Name: Ciągły elektroencefalogram wideo podczas niedotlenienia-niedokrwienia u nowonarodzonych myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Poznaj metodę ciągłego wideo EEG w badaniu napadów padaczkowych u noworodków myszy podczas niedotlenienia-niedokrwienia. Technika ta pozwala korelować aktywność elektrograficzną z zachowaniem zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Uznajemy następujące źródła finansowania: NIH NINDS - K08NS101122 (JB), R01NS040337 (JK), R01NS044370 (JK), University of Virginia School of Medicine (JB).

Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Wirginii.
1. Budynek elektrody/budowa
<ol>
	<li>Użyj drutu ze stali nierdzewnej w izolacji unipolarnej (0.005" bez średnicy, 0.008" powlekany), aby wykonać elektrodę, która jest połączona z żeńskim złączem gniazdowym (żeńskie złącze gniazdowe 0.079).</li>
	<li>Użyj specjalnego, specjalnie wykonanego, aby podłączyć zwierzęta do amplifier.
	<ol>
		<li>Podłącz męskie 4-pinowe złącze (złącze męskie 0,079") do 4-kanałowego wzmacniacza operacyjnego (op-amp) dopasowanego do impedancji jedności. Podłącz rezystor 10K do przewodów łączących się z akumulatorem 9 V. Przewód uziemiający, który nie jest podłączony do wzmacniacza operacyjnego, działa jako punkt środkowy akumulatora.</li>
		<li>Podłącz jeden koniec (AWG, 0.012" OD) do wzmacniacza operacyjnego, a drugi koniec podłącz do amplifier.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Zabieg wszczepienia elektrody
<ol>
	<li>Znieczulij szczenię (9 dzień po porodzie) 4-5% izofluranem w kapturze z przepływem skierowanym w dół. Przed rozpoczęciem zabiegu należy wstrzyknąć szczeniętom bupiwakainę (0,02-0,05 ml, 0,25% miejscowego nacieku podskórnego).</li>
	<li>Gdy zwierzę jest unieruchomione, przenieś się do etapu stereotaktycznego ze stożkiem nosowym. Użyj odwrotnej strony nausznika, ponieważ jest miękka, aby stabilnie trzymać głowę. W tym wieku szczenięta nie mają w pełni rozwiniętego ucha, aby używać spiczastego końca paska usznego.</li>
	<li>Zmniejsz przepływ izofluranu i utrzymuj go na poziomie 2,5-3%. Miej oko na stały oddech szczeniaka przez cały zabieg chirurgiczny. Uszczypnij ogon, aby sprawdzić reakcję na ból, a następnie przystąp do nacięcia.</li>
	<li>Wysterylizuj obszar nacięcia na czaszce betadyną i alkoholem (3 cykle naprzemiennego jodu i 70% etanolu). Ułóż otaczającą część ciała tak, aby obszar nacięcia był widoczny.</li>
	<li>Otwórz skórę głowy przednio-tylną nieco powyżej oczu i cofnij około 0,5 cm skóry. Ustaw głowę myszy na stoliku stereotaktycznym tak, aby skóra wyciągnęła się na zewnątrz, odsłaniając czaszkę.</li>
	<li>Nałóż nadtlenek wodoru na czaszkę za pomocą bawełnianego wacika i zeskrob czaszkę do czysta za pomocą ostrza skalpela. Czaszka jest bardzo miękka; Zachowaj ostrożność podczas skrobania.</li>
	<li>Nałóż jedną kroplę (około 50 μl) kleju i rozprowadź go po odsłoniętej okolicy czaszki za pomocą aplikatora. Wystaw na działanie światła UV przez 40 sekund, aby utrwalić klej.</li>
	<li>Zmierz współrzędne, używając odsłoniętej bregmy jako odniesienia. Implant elektrod obustronnie w okolicy CA1 hipokampa [-3,5 mm grzbietowo-brzuszny (DV), ±2 mm przyśrodkowo-boczny (ML), -1,75 mm głębokości (D)] i obustronnie w korze ciemieniowej [-1,22 mm DV, ±0,5 mm ML, -1 mm D] oraz elektroda referencyjna w móżdżku17. Użyj igły 32 G, aby utworzyć otwór w zaznaczonym obszarze.</li>
	<li>Oczyść krew z powierzchni czaszki. Dolne elektrody przymocowane do żeńskiego łącznika gniazda do mózgu za pomocą ramienia stereotaktycznego i zamocowane za pomocą akrylu dentystycznego. Wszczepić elektrodę do mózgu. Zestaw słuchawkowy ze złączem gniazda znajduje się na szczycie czaszki sklejonej ze sobą akrylem dentystycznym.</li>
	<li>Wstrzyknąć ketoprofen (5 mg/kg) podskórnie w okolicę międzyłopatkową po zamocowaniu elektrody. Umieść szczenięta z powrotem z matką. 
	UWAGA: Przedstaw matce połowę miotu za pomocą zestawu słuchawkowego naraz, zamiast wprowadzać je pojedynczo. Zapobiegnie to uszkodzeniu zestawu słuchawkowego szczeniaka przez matkę.</li>
</ol>
3. Ustawienie i zapis EEG (wartość wyjściowa/przed urazem)
<ol>
	<li>Po 24 godzinach rekonwalescencji po wszczepieniu elektrody umieść każde zwierzę w podgrzewanej (37 °C) specjalnie wykonanej komorze z pleksiglasu do rejestracji EEG. Komora ta będzie również służyć jako komora do hipoksji.</li>
	<li>Podłącz szczenięta w komorze do systemu monitorowania wideo EEG za pomocą elastycznego (specjalnie wykonany wzmacniacza operacyjnego). 
	UWAGA: Po założeniu zestawu słuchawkowego myszy są swobodnie mobilne i nie wykazują żadnych różnic w zachowaniu. Po przymocowaniu do drutów elektrod, druty muszą być wyregulowane w pasie mocującym komory, aby zapewnić odpowiednią ilość luzu, aby szczenię mogło swobodnie poruszać się po komorze.</li>
	<li>Digitalizacja danych EEG przy 1000 Hz ze wzmocnieniem 1K za pomocą wzmacniacza trawiastego. Przejrzyj sygnał EEG (filtr pasmowo-przepustowy w zakresie 3-70 Hz) później za pomocą oprogramowania (np. LabChart Pro).</li>
	<li>Zapisz podstawowe EEG przed urazem przez 30 minut przed odłączeniem zwierząt do zabiegu podwiązania tętnicy szyjnej.</li>
</ol>
4. Podwiązanie lewej tętnicy szyjnej
<ol>
	<li>Znieczulij szczenię (10 dzień po porodzie) 4-5% izofluranem w kapturze z przepływem skierowanym w dół i umieść je na specjalnie przygotowanym zestawie na podkładce do kąpieli wodnej. Ułóż zwierzę na wznak i zabezpiecz przednie kończyny taśmą papierową.
	<ol>
		<li>Zmniejsz przepływ izofluranu do 2-3%. Uszczypnij ogon, aby uzyskać reakcję na ból i monitoruj oddech przez cały zabieg.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wysterylizuj miejsce nacięcia (między żuchwą a obojczykiem) po lewej stronie szyi betadyną i alkoholem (3 cykle naprzemiennego jodu i 70% etanolu).</li>
	<li>Wykonaj nacięcie o długości około 1 cm po lewej stronie szyi za pomocą mikronożyczek. Za pomocą mikroskopu preparacyjnego ostrożnie cofnij tkankę podskórną i skórę, aby odsłonić tętnicę szyjną. Zwróć uwagę, aby zidentyfikować nerw błędny (biegnący bocznie do tętnicy) i delikatnie oddzielić go i wycofać z tętnicy.</li>
	<li>Nawlecz sterylny jedwabny szew o długości 5 cm pod tętnicę za pomocą mikrokleszczyków. Zawiąż podwójnie zawiązany szew wokół tętnicy, aby zablokować przepływ.</li>
	<li>Przeciąć nadmiar szwu i zamknąć odsłoniętą tętnicę, odciągając tkankę podskórną i skórę. Użyj spoiwa weterynaryjnego, aby uszczelnić nacięcie.</li>
	<li>Umieść zwierzę z powrotem na ciągłym monitorowaniu EEG w komorze o temperaturze pokojowej, którą umieszcza się na rozgrzewającym materacu. Wykonuj punktowe kontrole temperatury rdzenia w podczerwieni dla szczeniąt, aby uniknąć otwarcia komory. Pozwól zwierzęciu dojść do siebie przez 1 godzinę przed hipoksją.</li>
</ol>
5. EEG i niedotlenienie
<ol>
	<li>Ciągłe monitorowanie FiO2 (frakcja wdychanego tlenu) w komorze za pomocą monitora tlenu.</li>
	<li>Przepłukać komorę 60 l/min 100% N2 i 0,415 l/min dla 100% O2 . Gdy nasycenie tlenem w komorze osiągnie 12%, zmniejsz przepływ N2 do 10 l/min, utrzymując przepływO2 na niezmienionym poziomie. Przy niewielkich regulacjach utrzymuj FiO2 na poziomie 8% przez 45 minut.</li>
	<li>Po 45 minutach ekspozycji na hipoksję przywróć FiO2 do 21%.</li>
	<li>Niech młode dojdą do siebie w komorze i monitorują EEG przez 2 godziny po niedotlenieniu.</li>
	<li>Po zakończeniu okresu rejestracji odłącz myszy od zapisu EEG i wróć do matki.</li>
</ol>
6. Analiza EEG
<ol>
	<li>Przeanalizuj plik EEG z wideo w LabChart Pro. Niech zaślepiony badacz zaznaczy EEG pod kątem napadów i wzorców tła17. Napady są definiowane jako zdarzenie elektrograficzne trwające dłużej niż 10 sekund z rytmicznymi wyładowaniami falowymi o wysokiej częstotliwości (≥3x linia bazowa) z wyraźną ewolucją17.</li>
	<li>Niech drugi zaślepiony badacz przejrzy losowo zaznaczone wydarzenia w celu uzyskania zgody.</li>
	<li>Przejrzyj powiązane wideo dla każdego oznaczonego zdarzenia elektrograficznego i przeanalizuj je zgodnie z wynikiem napadów behawioralnych u noworodków gryzoni16. Krótko mówiąc, wynik ten waha się od 0 do 6 (unieruchomienie do ciężkiego zachowania toniczno-klonicznego). Aby dokładniej scharakteryzować semiologię napadów, przeanalizuj zachowanie pod kątem lateralizacji (ruchy wieloogniskowe/obustronne vs. ogniskowe/jednostronne vs. mieszane).</li>
	<li>Utwórz spektrogram mocy. Użyj szybkiej transformaty Fouriera z oknem danych cosinus-bell o rozmiarze 1024 punktów danych. Stwórz gładką oś x w spektrogramie za pomocą nakładania się okien wynoszącego 87,5%. Wyraź moc jako μV218.</li>
</ol>

<ol><li>Vasudevan, C., Levene, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+and+aetiology+of+neonatal+seizures%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Fetal+%26+Neonatal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Epidemiology and aetiology of neonatal seizures.</a> Seminars in Fetal & Neonatal Medicine. , (2013).</li>
<li>Volpe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+Seizures%5BTitle%5D)+AND+%22Volpe%27s+Neurology+of+the+Newborn%22%5BJournal%5D)">Neonatal Seizures.</a> Volpe's Neurology of the Newborn. , Elsevier. 275-321 (2018).</li>
<li>Shankaran, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Network+EKSNNR.+Childhood+outcomes+after+hypothermia+for+neonatal+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Network EKSNNR. Childhood outcomes after hypothermia for neonatal encephalopathy.</a> New England Journal of Medicine. 366 (22), 2085-2092 (2012).</li>
<li>Pappas, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cognitive+outcomes+after+neonatal+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatrics%22%5BJournal%5D)">Cognitive outcomes after neonatal encephalopathy.</a> Pediatrics. 135 (3), 624-634 (2015).</li>
<li>van Schie, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+motor+and+behavioral+outcome+after+perinatal+hypoxic-ischemic+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Paediatric+Neurology%22%5BJournal%5D)">Long-term motor and behavioral outcome after perinatal hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> European Journal of Paediatric Neurology. 19 (3), 354-359 (2015).</li>
<li>Rensing, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longitudinal+analysis+of+developmental+changes+in+electroencephalography+patterns+and+sleep-wake+states+of+the+neonatal+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Longitudinal analysis of developmental changes in electroencephalography patterns and sleep-wake states of the neonatal mouse.</a> PLoS One. 13 (11), 1-17 (2018).</li>
<li>Rice, J. E., Vannucci, R. C., Brierley, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+immaturity+on+hypoxic-ischemic+brain+damage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">The influence of immaturity on hypoxic-ischemic brain damage in the rat.</a> Annals of Neurology. 9 (2), 131-141 (1981).</li>
<li>Burnsed, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia-ischemia+and+therapeutic+hypothermia+in+the+neonatal+mouse+brain--a+longitudinal+study%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Hypoxia-ischemia and therapeutic hypothermia in the neonatal mouse brain--a longitudinal study.</a> PLoS One. 10 (3), 0118889(2015).</li>
<li>Semple, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+development+in+rodents+and+humans%3A+Identifying+benchmarks+of+maturation+and+vulnerability+to+injury+across+species%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species.</a> Progress in Neurobiology. , 1-16 (2013).</li>
<li>Comi, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gabapentin+neuroprotection+and+seizure+suppression+in+immature+mouse+brain+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Research%22%5BJournal%5D)">Gabapentin neuroprotection and seizure suppression in immature mouse brain ischemia.</a> Pediatric Research. 64 (1), 81-85 (2008).</li>
<li>Comi, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+stroke+and+ischemic+seizures+in+the+immature+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Neurology%22%5BJournal%5D)">A new model of stroke and ischemic seizures in the immature mouse.</a> Pediatric Neurology. 31 (4), 254-257 (2004).</li>
<li>Kadam, S. D., White, A. M., Staley, K. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+Electroencephalographic+Monitoring+with+Radio-Telemetry+in+a+Rat+Model+of+Perinatal+Hypoxia-Ischemia+Reveals+Progressive+Post-Stroke+Epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Continuous Electroencephalographic Monitoring with Radio-Telemetry in a Rat Model of Perinatal Hypoxia-Ischemia Reveals Progressive Post-Stroke Epilepsy.</a> Journal of Neuroscience. 30 (1), 404-415 (2010).</li>
<li>Burnsed, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+Circuit+Activity+during+Neonatal+Hypoxic+-+Ischemic+Seizures+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Neuronal Circuit Activity during Neonatal Hypoxic - Ischemic Seizures in Mice.</a> Annals of Neurology. 86, 927-938 (2019).</li>
<li>Sampath, D., White, A. M., Raol, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+neonatal+seizures+in+an+animal+model+of+hypoxic-ischemic+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Characterization of neonatal seizures in an animal model of hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> Epilepsia. 55 (7), 985-993 (2014).</li>
<li>Sampath, D., Valdez, R., White, A. M., Raol, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anticonvulsant+effect+of+flupirtine+in+an+animal+model+of+neonatal+hypoxic-ischemic+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">Anticonvulsant effect of flupirtine in an animal model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> Neuropharmacology. 123, 126-135 (2017).</li>
<li>Kang, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((and+sex-dependent+susceptibility+to+phenobarbital-resistant+neonatal+seizures%3A+role+of+chloride+co-transporters%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cellular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">and sex-dependent susceptibility to phenobarbital-resistant neonatal seizures: role of chloride co-transporters.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 1-16 (2015).</li>
<li>Zanelli, S., Goodkin, H. P., Kowalski, S., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+transient+acute+hypoxia+on+the+developing+mouse+EEG%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiology+of+Disease%22%5BJournal%5D)">Impact of transient acute hypoxia on the developing mouse EEG.</a> Neurobiology of Disease. 68, 37-46 (2014).</li>
<li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EEG+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">EEG and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2017).</li>
<li>Wu, D., Martin, L. J., Northington, F. J., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillating+gradient+diffusion+MRI+reveals+unique+microstructural+information+in+normal+and+hypoxia-ischemia+injured+mouse+brains%5BTitle%5D)+AND+%22Magnetic+Resonance+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Oscillating gradient diffusion MRI reveals unique microstructural information in normal and hypoxia-ischemia injured mouse brains.</a> Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1366-1374 (2014).</li>
</ol>

Przedstawiono model ciągłego monitorowania wideo-EEG u noworodków myszy podczas napadów niedotlenieniowo-niedokrwiennych. Analiza wideo w połączeniu z EEG pozwala na scharakteryzowanie semiologii napadów. Analiza EEG pozwala na ekstrakcję spektrogramów mocy i analizę amplitudy tła.
Prawidłowe i staranne umieszczenie elektrod ma kluczowe znaczenie w tym protokole, ponieważ obrażenia podczas umieszczania elektrod lub niedokładne umieszczenie elektrod może znacząco wpłynąć na wyniki. Ocena normal...

Encefalopatia niedotlenieniowo-niedokrwienna (HIE) to stan, który dotyka 1,5 na 1000 noworodków rocznie i jest najczęstszą przyczyną napadów u noworodków1,2. Niemowlęta, które przeżyją, są narażone na różne niepełnosprawności neurologiczne, takie jak porażenie mózgowe, niepełnosprawność intelektualna i padaczka3,4,5.
Modele zwierzęce odgrywają kluczową rolę w zrozumieniu i badaniu patofizjologii niedotlenienia, niedokrwienia i napadów u noworodków6,7. Zmodyfikowany model Vannucciego służy do wywoływania niedokrwienia niedotlenienia (HI) w 10. dniu po urodzeniu (p10)7,8. Mysie szczenięta w tym wieku tłumaczą neurologicznie z grubsza na pełny termin ludzki neonat9.
Ciągłe monitorowanie elektroencefalografii (EEG) używane w połączeniu z tym modelem urazów pozwala na dalsze zrozumienie i scharakteryzowanie napadów niedotlenieniowo-niedokrwiennych u noworodków. W poprzednich badaniach stosowano różne metody analizy napadów padaczkowych u noworodków u gryzoni, w tym nagrania wideo, ograniczone zapisy EEG i telemetryczne zapisy EEG10,11,12,13,14,15,16. W poniższym manuskrypcie szczegółowo omawiamy proces nagrywania ciągłego wideo EEG u młodych myszy podczas niedotlenienia-niedokrwienia. Ta technika ciągłego monitorowania wideo EEG u nowonarodzonych młodych myszy może być stosowana do różnych modeli chorób i napadów.

<table><tbody><tr><td>SURGERY</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ball Point Applicator</td><td>Metrex Research</td><td>8300-F</td><td>i-bond</td></tr><tr><td>Cranioplast (proszek/żywica)</td><td>Coltene</td><td>H00383</td><td>Perm Reline/Power</td></tr><tr><td>I-Bond Kulzer</td><td>GmbH, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LOOK Jedwabny szew</td><td>Specjalizacje chirurgiczne Corporation</td><td>SP115</td><td>LOOK SP115 pleciony jedwab Niewchłanialny szew chirurgiczny</td></tr><tr><td>RS-5168 Kleszcze Botvin</td><td>Instrument chirurgiczny Roboz</td><td>RS5168</td><td>Kleszcz do chirurgii / podwiązania</td></tr><tr><td>RS-5138 Kleszcze Graefe</td><td>Roboz Instrument chirurgiczny</td><td>RS5138</td><td>Kleszcz do chirurgii / podwiązania</td></tr><tr><td>Światło UV do I-Bond</td><td>Blast Lite firmy First Media</td><td>BL778</td><td>Światło UV do</td></tr><tr><td>nożyczek do mikrosekcji I-bond Vannas</td><td>Roboz Instrument chirurgiczny</td><td>RS5618</td><td>Nożyczki do podwiązania</td></tr><tr><td>Vet Bond</td><td>3M Vetbond</td><td>1469SB</td><td>Vet Glue</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>HYPOXIA</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hypoxidial</td><td>Starr Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Czujnik tlenu</td> Produkty <td>medyczne</td><td></td><td>MiniOxI- analizator/czujnik tlenu do wiertnicy do hipoksji</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EEG RECORDING</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>żeńskie złącze gniazdowe 0,079"</td><td>Mill-Max Manufacturing Corp</td><td>832-10-024-10-001000</td><td>Zamówione w Digikey</td></tr><tr><td>Grass Amplifier</td><td>Natus Neurology Incorporated</td><td></td><td>Grass Product</td></tr><tr><td>LabChart Pro</td><td>ADI Instruments Oprogramowanie</td><td></td><td> do uruchomienia systemu</td></tr><tr><td>Złącze gniazda męskiego 0,079"</td><td>Mill-Max Manufacturing Corp</td><td>833-43-024-20-001000</td><td>Zamówione w Digikey</td></tr><tr><td>Operational Amplifier</td><td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td><td>TLC2274CD</td><td>TLC2274 Quad Wzmacniacz operacyjny Rail-to-Rail o niskim poziomie szumów</td></tr><tr><td>Wzmacniacz operacyjny</td><td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td><td>TLC2272ACDR</td><td>TLC2274 Quad Rail-to-Rail o niskim poziomie hałasu Wzmacniacz operacyjny</td></tr><tr><td>Drut ze stali nierdzewnej</td><td>AM Systems</td><td>791400</td><td>0,005 "goły/0,008" powlekany ultraelastyczny drut o długości 100 stóp</td></tr><tr><td></td><td>McMaster-Carr</td><td>9564T1</td><td>36 Drut z gazy w różnych kolorach</td></tr></tbody></table>

ciągły elektroencefalogram wideo podczas niedotlenienia-niedokrwienia u nowonarodzonych myszy

Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

Niedokrwienie niedotlenienia jest najczęstszą przyczyną napadów u noworodków. Modele zwierzęce mają kluczowe znaczenie dla zrozumienia mechanizmów i fizjologii leżących u podstaw napadów padaczkowych u noworodków i niedokrwienia niedotlenienia. W tym manuskrypcie opisano metodę ciągłego monitorowania elektroencefalogramu wideo (EEG) u nowonarodzonych myszy w celu wykrywania napadów i analizy tła EEG podczas niedotlenienia niedokrwienia. Wykorzystanie wideo i EEG w połączeniu pozwala na opisanie semiologii napadów i potwierdzenie napadów. Metoda ta umożliwia również analizę spektrogramów mocy i trendów wzorców tła EEG w okresie eksperymentalnym. W tym modelu niedotlenienia niedokrwiennego metoda umożliwia zapis EEG przed urazem w celu uzyskania normatywnego punktu odniesienia oraz podczas urazu i rekonwalescencji. Całkowity czas monitorowania jest ograniczony przez brak możliwości oddzielenia młodych od matki na dłużej niż cztery godziny. Chociaż w tym manuskrypcie użyliśmy modelu napadów niedotlenieniowo-niedokrwiennych, ta metoda monitorowania wideo EEG noworodków może być stosowana do różnych modeli chorób i napadów u gryzoni.

Semiologia napadów drgawkowych
Ekspozycja na niedotlenienie i niedokrwienie w okresie noworodkowym prowadzi do napadów uogólnionych i ogniskowych u myszy (Rysunek 1A-C). Nagrania wideo EEG pozwalają na korelację wyników elektrograficznych z zachowaniem widocznym na filmie. Zachowania te oceniano przy użyciu wcześniej opublikowanej skali oceny napadów behawioralnych (BSS) dla noworodków gryzoni16. Oprócz skali BSS, ...

Ten manuskrypt opisuje metodę ciągłych zapisów wideo EEG przy użyciu wielu elektrod głębokościowych u noworodków myszy poddawanych niedotlenieniu-niedokrwieniu.

Ciągły elektroencefalogram wideo podczas niedotlenienia-niedokrwienia u nowonarodzonych myszy

Hypoxia ischemia is the most common cause of neonatal seizures. Animal models are crucial for understanding the mechanisms and physiology underlying ...

Encefalopatia niedotlenieniowo-niedokrwienna jest najczęstszą przyczyną napadów padaczkowych u noworodków. Ten mysi model napadów niedotlenieniowo-niedokrwiennych i ciągła elektroencefalografia wideo lub EEG mogą pomóc w lepszym zrozumieniu i scharakteryzowaniu napadów u noworodków. Technika ta ułatwia pozyskiwanie wysokiej jakości nagrań wideo elektroencefalografii w modelu urazu noworodka i może pomóc w przyszłych badaniach nad mechanizmami napadów u noworodków, wynikami i testami terapeutycznymi.Procedurę zademonstruje Pravin Wagley. Laborant z mojego laboratorium. Do zabiegu wszczepienia elektrody.Po potwierdzeniu braku reakcji na odruch bólowy u znieczulonej myszy po urodzeniu w dziewiątym dniu, umieść mysz w stadium stereotaktycznym ze stożkiem nosowym i użyj odwrotnej strony paska słuchowego, aby utrzymać głowę stabilnie. Wysterylizuj obszar nacięcia na czaszce za pomocą trzech naprzemiennych peelingów z betainą i 70% etanolem i użyj zasłony z fenestracją, aby przykryć mysz, zachowując widoczny obszar nacięcia. Otwórz skórę głowy z przodu z tyłu od nieco powyżej oczu i cofnij około pół centymetra skóry.Ustaw głowę na etapie stereotaktycznym tak, aby skóra wyciągnęła się na zewnątrz, aby odsłonić czaszkę, i użyj bawełnianego wacika, aby nałożyć nadtlenek wodoru. Użyj ostrza skalpela, aby ostrożnie zeskrobać czaszkę do czysta. I nałóż około 50 mikrolitrów kropli kleju na kość.Za pomocą aplikatora rozprowadź klej na czaszce i umieść klej w świetle ultrafioletowym na 40 sekund. Po związaniu kleju zmierz współrzędne, używając odsłoniętej bregmy jako odniesienia. I użyj igły o rozmiarze 32, aby utworzyć otwory elektrod obustronnie w obszarze CA1 hipokampa, obustronnie w korze ciemieniowej i móżdżku.Oczyść krew z powierzchni czaszki i użyj ramienia stereotaktycznego, aby opuścić elektrody przymocowane do żeńskiego łącznika gniazda do mózgu. Wszczep każdą elektrodę do mózgu i zamocuj elektrody za pomocą akrylu dentystycznego. Przyklej zestaw słuchawkowy do czaszki za pomocą dodatkowego akrylu dentystycznego.Podskórnie wstrzyknąć pięć miligramów na kilogram ketoprofenu każdemu szczeniakowi. Gdy wszystkie elektrody zostaną zabezpieczone w co najmniej połowie miotu, zwróć młode do matki. 24 godziny po implantacji elektrody umieść każde zwierzę w specjalnie wykonanej komorze z pleksiglasu o temperaturze 37 stopni Celsjusza do rejestracji EEG i użyj elastycznego, specjalnie wykonanego wzmacniacza operacyjnego, aby podłączyć szczenięta do systemu monitorowania wideo EEG.Użyj wielokanałowego wzmacniacza różnicowego, aby zdigitalizować dane EEG z częstotliwością 1000 Hz z przyrostem jednego kilograma i przejrzeć sygnał EEG w odpowiednim oprogramowaniu do analizy. Następnie rejestruj podstawowe EEG przed urazem przez 30 minut, zanim odłączysz zwierzęta do procedury sądowej dotyczącej tętnicy szyjnej. Po zarejestrowaniu wyjściowych danych EEG wysterylizuj skórę między żuchwą a obojczykiem po lewej stronie szyi betainą i etanolem, jak pokazano.I wykonaj około jednocentymetrowe nacięcie po lewej stronie szyi. Umieść szczenię pod mikroskopem preparacyjnym i ostrożnie cofnij tkankę podskórną i skórę, aby odsłonić tętnicę szyjną. Umieść pięciocentymetrowy kawałek sterylnego jedwabnego szwu pod tętnicą.Zidentyfikuj nerw błędny i delikatnie oddziel i wycofaj nerw z tętnicy. Manewruj szwem tak, aby znajdował się tylko pod tętnicą. Po zidentyfikowaniu nerwu błędnego delikatnie oddziel i wycofaj nerw z tętnicy i za pomocą mikrokleszczyków przeciągnij pod tętnicą pięciocentymetrowy kawałek sterylnego jedwabnego szwu.Zawiąż podwójnie zawiązany szew wokół tętnicy, aby zatkać przepływ i odciąć nadmiar szwu. Wymień tkankę podskórną i skórę nad odsłoniętą tętnicą i użyj Vetbond do uszczelnienia nacięcia. Następnie umieść zwierzę z powrotem w ciągłym monitorowaniu EEG w komorze o temperaturze pokojowej umieszczonej na ocieplającym materacu i wykonaj punktowe pomiary temperatury w podczerwieni temperatury rdzenia szczeniaka, aby uniknąć otwarcia komory.Po pozostawieniu szczeniąt na regenerację przez godzinę z ciągłym monitorowaniem wdychanej frakcji tlenu, przepłucz komorę 60 litrami na minutę 100% azotu i 0,415 litra na minutę 100% tlenu. Gdy nasycenie tlenem w komorze osiągnie 12%, zmniejsz przepływ azotu do 10 litrów na minutę, utrzymując przepływ tlenu na niezmienionym poziomie. Dokonując niewielkich korekt w razie potrzeby, utrzymuj frakcję wdychanego tlenu na poziomie 8% przez 45 minut.Po 45 minutach ekspozycji na hipoksję przywróć frakcję wdychanego tlenu do 21% i pozwól szczeniętom dojść do siebie w komorze z monitorowaniem EEG przez dwie godziny. Pod koniec okresu rejestracji odłącz myszy od systemu EEG i zwróć młode matce. Nagrania wideo EEG pozwalają na skorelowanie wyników elektrograficznych z zachowaniem na wideo.Większość zdarzeń obserwowanych w tym modelu dotyczy zachowań ogniskowych, jednostronnych lub mieszanych. W okresie niedotlenienia podgrupa myszy zazwyczaj wykazuje niekompulsywną aktywność napadową, podczas której młode są nieruchome z utrzymującą się aktywnością napadową w EEG. W tej analizie wyjściowa aktywność była podobna do wcześniej opisanego tła u młodych myszy P 10.Po postępowaniu sądowym i przed rozpoczęciem niedotlenienia podgrupa myszy wykazywała napady konwulsyjne. Po indukcji niedotlenienia amplituda tła w EEG uległa zmniejszeniu. Wykazano również sporadyczne wybuchy wyładowań fal kolców, po których następowało tłumienie.Myszy wykazywały napady elektrograficzne, które wyłaniają się z tłumionego tła jako rytmiczne wyładowania fal kolców, które postępowały, stając się bardziej złożone i częstsze wraz z falami kolców polys. Podczas hipoksji analiza spektrogramu mocy zwraca uwagę na asymetrie między półkulą niedokrwienną i przeciwległą. Półkula niedokrwienna wykazuje wzorzec tłumienia impulsów, a półkula przeciwległa wykazuje stłumione tło.Podczas ponownego natleniania i rekonwalescencji podgrupa myszy nadal ma napady przez pozostałą część okresu rejestracji. Tło EEG jest stłumione w porównaniu z wartością wyjściową po niedotlenieniu, ze stopniową regeneracją obserwowaną w okresie rejestracji po niedotlenieniu. Podczas pracy z nowonarodzonymi młodymi precyzja jest kluczowa.Ponadto należy zwrócić szczególną uwagę na umieszczenie szczeniąt z powrotem z matką w grupach po zabiegach chirurgicznych. Wideoelektroencefalografia może być stosowana u noworodków w połączeniu z histopatologią, obrazowaniem i zachowaniem w celu zbadania wpływu napadów noworodkowych na operację urazu i wyniki behawioralne.

continuous-video-electroencephalogram-during-hypoxia-ischemia

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Postnatalny model niedotlenienia i niedokrwienia mózgu u szczura jest uznanym modelem ludzkiej noworodkowej encefalopatii niedotlenieniowo-niedokrwiennej (HIE). W niniejszym artykule opisujemy model HIE u postnatalnych szczurząt.

Model niedotlenienia i niedokrwienia mózgu w perinatalnym niedokrwieniu

Modele dużych zwierząt mają wysoką wartość translacyjną w badaniu fizjologii i farmakologii niedotlenienia okołoporodowego. Wykorzystując noworodki prosiąt, opracowaliśmy eksperymentalny protokół symulacji niedotlenienia okołoporodowego, który umożliwia badanie hemodynamicznych parametrów systemowych i regionalnych, transportu tlenu wraz z szlakami biochemicznymi i patologicznymi oraz ich korelacji.

Model niedotlenienia okołoporodowego u świń

Film demonstruje procedurę tworzenia modelu myszy do badania niedotlenionego i niedokrwiennego uszkodzenia mózgu u noworodków. Przedstawia kroki chirurgicznego wywoływania niedokrwienia i poddawania zwierzęcia hipoksji w celu pogłębienia uszkodzenia mózgu. Na koniec pokazano, w jaki sposób można ocenić powstałe uszkodzenia mózgu, upewniając się, że model mysi jest przygotowany do dalszych badań naukowych.

Ustalenie mysiego modelu niedotlenionego i niedokrwiennego uszkodzenia mózgu u noworodków

Źródło: Ouyang, Y., i wsp. Jednoczesne obrazowanie PET/MRI podczas niedotlenienia mózgu myszy. J. Vis. Exp. (2015)Ten film przedstawia technikę oceny uszkodzenia niedotlenienia mózgu za pomocą jednoczesnej pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) i rezonansu magnetycznego (MRI). Znieczulona mysz przechodzi podwiązanie wspólnej tętnicy szyjnej (CCA), zmniejszając przepływ krwi do jednej półkuli mózgu i predysponując ją do uszkodzenia wywołanego niedotlenieniem. Obrazowanie PET i MRI ocenia...

Obrazowanie uszkodzenia mózgu wywołanego niedotlenieniem-niedokrwieniem mózgu w modelu mysim

encefalopatia niedotlenieniowo-niedokrwienna po uduszeniu okołoporodowym może być badana na modelach zwierzęcych. Przedstawiono procedury niezbędne do ustalenia modelu encefalopatii niedotlenieniowo-niedokrwiennej noworodków u prosiąt.

Model prosięcia encefalopatii niedotlenieniowo-niedokrwiennej noworodków

Tutaj demonstrujemy użycie bezprzewodowej technologii umożliwiającej elektroencefalogram (EEG) w modelach chorób ludzkich noworodków gryzoni. Dzięki telemetrii nie ma obciążających połączeń, co pozwala na naturalne zachowania.

Długotrwałe, ciągłe monitorowanie EEG w modelach chorób człowieka u małych gryzoni przy użyciu systemu nadajników bezprzewodowych Epoch

Przeprowadziliśmy jednostronne zamknięcie tętnicy szyjnej w 7-10 dniu po urodzeniu mysich szczeniąt CD-1, aby stworzyć model niedotlenienia niedotlenienia (HI) noworodka i zbadaliśmy skutki uszkodzenia mózgu HI. Badaliśmy funkcje neurobehawioralne u tych myszy w porównaniu z normalnymi myszami, które nie były operowane.

Oceny neurobehawioralne w mysim modelu niedotlenionego i niedokrwiennego uszkodzenia mózgu u noworodków

Tutaj prezentujemy protokół do rejestrowania sygnałów biologicznych mózgu i serca u myszy za pomocą jednoczesnego wideo, elektroencefalografii (EEG) i elektrokardiografii (EKG). Opisano również metody analizy wynikowych zapisów EEG-EKG pod kątem napadów, mocy spektralnej EEG, funkcji serca i zmienności rytmu serca.

Jednoczesne monitorowanie wideo-EEG-EKG w celu identyfikacji dysfunkcji neurosercowej w mysich modelach padaczki

Tutaj prezentujemy protokół nieinwazyjnej elektrokardiografii (EKG), zoptymalizowany dla myszy po urodzeniu, który nie wymaga stosowania środków znieczulających.

Nieinwazyjna elektrokardiografia u myszy okołoporodowej

Obecny protokół opisuje echokardiograficzną ocenę morfologii, funkcji i przepływu krwi w naczyniach wieńcowych lewej komory serca u 7-dniowych noworodków myszy.

Echokardiograficzna charakterystyka struktury, funkcji i przepływu wieńcowego lewej komory u nowonarodzonych myszy

Poznaj metodę ciągłego wideo EEG w badaniu napadów padaczkowych u noworodków myszy podczas niedotlenienia-niedokrwienia. Technika ta pozwala korelować aktywność elektrograficzną z zachowaniem zwierząt.

Ciągły elektroencefalogram wideo podczas niedotlenienia-niedokrwienia u nowonarodzonych myszy

Przeglądaj więcej filmów