzeń laboratoryjnych.Po tej procedurze otrzymane suche kwasy humusowe i fulwowe można wykorzystać do celów charakteryzacji, takich jak rezonans elektronowy węgla-13 i protonów NMR oraz spektrometria mas o ultrawysokiej rozdzielczości, a także inne przydatne techniki. Można to wykorzystać do scharakteryzowania składu chemicznego próchnicy, a także jako użyteczne narzędzie do zagłębienia się w związek struktura-aktywność ze sprawnością roślin i leżącymi u jej podstaw mechanizmami obronnymi roślin.

quantification-humic-fulvic-acids-humate-ores-doc-humified-materials

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemia

Biowęgiel to bogaty w węgiel materiał używany jako dodatek do gleby, który ma zdolność do zrównoważonej sekwestracji węgla, poprawy jakości substratu i sorpcji zanieczyszczeń. Protokół ten opisuje 17 metod analitycznych stosowanych do charakterystyki biowęgla, która jest wymagana przed wdrożeniem tych zmian na dużą skalę w środowisku.

Charakterystyka fizyczna, chemiczna i biologiczna sześciu biowęgla produkowanego do remediacji skażonych terenów

Integracja hodowli mikroalg z przemysłowymi gazami spalinowymi ostatecznie wprowadzi metale ciężkie i inne związki nieorganiczne do podłoża wzrostowego. W pracy przedstawiono procedurę zastosowaną do określenia końcowego losu i wpływu metali ciężkich i zanieczyszczeń nieorganicznych na wzrost Nannochloropsis salina hodowanych w fotobioreaktorach.

Kwantyfikacja metali ciężkich i innych zanieczyszczeń nieorganicznych na produktywność mikroglonów

Technika gradientów dyfuzyjnych w cienkich warstwach (DGT) jest proponowana do badań specjacyjnych plutonu. Protokół ten opisuje eksperymenty dyfuzyjne badające zachowanie Pu(IV) i Pu(V) w obecności materii organicznej. DGT rozmieszczone w źródle krasowym pozwalają na ocenę biodostępności Pu.

Pomiary specjacji i biodostępności plutonu środowiskowego z wykorzystaniem dyfuzji w cienkich warstwach

Przedstawiono protokół podziału rdzeni osadów i wydobywania wód porowych w warunkach beztlenowych, aby umożliwić analizę wrażliwych na redoks gatunków zarówno w ciałach stałych, jak i płynach.

Cięcie rdzenia osadowego i ekstrakcja wód porowych w warunkach beztlenowych

Przedstawiono metody ukierunkowanej ekstrakcji środków powierzchniowo czynnych obecnych w aerozolach atmosferycznych oraz określania ich bezwzględnych stężeń i krzywych napięcia powierzchniowego w wodzie, w tym ich krytycznego stężenia miceli (CMC).

Ekstrakcja i charakterystyka środków powierzchniowo czynnych z aerozoli atmosferycznych

Wykazano przydatność metody analitycznej do oznaczania arsenu nieorganicznego w szerokim zakresie matryc żywnościowych. Metoda polega na selektywnej ekstrakcji arsenu nieorganicznego do chloroformu z końcowym oznaczeniem metodą spektrometrii absorpcyjnej z wytwarzaniem wodorków.

Oznaczanie arsenu nieorganicznego w szerokim zakresie matryc spożywczych z wykorzystaniem wytwarzania wodorków - atomowa spektrometria absorpcyjna.

Przedstawiamy protokół do porównywania stanu minerałów w pęcherzykach uwalnianych przez dwie linie ludzkich komórek kostnych: hFOB 1.19 i Saos-2. Ich profile mineralizacji analizowano za pomocą barwienia czerwienią Alizarin Red-S (AR-S), wizualizacji światła ultrafioletowego (UV), obrazowania za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej (TEM) oraz mikroanalizy rentgenowskiej z dyspersją energii (EDX).

Analiza minerałów wytwarzanych przez ogniwa hFOB 1.19 i Saos-2 przy użyciu transmisyjnej mikroskopii elektronowej z mikroanalizą rentgenowską z dyspersją energii

Ten artykuł wprowadza procedurę badania adsorpcji fosfonianów na materiałach filtracyjnych zawierających żelazo, szczególnie granulowanym wodorotlenku żelaza, przy niewielkim wysiłku i wysokiej niezawodności. W roztworze buforowym fosfonian jest doprowadzany do kontaktu z adsorbentem za pomocą rotatora, a następnie analizowany za pomocą zminiaturyzowanej metody oznaczania fosforu.

Zoptymalizowana procedura oznaczania adsorpcji fosfonianów na granulowanym wodorotlenku żelaza przy użyciu metody oznaczania zminiaturyzowanego fosforu

Frakcjonowanie o połączonej wielkości i gęstości (CSDF) to metoda fizycznego rozdzielania gleby na frakcje różniące się teksturą (wielkością cząstek) i mineralogią (gęstością). Celem jest wyizolowanie frakcji o różnej reaktywności w stosunku do materii organicznej gleby (SOM), aby lepiej zrozumieć interakcje organiczno-mineralne i dynamikę SOM.

Połączone frakcjonowanie wielkości i gęstości gleb do badań interakcji organiczno-mineralnych

Ten protokół opisuje pojedynczą przepustowość dla uzupełniających technik analitycznych i omicznych, której kulminacją jest w pełni sparowana charakterystyka naturalnej materii organicznej i proteomiki mikrobiologicznej w różnych ekosystemach. Podejście to pozwala na solidne porównania w celu identyfikacji szlaków i przemian metabolicznych ważnych dla opisu produkcji gazów cieplarnianych i przewidywania reakcji na zmiany środowiskowe.

Jednoprzepustowe komplementarne techniki analityczne o wysokiej rozdzielczości do charakteryzowania złożonych mieszanin naturalnej materii organicznej

Opisana tutaj metoda weryfikacji jest przystosowana do monitorowania pedogenicznej sekwestracji węgla nieorganicznego w różnych glebach rolnych wzbogaconych skałami zawierającymi krzemian metali ziem alkalicznych, takich jak wollastonit, bazalt i oliwin. Ten rodzaj walidacji jest niezbędny dla programów kredytów węglowych, które mogą przynieść korzyści rolnikom, którzy sekwestrują dwutlenek węgla na swoich polach.

Monitorowanie pedogennej akumulacji węgla nieorganicznego spowodowanej wietrzeniem zmodyfikowanych minerałów krzemianowych w glebach rolnych.

Poznaj metodę grawimetryczną oznaczania kwasów humusowych i fulwowych w próbkach środowiskowych. Technika zapewnia dokładniejszą analizę niż dotychczasowe metody regulacyjne.

Oznaczanie ilościowe kwasów humusowych i fulwowych w rudach humatów, DOC, materiałach humififikowanych i produktach handlowych zawierających substancje humusowe (Wideo) | JoVE Journal

Oznaczanie ilościowe kwasów humusowych i fulwowych w rudach humatów, DOC, materiałach humififikowanych i produktach handlowych zawierających substancje humusowe

Przeglądaj więcej filmów