Modelowanie pierwotnych guzów kości i przerzutów do kości z implantacją przeszczepu guza litego do kości
9 września 2020
Modele przerzutów do kości nie rozwijają przerzutów równomiernie ani ze 100% częstością. Bezpośrednie wstrzyknięcie do komórek nowotworowych kości może spowodować embolizację płuc. Przedstawiamy naszą technikę modelowania pierwotnych guzów kości i przerzutów do kości z wykorzystaniem implantacji przeszczepu guza litego do kości, prowadzącej do powtarzalnego wszczepienia i wzrostu.
Badanie to pozwala na elastyczność w tworzeniu pierwotnych guzów kości lub przerzutów do kości poprzez umieszczanie przeszczepów guza litego w kości. Ta technika jest odejściem od wstrzykiwania zawiesin komórek nowotworowych do kości. Metoda ta pokonuje ograniczenia związane z zawieszeniem komórek nowotworowych, iniekcjami zatoru płucnego.
Kolejną zaletą jest stworzenie bardziej jednolitego modelu w porównaniu z samoistnymi przerzutami do kości lub po iniekcji komórek wewnątrznaczyniowych. Opierając się na implantacji przeszczepu guza litego, istnieją możliwości wykraczające poza modele ludzkie lub mysie, ale zastosowanie ksenoprzeszczepów pochodzących od pacjenta, które mogą prowadzić do terapii dostosowanych do konkretnych pacjentów. Główny nacisk kładziony jest na wykorzystanie w badaniach nad rakiem, takich jak mikrośrodowisko guza, przerzuty, odkrywanie leków, genetyka nowotworów i medycyna precyzyjna.
Demonstracja wizualna jest kluczem do pokazania kluczowych etapów tworzenia guza podskórnego, rozwarstwienia i utworzenia przeszczepu guza oraz chirurgicznej implantacji do kości piszczelowej. W celu podskórnej indukcji nowotworu należy pobrać linię komórkową będącą przedmiotem zainteresowania za pomocą odpowiedniego roztworu do dysocjacji komórek i ponownie zawiesić komórki w stężeniu od jednego do dwóch razy od 10 do piątych komórek do 100 do 150 mikrolitrów sterylnego PBS. Umieść komórki na lodzie.
Oczyść odsłoniętą skórę 70% etanolem i załaduj komórki do strzykawki tuberkulinowej wyposażonej w igłę o rozmiarze 27. Następnie wstrzyknij komórkę podskórnie w obszar zdezynfekowanej skóry, na który ruch łopatek nie będzie miał wpływu. Użyj suwmiarki, aby monitorować rozmiar guza podskórnego pokrywającego grzbietową klatkę piersiową lub brzuch i mierz masę ciała zwierzęcia co tydzień, aby upewnić się, że guz nie owrzodzi lub że mysz nie spełnia kryteriów wczesnego usuwania ustalonych przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystania.
Gdy guz osiągnie 15 milimetrów w dowolnym wymiarze, użyj 70% etanolu do sterylizacji skóry i użyj skalpela 15, aby naciąć skórę pokrywającą guz. Użyj sterylnych nożyczek chirurgicznych, aby ostro wyciąć guz z otaczających przyczepionych tkanek miękkich i umieść guz w jednym dołku sześciodołkowej płytki zawierającej kompletną pożywkę wzrostową. Użyj skalpela, aby zmielić guz na fragmenty o odpowiedniej wielkości i umieść je w nowym pojemniku ze sterylną, kompletną pożywką wzrostową w temperaturze pokojowej.
W celu krioprezerwacji, połącz wiele fragmentów w jednym kriowiale w kompletnym pożywce wzrostowej uzupełnionej 20% płodową surowicą bydlęcą i 10% dimetylosulfotlenkiem i użyj komercyjnego systemu kriokonserwacji w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza, aby stopniowo zamrozić tkankę przed długotrwałym przechowywaniem w ciekłym azocie. Aby zachować fragmenty guza do późniejszej analizy, ale nie do przyszłej implantacji, należy zamrozić próbki przez zanurzenie w ciekłym azocie i przechowywać zamrożone fragmenty guza przez długi czas w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza. W przypadku podskórnej implantacji fragmentu guza należy najpierw doprowadzić zawiesinę fragmentów guza do temperatury pokojowej.
Następnie potwierdź brak reakcji na odruch pedałowania u znieczulonej myszy biorcy i podskórnie podaj środek przeciwbólowy. Aby zminimalizować potencjalny uraz skóry, użyj kremu do depilacji, aby usunąć włosy z prawego stawu kolanowego i bliższej części piszczeli połączonej kończyny tylnej. Peeluj odsłoniętą skórę 70% etanolem, a następnie naprzemiennie peelinguj chlorheksydyną i solą fizjologiczną.
Zginając i rozciągając staw, wizualizuj bliższą kość piszczelową jako obszar tuż dystalny do stawu kolanowego i użyj ostrza skalpela z 15 milimetrami, aby utworzyć nacięcie o długości od trzech do czterech milimetrów na poziomie bliższej kości piszczelowej na przyśrodkowym aspekcie kończyny przez skórę i tkankę podskórną, aby odsłonić korę przyśrodkową bliższej części piszczelowej. Aby utworzyć mały otwór w korze przyśrodkowej bliższej kości piszczelowej, użyj końcówki igły o rozmiarze 25, aby delikatnie docisnąć, obracając końcówkę około dwóch milimetrów dystalnie do stawu kolanowego i w równej odległości między korą piszczelową czaszki i ogona. Po utworzeniu otworu użyj sterylnych kleszczyków lub igły o rozmiarze od 27 do 30, aby wprowadzić co najmniej 0,5 milimetra sześciennego fragmentów guza do jamy szpikowej bliższej kości piszczelowej i użyj igły o rozmiarze od 27 do 30, aby manipulować fragmentami guza do kanału szpikowego.
Po umieszczeniu wszystkich fragmentów należy przyłożyć krawędzie skóry odpowiednim materiałem i przywrócić zwierzę do klatki z monitorowaniem do czasu ambulatoryjnego. Następnie nieinwazyjnie oceń wzrost guza piszczelowego za pomocą cotygodniowej radiografii cyfrowej, bioluminescencji lub obrazowania fluorescencyjnego i użyj suwmiarki do pomiaru kończyny w miejscu implantacji. Udane wszczepienie można udokumentować za pomocą zaawansowanego obrazowania.
W tej reprezentatywnej analizie ubytek korowy powstały w celu implantacji przeszczepu guza był widoczny w bliższej części kości piszczelowej tydzień po implantacji. W drugim tygodniu można było zaobserwować widoczną osteolizę i przebudowę kości przylegających do ubytku korowego. Od drugiego do piątego tygodnia nastąpiło dodatkowe postępujące niszczenie kości i tworzenie nowej kości związane z wszczepieniem i wzrostem guza.
Należy zachować ostrożność podczas tworzenia małego otworu w bliższej kości piszczelowej. Polegaj na obracaniu końcówki z delikatnym lub minimalnym naciskiem, pozwalając końcówce igły wykonać pracę. Po tej procedurze można przeprowadzić umieszczenie przeszczepu guza w innych miejscach kostnych, umieszczenie organoidów lub komórek nowotworowych w macierzy zewnątrzkomórkowej w ubytku kostnym lub analizę molekularną i histologiczną oprócz obrazowania.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Przegląd
Niniejsze badanie przedstawia nowatorską technikę modelowania pierwotnych guzów kości i przerzutów do kości poprzez implantację przeszczepu guza stałego do kości. Ta metoda zapewnia bardziej jednolity model w porównaniu z tradycyjnymi iniekcjami zawiesiny komórek nowotworowych, które mogą prowadzić do powikłań, takich jak zator płucny.
Kluczowe elementy badania
Dziedzina nauki
- Badania nad rakiem
- Modelowanie przerzutów do kości
- Medycyna precyzyjna
Tło
- Modele przerzutów do kości wykazują różną częstość występowania i jednorodność.
- Direktne wstrzyknięcia komórek nowotworowych mogą prowadzić do niezamierzonego zatoru płucnego.
- Przeszczepy guza stałego oferują bardziej niezawodną metodę zaszczepienia.
- Ksenogrefty pochodzące od pacjenta mogą poprawić personalizację terapii.
Cel badania
- Opracowanie modelu, który można powtarzalnie wykorzystywać do badania guzów kości i przerzutów.
- Udoskonalenie istniejących metod polegających na zawiesinach komórek nowotworowych.
- Ułatwienie badań nad mikrośrodowiskiem nowotworowym i odkrywaniem leków.
Zastosowane metody
- Implantacja przeszczepu guza stałego do kości.
- Porównanie z tradycyjnymi metodami zawiesiny komórek nowotworowych.
- Ocenienie zaszczepienia i wzorców wzrostu.
- Badanie ksenogreftów pochodzących od pacjenta dla spersonalizowanych terapii.
Główne wyniki
- Wykazano pomyślne zaszczepienie przeszczepów guza stałego.
- Zobaczono mniejszą częstość zatoru płucnego w porównaniu z iniekcjami.
- Został udowodniony bardziej jednolity model do badania przerzutów do kości.
- Podkreślono potencjał spersonalizowanych terapii przeciwnowotworowych.
Wnioski
- Technika implantacji przeszczepu guza stałego jest skuteczna w modelowaniu guzów kości.
- Ta metoda eliminuje ograniczenia poprzednich technik iniekcyjnych.
- Otwierają się możliwości badań nad genetyką raka i medycyną precyzyjną.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Modeling primary bone tumors and bone metastasis remains a critical challenge in oncology drug discovery due to the poor reproducibility and high variability of existing models. Solid tumor graft implantation into bone offers a more uniform and reliable approach that reduces complications such as tumor embolization, thereby improving predictive confidence in preclinical studies. This technique supports mechanistic de-risking by enabling reproducible engraftment, osteolysis, and metastasis modeling, which are essential for evaluating therapeutic candidates in bone-related indications.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of tumor-stroma interactions in a physiologically relevant bone microenvironment.
- Operational Value: Supports functional validation of targets involved in osteolysis, bone remodeling, and metastatic progression.
- Predictive Value: Improves target confidence by reducing false negatives associated with embolization-prone injection models.
Screening & Assay Development
- Scientific Value: Generates consistent osteolytic and osteoblastic lesions suitable for longitudinal monitoring via imaging.
- Operational Value: Standardizes tumor engraftment kinetics, reducing variability in drug response assessments.
- Assay Readiness: Compatible with bioluminescence, fluorescence, and radiography for quantitative tumor burden measurement.
Translational & Preclinical Research
- Translational Continuity: Facilitates patient-derived xenograft (PDX) implantation for modeling human-specific bone metastasis.
- Preclinical Utility: Supports studies in tumor microenvironment, metastasis, and cancer genetics with high engraftment fidelity.
- Risk-Adjusted Advancement: Enables more reliable go/no-go decisions based on reproducible bone lesion development and lung metastasis incidence.
Pipeline & Workflow Integration
The solid tumor graft implantation method fits within the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical efficacy testing, particularly for bone-modifying agents and metastasis inhibitors.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing of tumor-bone interactions and stromal contributions to disease progression.
- Screening: Provides a standardized platform for compound screening with measurable endpoints in bone destruction and repair.
- Analytics: Enables quantitative analysis of tumor growth, osteolysis, and metastatic spread using imaging and caliper-based limb measurements.
- Translational Research: Aligns with biomarker discovery efforts by allowing molecular and histologic analysis of engrafted grafts.
- Enterprise Reuse: Adaptable across cell lines, genetically modified models, and PDXs, supporting platform-wide reuse in bone oncology programs.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Enhances predictive confidence in bone metastasis models by minimizing artifacts from cell suspension injection.
- Operational Value: Improves reproducibility and reduces attrition due to pulmonary embolism and inconsistent engraftment.
- Strategic Value: Increases capital efficiency by reducing failed preclinical studies due to model inadequacy.
- Portfolio Impact: Supports risk-adjusted prioritization of bone-targeted therapies through more reliable preclinical data.
Implementation Considerations
- Requires expertise in sterile surgical techniques and mouse handling for tibial implantation.
- Necessitates instrumentation including scalpels, forceps, syringes, and imaging systems for longitudinal monitoring.
- Demands standardization across teams for tumor fragment preparation, implantation depth, and postoperative care.
- Involves adaptation considerations when using different tumor types, PDXs, or organoid-based grafts.
- Includes practical limitations such as the need for aseptic technique and monitoring for postoperative complications.
