Oparty na kapsułkach model do infestacji niedojrzałych stadiów kleszczy twardych na myszach laboratoryjnych
9 lipca 2020
W tym badaniu, system żywienia dla nimfalnych i larwalnych stadiów kleszcza twardego został opracowany za pomocą kapsułki dołączonej do myszy laboratoryjnej. Kapsuła do karmienia jest wykonana z elastycznych materiałów i pozostaje mocno przymocowana do myszy przez co najmniej tydzień i umożliwia wygodne monitorowanie żerowania kleszczy.
Nasza technika nadaje się do różnego rodzaju eksperymentów, ale nasz model myszy jest wymagany do karmienia kleszczy i jest niezbędny do trzymania kleszczy w zamkniętym obszarze w celu łatwego zbierania i monitorowania. Zaletą tej prostej metody jest jej skuteczność, krótki czas trwania oraz możliwość monitorowania lub zbierania kleszczy w różnych punktach czasowych eksperymentu. Nasz system nadaje się do badania biologii kleszczy, interakcji patogenów gospodarz-wektor lub oceny różnych miar kontroli tych ważnych z medycznego punktu widzenia stawonogów.
Ta metoda wymaga dokładności i dbałości o szczegóły, ponieważ niedojrzałe stadia kleszczy są małe, a karmienie nimi myszy wymaga, aby dołączona kapsułka była mocno przymocowana do myszy przez kilka dni. Zacznij od sklejenia ze sobą dwumilimetrowej pianki EVA, samoprzylepnej podwójnie lepkiej pianki. Użyj skórzanego dziurkacza o średnicy 20 milimetrów, aby wyciąć okrąg z kawałków pianki.
Następnie użyj 12-milimetrowego dziurkacza, aby wyciąć wnętrze. Oderwij ochronny pasek papieru od samoprzylepnej podwójnie lepkiej pianki i przymocuj do pianki 20-milimetrowe przezroczyste plastikowe kółko. W przypadku karmienia larw nie należy usuwać papierowego paska ochronnego z pianki klejącej i przystępować bezpośrednio do zakładania kapsułki.
Zrób jednocentymetrową szczelinę w przezroczystym plastiku, a następnie użyj szpilki entomologicznej, aby stworzyć co najmniej 10 małych otworów do odparowania wilgoci podczas eksperymentu. Po znieczuleniu myszy umieść ją na podkładce manipulacyjnej i przymocuj stożek nosowy do ciągłego dostarczania izofluranu. Upewnij się, że częstość oddechów jest mniejsza niż 80 oddechów na minutę, regulując poziom izofluranu.
Ogol przednią część myszy od tyłu łopatek do obszaru tuż za uszami, tworząc ogolony obszar, który jest większy niż powierzchnia kapsułki. Nałóż niedrażniący klej lateksowy na całe miejsce pianki EVA kapsułki i odczekaj minutę. Umieść kapsułkę na grzbiecie myszy i wywieraj stały nacisk przez trzy minuty, szczególnie po lewej i prawej stronie kapsułki.
Lekko unieś kapsułkę, aby wizualnie sprawdzić jej przyleganie do skóry. Aby zapewnić mocne zamocowanie kapsułki, należy wywierać lekki, stały nacisk palcami przez trzy minuty, szczególnie po lewej i prawej stronie kapsułki. Jeśli zostaną znalezione nieprzyczepione obszary, nałóż więcej kleju szpatułką i dociśnij przez kolejne trzy minuty.
Jeśli podczas eksperymentu utworzy się obszar nieprzywiązany, napraw go w ten sam sposób. Wprowadź poszczególne nimfy do kapsułki przez jednocentymetrową szczelinę. Lekko ściśnij kapsułkę z dwóch stron, aby przezroczysty plastik mógł się zgiąć, a następnie wepchnij nimfę do wnętrza kapsułki.
Obróć kleszcze o 90 stopni i wyciągnij je. W przypadku inwazji larw należy wyjąć papierowy arkusz z dołączonej kapsułki i umieścić strzykawkę z larwami bezpośrednio w środku. Zdeponuj kleszcze, naciskając tłok strzykawki, a następnie delikatnie przekręć tłok w kierunku skóry, aby usunąć pozostałe przyczepione larwy.
Gdy larwy zostaną osadzone na skórze, zamknij kapsułkę, przyczepiając przezroczyste plastikowe kółko. Wytnij 3,5-milimetrowy pasek plastikowej opaski ochronnej i nałóż plastikową opaskę ochronną wokół kapsułki, a następnie umieść mysz z powrotem w klatce. Aby zebrać kleszcze, utwórz nacięcie w kształcie krzyża w plastiku za pomocą skalpela i użyj kleszczy do zebrania kleszczy.
W razie potrzeby ponownie zamknij kapsułkę, przyklejając samoprzylepną plastikową łatkę na przezroczystym plastiku. Ten sam plastikowy plaster może być użyty, jeśli wymagane jest zbieranie kleszczy w wielu punktach czasowych. Alternatywnie mysz może zostać poddana eutanazji, a kleszcze zebrane lub ręcznie odczepione po usunięciu kapsułki.
Aby myszy mogły pomyślnie wyzdrowieć, trzymaj je w klatce przez dodatkowy tydzień i pozwól kapsułkom naturalnie się oderwać. Po zdjęciu kapsułki sprawdź, czy na skórze nie występują nieprawidłowe reakcje. Nałóż dowolny balsam emolientowy, jeśli wystąpi jakiekolwiek podrażnienie.
Protokół ten umożliwia karmienie niedojrzałych kleszczy twardych w kapsułkach z pianki EVA nakładanych na grzbiet myszy. Zastosowanie szybkoschnącego i niedrażniącego kleju lateksowego zapewnia, że kapsułka jest mocno przymocowana w ciągu trzech minut i pozostaje przymocowana przez co najmniej siedem dni. Doczepienie dwóch kapsułek umożliwia karmienie tej samej osoby dwiema różnymi grupami kleszczy.
Co więcej, całkowite wyzdrowienie myszy po eksperymentach umożliwia ponowne wykorzystanie zwierząt i uniknięcie eutanazji. System ten jest z powodzeniem stosowany do karmienia nimf Ixodes ricinus. Umiarkowany lub wysoki wskaźnik powodzenia obrzęku osiągnięto w dwóch różnych szczepach myszy.
W obu szczepach wszystkie nimfy zakończyły żerowanie w ciągu czterech do pięciu dni, podczas gdy większość odpadła czwartego dnia. Podczas prób stosowania tego protokołu ważne jest, aby ogolić wystarczający obszar skóry myszy i skutecznie przymocować kapsułkę, aby uniknąć jej przypadkowego oderwania podczas eksperymentu. Oprócz badania podstawowej biologii kleszczy, metoda ta może być stosowana do badania przenoszenia patogenów z kleszcza na żywiciela lub żywiciela na kleszcze.
Dodatkowo, opcja ponownego użycia myszy daje możliwość wielokrotnego ponownego zarażenia, co może być korzystne dla badań immunologicznych lub badania różnych transmisji patogenów przenoszonych przez kleszcze.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Przegląd
Niniejsze badanie przedstawia nowatorski system żywienia stadiów nimf i larw kleszczy twardych, wykorzystujący kapsułkę przymocowaną do grzbietu myszy laboratoryjnej. Metoda ta jest wydajna, umożliwiając monitorowanie i zbieranie kleszczy przez kilka dni, co ma kluczowe znaczenie dla badań nad biologią kleszczy i transmisją patogenów.
Kluczowe elementy badania
Obszar badawczy
- Biologia kleszczy
- Interakcje gospodarz-wektor
- Badania nad transmisją patogenów
Wprowadzenie
- Twarde kleszcze są istotnymi wektorami wielu patogenów.
- Zrozumienie zachowania kleszczy podczas żerowania jest kluczowe dla kontroli chorób przenoszonych przez kleszcze.
- Obecne metody karmienia kleszczy mogą charakteryzować się ograniczoną efektywnością i możliwościami obserwacji.
Zastosowane Metody
- Opracowano kapsułę wykonaną z pianki EVA i przezroczystego tworzywa sztucznego do karmienia kleszczy na myszach.
- Kleszcze wprowadzono do kapsuły, a następnie monitorowano sukces karmienia.
- Metoda ta obejmuje staranne przymocowanie kapsuły do myszy oraz dbanie o jej stabilność.
Główne wyniki
- System karmienia wykazał umiarkowaną do wysokiej skuteczność nasycenia u nimf Ixodes ricinus.
- Kleszcze pomyślnie żerowały w ciągu czterech do pięciu dni, przy czym większość z nich odłączyła się w czwartym dniu.
- Myszy zostały pomyślnie wykorzystane ponownie w kolejnych eksperymentach bez wystąpienia istotnego podrażnienia skóry.
Wnioski
- Metoda ta oferuje niezawodny sposób badania żerowania kleszczy i transmisji patogenów, umożliwiając jednocześnie ponowne wykorzystanie zwierząt doświadczalnych.
- Podejście to może przynieść korzyści w badaniach immunologicznych oraz strategiach zwalczania chorób przenoszonych przez kleszcze.
Najczęściej zadawane pytania
Znaczenie dla przemysłu
Ten system karmienia oparty na kapsułkach umożliwia kontrolowaną infestację niedojrzałych kleszczy twardych na myszach laboratoryjnych, wspierając mechanistyczne badania nad interakcjami między gospodarzem, wektorem a patogenem. Metoda ta stanowi powtarzalną platformę do oceny biologii kleszczy i dynamiki transmisji bez konieczności eutanazji zwierząt, co ułatwia realizację podłużnych projektów eksperymentalnych oraz tych opartych na ponownym wykorzystaniu zwierząt. Jej prostota i adaptacyjność zwiększają przepustowość w początkowych etapach badań nad kompetencją wektorów oraz przesiewowych analiz interwencji.
Strategiczne zastosowania w badaniach i rozwoju biofarmaceutycznym
Wczesne odkrywanie i walidacja celu
- Wartość naukowa: Umożliwia badanie molekularnych interakcji między kleszczem a gospodarzem podczas żerowania, co wspomaga walidację celów dla interwencji przeciwkleszczowych lub blokujących transmisję.
- Wartość operacyjna: Standaryzowane mocowanie kapsułek zapewnia spójne warunki infestacji we wszystkich grupach eksperymentalnych, co zmniejsza zmienność w odczytach fenotypowych.
Przesiewanie i opracowywanie testów
- Wartość naukowa: Umożliwia monitorowanie w czasie rzeczywistym i czasowe zbieranie kleszczy z wielu punktów doświadczalnych, co pozwala na analizę kinetyki sukcesu żerowania oraz nabywania patogenów.
- Wartość operacyjna: Projekt z dwiema kapsułami pozwala na równoległe testowanie dwóch grup kleszczy (np. typu dzikiego w porównaniu z genetycznie zmodyfikowanymi) na tym samym żywicielu, co zwiększa wydajność analizy i ogranicza liczbę wykorzystywanych zwierząt.
Badania translacyjne i przedkliniczne
- Wartość naukowa: Wspiera badania nad transmisją patogenów z kleszcza na gospodarza i z gospodarza na kleszcza, zapewniając istotny w kontekście chorób system do oceny kandydatów na szczepionki lub środki terapeutyczne.
- Wartość operacyjna: Możliwość regeneracji i ponownego wykorzystania myszy umożliwia prowadzenie podłużnych badań immunologicznych oraz redukuje koszty związane z ciągłym pozyskiwaniem zwierząt.
Integracja potoków i przepływów pracy
Metoda ta wpisuje się w kontinuum odkryć, od walidacji celu po identyfikację związku wiodącego, szczególnie w przypadku interwencji ukierunkowanych na mechanizmy żerowania kleszczy lub transmisję patogenów.
- Biologia odkrywcza: Ułatwia testowanie hipotez dotyczących białek salivary kleszczów, czynników jelitowych lub odpowiedzi immunologicznych gospodarza, które są kluczowe dla sukcesu żerowania i ustanowienia się patogenów.
- Przesiewy: Umożliwia standaryzowaną ocenę wpływu związków chemicznych lub przeciwciał na stopień nasycenia kleszczy, czas ich odczepienia się lub ładunek patogenów.
- Analityka: Dostarcza wyników ilościowych, takich jak tempo nasycenia, czas żerowania i wskaźnik odzyskania kleszczy, wspierając analizę porównawczą w różnych warunkach.
- Badania translacyjne: Łączy wyniki żerowania z wydajnością transmisji, wspierając przedkliniczną ocenę strategii blokowania transmisji.
- Ponowne wykorzystanie w przedsiębiorstwie: Nieterminalny charakter protokołu pozwala na wielokrotne wykorzystanie tego samego modelu zwierzęcego, co sprzyja zrównoważonym i kosztowo efektywnym schematom eksperymentalnym.
Wpływ operacyjny i przedsiębiorczy
- Wartość naukowa: Zwiększa pewność prognostyczną w walidacji celów poprzez umożliwienie bezpośredniej obserwacji zachowań żerowania kleszczy oraz reakcji gospodarza w kontrolowanych warunkach.
- Wartość operacyjna: Wykorzystuje łatwo dostępne materiały (pianka EVA, klej, przezroczysty plastik) i prosty montaż, co wspiera skalowalność oraz powtarzalność międzylaboratoryczną.
- Wartość strategiczna: Ogranicza zależność od procedur terminalnych, co jest zgodne z zasadami 3R, przy jednoczesnym zachowaniu rygoru eksperymentalnego w badaniach nad biologią wektorów.
- Wpływ na portfolio: Umożliwia priorytetyzację kandydatów przeciwkleszczowych lub przeciwpatogennych z uwzględnieniem ryzyka, w oparciu o empiryczne dane dotyczące żerowania i transmisji.
Uwagi dotyczące wdrożenia
- Wymaga umiejętności technicznych w zakresie konstrukcji kapsuł i ich precyzyjnego mocowania, aby zapobiec odczepieniu się podczas wielodniowych eksperymentów.
- Zależne od konsekwentnego stosowania protokołów znieczulania i golenia w celu zapewnienia właściwej adhezji kapsuły oraz dobrostanu zwierząt.
- Wymaga standaryzowanych metod wprowadzania kleszczy (np. przez nacięcie lub strzykawką), aby zapewnić powtarzalną liczbę pasożytów.
- Wiąże się z monitorowaniem integralności kapsuły i stanu skóry po przymocowaniu, szczególnie w przypadku zwierząt wykorzystywanych ponownie.
- Ograniczone do niedojrzałych stadiów rozwojowych kleszczy (larwy, nimfy); żerowanie kleszczy dorosłych może wymagać alternatywnych strategii enkapsulacji.
