Name: Zogniskowane ultradźwięki indukowane otwieraniem bariery krew-mózg w celu celowania w struktury mózgu i oceny neuromodulacji chemogenetycznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-12-22T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 37 s
Description: Poznaj metodę otwierania bariery krew-mózg za pomocą skupionych ultradźwięków u myszy w celu dostarczania genów i oceny neuromodulacji chemogenetycznej. Technika ta umożliwia precyzyjne targetowanie struktur mózgu bez inwazyjnej chirurgii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez Brain and Behavior Foundation, NARSAD Young Investigator Award. Kilka elementów drukowanych w 3D zostało pierwotnie zaprojektowanych przez Fabiena Rabusseau (Image Guided Therapy, Francja). Autor dziękuje Johnowi Heathowi (Caltech) i Margaret Swift (Caltech) za pomoc techniczną w przygotowaniu manuskryptu.

Brak konfliktu interesów.

ATAC wymaga pomyślnego wdrożenia kilku technik skutecznej neuromodulacji określonych obwodów neuronalnych, w tym dokładnego celowania pod kontrolą MRI, FUS-BBBO i histologicznej oceny ekspresji genów. Komponenty do druku 3D zostały opracowane, aby uprościć celowanie w małe struktury mózgu za pomocą FUS-BBBO sterowanego obrazowaniem.
Wykonywanie zogniskowanych ultradźwięków pod kontrolą rezonansu magnetycznego (MRIgFUS) wiąże się z szeregiem wyzwań. Po pierwsze, typowa cewka MRI ma ograniczoną przestrzeń, która jest zaprojektowana tak, aby pomieścić tylko próbkę, a nie sprzęt ultrasonograficzny. Większe otwory rezonansu magnetycznego zwiększają koszt sprzętu i obniżają jakość obrazu, ponieważ sygnał jest powiązany ze współczynnikiem wypełnienia cewki32. W związku z tym każdy sprzęt FUS umieszczony na obrazie zwierzęcia w rezonansie magnetycznym pogorszy jakość obrazowania. Po drugie, projektowanie urządzeń kompatybilnych z rezonansem magnetycznym jest trudne i kosztowne. Materiały kompatybilne z MRI muszą być diamagnetyczne, mieć niską skłonność do tworzenia prądów wirowych podczas napromieniowania o częstotliwości radiowej i mieć niską podatność magnetyczną w silnych polach magnetycznych. W każdym materiale przewodzącym powstawanie prądów wirowych lub jego podatność magnetyczna również negatywnie wpłynie na jakość obrazowania. Wreszcie, dostępne materiały kompatybilne z MRI mają niższe moduły Younga i trwałość niż metale zwykle używane do produkcji precyzyjnych maszyn celowniczych, np. ramek stereotaktycznych. Silniki używane do regulacji położenia muszą być kompatybilne z rezonansem magnetycznym i umieszczone poza otworem rezonansu magnetycznego ze względu na ich rozmiar. Silniki te muszą być podłączone w pewnej odległości od przetwornika wewnątrz otworu MRI przy użyciu materiałów kompatybilnych z MRI. Problemy z wypaczaniem się tworzywa sztucznego, brak wystarczającej ilości miejsca w otworze, aby zaimplementować elementy o solidnych rozmiarach oraz niewystarczająca ilość miejsca na zmianę pozycji celowania w całym mózgu, wpłynęły na dokładność celowania w poprzednich pracach.
Aby rozwiązać te problemy, podjęto decyzję o wykonaniu obrazowania w rezonansie magnetycznym i podawaniu FUS-BBBO poza skanerem. Aby umożliwić prowadzenie MRI, myszy umieszczono w wydrukowanym w 3D ograniczniku, który miał widoczny dla MRI przewodnik celowania, który można było wykorzystać do zlokalizowania struktur mózgu myszy zarówno w MRI, jak iw przestrzeni współrzędnych stereopodatkowych. Ponieważ zarówno czaszka myszy, jak i prowadnica celownicza są mocno przymocowane do uchwytów paska na uszy (rysunek 1a,b), prowadnica celowania może być użyta do skorelowania współrzędnych przestrzennych w obrazie MRI i wyzerowania instrumentów stereotaktycznych. Ogranicznik nie ma ruchomych części i nie zawiera przetwornika, co pozwoliło nam uczynić go zarówno wytrzymałym, jak i wystarczająco małym, aby zmieścić się w rezonansie magnetycznym i usunąć zakłócenia sygnału z elektroniki przetwornika. Przestrzeń wewnątrz prowadnicy celowania została wydrążona, ponieważ wydrukowane w 3D wsparcie dla niektórych materiałów jest widoczne w rezonansie magnetycznym (rysunek 1c). Otwory w zespole zostały wprowadzone, aby umożliwić kalibrację stereotax (rysunek 3). Przetwornik ultradźwiękowy podłączono do uchwytu elektrody stereotax, a celowanie przeprowadzono zgodnie z opisem w sekcji 4 (ryc. 1d). Przetwornik powinien być podparty na całej swojej długości przez obudowę listew usznych, zapobiegając wszelkim odchyleniom od płaszczyzny poziomu. Celowanie w kierunku grzbietowo-brzusznym można osiągnąć za pomocą przesunięć fazowych w układzie pierścieniowym.
Praktyczna precyzja celowania zależy od ogniskowania ultradźwiękowego i tłumienia czaszki. Procedura FUS-BBBO została szczegółowo opisana dla szczurów11 i została wdrożona w szeregu innych organizmów modelowych 23,33,34 oraz u ludzi16,17. Zależność między wielkością ogniska ultradźwięków jest odwrotnie proporcjonalna do częstotliwości, gdzie wyższe częstotliwości mogą skutkować bardziej precyzyjnym dostarczaniem. Jednak tłumienie czaszki wzrasta wraz z częstotliwościami35, co może prowadzić do rozgrzania czaszki i uszkodzenia obszarów korowych. Dokładna strategia kierowania będzie zależeć od miejsca w mózgu. Miejsca, w których w tkance mózgowej mieści się połowa maksymalnego ciśnienia o pełnej szerokości, pozwalają na przewidywalne i bezpieczne otwarcie BBB w wielu strukturach mózgu, takich jak prążkowie, śródmózgowie i hipokamp. Regiony w pobliżu podstawy mózgu stanowią szczególne wyzwanie u myszy. Mózg myszy mierzy około 8-10 mm w kierunku grzbietowo-brzusznym, co jest porównywalne z połową maksymalnego rozmiaru na całej szerokości wielu dostępnych na rynku przetworników. W związku z tym celowanie w dno czaszki może prowadzić do odbicia ultradźwięków od kości i powietrza obecnego w kanałach słuchowych, jamie ustnej lub tchawicy, co może prowadzić do nieprzewidywalnych wzorców wysokiego i niskiego ciśnienia36. Niektóre z tych ciśnień mogą przekroczyć próg kawitacji bezwładnościowej, który, jak wykazano, powoduje krwawienie i uszkodzenie tkanek37. Aby celować w regiony, które znajdują się w pobliżu podstawy czaszki, może być lepsze użycie intersekcjonalnego ATAC7, gdzie genetyka intersekcjonalna38 jest stosowana w celu ograniczenia ekspresji genów do mniejszego obszaru niż ten, na który celuje się wiązką FUS. W opublikowanym przykładzie intersekcjonalnego ATAC, transgeniczne zwierzę wyrażające enzym edytujący geny (Cre38) w komórkach dopaminergicznych zostało poddane ultradźwiękom w podsekcji regionu zawierającego komórki dopaminergiczne. Wreszcie, obszary korowe mogą być celowane za pomocą FUS, ale może wystąpić dyfrakcja i odbicie ultradźwięków, co prowadzi do nierównych profili ciśnienia. Protokół ten nie obejmuje celowania w regiony kory mózgowej, ponieważ będzie to w dużym stopniu zależało od użytych gatunków; jednak zaobserwowano pewne celowanie w korę powyżej hipokampa7 (np. Ryc. 7), co wskazuje, że przynajmniej u myszy jest to możliwe.
Wybór aktywatora chemogenetycznego i dawkowanie będzie zależało od konkretnych potrzeb eksperymentalnych. W wielu badaniach, w tym w jednym z badań autorów7, nie wykazano istotnej odpowiedzi nieswoistej39,40, podczas gdy wyższe dawki (np. 10 mg/kg) mogą powodować działania niepożądane, przynajmniej w niektórych przypadkach41. Jednak, podobnie jak w przypadku wszystkich eksperymentów behawioralnych, odpowiednie kontrole31 są niezbędne ze względu na potencjalną nieukierunkowaną aktywność CNO i jego metabolitów42. Takie kontrole mogą obejmować podawanie CNO i kontroli soli fizjologicznej zwierzętom wykazującym ekspresję DREADD oraz podawanie CNO zwierzętom typu dzikiego lub, w niektórych szczególnych przypadkach, porównanie ipsi- i przeciwległych miejsc w mózgu, które odpowiednio wykazują i nie wykazują ekspresji receptorów chemogenetycznych. Dodatkowo, ostatnie badania ujawniły szereg nowych agonistów DREADD o ulepszonej swoistości 28,29,43. Inne receptory chemogenetyczne 5,25,44 mogą być również stosowane w połączeniu z procedurą ATAC.
Ocena histologiczna ekspresji genów jest konieczna post mortem dla każdego zwierzęcia. Niewielka część zwierząt wykazuje słabą ekspresję genów po FUS-BBBO7. Dodatkowo konieczne jest wykazanie dokładności przestrzennej i swoistości ekspresji genów, ponieważ możliwe jest błędne ukierunkowanie. Warto zauważyć, że niektóre AAV mogą wykazywać zdolność śledzenia wstecznego lub następczego45 i mogą powodować transfekcję daleko od miejsca, w którym znajdują się dane ultrasonograficzne, pomimo dokładnego celowania ultrasonograficznego. Jeśli wyrażony receptor chemogenetyczny jest połączony z fluoroforem lub ulega jego współekspresji, obrazowanie fluoroforu w skrawkach tkanki może być wystarczające do oceny lokalizacji i intensywności ekspresji. Jednak wiele białek fluorescencyjnych ulega uszkodzeniu w procesie utrwalania tkanek, a barwienie immunologiczne białka mCherry, które jest często stosowane z DREADDs, dało lepszy sygnał w poprzednich badaniach7. Wreszcie, ze względu na gęstość neuronów w niektórych częściach mózgu (np. ziarnista warstwa komórkowa w hipokampie), użycie fluoroforów zlokalizowanych jądrowo wyrażanych w IRES, w przeciwieństwie do fuzji, do przeprowadzenia liczenia komórek może być korzystne, ponieważ jądra można łatwo segmentować i przeciwbarwić za pomocą barwników jądrowych, takich jak DAPI lub TO-PRO-3. Aby ocenić neuromodulację przez barwienie c-Fos, konieczne jest wykonanie barwienia przeciwjądrowego i zliczenie jąder c-Fos dodatnich, a nie jakiegokolwiek sygnału fluorescencyjnego. W niektórych przypadkach szczątki komórkowe mogą wykazywać fluorescencję i zakłócać pomiary komórek dodatnich.
Ograniczenia w dostarczaniu leku i genów za pomocą FUS-BBBO obejmują niższą rozdzielczość niż w przypadku dostarczania za pomocą inwazyjnych wstrzyknięć wewnątrzczaszkowych oraz potrzebę większych ilości wstrzykiwanych leków lub wektorów wirusowych. Dodatkowo, podczas gdy bezpośrednie wstrzyknięcie do mózgu powoduje wyłączne dostarczenie do miejsca wstrzyknięcia, FUS-BBBO wykorzystuje drogę dożylną, co umożliwia dostarczenie do tkanek obwodowych. Ograniczenia stosowania chemogenetyki do neuromodulacji obejmują powolną skalę czasową, która może być nieadekwatna do niektórych protokołów behawioralnych, które wymagają szybkich zmian intensywności neuromodulacji.

Wykorzystanie technologii neuromodulacji specyficznych dla obwodów, takich jak optogenetyka1,2 i chemogenetics3,4,5, poszerzyło nasze zrozumienie stanów psychicznych jako zaburzeń obwodów neuronalnych. Obwody neuronalne są trudne do zbadania, a jeszcze trudniejsze do kontrolowania w leczeniu zaburzeń mózgu, ponieważ są zwykle definiowane przez określone typy komórek, regiony mózgu, molekularne szlaki sygnałowe i czas aktywacji. Idealnie nadaje się zarówno do zastosowań badawczych, jak i klinicznych, taka kontrola byłaby sprawowana nieinwazyjnie, ale osiągnięcie zarówno precyzyjnej, jak i nieinwazyjnej neuromodulacji jest wyzwaniem. Na przykład, podczas gdy leki neuroaktywne mogą docierać do mózgu nieinwazyjnie, brakuje im swoistości przestrzennej, działając w całym mózgu. Z drugiej strony, elektryczna stymulacja głębokiego mózgu może kontrolować określone obszary mózgu, ale ma trudności z kontrolowaniem określonych typów komórek i wymaga operacji oraz umieszczenia urządzenia6.
Akustycznie ukierunkowana chemogenetyka7 (ATAC) zapewnia neuromodulację ze specyficznością przestrzenną, komórkową i czasową. Łączy w sobie trzy techniki: skoncentrowane otwieranie bariery krew-mózg indukowane ultradźwiękami (FUS-BBBO) do celowania przestrzennego, wykorzystanie wektorów wirusowych związanych z adenowirusami (AAV) do nieinwazyjnego dostarczania genów pod kontrolą promotorów specyficznych dla typu komórki oraz zmodyfikowane receptory chemogenetyczne do selektywnego modulowania transfekowanych obwodów nerwowych poprzez podawanie leków. FUS to technologia zatwierdzona przez FDA, która wykorzystuje zdolność ultradźwięków do skupiania się głęboko w tkankach, w tym w ludzkim mózgu, z milimetrową precyzją przestrzenną. Przy dużej mocy FUS jest stosowany do nieinwazyjnej ablacji celowanej, w tym zatwierdzonego przez FDA leczenia drżenia samoistnego8. FUS-BBBO łączy ultradźwięki o niskiej intensywności z ogólnoustrojowo podawanymi mikropęcherzykami, które oscylują w naczyniach krwionośnych w ognisku ultradźwięków, powodując miejscowe, tymczasowe (6-24 h) i odwracalne otwarcie BBB9. To otwarcie pozwala na dostarczanie białek9,10, małych cząsteczek11 i wektorów wirusowych7,12,13,14 do mózgu bez znaczącego uszkodzenia tkanek u gryzoni10 i naczelnych innych niż ludzie15. Trwają badania kliniczne nad FUS-BBBO16,17, wskazując na możliwe zastosowania terapeutyczne tej techniki.
Dostarczanie genów wirusowych za pomocą AAV również szybko rozwija się w klinicznym zastosowaniu w zaburzeniach OUN, z ostatnimi zatwierdzeniami FDA i UE jako głównymi kamieniami milowymi. Wreszcie, receptory chemogenetyczne18, takie jak Designer Receptors Activated Exclusive by Designer Drugs (DREADDs), są szeroko stosowane przez neurobiologów do zapewnienia farmakologicznej kontroli nad pobudzeniem neuronów u zwierząt transgenicznych lub transfekowanych19,20. DREADD to receptory sprzężone z białkiem G (GPCR), które zostały genetycznie zmodyfikowane tak, aby reagować na syntetyczne cząsteczki chemogenetyczne, a nie endogenne ligandy, tak że ogólnoustrojowe podawanie tych ligandów zwiększa lub zmniejsza pobudliwość neuronów wykazujących ekspresję DREADD. Po połączeniu tych trzech technologii w ATAC można je wykorzystać do nieinwazyjnej modulacji wybranych obwodów neuronowych z precyzją przestrzenną, komórkową i czasową.
Tutaj rozszerzamy i aktualizujemy poprzednio opublikowany protokół dla FUS-BBBO11, włączając metodologię dokładnego celowania w regiony mózgu za pomocą FUS-BBBO u myszy przy użyciu prostego sprzętu do celowania wydrukowanego w 3D. Pokazujemy również zastosowanie FUS-BBBO do ATAC. Pokazujemy kroki niezbędne do dostarczenia AAV przenoszących receptory chemogenetyczne oraz ocenę ekspresji genów i neuromodulacji za pomocą histologii. Technika ta jest szczególnie przydatna do celowania w duże lub liczne regiony mózgu w celu ekspresji genów lub neuromodulacji. Na przykład duży obszar kory mózgowej może być łatwo transdukowany za pomocą FUS-BBBO i modulowany za pomocą chemogenetyki. Jednak dostarczenie genu za pomocą alternatywnej techniki, zastrzyków wewnątrzczaszkowych, wymagałoby dużej liczby inwazyjnych zastrzyków i kraniotomii. FUS-BBBO i jego zastosowanie, ATAC, mogą być skalowane do zwierząt o różnych rozmiarach, gdzie obszary mózgu są większe i trudniejsze do inwazyjnego celu.

<table><tbody><tr><td>Igły o rozmiarze 21 (BD)</td>Cewnik motylkowy <td>Fisher Scientific</td><td>14826C</td><td></td></tr> o <tr><td>rozmiarze 25 Igły</td> o rozmiarze <td>30 mm Harvard Bioscience</td><td>725966</td><td></td></tr> (<tr><td>BD)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14826F</td><td></td></tr><tr><td>Chłonna niebieska podkładka</td><td>Office Depot</td><td>902406</td><td></td></tr><tr><td>Przeciwciało anty-c-Fos</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>SC-253-G</td><td></td></tr><tr><td>Przeciwciało anty-mCherry</td><td>Thermofisher</td><td>PA534974</td><td></td></tr><tr><td>Bruker Biospec 70/30</td><td>Bruker</td><td>niestandardowy</td><td>zawiera cewki RF</td></tr><tr><td>Tlenek klozapiny</td><td>Tocris</td><td>4936</td><td></td></tr><tr><td>Specjalnie zaprojektowane uprzęże myszy drukowane w 3D i komponenty celujące w MRIgFUS</td><td>ImageGuidedTherapy, laboratorium Szablowski</td><td>do</td><td>pobrania na zamówienie z szablowskilab.org/downloads</td></tr><tr><td>Niestandardowy aparat do rezonansu magnetycznego</td><td>ImageGuidedTherapy</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Definity mikropęcherzyki</td><td>Lantheus</td><td>DE4</td><td></td></tr><tr><td>Odgazowany żel akwasoniczny/ultradźwiękowy</td><td>Fisher Scientific</td><td>5067714</td><td></td></tr><tr><td>Depilacja cr&egrave; me</td><td>Nair</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Ośmioelementowy przetwornik pierścieniowy</td><td>Imasonic Inc.</td><td>niestandardowe</td><td></td></tr><tr><td>podkładki etanolowe/waciki nasączone alkoholem (70%) (BD)</td><td>Office Depot</td><td>599893</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3149-25KU</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-1389</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-890-8598</td><td></td></tr><tr><td>Neutralna buforowana formalina (10%)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HT501128-4L</td><td></td></tr><tr><td>Hydrofon światłowodowy</td><td>Precision Acoustics Rurki</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE10</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC1513314</td><td></td></tr><tr><td>Pompa</td><td></td><td></td><td></td>perystaltyczna</tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>524650-1EA</td><td></td></tr><tr><td>Środek kontrastowy Prohance</td><td>Bracco</td><td>0270-1111-04</td><td></td></tr><tr><td>Saline</td><td>Fisher Naukowe</td><td>NC9054335</td><td></td></tr><tr><td>Przeciwciało wtórne, Osioł-anty koza</td><td>ThermoFisher</td><td>A-11055</td><td></td></tr><tr><td>Przeciwciało drugorzędowe, Osioł-anty królik</td><td>ThermoFisher</td><td>84546</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne (proste)</td><td>Fisher Scientific</td><td>17467480</td><td></td></tr><tr><td>ThermoGuide Oprogramowanie</td><td>ImageGuidedTherapy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Klej do tkanek (Gluture)</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9855218</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka tuberkulinowa (1 ml) (BD)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14823434</td><td></td></tr><tr><td>VeroClear materiał do druku 3D</td><td>Stratasys</td><td>RGD810</td><td></td></tr><tr><td>Vialmix Urządzenie do aktywacji mikropęcherzyków</td><td>Lantheus</td><td>VMIX</td><td></td></tr><tr><td>Wibracyjny mikrotom</td><td></td><td>Kompresja VF-300</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Zobacz materiał X1251-1G</td><td></td></tr></tbody></table>

zogniskowane ultradźwięki indukowane otwieraniem bariery krew-mózg w celu celowania w struktury mózgu i oceny neuromodulacji chemogenetycznej

Focused Ultrasound Induced Blood-Brain Barrier Opening for Targeting Brain Structures and Evaluating Chemogenetic Neuromodulation

Akustycznie ukierunkowana chemogenetyka (ATAC) pozwala na nieinwazyjną kontrolę określonych obwodów neuronalnych. ATAC osiąga taką kontrolę poprzez połączenie zogniskowanego ultradźwięków (FUS) indukowanego otwierania bariery krew-mózg (FUS-BBBO), dostarczania genów za pomocą wektorów wirusowych związanych z adenowirusem (AAV) oraz aktywacji sygnalizacji komórkowej za pomocą zmodyfikowanych, chemochemicznych receptorów białkowych i ich pokrewnych ligandów. Dzięki ATAC możliwa jest transdukcja zarówno dużych, jak i małych obszarów mózgu z milimetrową precyzją za pomocą jednej nieinwazyjnej aplikacji ultradźwiękowej. Ta transdukcja może później pozwolić na długotrwałą, nieinwazyjną, bezustrojową neuromodulację u swobodnie poruszających się zwierząt przy użyciu leku. Ponieważ FUS-BBBO, AAV i chemogenetyka były stosowane u wielu zwierząt, ATAC powinien być również skalowalny do stosowania u innych gatunków zwierząt. Niniejszy artykuł rozszerza wcześniej opublikowany protokół i nakreśla, jak zoptymalizować dostarczanie genów za pomocą FUS-BBBO do małych obszarów mózgu pod kontrolą MRI, ale bez potrzeby stosowania skomplikowanego urządzenia FUS kompatybilnego z MRI. Protokół opisuje również projekt komponentów do celowania i ograniczania myszy, które mogą być drukowane w 3D przez dowolne laboratorium i mogą być łatwo modyfikowane dla różnych gatunków lub niestandardowego sprzętu. Aby zwiększyć odtwarzalność, protokół szczegółowo opisuje, w jaki sposób mikropęcherzyki, AAV i nakłucie żyły zostały wykorzystane w rozwoju ATAC. Na koniec przedstawiono przykładowe dane, które mają pomóc we wstępnych badaniach z wykorzystaniem ATAC.

Pierwszym krokiem wykonywania protokołu ATAC jest skierowanie FUS-BBBO do pożądanych obszarów mózgu. Na przykład, zgodnie z opisanym protokołem, hipokamp został poddany działaniu FUS-BBBO, a następnie do myszy wstrzyknięto środek kontrastowy oraz AAV9 niosący DREADDs, po czym wykonano sekwencję szybkiej trójwymiarowej MRI (FLASH), uzyskując obrazy mózgu myszy. W obszarze hipokampu (Rycina 6) oraz w innych częściach mózgu (Rycina 7) zaobserwowano wzmocnienie sygnału T1. Po kilku tygodniach DREADDs były wyrażane w docelowym obszarze mózgu. Choć wiele DREADDs jest połączonych z fluorescencyjnym raporterem (np. mCherry), stwierdzono, że proces perfuzji i utrwalania za pomocą formaldehydu drastycznie zmniejsza fluorescencję tych białek. Immunohistochemiczne barwienie przeciwko mCherry lub DREADD umożliwiło bardziej wiarygodne wykrycie ekspresji (Rycina 8), co oparto na wcześniejszych doświadczeniach. W poprzednich eksperymentach u około 85% myszy zaobserwowano ekspresję po zastosowaniu FUS-BBBO7. Prostym testem wystarczającego poziomu ekspresji DREADDs jest sprawdzenie ich funkcjonalności na poziomie komórkowym. Można to zrobić, na przykład, poprzez podanie liganda chemicznego lub kontrolnego roztworu soli fizjologicznej, takiego jak CNO19, deschloroclozapina28 lub innych29, a następnie odczekanie 2 godziny przed perfuzją serca i utrwaleniem. Przekroje mózgu poddano następnie współimmunobarwieniu na białko c-Fos30, wskazujące na zwiększoną aktywność neuronów, oraz na DREADD. Eksperyment uznawano za udany, jeśli w miejscu mózgu, w którym wprowadzono DREADDs, stwierdzono istotnie większą liczbę jąder neuronowych dodatnich dla c-Fos w grupie, która otrzymała ligand chemiczny, w porównaniu z grupą, która otrzymała roztwór soli fizjologicznej7, lub w porównaniu z miejscem kontralateralnym, które nie było poddane działaniu FUS-BBBO. Warto zaznaczyć, że niektóre z tych ligandów mogą aktywować neurony nieswoiście, bez ekspresji DREADDs. Na przykład wykazano, że CNO ulega metabolizacji do niskich stężeń klozapiny u myszy, która przenika przez BBB i aktywuje DREADDs z dużą skutecznością27. Jednakże stwierdzono również, że może on wiązać się z nieswoimi miejscami. Jak w każdym eksperymencie, kluczowe jest uwzględnienie wszystkich odpowiednich kontroli w badaniach chemicznych31. Jedną z możliwych kontroli jest podanie liganda chemicznego myszom typu dzikiego, bez dodatkowych zabiegów, w celu wykluczenia efektów samego leku na pożądany test behawioralny lub histologiczny. Inną kontrolą może być uwzględnienie czterech grup: DREADD + ligand, DREADD + nośnik, EGFP + ligand, EGFP + nośnik, co pozwoli uwzględnić wszelkie potencjalne efekty zarówno dostarczenia genu za pomocą FUS-BBBO, jak i liganda chemicznego.
<img alt="Układ do obrazowania ultradźwiękowego i analiza; diagram przedstawia geometrię skanowania oraz wyniki danych dla badania tkanki." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61352/61352fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Figure 1"> 
Rysunek 1: Proces celowania w skupieniu FUS pod kontrolą MRI w modelu ATAC. (a) Umieszczenie myszy z użyciem uchwytów do uszu, maski nosowej i platformy, którą można umieścić wewnątrz skanera MRI. (b) Drukowany w 3D prowadnik (niebieski), widoczny w obrazowaniu MRI, przymocowany do końców ramy uchwytów do uszu, a następnie ustalony w pozycji za pomocą uchwytu powierzchniowej cewki MRI zawierającej cztery śruby zatrzaskowe (półprzezroczysty niebieski). (c) Wygląd drukowanego w 3D prowadnika na obrazie strzałkowym MRI (lewy panel), przy czym dolna krawędź wirtualnej reprezentacji przetwornika (żółty półokrąg) jest wyrównana z dolną krawędzią prowadnika. Prawy panel pokazuje wygląd drukowanego w 3D prowadnika na obrazie czołowym MRI. Jasny okrąg wykonany jest z materiału podporowego PolyJet, który wykazuje silny kontrast w MRI. Krzyż został wykonany z plastiku. Żółty okrąg oznacza położenie przetwornika, które zostało ustawione współśrodkowo z prowadnikiem wewnątrz ramy stereotaksyjnej. (d) Aby celować w struktury mózgu, wirtualny przetwornik przesuwano w kierunku z nad myszą, by dostosować go do grubości stożka / obudowy ultradźwięków. W tym przypadku, ze względu na grubość łaźni wodnej, przetwornik przesunięto o 8,2 mm powyżej prowadnika w celu dokładnego celowania. Struktury mózgu wybrano na podstawie danych obrazowania MRI, a następnie zapisano ich współrzędne MRI i wprowadzono do urządzenia stereotaksyjnego. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61352/61352fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Diagram ustawienia celowania stereotaksycznego; trajektoria mechaniczno-elektroniczna; analiza współrzędnych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61352/61352fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Figure 2"> 
Rysunek 2: Interfejs używanego oprogramowania. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61352/61352fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat systemu z transducerem prowadzonym przez MRI z ustawieniem śrub celujących do precyzyjnej nawigacji i wyrównania." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61352/61352fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Proces dopasowania przestrzeni współrzędnych MRI do urządzenia stereotaksyjnego. (a) Trzy otwory w uchwycie transduceru zostały wyrównane z trzema otworami w prowadnicy MRI, a następnie włożono trzy stożkowe śruby celujące, nie powodując przy tym wygięcia całego zestawu. (b) W idealnym przypadku wszystkie trzy śruby powinny znajdować się dokładnie w środku otworów. (c) Jeśli występuje jakakolwiek niedokładność w wyrównaniu, nie wszystkie trzy śruby będą pasować — na przykład przy niewielkim, najprawdopodobniej niezauważalnym odchyleniu (yaw) o 1°, tylko jedna śruba wejdzie, podczas gdy przeciwległe śruby utkną w prowadnicy MRI. Alternatywnie, może być widoczne wygięcie całego zestawu, gdy śruby są wciskane siłą. (d) Powiększony widok dopasowania śruby. Śruby powinny być umieszczone koncentrycznie, aby osiągnąć największą dokładność. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61352/61352fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Diagrama końcówki strzykawki, obserwacja dynamiki płynów, prezentująca obecność pęcherzyków i analizę wzorców przepływu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61352/61352fig4.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Figure 4"> 
Rysunek 4: Szybka relokacja mikropęcherzyków wewnątrz strzykawki. (a) Zdjęcie strzykawki wykonano 5 s po zmieszaniu. (b) Po upływie minuty widoczna była wyraźna warstwa, w której część pęcherzyków skupiła się w pobliżu górnej części strzykawki tuberkulinowej o pojemności 1 mL. W szczególności w tym przykładzie zastosowano roztwór mikropęcherzyków. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61352/61352fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="diagram ustawienia pomiarowego optycznego do badań spektroskopii absorpcji przejściowej z zastosowaniem niestandardowych uchwytów." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61352/61352fig5.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Proces umieszczania środka przetwornika nad środkiem nakładki MRI. (a) W modelach pokazanych w niniejszym artykule, czerwony nośnik został zaprojektowany tak, aby przesunąć się o 10,56 mm do przodu z pozycji pokazanej na Rycinie 3b do pozycji pokazanej tutaj. (b) Nakładkę MRI (niebieską) usunięto przed sonikacją, a żel ultradźwiękowy nałożono pomiędzy myszą a przetwornik (pomarańczowy), aby zapewnić przejście fal ultradźwiękowych. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61352/61352fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Seria obrazów rezonansu magnetycznego mózgu ilustrujących wykrywanie zmian; widok czołowy; analiza obrazowania diagnostycznego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61352/61352fig6.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Figure 6"> 
Rysunek 6: Wizualizacja otwarcia BHE metodą MRI. (a) Widok przekroju poprzecznego otwarcia BHE. Jasniejszy obszar oznaczony grotem strzałki pokazuje wyciek środka kontrastującego T1 w MRI. (b) Widok czołowy grzbietowego hipokampa i kory nad hipokampem, które zostały poddane FUS-BHE (groty strzałek). (c) Widok czołowy środkowego hipokampa poddanego FUS-BHE (groty strzałek). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61352/61352fig6large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Badanie mózgu metodą MRI; obraz anatomii osiowej mózgu; w odcieniach szarości; badania z zakresu neurobiologii." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61352/61352fig7.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Figure 7"> 
Rycina 7: Przykład celowania w cztery obszary mózgu przy użyciu systemu celowania z trzema śrubami opisanego w niniejszym artykule. Obszary oznaczone grotami strzałek wykazały miejsca otwarcia bariery krew–mózg towarzyszone dyfuzją środka kontrastowego stosowanego w MRI. Cztery miejsca zostały celowane kolejno, z odstępem około 150 s między kolejnymi otwarciemi bariery krew–mózg, od dołu do góry. Obraz został wykonany w ciągu 2 minut po ostatnim otwarciu bariery krew–mózg. Skala odpowiada 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61352/61352fig7large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Analiza przekrojów mózgu, immunodetekcja mCherry i fluorescencja, obraz mikroskopowy, wyniki porównawcze." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61352/61352fig8.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Figure 8"> 
Rycina 8: Wykrywanie ekspresji DREADD.  (a) Immunodetekcja fluoroforu przyłączonego do DREADD, w tym przypadku mCherry, była wiarygodną metodą wykrywania w niektórych badaniach. (b) W innym reprezentatywnym przekroju, w którym DREADD zostały skierowane do hipokampa w tych samych warunkach co w (a), fluorescencja samego mCherry wywołała silne tło i stosunkowo słaby sygnał. (c) Jako kontrolę ujemną użyto myszy, której podano iniekcję ogólnoustrojową AAV, ale nie przeprowadzono FUS-BBBO. Nie stwierdzono istotnej ekspresji metodą immunodetekcji mCherry. Sztaby skali mają długość 500 mm. (Dane w a, c zmodyfikowane na podstawie7 z pozwoleniem, Copyright 2020 Nature-Springer). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61352/61352fig8large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Ten protokół określa kroki niezbędne do dostarczenia genu poprzez skoncentrowanie ultradźwięków na otwarciu bariery krew-mózg (BBB), ocenę wynikowej ekspresji genu oraz pomiar aktywności neuromodulacyjnej receptorów chemogenetycznych za pomocą testów histologicznych.

Zogniskowane ultradźwięki indukowane otwieraniem bariery krew-mózg w celu celowania w struktury mózgu i oceny neuromodulacji chemogenetycznej

Acoustically Targeted Chemogenetics (ATAC) allows for the noninvasive control of specific neural circuits. ATAC achieves such control through a ...

Nasz protokół umożliwia submilimetrowe precyzyjne celowanie w skoncentrowane ultradźwięki u myszy. Pozwala nam to na celowanie w ultradźwięki za pomocą niedrogich części drukowanych 3D bez konieczności korzystania z chirurgii lub sprzętu ultrasonograficznego kompatybilnego z MRI. Zogniskowane ultradźwięki otwierające barierę krew-mózg mogą być na początku dość trudne.Bardzo ważne jest, aby przetwornik był prawidłowo połączony ze zwierzęciem za pomocą odgazowanego żelu lub wody oraz aby mikropęcherzyki nie zapadały się podczas wstrzykiwania. Procedurę zademonstruje Richard Li, doktorant z Caltech. Po potwierdzeniu braku reakcji na odruch pedałowania u znieczulonej myszy, użyj 10 jednostek na mililitr heparynizowanej soli fizjologicznej do umycia czystego cewnika o rozmiarze od 25 do 35 i użyj wkładki etanolowej do dezynfekcji ogona zwierzęcia.Włóż cewnik do bocznej żyły ogonowej i użyj kleju tkankowego, aby zabezpieczyć cewnik na miejscu. Jeśli igła została prawidłowo umieszczona, w cewniku zaobserwuje się cofanie się krwi. Gdy klej wyschnie, usuń włosy z głowy zwierzęcia za pomocą kremu do depilacji i umieść mysz w wydrukowanym w 3D wózku MRI, montując przednie zęby na belce do gryzienia z głową wewnątrz stożka nosowego.Przymocuj pręty do czaszki z bezpiecznym naciskiem i obserwuj oddech przez 30 sekund, aby potwierdzić, że zwierzę oddycha swobodnie z szybkością jednego oddechu na sekundę. Podłącz prowadnicę celowania do nauszników i ponownie sprawdź oddech. Umieść wózek MRI w uchwycie MRI i umieść uchwyt w otworze magnesu.Następnie uzyskaj sekwencję MRI, aby zlokalizować mysz w skanerze, używając szybkiej sekwencji ujęć 3D pod niskim kątem, aby zobrazować cały mózg. Aby wykonać celowanie pod kontrolą rezonansu magnetycznego, umieść wózek w przyrządzie stereotaktycznym i użyj metalowego bloku z taśmą dwustronną, aby przymocować blok na miejscu do dwóch słupków wsporczych instrumentu stereotaktycznego. Prześlij obrazy MRI do komputera z uruchomionym oprogramowaniem do kierowania ultrasonografią i otwórz obrazy.Po załadowaniu wszystkich obrazów kliknij prawym przyciskiem myszy i kliknij ponownie formatuj, aby ponownie sformatować obraz do trzech osi. Kliknij prawym przyciskiem myszy, aby zlokalizować przetwornik w prowadnicy celowania kołowego. W widoku strzałkowym dostosuj pionowe położenie wirtualnego przetwornika, aby uwzględnić grubość łaźni wodnej i obudowy przetwornika.Wskaż obszary, które mają być docelowe w planerze trajektorii i zanotuj współrzędne w arkuszu kalkulacyjnym. Wybierz żądaną głębokość kierowania i zanotuj współrzędne, jak pokazano wcześniej. Następnie kliknij wyślij trajektorię i wykonaj, aby wycelować w każdy z punktów.Aby skorelować współrzędne rezonansu magnetycznego z ramką stereotaktyczną, umieść niestandardowo zamontowany przetwornik nad prowadnicą celowniczą i przesuwaj, aż każda z trzech celowniczych będzie mogła przejść zarówno przez uchwyt przetwornika, jak i prowadnicę celowniczą. Upewnij się, że nie są naprężone ani przechylone i przesuń przetwornik o 10.56 milimetra do przodu w kierunku przednim-tylnym, aż przetwornik znajdzie się w punkcie, w którym środek prowadnicy celowniczej pojawi się na rezonansie magnetycznym. Następnie określ odległość od środka wirtualnego przetwornika do docelowego obszaru i użyj ramki, aby przesunąć przetwornik do tych współrzędnych.Aby przygotować roztwór do wstrzykiwań, należy załadować 800 mikrolitrów soli fizjologicznej i 100 mikrolitrów środka kontrastowego MRI do 1,5 mililitrowej probówki z mieszaniem. Następnie doprowadź nieaktywowany roztwór mikropęcherzyków do temperatury pokojowej, a następnie aktywuj mikropęcherzyki na 45 sekund w urządzeniu do aktywacji mikropęcherzyków. Po aktywacji powoli załadować 100 mikrolitrów mikropęcherzyków ze środka roztworu do jednomililitrowej strzykawki tuberkulinowej wyposażonej w igłę o rozmiarze 21 i dodać 80 mikrolitrów mikropęcherzyków do roztworu środka kontrastowego.Wymieszaj przygotowany roztwór, delikatnie odwracając rurkę o pojemności 1,5 mililitra przez 15 sekund, aby uniknąć flotacji. Pod koniec mieszania załadować 200 mikrolitrów roztworu mikropęcherzyków do strzykawki bez igły i odwrócić strzykawkę. Wcisnąć i wycofać tłok, aby wymieszać i przymocować igłę o rozmiarze 30 do strzykawki, gdy jest ona nadal odwrócona.Następnie powoli wypchnij roztwór mikropęcherzyków, aż na końcu igły pojawią się kropelki. Gdy tylko mikropęcherzyki będą gotowe, ustaw czas trwania impulsu dla insonacji na 10 milisekund, ze 120 powtórzeniami co sekundę, z naciskiem od 0,3 do 0,45 megapaskali na czaszkę. Zdejmij prowadnicę celowniczą i nałóż odgazowany żel ultradźwiękowy na głowę myszy, uważając, aby nie powstały bąbelki.Opuść przetwornik, aż zostanie umieszczony bezpośrednio na płaskiej części uchwytu paska na uszy i wybierz współrzędne w instrumentach stereotaktycznych. Rozcieńczyć interesującego wirusa związanego z adenowirusem w stężeniu od 0,5 do 2 razy 10 do 10 na gram masy ciała i załadować cząsteczki wirusa do jednomililitrowej strzykawki wyposażonej w igłę o rozmiarze 30. Wstrzyknąć roztwór do cewnika do żyły ogonowej i wstrzyknąć 80 mikrolitrów roztworu mikropęcherzyków do myszy.Aby ocenić otwarcie bariery krew-mózg za pomocą rezonansu magnetycznego, należy nagrać szybką sekwencję ujęć pod niskim kątem, jak pokazano. W celu stymulacji DREADD należy rozpuścić N-tlenek klozapiny w sterylnym roztworze soli fizjologicznej w stężeniu jednego miligrama na mililitr i wstrzyknąć go dootrzewnowo. 15 do 45 minut po porodzie zacznij rejestrować aktywność behawioralną zwierzęcia.Do analizy aktywacji neuronów użyj tkanki mózgowej. Zgodnie z protokołem, jak pokazano, wzmocnienie sygnału T1 można osiągnąć w regionie hipokampa i innych częściach mózgu. Jak zaobserwowano, barwienie immunologiczne przeciwko mCherry prowadzi do bardziej wiarygodnego wykrywania ekspresji DREADD W tej procedurze należy pamiętać o delikatnym obchodzeniu się z mikropęcherzykami i upewnieniu się, że zwierzę jest stabilne podczas obrazowania MRI i insonacji.

focused-ultrasound-induced-blood-brain-barrier-opening-for-targeting

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Insonacja mikropęcherzyków jest obiecującą strategią ablacji guzów przy zredukowanej średniej mocy akustycznej, a także ukierunkowanego dostarczania leków. Celem niniejszego badania jest opracowanie strategii impulsowania ultradźwiękami o niskim cyklu pracy oraz nanonośników w celu maksymalizacji nietermicznej ablacji mikro naczyniowej i dostarczania ładunku do podskórnych glejaków C6.

Porównanie ukierunkowanego leczenia glejaków u myszy z wykorzystaniem ultradźwięków poprzez dostarczanie nanocząsteczek z lekiem oraz ablację mikro naczyniową

Wywoływanie przerwania bariery krew-mózg (BBB) za pomocą skupionego ultradźwięku z wykorzystaniem mikropęcherzyków jest obiecującą techniką nieinwazyjnego, celowanego dostarczania leków do mózgu1-3. Niniejszy protokół opisuje procedurę eksperymentalną dla transkranialnego przerwania BBB pod kontrolą MRI w modelu szczura.

Przełamywanie bariery krew-mózg pod kontrolą MRI z użyciem przezczaszkowego ultradźwiękowego ogniskowania w modelu szczura

Ten film opisuje metodę tymczasowego zakłócania bariery krew-mózg (BBB) poprzez tworzenie przejściowych otworów za pomocą zogniskowanych ultradźwięków za pośrednictwem mikropęcherzyków (FUS). Te przejściowe lokalne otwory BBB mogą ostatecznie zostać wykorzystane do dostarczania większych cząsteczek leku bezpośrednio do miąższu mózgu.

Focus Ultrasounds Mikropęcherzykowe otwieranie bariery krew-mózg: technika tworzenia zlokalizowanych przejściowych otworów w barierze krew-mózg myszy za pomocą sonoporacji

Skoncentrowane ultradźwięki z mikropęcherzykami mogą otworzyć barierę krew-mózg punktowo i przejściowo. Technika ta została wykorzystana do dostarczania szerokiej gamy środków przez barierę krew-mózg. Ten artykuł zawiera szczegółowy protokół miejscowego dostarczania do mózgu gryzonia z lub bez wskazówek MRI.

Podejście laboratoryjne do specyficznego dla lokalizacji otworu bariery krew-mózg przy użyciu zogniskowanych ultradźwięków w modelu szczurzym

Bariera krew-mózg (BBB) może być tymczasowo przerwana za pomocą skoncentrowanych ultradźwięków za pośrednictwem mikropęcherzyków (FUS). W tym miejscu opisujemy krok po kroku protokół wysokoprzepustowego otwierania BBB in vivo przy użyciu modułowego systemu FUS dostępnego dla ekspertów niebędących ekspertami w dziedzinie ultrasonografii.

Wysokoprzepustowy, sterowany obrazem stereotaktyczny neuronawigacja i skoncentrowany system ultrasonograficzny do otwierania bariery krew-mózg u gryzoni

Prezentowany tutaj jest protokół przejściowego otwierania bariery krew-mózg (BBB) albo ogniskowo, albo przez mózg myszy, w celu dostarczenia fluorescencyjnie znakowanych przeciwciał i aktywacji mikrogleju. Przedstawiono również metodę wykrywania dostarczania przeciwciał i aktywacji mikrogleju za pomocą histologii.

Dostarczanie przeciwciał do mózgu za pomocą zogniskowanego skanowania ultrasonograficznego

Ten protokół opisuje procedury chirurgiczne i techniczne, które umożliwiają w czasie rzeczywistym wielofotonowe obrazowanie fluorescencyjne mózgu gryzonia podczas skoncentrowanych ultradźwięków i zabiegów mikropęcherzykowych w celu zwiększenia przepuszczalności bariery krew-mózg.

Mikroskopia wielofotonowa w czasie rzeczywistym w celu wizualizacji skoncentrowanych ultradźwięków i zabiegów mikropęcherzyków w celu zwiększenia przepuszczalności bariery krew-mózg

To badanie opisuje połączone obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI) i protokół ultradźwięków o niskiej intensywności (FUS), wykorzystujący żywe szczury z cewnikowaniem żyły szyjnej do monitorowania otwarcia bariery krew-mózg (BBB).

Monitorowanie otwarcia bariery krew-mózg u szczurów za pomocą przedklinicznego systemu ultrasonograficznego

Opisano technikę szerokiego otwierania bariery krew-mózg u myszy z wykorzystaniem mikropęcherzyków i ultradźwięków. Dzięki zastosowaniu tej metody do mózgu myszy można wprowadzić mangan. Ponieważ mangan jest środkiem kontrastowym do MRI, który kumuluje się w zdepolaryzowanych neuronach, podejście to umożliwia obrazowanie aktywności neuronalnej.

Funkcjonalne obrazowanie neuronaukowe z wykorzystaniem ultrasonicznego otwierania bariery krew-mózg i MRI z wzmocnieniem manganem

W tym badaniu prezentujemy łatwą i efektywną procedurę oceny uszkodzenia bariery krew-mózg w stanach neurodegeneracyjnych. Aby osiągnąć nasz cel, wstrzyknęliśmy albuminę o wysokiej masie cząsteczkowej izotiocyjanianu fluoresceiny znakowanej (FITC) do żyły szyjnej myszy i oceniliśmy jej wyciek do miąższu mózgu za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej.

Ocena przepuszczalności bariery krew-mózg przez dożylną infuzję albuminy znakowanej FITC w mysim modelu choroby neurodegeneracyjnej

Poznaj metodę otwierania bariery krew-mózg za pomocą skupionych ultradźwięków u myszy w celu dostarczania genów i oceny neuromodulacji chemogenetycznej. Technika ta umożliwia precyzyjne targetowanie struktur mózgu bez inwazyjnej chirurgii.

Zogniskowane ultradźwięki indukowane otwieraniem bariery krew-mózg w celu celowania w struktury mózgu i oceny neuromodulacji chemogenetycznej (Wideo) | JoVE Journal

Zogniskowane ultradźwięki indukowane otwieraniem bariery krew-mózg w celu celowania w struktury mózgu i oceny neuromodulacji chemogenetycznej

Przeglądaj więcej filmów