Name: Modelowanie pierwotnych guzów kości i przerzutów do kości z implantacją przeszczepu guza litego do kości (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-09-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 53 s
Description: Odkryj technikę implantacji litego przeszczepu guza do kości w celu modelowania pierwotnych guzów kości i przerzutów. Ta metoda zapewnia bardziej jednolity model niż tradycyjne iniekcje zawiesiny komórek nowotworowych, minimalizując ryzyko zatorowości płucnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Autorzy doceniają krytyczny wkład dr Beth Chaffee, DVM, PhD, DACVP w rozwój tej techniki.

Wszystkie opisane eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez instytucjonalny komitet opieki nad zwierzętami i użytkowania Uniwersytetu Cambridge, Cambridge, Wielka Brytania.
1. Przygotowanie linii komórkowych
<ol>
	<li>Hoduj linie komórkowe zgodnie ze standardowymi protokołami hodowli komórkowych laboratorium dla tradycyjnej hodowli komórkowej lub wstrzykiwania myszom. Standardowe protokoły stosowane w tym przypadku to wzrost w zmodyfikowanej pożywce Eagle's firmy Dulbecco, zawierającej 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS), L-glutaminę i penicylinę/streptomycynę (zwaną dalej kompletną pożywką wzrostową). 
	UWAGA: W tym eksperymencie komórki kostniakomięsaka Abramsa są używane u myszy Balb / c Foxn1 nu / nu. Do badań nad rakiem piersi wykorzystuje się komórki 4T1 u myszy Balb / c i komórki EO771 u myszy C57BL / 6.</li>
	<li>Hodować komórki w wentylowanych kolbach do hodowli tkankowych lub 6-dołkowych płytkach do hodowli tkankowych w temperaturze 37 °C w 5% CO2 .</li>
	<li>Przejdź przez linię komórkową będącą przedmiotem zainteresowania i przygotuj komórki do wstrzyknięcia, gdy komórki osiągną zbieg powszechnie stosowany przy wstrzykiwaniu tych komórek myszom.</li>
</ol>
2. Zwierzęta
<ol>
	<li>Myszy Balb/c Foxn1 nu/nu należy stosować w wieku co najmniej 6-8 tygodni do podskórnego wytwarzania guza, aby upewnić się, że zwierzęta są poza fazą szybkiego wzrostu i osiągnęły dorosłość i dojrzałość kostną.</li>
	<li>Użyj myszy płci męskiej lub żeńskiej. Zrób wyjątki przy wyborze linii komórkowych reagujących na hormony (np. komórki raka piersi u samic myszy i komórki raka prostaty u samców myszy).</li>
	<li>Do eksperymentów z ksenoprzeszczepami należy użyć nagich myszy z niedoborem odporności w oparciu o to, że linia komórkowa jest niekompatybilna z nienaruszonym układem odpornościowym myszy w normalnych warunkach.</li>
	<li>W przypadku eksperymentów z przeszczepami allogenicznymi z wykorzystaniem mysich linii komórkowych jest to również zalecane w oparciu o różne tła genetyczne i immunologiczne myszy. Jednak do eksperymentów syngenicznych należy używać zwierząt tego samego szczepu, co linia komórkowa będąca przedmiotem zainteresowania.</li>
	<li>Zwierzęta domowe o standardowym zagęszczeniu w zależności od polityki hodowlanej instytucji.</li>
</ol>
3. Guzy podskórne
<ol>
	<li>Zbierz linie komórkowe z hodowli przez trypsynizację i ponownie zawieś w sterylnym roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS).</li>
	<li>Ocenić żywotność komórek i określić gęstość komórek metodą wykluczania błękitu trypanowego. Użyj hemocytometru lub automatycznego licznika komórek, aby policzyć komórki. Minimalna żywotność komórek wynosząca 90% ma być używana do wstrzykiwania myszom w celu wytworzenia guzów podskórnych.</li>
	<li>Dostosuj gęstość komórek, aby wstrzyknąć 1-2 x 105 komórek w końcowej objętości od 0,1 do 0,15 ml (100 do 150 μl) sterylnego PBS. Utrzymuj komórki na lodzie do momentu wstrzyknięcia.</li>
	<li>Alternatywnie, granulki należy rozdrabniać przez odwirowanie przy 800 x g przez 5 minut. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić granulowane komórki w nierozcieńczonym sterylnym podłożu z membraną podstawną, aby uzyskać 1-2 x 105 komórek w końcowej objętości od 0,1 do 0,15 ml (100 do 150 μl). Trzymaj komórki na lodzie do czasu dalszego użycia.</li>
	<li>Znieczulenie myszy do stosowania w celu podskórnego wzrostu guza za pomocą izofluranu w znieczuleniu tlenowym. Stosować dawkę indukcyjną 5% izofluranu w 2 l/min tlenu i dawkę podtrzymującą 2-3% izofluranu w 2 l/min tlenu. Sprawdź, czy nie ma mrugania lub odruchów pedałowania, zanim przejdziesz dalej. 
	UWAGA: Izofluran jest środkiem znieczulającym podawanym wziewnie. Używaj izofluranu w dobrze wentylowanym pomieszczeniu z odpowiednimi systemami oczyszczania i swobodnego zbierania gazów. Należy skonsultować się z personelem weterynaryjnym w celu opracowania planu indukcji, utrzymania i monitorowania znieczulenia oraz upewnić się, że personel laboratoryjny został odpowiednio przeszkolony w zakresie monitorowania znieczulenia i obchodzenia się z wziewnymi środkami znieczulającymi.</li>
	<li>Usuń włosy z grzbietowej części klatki piersiowej lub brzucha znieczulonych myszy za pomocą roztworu do depilacji lub maszynki do strzyżenia elektrycznego. Preferowane jest rozwiązanie do depilacji, aby zminimalizować potencjalne urazy skóry. Pomiń ten krok, jeśli używasz atymicznych nagich myszy.</li>
	<li>Oczyść przygotowany obszar wacikiem z 70% etanolu przed wstrzyknięciem zawiesiny komórek.</li>
	<li>Za pomocą strzykawki tuberkulinowej o pojemności 1 ml z igłą o sile 27 G wstrzyknąć komórki podskórnie w obszar grzbietowy klatki piersiowej lub brzucha, tak aby ruch łopatek nie miał na nie wpływu. Alternatywnie, wstrzyknąć komórki podskórnie jako zawiesinę do dostępnej w handlu macierzy zewnątrzkomórkowej. 
	UWAGA: Wstrzyknięcie do dostępnej na rynku macierzy zewnątrzkomórkowej ograniczy migrację zawiesiny komórkowej w przestrzeni podskórnej, ponieważ matryce te krzepną w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Odzyskaj myszy na poduszce grzewczej w indywidualnych klatkach do czasu rozpoczęcia chodzenia. Myszy można następnie umieścić w normalnych klatkach z czystą, suchą ściółką.</li>
	<li>Monitoruj wielkość guza podskórnego pokrywającego grzbietową klatkę piersiową lub brzuch za pomocą suwmiarki i mierz masę ciała co tydzień, aby upewnić się, że guzy podskórne nie owrzodzą lub myszy spełniają kryteria wczesnego usuwania, zgodnie z ustaleniami komitetu ds. opieki nad zwierzętami i ich wykorzystania. Zaleca się maksymalny rozmiar guza 15 mm w dowolnym wymiarze, aby zmniejszyć ryzyko owrzodzenia skóry lub martwicy guza centralnego. 
	UWAGA: Zapoznaj się z lokalnymi wytycznymi, aby określić maksymalny dopuszczalny rozmiar/objętość guza.</li>
	<li>Eutanazja myszy z guzami podskórnymi po trzech do czterech tygodniach przez wdychanie CO2 , a następnie zwichnięcie szyjki macicy. Postępuj zgodnie z akceptowalnymi zasadami instytucji dotyczącymi eutanazji myszy.</li>
	<li>Zbierz guzy podskórne przy użyciu aseptycznej techniki chirurgicznej. Wysterylizuj skórę pokrywającą guz, jak poprzednio, 70% etanolem po usunięciu włosów (jeśli dotyczy). Naciąć skórę pokrywającą guz za pomocą ostrza skalpela #15 (z rękojeścią ostrza skalpela lub bez). Ostro wypreparuj guz z otaczających przyczepionych tkanek miękkich za pomocą sterylnych nożyczek chirurgicznych.</li>
	<li>Umieść guz na 6-dołkowych płytkach do hodowli tkankowej zawierających kompletną pożywkę wzrostową i zmiel na wiele małych fragmentów o określonym rozmiarze (~ 0,6 mm x 0,6 mm x 0,6 mm – 0,25 mm,3 do 1 mm x 1 mm x 1 mm – 1 mm3) za pomocą ostrza skalpela #15 (z rękojeścią ostrza skalpela lub bez).</li>
	<li>Utrzymuj fragmenty guza w sterylnej, kompletnej pożywce wzrostowej w temperaturze pokojowej do czasu implantacji piszczelowej. W przypadku linii komórkowych, które przenoszą lucyferazy lub fluorescencyjne geny reporterowe, należy użyć obrazowania bioluminescencyjnego lub fluorescencyjnego ex vivo, aby potwierdzić żywotność guza przed implantacją piszczelową myszom.</li>
	<li>W celu kriokonserwacji umieść wiele fragmentów w tym samym kriowiale w kompletnym pożywce wzrostowej uzupełnionej 20% FBS i 10% dimetylosulfotlenku (DMSO). Zamrażać stopniowo za pomocą komercyjnego systemu kriokonserwacji w temperaturze –80 °C i przechowywać przez długi czas w ciekłym azocie. Zachowaj fragmenty guza do późniejszej analizy, ale nie do przyszłej implantacji, poprzez szybkie zamrażanie przy użyciu zanurzenia w ciekłym azocie. Zamrożone fragmenty guza należy przechowywać przez długi czas w temperaturze –80 °C. 
	UWAGA: Wcześniej informowano, że zamrożone guzy nie będą się wszczepiać i rosnąć in vivo8.</li>
</ol>
4. Chirurgiczne wszczepienie fragmentów guza podskórnego
<ol>
	<li>Przed implantacją chirurgiczną doprowadzić świeże lub kriokonserwowane fragmenty guza podskórnego do temperatury pokojowej w kompletnym pożywce wzrostowej.</li>
	<li>Znieczulić myszy ze szczepu będącego przedmiotem zainteresowania za pomocą izofluranu w znieczuleniu tlenowym, jak opisano w sekcji 3. Przed kontynuowaniem sprawdź, czy nie ma odruchów pedałowania. Buprenorfinę podawać podskórnie w dawce 0,02-0,05 mg/kg mc. w celu zapewnienia znieczulenia okołooperacyjnego. W razie potrzeby można to powtarzać co 6-8 godzin w okresie pooperacyjnym.</li>
	<li>Usuń włosy z prawego stawu kolanowego i bliższej części piszczeli kończyny tylnej za pomocą roztworu do depilacji, aby zminimalizować potencjalny uraz skóry.</li>
	<li>Przygotowany obszar wyszoruj chirurgicznym środkiem antyseptycznym. Najpierw wyszoruj wacikiem z 70% etanolu, a następnie wyszoruj naprzemiennie chlorheksydyną i peelingiem solnym.</li>
	<li>Wyobraź sobie bliższą kość piszczelową jako obszar dystalny do stawu kolanowego podczas zginania i rozciągania stawu.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie o średnicy 3-4 mm na poziomie bliższej części kości piszczelowej na przyśrodkowej stronie kończyny za pomocą ostrza skalpela #15 (z rękojeścią ostrza skalpela lub bez). Naciąć skórę i tkankę podskórną, aby odsłonić korę przyśrodkową bliższej kości piszczelowej.</li>
	<li>Delikatnie dociśnij końcówką igły o masie 25 G, jednocześnie obracając końcówkę, aby utworzyć mały otwór w korze przyśrodkowej bliższej kości piszczelowej. Wykonaj ten otwór około 2 mm dystalnie do stawu kolanowego w punkcie równoodległym między korą piszczelową czaszki i ogona. Wybierz rozmiar igły w zależności od wielkości fragmentów guza.</li>
	<li>Użyj sterylnych kleszczy, aby podnieść i wprowadzić fragmenty guza do jamy rdzeniowej bliższej części kości piszczelowej. Użyj igły o wadze od 27 do 30 G, aby manipulować fragmentem guza w kanale szpikowym. W zależności od wielkości fragmentów guza, wszczepić co najmniej 0,5 mm3 całkowitej objętości guza do każdej kości piszczelowej. Może to wymagać implantacji 1 lub więcej fragmentów guza w zależności od wielkości utworzonych fragmentów guza. 
	UWAGA: Modyfikacje mające na celu zapobieżenie lub ograniczenie przemieszczenia przeszczepu na zewnątrz kości polegałyby na umieszczeniu wosku kostnego lub cementu kostnego w ubytku kostnym lub piance żelowej lub podskórnym przeszczepie tłuszczu nad otworem w kości.</li>
	<li>Przymocuj krawędzie skóry za pomocą sterylnego płynnego kleju tkankowego lub pojedynczego szwu skórnego. Nie używaj klipsów do ran w tej witrynie. Należy zachować ostrożność podczas korzystania z obrazowania fluorescencyjnego w okresie pooperacyjnym, ponieważ zarówno kleje tkankowe, jak i szewy mogą ulegać fluorescencji.</li>
	<li>Odzyskaj myszy na poduszce grzewczej w indywidualnych klatkach do czasu rozpoczęcia chodzenia.</li>
</ol>
5. Ocena punktu szeregowego i końcowego
<ol>
	<li>Znieczulenie myszy za pomocą izofluranu w znieczuleniu tlenem, jak opisano wcześniej.</li>
	<li>Oceń nieinwazyjny wzrost guza piszczelowego za pomocą cotygodniowej radiografii cyfrowej, bioluminescencji lub obrazowania fluorescencyjnego (jeśli używasz komórek eksprymujących lucyferazy lub fluorescencyjnego genu reporterowego). Pomiary suwmiarki kończyny w miejscu implantacji można również wykonać u wybudzonych myszy.</li>
	<li>Oprócz tradycyjnego monitorowania myszy z nowotworem (masa ciała, poziom aktywności, częstość oddechów, pielęgnacja, postawa, odżywianie i zachowanie) monitoruj myszy co tydzień pod kątem oznak kulawizny kończyn tylnych, obrzęku i infekcji miejsca operowanego.</li>
	<li>Monitoruj ranę chirurgiczną skóry przez pierwsze 10-14 dni pod kątem nadmiernego zaczerwienienia, obrzęku, drenażu i rozejścia się rany, aż rana skóry się zagoi. Po 4-5 tygodniach oceń myszy zgodnie z oceną wyników badania, czy to żywe, czy po eutanazji.</li>
</ol>

<ol><li>Bryda, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Mighty+Mouse%3A+the+impact+of+rodents+on+advances+in+biomedical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Missouri+Medicine%22%5BJournal%5D)">The Mighty Mouse: the impact of rodents on advances in biomedical research.</a> Missouri Medicine. 110 (3), 207-211 (2013).</li>
<li>Vandamme, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+rodents+as+models+of+human+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacy+and+Bioallied+Sciences%22%5BJournal%5D)">Use of rodents as models of human diseases.</a> Journal of Pharmacy and Bioallied Sciences. 6 (1), 2-9 (2014).</li>
<li>Simmons, J. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+of+Bone+Metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology%22%5BJournal%5D)">Animal Models of Bone Metastasis.</a> Veterinary Pathology. 52 (5), 827-841 (2015).</li>
<li>Wolfe, T. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+zoledronic+acid+and+amputation+on+bone+invasion+and+lung+metastasis+of+canine+osteosarcoma+in+nude+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+and+Experimental+Metastasis%22%5BJournal%5D)">Effect of zoledronic acid and amputation on bone invasion and lung metastasis of canine osteosarcoma in nude mice.</a> Clinical and Experimental Metastasis. 28 (4), 377-389 (2011).</li>
<li>Wang, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Clinicopathological+features+and+survival+outcomes+of+patients+with+different+metastatic+sites+in+stage+IV+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Cancer%22%5BJournal%5D)">The Clinicopathological features and survival outcomes of patients with different metastatic sites in stage IV breast cancer.</a> BMC Cancer. 19 (1), 1091(2019).</li>
<li>James, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((metastases+from+breast+carcinoma%3A+histopathological+-+radiological+correlations+and+prognostic+features%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Cancer%22%5BJournal%5D)">metastases from breast carcinoma: histopathological - radiological correlations and prognostic features.</a> British Journal of Cancer. 89 (4), 660-665 (2003).</li>
<li>Pantel, K., Brakenhoff, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissecting+the+metastatic+cascade%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Cancer%22%5BJournal%5D)">Dissecting the metastatic cascade.</a> Nature Reviews Cancer. 4 (6), 448-456 (2004).</li>
<li>Chaffee, B. K., Allen, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+clinically+relevant+mouse+model+of+canine+osteosarcoma+with+spontaneous+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22In+Vivo%22%5BJournal%5D)">A clinically relevant mouse model of canine osteosarcoma with spontaneous metastasis.</a> In Vivo. 27 (5), 599-603 (2013).</li>
<li>Munajat, I., Zulmi, W., Norazman, M. Z., Wan Faisham, W. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumour+volume+and+lung+metastasis+in+patients+with+osteosarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Surgery+%28Hong+Kong%29%22%5BJournal%5D)">Tumour volume and lung metastasis in patients with osteosarcoma.</a> Journal of Orthopaedic Surgery (Hong Kong). 16 (2), 182-185 (2008).</li>
<li>Huang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+and+clinicopathological+features+of+osteosarcoma+metastasis+to+the+lung%3A+A+population-based+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+Oncology%22%5BJournal%5D)">Risk and clinicopathological features of osteosarcoma metastasis to the lung: A population-based study.</a> Journal of Bone Oncology. 16, 100230(2019).</li>
<li>Li, W., Zhang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+of+patients+with+primary+osteosarcoma+and+lung+metastases%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+BUON%22%5BJournal%5D)">Survival of patients with primary osteosarcoma and lung metastases.</a> Journal of BUON. 23 (5), 1500-1504 (2018).</li>
<li>Campbell, J. P., Merkel, A. R., Masood-Campbell, S. K., Elefteriou, F., Sterling, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+of+bone+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Models of bone metastasis.</a> Journal of Visualized Experiments. (67), e4260(2012).</li>
<li>Maloney, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intratibial+Injection+Causes+Direct+Pulmonary+Seeding+of+Osteosarcoma+Cells+and+Is+Not+a+Spontaneous+Model+of+Metastasis%3A+A+Mouse+Osteosarcoma+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Orthopedics+and+Related+Research%22%5BJournal%5D)">Intratibial Injection Causes Direct Pulmonary Seeding of Osteosarcoma Cells and Is Not a Spontaneous Model of Metastasis: A Mouse Osteosarcoma Model.</a> Clinical Orthopedics and Related Research. 476 (7), 1514-1522 (2018).</li>
<li>Dai, J., Hensel, J., Wang, N., Kruithof-de Julio, M., Shiozawa, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+for+studying+prostate+cancer+bone+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22BoneKey+Reports%22%5BJournal%5D)">Mouse models for studying prostate cancer bone metastasis.</a> BoneKey Reports. 5, 777(2016).</li>
<li>Marques da Costa, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+and+characterization+of+in+vivo+orthotopic+bioluminescent+xenograft+models+from+human+osteosarcoma+cell+lines+in+Swiss+nude+and+NSG+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Medicine%22%5BJournal%5D)">Establishment and characterization of in vivo orthotopic bioluminescent xenograft models from human osteosarcoma cell lines in Swiss nude and NSG mice.</a> Cancer Medicine. 7 (3), 665-676 (2018).</li>
<li>Raheem, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+patient-derived+intra-femoral+xenograft+model+of+bone+metastatic+prostate+cancer+that+recapitulates+mixed+osteolytic+and+osteoblastic+lesions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">A novel patient-derived intra-femoral xenograft model of bone metastatic prostate cancer that recapitulates mixed osteolytic and osteoblastic lesions.</a> Journal of Translational Medicine. 9, 185(2011).</li>
<li>Sasaki, H., Iyer, S. V., Sasaki, K., Tawfik, O. W., Iwakuma, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+intrafemoral+injection+with+minimized+leakage+as+an+orthotopic+mouse+model+of+osteosarcoma%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">An improved intrafemoral injection with minimized leakage as an orthotopic mouse model of osteosarcoma.</a> Analytical Biochemistry. 486, 70-74 (2015).</li>
<li>Valastyan, S., Weinberg, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+metastasis%3A+molecular+insights+and+evolving+paradigms%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Tumor metastasis: molecular insights and evolving paradigms.</a> Cell. 147 (2), 275-292 (2011).</li>
<li>Yu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intra-iliac+Artery+Injection+for+Efficient+and+Selective+Modeling+of+Microscopic+Bone+Metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Intra-iliac Artery Injection for Efficient and Selective Modeling of Microscopic Bone Metastasis.</a> Journal of Visualized Experiments. (115), e53982(2016).</li>
<li>Kuchimaru, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+reliable+murine+model+of+bone+metastasis+by+injecting+cancer+cells+through+caudal+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">A reliable murine model of bone metastasis by injecting cancer cells through caudal arteries.</a> Nature Communications. 9 (1), 2981(2018).</li>
<li>Haley, H. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+Bone+Metastases+in+Skeletally+Immature+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Tomography%22%5BJournal%5D)">Enhanced Bone Metastases in Skeletally Immature Mice.</a> Tomography. 4 (2), 84-93 (2018).</li>
<li>Lei, Z. G., Ren, X. H., Wang, S. S., Liang, X. H., Tang, Y. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunocompromised+and+immunocompetent+mouse+models+for+head+and+neck+squamous+cell+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Onco+Targets+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Immunocompromised and immunocompetent mouse models for head and neck squamous cell carcinoma.</a> Onco Targets and Therapy. 9, 545-555 (2016).</li>
<li>Lefley, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+clinically+relevant+in+vivo+metastasis+models+using+human+bone+discs+and+breast+cancer+patient-derived+xenografts%5BTitle%5D)+AND+%22Breast+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Development of clinically relevant in vivo metastasis models using human bone discs and breast cancer patient-derived xenografts.</a> Breast Cancer Research. 21 (1), 130(2019).</li>
<li>Tuveson, D., Clevers, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer+modeling+meets+human+organoid+technology%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Cancer modeling meets human organoid technology.</a> Science. 364 (6444), 952-955 (2019).</li>
</ol>

Dr Hildreth został sfinansowany przez NIH w ramach nagrody numer K01OD026527. Za treść odpowiadają wyłącznie autorzy i niekoniecznie reprezentują oficjalne poglądy NIH.

Ten raport dokumentuje nasz model tworzenia pierwotnych guzów kości lub przerzutów do kości po dopiszczelowej implantacji alloprzeszczepu guza. Uważamy, że w tym procesie należy złożyć się na kilka kluczowych etapów. Należy ustalić bezpieczną płaszczyznę znieczulenia zarówno dla podskórnego wstrzyknięcia zawiesiny komórek nowotworowych, jak i dopiszczelowego umieszczenia powstałych fragmentów guza. Należy sterylnie przygotować miejsce operowane zarówno do usunięcia podskórnego przeszczepu allogenicznego, jak i do podania...

Mysie modele chorób ludzkich i zwierzęcych stają się coraz bardziej popularne w badaniach biomedycznych. Użyteczność używania myszy w tym kontekście polega na tym, że ich anatomia i fizjologia są bardzo podobne do ludzi. Mają stosunkowo krótki okres ciąży i czas w życiu poporodowym, aby osiągnąć dojrzałość, i są w dużej mierze związane ze stosunkowo niskimi kosztami i łatwością utrzymania, chociaż rosnące koszty rozwoju lub zakupu wiążą się z większym stopniem modyfikacji genetycznej, niedoborem odporności i/lub humanizacją1. Stosowanie szczepów wsobnych skutkuje w dużej mierze jednolitą populacją zwierząt przed włączeniem do badania. Pełna wiedza na temat ich genomu sugeruje wysoki stopień podobieństwa do ludzi. Ortologiczne cele molekularne dla wielu procesów chorobowych zostały zidentyfikowane w genomie myszy i obecnie istnieje obszerna biblioteka odczynników specyficznych dla myszy, które są łatwo dostępne. W związku z tym dają one możliwość przeprowadzenia analizy o stosunkowo wysokiej przepustowości w szybszy i tańszy sposób w porównaniu z większymi modelami zwierzęcymi1. Ponadto, wraz z pojawieniem się strategii edycji genetycznej, która pozwala na nadekspresję lub delecję niektórych genów, zarówno globalnie, jak i w sposób specyficzny dla typu komórki i/lub konstytutywnie lub w sposób indukowalny, stanowią one bardzo biologicznie użyteczny system modelowy do badania chorób ludzi i zwierząt2.
Rak to jedna z dziedzin, w której modele myszy mają wielką użyteczność. Genetyczne mysie modele raka opierają się na modulacji ekspresji onkogenów lub genów supresorowych nowotworów, samodzielnie lub w połączeniu, aby komórki mogły przejść transformację onkogenną. Wykonuje się również wstrzyknięcie pierwotnych lub ustalonych linii komórek nowotworowych myszom. Wprowadzenie linii komórkowych lub tkanek pochodzących od ludzi lub innych gatunków zwierząt, w tym myszy, pozostaje najpowszechniej stosowanym modelem raka in vivo. Najczęściej stosuje się komórki i tkanki różnych gatunków (ksenoprzeszczepy) u myszy z obniżoną odpornością2. Jednak użycie komórek lub tkanek nowotworowych przeszczepu allogenicznego, w których zarówno gospodarz, jak i biorca należą do tego samego gatunku, pozwala na interakcję z nienaruszonym układem odpornościowym w połączeniu z tym samym szczepem myszy gospodarza w systemach syngenicznych3.
Pierwotne guzy kości lub przerzuty do kości z guzów litych powodują bolesne zmiany osteolityczne, osteoblastyczne lub mieszane osteolityczno-osteoblastyczne3,4. Guzy te upośledzają strukturę kości, zwiększając ryzyko złamań patologicznych i pozostawiając pacjentów z ograniczonymi możliwościami leczenia. Pierwotne guzy kości dają przerzuty do odległych narządów, przy czym niektóre typy mogą rozprzestrzeniać się na inne miejsca szkieletowe. U pacjentek z rakiem piersi kość jest najczęstszym miejscem pierwszego przerzutu i najczęstszym pierwszym miejscem prezentacji choroby przerzutowej5,6. Ponadto rozsiane komórki nowotworowe (DTC) są obecne w szpiku kostnym przed rozpoznaniem i przewidują rozwój przerzutów w innych narządach7. Dlatego uważa się, że komórki rakowe obecne w kościach są źródłem komórek, które ostatecznie dają przerzuty do innych układów narządów. Istnieje wiele mysich modeli przerzutów do guzów litych, u których przerzuty rozwijają się głównie w płucach i węzłach chłonnych, a w zależności od rodzaju guza i techniki iniekcji, potencjalnie inne układy narządów3. Brakuje jednak mysich modeli przerzutów do kości, które niezawodnie, powtarzalnie wytwarzają przerzuty do szkieletu specyficzne dla danego miejsca i rozwijają przerzuty do kości, zanim myszy osiągną kryteria wczesnego usuwania z pierwotnego obciążenia guzem lub przerzutów do innych narządów. Opisaliśmy model kostniakomięsaka pierwotnego guza kości, który opiera się na chirurgicznym wszczepieniu alloprzeszczepu guza litego do bliższej części kości piszczelowej myszy8. Guzy kości powstały u 100% myszy, a u 88% rozwinęły się przerzuty do płuc. Ta częstość występowania przerzutów przekracza to, co jest powszechnie zgłaszane klinicznie u ludzi (~20-50%), ale jest bardzo interesująca, ponieważ płuca są najczęstszym miejscem przerzutów kostniakomięsaka9,10,11. Chociaż model ten jest korzystny w modelowaniu pierwotnych guzów kości, ma również duże zastosowanie w modelowaniu przerzutów do kości z innych osteotropowych guzów litych, takich jak nowotwory piersi, płuc, prostaty, tarczycy, wątroby, nerek i przewodu pokarmowego.
Uzasadnieniem dla rozwoju tego modelu było opracowanie alternatywy dla tradycyjnego iniekcji dokostnicznej, zazwyczaj do bliższej części kości piszczelowej lub dystalnej kości udowej, aby modelować pierwotne guzy kości lub przerzuty do kości12. Naszym głównym celem było złagodzenie znanego ograniczenia tej techniki, tj. embolizacji guza płuca. Powoduje to wszczepienie tych zatorowych komórek nowotworowych i "sztuczne przerzuty", które nie rekapitulują całej kaskady przerzutów z ustalonego pierwotnego guza kości, który daje przerzuty do płuc8,13. Miałoby to również miejsce, gdyby stwierdzone przerzuty do kości rozprzestrzeniły się na odległe miejsce. Ponadto technika ta została również opracowana w celu stworzenia modelu przerzutów do kości, który zapewniłby większą częstość występowania przeszczepów i wzrostu guzów w kościach i w jednolitym miejscu w porównaniu z technikami iniekcyjnymi ortotopowymi lub wewnątrznaczyniowymi. Model ten ma wyraźną przewagę nad opisanymi technikami. Model ten polega na kontrolowanym, konsekwentnym dostarczaniu komórek nowotworowych do kości. Pozwala również uniknąć sztucznych przerzutów do płuc po embolizacji płuc i ustanawia wyjściową jednolitą populację badaną. W tym modelu istnieje korzyść z guzów specyficznych dla miejsca bez ryzyka wczesnych kryteriów usunięcia wynikających z guzów pierwotnych lub przerzutów do innych narządów. Wreszcie, model ten ma dużą użyteczność do modyfikacji, w tym do wykorzystania ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjentów.
Prezentowany model ma podobieństwa do bezpośredniego wstrzykiwania zawiesiny komórkowej do kości po podejściu chirurgicznym, po którym następuje wstrzyknięcie przez korę lub dostarczenie do jamy szpiku po wykonaniu małego defektu w korze (z lub bez rozwiercenia jamy rdzeniowej)8,14,15,16,17. Jednak wszczepienie alloprzeszczepu guza sprawia, że technika ta jest wyraźnie inna. Dlatego celem niniejszego artykułu było zademonstrowanie tego modelu pierwotnych guzów kości i przerzutów do kości z guzów litych, który pokonuje wiele ograniczeń wcześniej opisanych modeli. Grupy badawcze z doświadczeniem w hodowli komórek, modelach mysich, anestezjologii i chirurgii myszy oraz anatomii myszy są dobrze przygotowane do odtworzenia naszej techniki modelowania pierwotnych guzów kości lub przerzutów do kości u myszy.

<table><tbody><tr><td>#15 ostrze do skalpela</td><td>Henry Schein Ltd.</td><td>75614</td><td>Brak</td></tr><tr><td>6-dołkowe płytki do hodowli tkankowych</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10578911</td><td>Służy do mielenia kawałków guza. Może być również stosowany do hodowli komórkowych</td></tr><tr><td>Linia komórkowa kostniakomięsaka Abramsa</td><td>Nie dotyczy</td><td>Nie dotyczy</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Aparat do znieczulenia z parownikiem izofluranu i butlą (butlami) tlenuVetEquip</td><td></td> <td>901805</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Waga dla zwierząt</td><td>Kent Scientific</td><td>SCL- 1015</td><td>Brak</td></tr><tr><td>BALB/c nago mouse (nu/nu)</td><td>Charles River Ltd.</td><td>NA</td><td>6-8 tygodni życia. Samce lub samice myszy</td></tr><tr><td>Cement kostny</td><td>Depuy Synthes</td><td>160504</td><td>Opcjonalne zastosowanie zamiast wosku kostnego</td></tr><tr><td>Wosk kostny</td><td>Ethicon</td><td>W31G</td><td>Opcjonalnie</td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Animalcare Ltd.</td><td>Nie dotyczy</td><td>Buprecare 0,3 mg/ml Roztwór do wstrzykiwań dla psów i kotów</td></tr><tr><td>Stacja eutanazji dwutlenkiem węgla</td><td>NIE</td><td></td> DOTYCZY <td>Nie dotyczy Należy zapewnić w pomieszczeniu dla zwierząt</td></tr><tr><td>Inkubator do hodowli komórkowych ustawiony na 37 & deg; C i 5% dwutlenek węgla</td><td>Heraeus</td><td>Various</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Peeling chirurgiczny z chlorheksydyną</td><td>Vetoquinol</td><td>411412</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Kriowiale (2 ml)</td><td>Thermo Scientific Nalgene</td><td>5000-0020</td><td>Opcjonalnie, jeśli kriokonserwują fragmenty guza</td></tr><tr><td>D-lucyferyna (świetlik), sól potasowa</td><td>Perkin Elmer</td><td>122799</td><td>Opcjonalnie, jeśli linia komórkowa będąca przedmiotem zainteresowania ma bioluminescencyjny gen reporterowy</td></tr><tr><td>Suwmiarka cyfrowa</td><td>Mitutoyo</td><td>500-181-30</td><td>Może być ręczna</td></tr><tr><td>Cyfrowy gabinet mikroradiograficzny</td><td>Faxitron Bioptics, LLC</td><td>MX-20</td><td>Opcjonalnie do oceny odpowiedzi kości na wzrost guza</td></tr><tr><td>Dimetylosulfotlenek (DMSO)</td> <td>Sigma Aldrich</td><td>1371171000</td><td>Opcjonalnie w przypadku kriokonserwacji fragmentów guza</td></tr><tr><td>Dulbecco' s zmodyfikowany Orzeł" s medium</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11965092</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Etanol (70%)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>2483</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Płodowa surowica bydlęca</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>26140079</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Kleszcze, Dumont</td><td>Fine Science Tools, Inc.</td><td>11200-33</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Zamrażarka (&ndash; 80 &deg; C)</td> <td>Sanyo</td><td>MDF-794C</td><td>Opcjonalnie w przypadku kriokonserwacji lub błyskawicznego zamrażania fragmentów guza</td></tr><tr><td>Hemocytometr</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11704939</td><td>Może również korzystać z automatycznego licznika komórek, jeśli jest dostępny</td></tr><tr><td>Igły podskórne (rozmiar 27)</td> <td>Henry Schein Ltd.</td><td>DIS55510</td><td>Może również używać igieł 25G (DIS55509) i 30G (Katalog DIS599)</td></tr><tr><td>Lód</td><td>Nie dotyczy</td><td></td><td>Najlepiej małe kawałki w pojemniku do przechowywania strzykawki i zawiesiny komórek</td></tr><tr><td>Nożyczki do irysu</td><td>Fine Science Tools, Inc.</td><td>14084-08</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein Ltd.</td><td>1182098</td><td>Brak</td></tr><tr><td>System obrazowania bioluminescencyjnego/fluorescencyjnego IVIS Lumina III</td><td>Perkin Elmer</td><td>CLS136334</td><td>Opcjonalnie, jeśli linia komórkowa będąca przedmiotem zainteresowania ma bioluminescencyjne lub fluorescencyjne geny reporterowe</td></tr><tr><td>L-glutamina</td><td>Thermofisher scientifc</td><td>25030081</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Ciekły azot</td><td>British Oxygen Corporation</td><td>NA</td><td>Opcjonalnie w przypadku kriokonserwacji lub szybkiego zamrażania fragmentów guza</td></tr><tr><td>Ciekły azot Dewar, 5 litrów</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>TY509X1</td><td>Opcjonalnie w przypadku kriokonserwacji fragmentów guza</td></tr><tr><td>Matrigel&reg; Matrix GFR, bez LDEV, 5 ml</td><td>Corning Life Sciences</td><td>356230</td><td>Opcjonalnie. Dostępny również w rozmiarze 10 ml (354230)</td></tr><tr><td>Mikrowirówka</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>75002549</td><td>Ogniwa granulkowe o prędkości 1200 obr./min przez 5-6 minut</td></tr><tr><td>Mr. Frosty zamrażarka</td><td>Fisher Scientific</td><td>10110051</td><td>Opcjonalnie w przypadku kriokonserwacji fragmentów guza</td></tr><tr><td>NAIR Balsam/olejek do usuwania włosów</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>NC0132811</td><td>Alternatywnie można użyć elektrycznej maszynki do strzyżenia z drobnym ostrzem</td></tr><tr><td>Penicylina/streptomycyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4333</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Rękojeść skalpela, #7 Krótkie</td><td>narzędzia do nauki o dobrej kondycji, Inc.</td><td>10007-12</td><td>Preferencja użytkownika, o ile akceptuje ostrze skalpela #15</td></tr><tr><td>Podgrzewana podkładka dla małych zwierząt</td><td>VetTech</td><td>HE006</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>GT Vision Ltd.</td><td>H600BV1</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Sterylna sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10010023</td><td>Stosować do wstrzykiwań, a także jako część peelingu chirurgicznego, na przemian z chlorheksydyną</td></tr><tr><td>Klej tkankowy (sterylny)</td><td>3M Corporation</td><td>84-1469SB</td><td>Można alternatywnie użyć niewchłanialnego szwu skórnego (rozmiar 6-0)</td></tr><tr><td>Trypan niebieski</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>5250061</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA</td><td>Thermo Fisher Scientific 25300054</td><td></td> Użyj strzykawki tuberkulinowej <td>0,05%-0,25%</td></tr> <tr><td>(1 ml z gradacją 0,1 ml)</td><td>Becton Dickinson</td><td>309659</td><td>Końcówka poślizgowa preferowana zamiast Luer</td></tr><tr><td>Wentylowane kolby do hodowli tkankowych, T-75</td><td>Corning Life Sciences</td><td>CLS3290</td><td>W razie potrzeby można również używać mniejszych lub większych kolb</td></tr></tbody></table>

modelowanie pierwotnych guzów kości i przerzutów do kości z implantacją przeszczepu guza litego do kości

Modeling Primary Bone Tumors and Bone Metastasis with Solid Tumor Graft Implantation into Bone

Pierwotne guzy kości lub przerzuty do kości z guzów litych powodują bolesne zmiany osteolityczne, osteoblastyczne lub mieszane osteolityczno-osteoblastyczne. Zmiany te upośledzają strukturę kości, zwiększają ryzyko złamań patologicznych i pozostawiają pacjentów z ograniczonymi możliwościami leczenia. Pierwotne guzy kości dają przerzuty do odległych narządów, przy czym niektóre typy mogą rozprzestrzeniać się na inne miejsca szkieletowe. Jednak ostatnie dowody sugerują, że w przypadku wielu guzów litych komórki rakowe, które rozprzestrzeniły się do kości, mogą być głównym źródłem komórek, które ostatecznie dają przerzuty do innych układów narządów. Większość mysich modeli syngenicznych lub ksenoprzeszczepów pierwotnych guzów kości obejmuje dokostne (ortotopowe) wstrzyknięcie zawiesin komórek nowotworowych. Niektóre zwierzęce modele przerzutów do szkieletu z guzów litych zależą również od bezpośredniego wstrzyknięcia do kości, podczas gdy inne próbują odtworzyć dodatkowe etapy kaskady przerzutów do kości poprzez wstrzyknięcie komórek donaczyniowo lub do narządu guza pierwotnego. Jednak w żadnym z tych modeli przerzuty do kości nie rozwijają się niezawodnie lub z częstością 100%. Ponadto wykazano, że bezpośrednie wstrzyknięcie komórek nowotworowych do kości wiąże się z potencjalną embolizacją guza płuca. Te zatorowe komórki nowotworowe wszczepiają się, ale nie rekapitulują kaskady przerzutowej. Opisaliśmy mysi model kostniakomięsaka, w którym świeże lub kriokonserwowane fragmenty guza (składające się z komórek nowotworowych i zrębu) są wszczepiane bezpośrednio do bliższej części kości piszczelowej przy użyciu minimalnie inwazyjnej techniki chirurgicznej. U tych zwierząt rozwinęło się powtarzalne wszczepienie, wzrost, a z czasem osteoliza i przerzuty do płuc. Technika ta jest na tyle wszechstronna, że może być stosowana do modelowania przerzutów do kości guza litego i może z łatwością wykorzystywać przeszczepy składające się z jednego lub wielu typów komórek, komórek zmodyfikowanych genetycznie, ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjenta i / lub znakowanych komórek, które można śledzić za pomocą obrazowania optycznego lub zaawansowanego. Tutaj demonstrujemy tę technikę, modelując pierwotne guzy kości i przerzuty do kości za pomocą implantacji przeszczepu guza litego do kości.

Wynik dodatni wiązałby się z przyjęciem się przeszczepu nowotworowego i postępującym wzrostem guza w czasie. W zależności od typu nowotworu, wewnątrzkostny wzrost guza może wiązać się z postępującą kulawizną kończyny tylnej, choć wiele nowotworów nie powoduje kulawizny mimo oznak towarzyszącej choroby kostnej. Pomyślne przyjęcie się przeszczepu dokumentowano za pomocą zaawansowanej obrazowniki, w której następowałyby postępujące zmiany radiologiczne, µCT lub µMRI w bliższej części kości piszczelowej związane z fenotypem ...

Modele przerzutów do kości nie rozwijają przerzutów równomiernie ani ze 100% częstością. Bezpośrednie wstrzyknięcie do komórek nowotworowych kości może spowodować embolizację płuc. Przedstawiamy naszą technikę modelowania pierwotnych guzów kości i przerzutów do kości z wykorzystaniem implantacji przeszczepu guza litego do kości, prowadzącej do powtarzalnego wszczepienia i wzrostu.

Modelowanie pierwotnych guzów kości i przerzutów do kości z implantacją przeszczepu guza litego do kości

Primary bone tumors or bone metastasis from solid tumors result in painful osteolytic, osteoblastic, or mixed osteolytic/osteoblastic lesions. These ...

Badanie to pozwala na elastyczność w tworzeniu pierwotnych guzów kości lub przerzutów do kości poprzez umieszczanie przeszczepów guza litego w kości. Ta technika jest odejściem od wstrzykiwania zawiesin komórek nowotworowych do kości. Metoda ta pokonuje ograniczenia związane z zawieszeniem komórek nowotworowych, iniekcjami zatoru płucnego.Kolejną zaletą jest stworzenie bardziej jednolitego modelu w porównaniu z samoistnymi przerzutami do kości lub po iniekcji komórek wewnątrznaczyniowych. Opierając się na implantacji przeszczepu guza litego, istnieją możliwości wykraczające poza modele ludzkie lub mysie, ale zastosowanie ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjenta, które mogą prowadzić do terapii dostosowanych do konkretnych pacjentów. Główny nacisk kładziony jest na wykorzystanie w badaniach nad rakiem, takich jak mikrośrodowisko guza, przerzuty, odkrywanie leków, genetyka nowotworów i medycyna precyzyjna.Demonstracja wizualna jest kluczem do pokazania kluczowych etapów tworzenia guza podskórnego, rozwarstwienia i utworzenia przeszczepu guza oraz chirurgicznej implantacji do kości piszczelowej. W celu podskórnej indukcji nowotworu należy pobrać linię komórkową będącą przedmiotem za

modeling-primary-bone-tumors-bone-metastasis-with-solid-tumor-graft

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

W patogenezie przerzutów do kości angiogeneza jest procesem kluczowym, w związku z czym stanowi cel obrazowania i terapii. W niniejszej pracy przedstawiamy szczurzy model miejscowych przerzutów raka piersi do kości oraz opisujemy strategie nieinwazyjnego obrazowania angiogenezy in vivo z wykorzystaniem obrazowania rezonansem magnetycznym, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultrasonografii.

Wielomodalne obrazowanie angiogenezy w modelu przerzutów raka piersi do kości u szczurów nago z wykorzystaniem obrazowania rezonansem magnetycznym, wolumetrycznej tomografii komputerowej i ultradźwięków

Modele zwierzęce są często wykorzystywane do badania przerzutów nowotworowych do kości. W niniejszym protokole opiszemy dwie powszechne metody inokulacji guza w badaniach nad przerzutami do kości oraz krótko omówimy niektóre z analiz stosowanych do monitorowania i ilościowego określania tych modeli.

Modele przerzutów do kości

W tym filmie komórki czerniaka pochodzenia ludzkiego są wszczepiane podskórnie w obszar boczny myszy z obniżoną odpornością. Model PDX umożliwia przedkliniczne badanie komórek czerniaka, które lepiej oddaje niejednorodność guza i agresywność czerniaka obserwowane w warunkach in vivo.

Modelowanie ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjenta: technika generowania mysich modeli czerniaka

Ten ortotopowy model ludzkiego raka prostaty pozwala na ilościowe określenie wielkości guza, krążących komórek nowotworowych i tworzenie wyraźnych przerzutów do płuc. Ponieważ komórki muszą uciec z narządu pierwotnego, dostać się do krwiobiegu i zagnieździć się w miejscu wtórnym, model ten skutecznie podsumowuje scenariusz u ludzi.

Ortotopowy mysi model przerzutów ludzkiego raka prostaty

Ten manuskrypt zawiera szczegółową procedurę wstrzykiwania do tętnicy biodrowej (IIA), techniki dostarczania komórek rakowych specyficznie do tkanek kończyn tylnych, w tym kości, w celu ustalenia eksperymentalnych przerzutów do kości. Chociaż początkowo ustalono go na podstawie modeli guzów piersi, protokół ten można łatwo rozszerzyć na inne typy raka.

Iniekcja do tętnicy biodrowej w celu skutecznego i selektywnego modelowania mikroskopijnych przerzutów do kości

Tutaj prezentujemy protokół wykorzystania wspomaganego ultradźwiękami wstrzykiwania komórek nerwiaka zarodkowego (NB) i mięsaka Ewinga (ES) (ustalone linie komórkowe i komórki nowotworowe pochodzące od pacjenta) w biologicznie istotnych miejscach do tworzenia wiarygodnych modeli przedklinicznych do badań nad rakiem.

Wykorzystanie implantacji komórkowej sterowanej tkankami pod kontrolą ultradźwięków do ustalenia biologicznie istotnych ksenoprzeszczepów nowotworowych z przerzutami

Tutaj prezentujemy protokół generowania indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSC) z fibroblastów pochodzących od pacjentów z zespołem Li-Fraumeni (LFS), różnicowania iPSC poprzez mezenchymalne komórki macierzyste (MSC) do osteoblastów oraz modelowania nowotworzenia in vivo przy użyciu osteoblastów pochodzących od pacjentów z LFS.

Modelowanie kostniakomięsaka za pomocą zespołu Li-Fraumeni Indukowane pluripotencjalne komórki macierzyste pochodzące od pacjenta

Wprowadzamy mysi ortotopowy model raka piersi i model radykalnej mastektomii z technologią bioluminescencji, aby określić ilościowo obciążenie guza, aby naśladować postęp ludzkiego raka piersi.

Generowanie mysiego ortotopowego modelu raka piersi z przerzutami i wykonywanie radykalnej mastektomii u myszy

Tutaj prezentujemy protokół wszczepiania komórek raka piersi do poduszeczki tłuszczowej w prosty, mniej inwazyjny i łatwy w obsłudze sposób, a ten mysi ortotopowy model raka piersi z odpowiednim środowiskiem poduszeczki tłuszczowej może być wykorzystany do badania różnych aspektów raka.

Ortotopowe wstrzyknięcie komórek raka piersi do poduszeczki tłuszczowej sutka myszy

Obecny protokół opisuje wstrzykiwanie komórek do kostniakomięsaka kości piszczelowej w celu wygenerowania modeli myszy z ortotopowym kostniakomięsakiem i przerzutami do płuc.

Wstrzyknięcie komórek kostniakomięsaka piszczelowego w celu wygenerowania ortotopowego kostniakomięsaka i mysich modeli przerzutów do płuc

Tutaj prezentujemy protokół dosercowego wstrzykiwania ludzkich komórek raka prostaty w celu wygenerowania mysiego modelu ze zmianami przerzutowymi do kości.

Wstrzyknięcie dosercowe ludzkich komórek raka prostaty w celu stworzenia mysiego modelu ksenoprzeszczepu z przerzutami do kości

Odkryj technikę implantacji litego przeszczepu guza do kości w celu modelowania pierwotnych guzów kości i przerzutów. Ta metoda zapewnia bardziej jednolity model niż tradycyjne iniekcje zawiesiny komórek nowotworowych, minimalizując ryzyko zatorowości płucnej.

Modelowanie pierwotnych guzów kości i przerzutów do kości z implantacją przeszczepu guza litego do kości

Przeglądaj więcej filmów