Name: Oparty na kapsułkach model do infestacji niedojrzałych stadiów kleszczy twardych na myszach laboratoryjnych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Poznaj metodę karmienia kleszczy twardych w kapsułkach EVA na myszach laboratoryjnych. System umożliwia monitorowanie żerowania Ixodes ricinus i badanie transmisji patogenów przy możliwości wielokrotnego użycia zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy za pomoc techniczną Alaina Berniera, Francuskiego Narodowego Instytutu Badań Rolniczych (INRAE) oraz Océane Le Bidel (ANSES). Badanie było wspierane przez DIM One Health - Région Île-de-France (akronim projektu: NeuroPaTick). Myszy zostały zakupione przez ANSES. Dr Jeffrey L. Blair jest znany z recenzji wcześniejszej wersji manuskryptu.

Proszę zauważyć, że ten protokół może być stosowany tylko wtedy, gdy wszystkie środki bezpieczeństwa i dobrostanu są spełnione w laboratorium. Protokół ten otrzymał pozwolenie na wykorzystanie myszy do karmienia kleszczy od Komitetu Etyki ds. Doświadczeń na Zwierzętach ComEth Anses/ENVA/UPEC, numery zezwoleń E 94 046 08. Jako punkt końcowy zwierzęta były narażone na działanie CO2 przez 9 minut w dwóch fazach po 4 i 5 minut każda.
1. Przygotowanie kapsułki
<ol>
	<li>Sklej ze sobą piankę EVA o grubości 2 mm i podwójnie lepką piankę samoprzylepną (<klasa silna = "xfig">Rysunek 1A).</li>
	<li>Za pomocą skórzanego dziurkacza o średnicy 20 mm wytnij okrąg z przyklejonych kawałków pianki. Następnie, za pomocą dziurkacza o średnicy 12 mm, wytnij wnętrze, aby utworzyć podwójny okrąg z pianki (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B). 
	UWAGA: Grubość ramki kapsułki powinna być większa niż 3 mm, aby zagwarantować wystarczającą powierzchnię do procesu przyklejania do skóry gospodarza (patrz poniżej).</li>
	<li>Oderwij ochronny pasek papieru od samoprzylepnej podwójnej lepkiej pianki (<klasa mocna = "xfig" >Rysunek 1C) i przymocuj przezroczysty okrągły plastik o średnicy 20 mm (<klasa mocna = "xfig" >Rysunek 1D). 
	UWAGA: W przypadku karmienia larw nie należy usuwać papierowego paska ochronnego z pianki klejącej i bezpośrednio przejść do kroku 2 w protokole. Przyklej do myszy podwójny pierścień piankowy, w tym ochronny pasek papieru.</li>
	<li>Zrób ~ 1 cm szczelinę w przezroczystym plastiku (<silna klasa="xfig">Rysunek 1E).</li>
	<li>Stwórz co najmniej 10 małych otworów za pomocą entomologicznej szpilki (<silna klasa="xfig">Rysunek 1F), aby umożliwić nadmierne odparowanie wilgoci podczas eksperymentu. 
	UWAGA: Kapsułka (<silna klasa="xfig">Rysunek 1G) ma całkowitą wysokość 4 mm (2 mm pianka EVA wraz z 2 mm pianką samoprzylepną) i może być używana do karmienia nimf i larw wszystkich gatunków kleszczy twardych. Rozmiar kapsułki (<silna klasa="xfig" >Rysunek 1H) o średnicy zewnętrznej 20 mm jest odpowiedni dla większości szczepów myszy, ale w razie potrzeby można go zmienić.</li>
</ol>
2. Przygotowanie myszy przed inwazją kleszczy
UWAGA: W tym badaniu, 10 - 12 tygodniowe samice myszy eksperymentalnych (szczep C57BL/6 i BALB/cByJ) były trzymane w standardowych klatkach z jedzeniem i wodą oferowanymi ad libitum (wentylowane stojaki zielonej linii przy -20 Pa) w akredytowanych przez Francuską Agencję ds. Żywności, Środowiska i Bezpieczeństwa i Bezpieczeństwa (ANSES) w Maisons-Alfort, Francja. Zwierzęta były monitorowane dwa razy dziennie przez doświadczonych techników pod kątem wszelkich nieprawidłowych reakcji skórnych, problemów zdrowotnych lub powikłań.
<ol>
	<li>Znieczulić mysz izofluranem w komorze indukcyjnej. Po znieczuleniu umieść mysz na podkładce manipulacyjnej i przymocuj ją do stożka nosowego, aby zapewnić ciągły dopływ izofluranu (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2A). Monitoruj częstość oddechów i zmniejsz poziom izofluranu, aby upewnić się, że jest mniejszy niż 80 oddechów na minutę. 
	UWAGA: Przed manipulacją oznacz pojedynczą mysz tatuażem lub chipem identyfikacji radiowej, jeśli to konieczne. Zaleca się trzymanie pojedynczych myszy w oddzielnych klatkach, aby uniknąć uszkodzenia kapsułki przez gryzienie.</li>
	<li>Ogol przednią część myszy od tyłu łopatek do obszaru tuż za uszami (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A). 
	UWAGA: Ogolony obszar powinien być większy niż powierzchnia kapsułki.</li>
	<li>Nałóż niedrażniący klej lateksowy na całe miejsce pianki EVA przygotowanej kapsułki i odczekaj 1 minutę (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B).</li>
	<li>Przyklej kapsułkę do pleców myszy, lekko naciskając palcami przez 3 minuty (palce) (<silna klasa="xfig">Rysunek 2C), szczególnie po lewej i prawej stronie kapsułki. Lekko unieś kapsułkę, aby wizualnie sprawdzić jej przyleganie do skóry. Jeśli zostaną znalezione nieprzyczepione obszary, nałóż więcej kleju za pomocą szpatułki i dociskaj przez kolejne 3 minuty.</li>
</ol>
3. Inwazja kleszczy
<ol>
	<li>W przypadku inwazji nimf wprowadź poszczególne nimfy do kapsułki za pomocą nacięcia wykonanego w kroku 1.4 (<silna klasa="xfig">Rysunek 2D). 
	UWAGA: W przypadku gatunków kleszczy Ixodes zaleca się maksymalnie 20 nimf na jedną kapsułkę.</li>
	<li>Lekko ściśnij kapsułkę z dwóch stron, aby przezroczysty plastik mógł się zgiąć w celu łatwiejszego wprowadzania poszczególnych nimf za pomocą drobnych kleszczy preparacyjnych (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2D). Przepchnij poszczególne nimfy przez nacięcie wewnątrz kapsułki. Po wejściu do środka obróć kleszcze pod kątem 90° i wyciągnij kleszcze, aby zdeponować kleszcze w kapsułce.</li>
	<li>W przypadku inwazji larw wyjmij papierową kartkę z dołączonej kapsułki (<silna klasa="xfig">Rysunek 2E). Umieścić strzykawkę zawierającą larwy (<silna klasa="xfig">Rysunek 2F) bezpośrednio wewnątrz kapsułki i umieścić kleszcze, naciskając tłok strzykawki. Delikatnie obrócić tłok w kierunku skóry, aby usunąć pozostałe larwy. 
	UWAGA: Przed eksperymentem umieść larwy w strzykawce o pojemności 1 ml z odciętym końcem zatkanym kawałkiem bawełny.</li>
	<li>Gdy larwy zostaną osadzone na skórze, zamknij kapsułkę, dołączając przezroczysty plastik (<silna klasa="xfig">Rysunek 2G).</li>
	<li>Nałóż plastikową opaskę ochronną wokół kapsułki (<silna klasa="xfig">Rysunek 2H). 
	UWAGA: Plastikowa opaska ochronna znacznie poprawiła trwałość kapsuły przez cały czas trwania eksperymentu (<silna klasa="xfig">Rysunek 2I,J). Możliwe jest dołączenie dwóch kapsuł do jednej myszy (<silna klasa="xfig">Rysunek 2K). W takim przypadku wymagany jest odstęp co najmniej 3 mm między kapsułkami, a ogolony obszar należy odpowiednio zwiększyć.</li>
	<li>Umieść myszy z powrotem w klatce.</li>
</ol>
4. Kolekcja kleszczy
<ol>
	<li>Znieczulij mysz jak w kroku 2.1 powyżej.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w kształcie krzyża (<silna klasa="xfig">Rysunek 3A) do plastiku za pomocą skalpela. 
	UWAGA: To cięcie w kształcie krzyża umożliwia łatwe zbieranie nabrzmiałych kleszczy lub odłączanie żerujących kleszczy, jeśli to konieczne.</li>
	<li>W razie potrzeby ponownie zamknij kapsułkę, przyklejając samoprzylepną plastikową łatkę do przezroczystego plastiku (średnica 20 mm, <silna klasa="xfig">Rysunek 3B). 
	UWAGA: Jeśli pożądane jest zbieranie znaczników w wielu punktach czasowych, można użyć tej samej lepkiej plastikowej łatki. Jeśli wymaga tego protokół, można również poddać mysz eutanazji, wyjąć kapsułkę i zebrać/odłączyć kleszcze (<silna klasa="xfig">Rysunek 3C).</li>
</ol>
5. Odzyskanie myszy
<ol>
	<li>Trzymaj myszy w klatce przez dodatkowy tydzień.</li>
	<li>Pozwól kapsułce odłączyć się w sposób naturalny. 
	UWAGA: W takim przypadku odpadnięcie kapsułek zajmuje około 8-9 dni. Po wyjęciu kapsułki ważne jest, aby sprawdzić, czy na skórze myszy nie ma nieprawidłowych reakcji. W przypadku podrażnienia zastosuj balsam emolientowy, chociaż zwykle nie jest wymagane żadne leczenie. Jeśli protokół etyczny na to pozwala, odzyskane myszy (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3D) mogą być ponownie wykorzystane do kolejnej inwazji kleszczy lub innego eksperymentu (eksperymentów).</li>
</ol>

<ol><li>Sonenshine, D. E., Roe, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSonenshine%2C+DE+%22Biology+of+Ticks%22">Biology of Ticks</a>. , Oxford University Press. (2014).</li>
<li>Kröber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Parasitology%22%5BJournal%5D)">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).</li>
<li>Bonnet, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transstadial+and+transovarial+persistence+of+Babesia+divergens+DNA+in+Ixodes+ricinus+ticks+fed+on+infected+blood+in+a+new+skin-feeding+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitology%22%5BJournal%5D)">Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique.</a> Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).</li>
<li>Bonnet, S., Liu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+artificial+infection+of+hard+ticks%3A+A+tool+for+the+analysis+of+tick-borne+pathogen+transmission%5BTitle%5D)+AND+%22Acarologia%22%5BJournal%5D)">Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission.</a> Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).</li>
<li>Kohls, G. M. Tick rearing methods with special reference to the Rocky Mountain wood tick, Dermacentor andersoni. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKohls%2C+GM+%22Culture+methods+for+invertebrate+animals%22">Culture methods for invertebrate animals</a>. Galtsoff, P. S., Lutz, F. E., Welch, P. S., Needham, J. G. , Comstock Publishing Co. Ithaca, N.Y. 246-256 (1937).</li>
<li>Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rabbits+%28Oryctolagus+cuniculus%29+as+experimental+hosts+for+Amblyomma+dubitatum.+Neumann+%28Acari%3A+Ixodidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Arquivo+Brasileiro+de+Medicina+Veterin%C3%A1ria+e+Zootecnia%22%5BJournal%5D)">Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum. Neumann (Acari: Ixodidae).</a> Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).</li>
<li>Chacon, S. C., Freitas, L. H. T., Barbieri, F. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+between+weight+and+number+of+engorged+Amblyomma+cooperi.+Nuttal+%28sic.%29+and+Warburton%2C+1908+%28Acari%3A+Ixodidae%29+larvae+and+nymphs+and+eggs+from+experimental+infestations+on+domestic+rabbit%5BTitle%5D)+AND+%22Brazilian+Journal+of+Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Relationship between weight and number of engorged Amblyomma cooperi. Nuttal (sic.) and Warburton, 1908 (Acari: Ixodidae) larvae and nymphs and eggs from experimental infestations on domestic rabbit.</a> Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 13, 6-12 (2004).</li>
<li>Sonenshine, D. E. Maintenance of ticks in the laboratory. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSonenshine%2C+DE+%22Maintenance+of+Human%2C+Animal%2C+and+Plant+Pathogen+Vectors%22">Maintenance of Human, Animal, and Plant Pathogen Vectors</a>. Maramorsch, K., Mahmood, F. , Science Publishers Inc. Enfield NH. 57-82 (1999).</li>
<li>Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manual+for+maintenance+of+multi-host+ixodid+ticks+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory.</a> Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).</li>
<li>Almazán, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+protective+antigens+for+the+control+of+Ixodes+scapularis+infestations+using+cDNA+expression+library+immunization%5BTitle%5D)+AND+%22Vaccine%22%5BJournal%5D)">Identification of protective antigens for the control of Ixodes scapularis infestations using cDNA expression library immunization.</a> Vaccine. 21 (13-14), 1492-1501 (2003).</li>
<li>Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+life+cycle+of+Ixodes+woodi.+%28Acari%3AIxodidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Laboratory life cycle of Ixodes woodi. (Acari:Ixodidae).</a> Journal of Medical Entomology. 35, 177-179 (1998).</li>
<li>Almazán, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+three+Ixodes+scapularis+cDNAs+protective+against+tick+infestations%5BTitle%5D)+AND+%22Vaccine%22%5BJournal%5D)">Characterization of three Ixodes scapularis cDNAs protective against tick infestations.</a> Vaccine. 23 (35), 4403-4416 (2005).</li>
<li>Levin, M. L., Ross, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acquisition+of+different+isolates+of+Anaplasma+phagocytophilum+by+Ixodes+scapularis+from+a+model+animal%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+Zoonotic+Diseases%22%5BJournal%5D)">Acquisition of different isolates of Anaplasma phagocytophilum by Ixodes scapularis from a model animal.</a> Vector Borne Zoonotic Diseases. 4 (1), 53-59 (2004).</li>
<li>Heinze, D. M., Wikel, S. K., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcriptional+profiling+of+the+murine+cutaneous+response+during+initial+and+subsequent+infestations+with+Ixodes+scapularis+nymphs%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26+Vectors%22%5BJournal%5D)">Transcriptional profiling of the murine cutaneous response during initial and subsequent infestations with Ixodes scapularis nymphs.</a> Parasites & Vectors. 6 (5), 26(2012).</li>
<li>Nuss, A. B., Mathew, M. G., Gulia-Nuss, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rearing%2C+Ixodes+scapularis%2C+the+Black-legged+Tick%3A+Feeding+Immature+Stages+on+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Rearing, Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (123), e55286(2017).</li>
<li>Wada, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+ablation+of+basophils+in+mice+reveals+their+nonredundant+role+in+acquired+immunity+against+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Selective ablation of basophils in mice reveals their nonredundant role in acquired immunity against ticks.</a> Journal of Clinical Investigation. 120 (8), 2867-2875 (2010).</li>
<li>Saito, T. B., Walker, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Tick+Vector+Transmission+Model+of+Monocytotropic+Ehrlichiosis%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">A Tick Vector Transmission Model of Monocytotropic Ehrlichiosis.</a> The Journal of Infectious Diseases. 212 (6), 968-977 (2015).</li>
<li>Boppana, V. D., Thangamani, S., Alarcon-Chaidez, F. J., Adler, A. J., Wikel, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+feeding+by+the+Rocky+Mountain+spotted+fever+vector%2C+Dermacentor+andersoni%2C+induces+interleukin-4+expression+by+cognate+antigen+responding+CD4%2B+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26+Vectors%22%5BJournal%5D)">Blood feeding by the Rocky Mountain spotted fever vector, Dermacentor andersoni, induces interleukin-4 expression by cognate antigen responding CD4+ T cells.</a> Parasites & Vectors. 2 (1), 47(2009).</li>
<li>Gargili, A., Thangamani, S., Bente, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+laboratory+animal+hosts+on+the+life+cycle+of+Hyalomma+marginatum+and+implications+for+an+in+vivo+transmission+model+for+Crimean-Congo+hemorrhagic+fever+virus%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cell+and+Infection+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Influence of laboratory animal hosts on the life cycle of Hyalomma marginatum and implications for an in vivo transmission model for Crimean-Congo hemorrhagic fever virus.</a> Frontiers in Cell and Infection Microbiology. 20 (3), 39(2013).</li>
<li>Almazán, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Versatile+Model+of+Hard+Tick+Infestation+on+Laboratory+Rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits.</a> Journal of Visualized Experiments. (140), e57994(2018).</li>
<li>Zhijun, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+life+cycle+and+biological+characteristics+of+Dermacentor+silvarum+Olenev+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+field+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">The life cycle and biological characteristics of Dermacentor silvarum Olenev (Acari: Ixodidae) under field conditions.</a> Veterinary Parasitology. 168 (3-4), 323-328 (2010).</li>
<li>Ahmed, B. M., Taha, K. M., El Hussein, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Hyalomma+anatolicum+Koch%2C+1844+%28Acari%3A+Ixodidae%29+fed+on+rabbits%2C+sheep+and+goats%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Hyalomma anatolicum Koch, 1844 (Acari: Ixodidae) fed on rabbits, sheep and goats.</a> Veterinary Parasitology. 177 (3-4), 353-358 (2011).</li>
<li>Široký, P., Erhart, J., Petrželková, K. J., Kamler, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+tortoise+tick+Hyalomma+aegyptium+under+laboratory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of tortoise tick Hyalomma aegyptium under laboratory conditions.</a> Experimental and Applied Acarology. 54, 277-284 (2011).</li>
<li>Chen, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Haemaphysalis+doenitzi+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+laboratory+conditions+and+its+phylogeny+based+on+mitochondrial+16S+rDNA%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA.</a> Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).</li>
<li>Jin, S. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+Cycle+of+Dermacentor+everestianus+Hirst%2C+1926+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+Laboratory+Conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+Journal+of+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Life Cycle of Dermacentor everestianus Hirst, 1926 (Acari: Ixodidae) under Laboratory Conditions.</a> Korean Journal of Parasitology. 55 (2), 193-196 (2017).</li>
<li>Labruna, M. B., Fugisaki, E. Y., Pinter, A., Duarte, J. M., Szabó, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+and+host+specificity+of+Amblyomma+triste+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+laboratory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle and host specificity of Amblyomma triste (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions.</a> Experimental and Applied Acarology. 30 (4), 305-316 (2003).</li>
<li>Breuner, N. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failure+of+the+Asian+longhorned+tick%2C+Haemaphysalis+longicornis%2C+to+serve+as+an+experimental+vector+of+the+Lyme+disease+spirochete%2C+Borrelia+burgdorferi+sensu+stricto%5BTitle%5D)+AND+%22Ticks+Tick+Borne+Diseases%22%5BJournal%5D)">Failure of the Asian longhorned tick, Haemaphysalis longicornis, to serve as an experimental vector of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi sensu stricto.</a> Ticks Tick Borne Diseases. 11 (1), 101311(2020).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Najważniejszym krokiem w protokole jest mocne przyklejenie kapsułki do skóry myszy. Dlatego klej lateksowy należy równomiernie nakładać na całą powierzchnię pianki EVA kapsułki i stosować stały nacisk przez 3 minuty, szczególnie po lewej i prawej stronie kapsułki. Zalecamy również umieszczenie kapsułki jak najdalej do przodu na grzbiecie, aby uniknąć jej wyjęcia przez mysz za pomocą tylnych łap. W naszych eksperymentach potwierdzono tylko przyczepność pianki EVA i kleju lateksowego do skóry myszy i nie możemy zagwarantow...

Kleszcze są ważnymi wektorami wielu patogenów i stanowią poważne zagrożenie dla zdrowia zwierząt i ludzi1. Ustanowienie skutecznego systemu żywienia ma kluczowe znaczenie podczas badania ich biologii, interakcji kleszcz-gospodarz-patogen lub ustanawiania skutecznych środków kontroli. Obecnie dostępnych jest kilka systemów sztucznego żywienia, które unikają wykorzystywania żywych zwierząt, dla kleszczy2,3,4 i powinny być one wykorzystywane, gdy pozwalają na to warunki eksperymentalne. Jednak w różnych warunkach eksperymentalnych systemy te nie są w stanie odpowiednio naśladować określonych cech fizjologicznych, a do osiągnięcia odpowiednich wyników konieczne jest wykorzystanie żywych zwierząt.
Myszy laboratoryjne są powszechnie używane do badania wielu systemów biologicznych i są rutynowo wykorzystywane jako gospodarze do karmienia kleszczy5,6,7,8,9. Dwie najczęstsze metody karmienia niedojrzałych kleszczy na myszach obejmują wolne inwazje i stosowanie komór zamkniętych przymocowanych do myszy. Wolne inwazje są stosowane głównie w stadiach larwalnych, a nabrzmiałe kleszcze mogą spaść do obszaru, w którym można je odzyskać. Komory zamykania składają się zwykle z akrylowych lub polipropylenowych czapek, które są przyklejane do grzbietu myszy. Pierwsza technika to skuteczny naturalny system karmienia kleszczy, ale nie pozwala na ścisłe monitorowanie podczas eksperymentu, ponieważ poszczególne kleszcze są rozproszone w różnych częściach ciała żywiciela. Dodatkowo, nabrzmiałe kleszcze, które spadną do obszaru odzyskiwania, mogą zostać skażone kałem i moczem10,11,12,13,14 które mogą poważnie wpłynąć na kondycję kleszcza lub mogą zostać uszkodzone lub zjedzone przez mysz, jeśli nie ma separacji między zwierzęciem a obszarem odzyskiwania15. Systemy komorowe pozwalają na ograniczenie kleszczy do określonego obszaru, jednak proces klejenia jest pracochłonny, a nakrętki często słabo przylegają do kleju, przez co często odklejają się podczas eksperymentu16,17,18,19. Czapki są również sztywne, niewygodne i prowadzą do reakcji skórnych, które uniemożliwiają ponowne użycie myszy i wymagają ich eutanazji po eksperymencie.
W naszym poprzednim badaniu udało nam się stworzyć skuteczny system wykorzystujący komory wykonane z pianki etylenowo-octanu winylu (EVA) do karmienia kleszczy na królikach laboratoryjnych20. W tym przypadku dostosowaliśmy ten system do modelu myszy i zaproponowaliśmy prostą i czystą metodę karmienia niedojrzałych stadiów kleszczy twardych w zamkniętych kapsułkach wykonanych z pianki EVA. W szczególności nasz system wykorzystuje elastyczne kapsułki z pianki EVA przyklejone do grzbietu ogolonych myszy za pomocą szybkoschnącego (3 min), niedrażniącego kleju lateksowego. Technika ta pozwala na mocne i długotrwałe przyklejenie kapsułek do myszy doświadczalnej, a także skuteczne zarażenie/zbieranie kleszczy przez cały czas trwania eksperymentu. Płaska kapsułka wykonana jest z elastycznych materiałów i nie utrudnia manipulacji myszą w celu pobrania krwi lub innych celów. System nadaje się głównie do stadiów nimfalnych kleszczy, ale z niewielką modyfikacją może być również stosowany do karmienia larw. Metoda może być wykonana przez jedną doświadczoną osobę i nie jest wymagane intensywne szkolenie.

<table><tbody><tr><td>Pianka EVA o grubości 2 mm (niska gęstość)</td><td>Sklep Cosplay</td><td>EVA-45kg (950/450/2 mm)</td><td>Można go również zamówić za pośrednictwem Amazon (nr ref. B07BLMJDXD)</td></tr><tr><td>Rurka termokurczliwa Elektryczna osłona drutowa 31 mm / 1,22 cala</td><td>Amazon</td><td>B0848S3S6T</td><td>Różne średnice rurek termokurczliwych są dostępne za pośrednictwem Amazon.</td></tr><tr><td>Myszy BALB/cByJ</td><td></td><td>Charles River Kod szczepu 627</td><td></td></tr><tr><td>Myszy C57BL/6</td><td>Charles River</td><td>Kod szczepu 664</td><td></td></tr><tr><td>Nietoksyczny klej lateksowy</td><td>Tear mender</td><td>Tkanina i Klej do skóry</td><td>Dostępny również za pośrednictwem Amazon (nr ref. B001RQCTUU)</td></tr><tr><td>Narzędzie do dziurkowania Narzędzie do sztuki ręcznej</td><td>Amazon</td><td>B07QPWNGBF</td><td>Sprzedawane przez amazon jako skórzane narzędzia robocze 1-25mm Okrągły stalowy skórzany nóż rzemieślniczy pracujący do paska</td></tr> paska <tr><td>Osłony wiązań PVC Przezroczyste</td><td>Amazon</td><td>B078BNLSNP</td><td>Odpowiedni jest dowolny przezroczysty arkusz PVC o grubości od 0,150 mm do 0,180 mm</td></tr><tr><td>Samoprzylepna gąbka Podwójnie powlekana taśma piankowa</td><td>Amazon</td><td>B07RHDZ35J</td><td>Sprzedawane przez amazon jako 2 rolki dwustronnej taśmy piankowej, super mocna biała taśma montażowa Pianka</td></tr><tr><td>Przezroczyste naklejki uszczelniające (koła o średnicy 20 mm)</td><td>Amazonka</td><td>B01DAA6X66</td><td></td></tr></tbody></table>

oparty na kapsułkach model do infestacji niedojrzałych stadiów kleszczy twardych na myszach laboratoryjnych

A Capsule-Based Model for Immature Hard Tick Stages Infestation on Laboratory Mice

Kleszcze są obowiązkowymi pasożytami odżywiającymi krew na wszystkich etapach rozwoju (z wyjątkiem jaj) i są rozpoznawane jako wektory różnych patogenów. Wykorzystanie modeli mysich w badaniach nad kleszczami ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia ich biologii i interakcji kleszcz-gospodarz-patogen. Tutaj demonstrujemy niepracochłonną technikę karmienia niedojrzałych stadiów twardych kleszczy na myszach laboratoryjnych. Zaletą tej metody jest jej prostota, krótki czas trwania oraz możliwość monitorowania lub zbierania kleszczy w różnych punktach czasowych eksperymentu. Ponadto technika ta umożliwia przyczepienie dwóch pojedynczych kapsułek do tej samej myszy, co jest korzystne dla różnych eksperymentów, w których dwie różne grupy kleszczy są wymagane do żerowania na tym samym zwierzęciu. Niedrażniąca i elastyczna kapsułka wykonana jest z łatwo dostępnych materiałów i minimalizuje dyskomfort zwierząt doświadczalnych. Co więcej, eutanazja nie jest konieczna, myszy całkowicie wracają do zdrowia po eksperymencie i są dostępne do ponownego użycia.

Proponujemy szczegółową metodę krok po kroku karmienia niedojrzałych stadiów kleszczy twardych w kapsułkach z pianki EVA przymocowanych do grzbietu myszy (Rysunek 2). Ten niewymagający dużego nakładu pracy protokół nadaje się do różnych rodzajów eksperymentów, w których wymagane jest precyzyjne monitorowanie i zbieranie kleszczy. Głównymi zaletami tej metody są jej prostota, łatwo dostępne i tanie materiały oraz krótki czas trwania. Ponadto udało nam się przymocować dwie kapsułki do jednego ...

W tym badaniu, system żywienia dla nimfalnych i larwalnych stadiów kleszcza twardego został opracowany za pomocą kapsułki dołączonej do myszy laboratoryjnej. Kapsuła do karmienia jest wykonana z elastycznych materiałów i pozostaje mocno przymocowana do myszy przez co najmniej tydzień i umożliwia wygodne monitorowanie żerowania kleszczy.

Oparty na kapsułkach model do infestacji niedojrzałych stadiów kleszczy twardych na myszach laboratoryjnych

Ticks are obligatory blood feeding parasites at all stages of development (except eggs) and are recognized as vectors of various pathogens. The use of ...

Nasza technika nadaje się do różnego rodzaju eksperymentów, ale nasz model myszy jest wymagany do karmienia kleszczy i jest niezbędny do trzymania kleszczy w zamkniętym obszarze w celu łatwego zbierania i monitorowania. Zaletą tej prostej metody jest jej skuteczność, krótki czas trwania oraz możliwość monitorowania lub zbierania kleszczy w różnych punktach czasowych eksperymentu. Nasz system nadaje się do badania biologii kleszczy, interakcji patogenów gospodarz-wektor lub oceny różnych miar kontroli tych ważnych z medycznego punktu widzenia stawonogów.Ta metoda wymaga dokładności i dbałości o szczegóły, ponieważ niedojrzałe stadia kleszczy są małe, a karmienie nimi myszy wymaga, aby dołączona kapsułka była mocno przymocowana do myszy przez kilka dni. Zacznij od sklejenia ze sobą dwumilimetrowej pianki EVA, samoprzylepnej podwójnie lepkiej pianki. Użyj skórzanego dziurkacza o średnicy 20 milimetrów, aby wyciąć okrąg z kawałków pianki.Następnie użyj 12-milimetrowego dziurkacza, aby wyciąć wnętrze. Oderwij ochronny pasek papieru od samoprzylepnej podwójnie lepkiej pianki i przymocuj do pianki 20-milimetrowe przezroczyste plastikowe kółko. W przypadku karmienia larw nie należy usuwać papierowego paska ochronnego z pianki klejącej i przystępować bezpośrednio do zakładania kapsułki.Zrób jednocentymetrową szczelinę w przezroczystym plastiku, a następnie użyj szpilki entomologicznej, aby stworzyć co najmniej 10 małych otworów do odparowania wilgoci podczas eksperymentu. Po znieczuleniu myszy umieść ją na podkładce manipulacyjnej i przymocuj stożek nosowy do ciągłego dostarczania izofluranu. Upewnij się, że częstość oddechów jest mniejsza niż 80 oddechów na minutę, regulując poziom izofluranu.Ogol przednią część myszy od tyłu łopatek do obszaru tuż za uszami, tworząc ogolony obszar, który jest większy niż powierzchnia kapsułki. Nałóż niedrażniący klej lateksowy na całe miejsce pianki EVA kapsułki i odczekaj minutę. Umieść kapsułkę na grzbiecie myszy i wywieraj stały nacisk przez trzy minuty, szczególnie po lewej i prawej stronie kapsułki.Lekko unieś kapsułkę, aby wizualnie sprawdzić jej przyleganie do skóry. Aby zapewnić mocne zamocowanie kapsułki, należy wywierać lekki, stały nacisk palcami przez trzy minuty, szczególnie po lewej i prawej stronie kapsułki. Jeśli zostaną znalezione nieprzyczepione obszary, nałóż więcej kleju szpatułką i dociśnij przez kolejne trzy minuty.Jeśli podczas eksperymentu utworzy się obszar nieprzywiązany, napraw go w ten sam sposób. Wprowadź poszczególne nimfy do kapsułki przez jednocentymetrową szczelinę. Lekko ściśnij kapsułkę z dwóch stron, aby przezroczysty plastik mógł się zgiąć, a następnie wepchnij nimfę do wnętrza kapsułki.Obróć kleszcze o 90 stopni i wyciągnij je. W przypadku inwazji larw należy wyjąć papierowy arkusz z dołączonej kapsułki i umieścić strzykawkę z larwami bezpośrednio w środku. Zdeponuj kleszcze, naciskając tłok strzykawki, a następnie delikatnie przekręć tłok w kierunku skóry, aby usunąć pozostałe przyczepione larwy.Gdy larwy zostaną osadzone na skórze, zamknij kapsułkę, przyczepiając przezroczyste plastikowe kółko. Wytnij 3,5-milimetrowy pasek plastikowej opaski ochronnej i nałóż plastikową opaskę ochronną wokół kapsułki, a następnie umieść mysz z powrotem w klatce. Aby zebrać kleszcze, utwórz nacięcie w kształcie krzyża w plastiku za pomocą skalpela i użyj kleszczy do zebrania kleszczy.W razie potrzeby ponownie zamknij kapsułkę, przyklejając samoprzylepną plastikową łatkę na przezroczystym plastiku. Ten sam plastikowy plaster może być użyty, jeśli wymagane jest zbieranie kleszczy w wielu punktach czasowych. Alternatywnie mysz może zostać poddana eutanazji, a kleszcze zebrane lub ręcznie odczepione po usunięciu kapsułki.Aby myszy mogły pomyślnie wyzdrowieć, trzymaj je w klatce przez dodatkowy tydzień i pozwól kapsułkom naturalnie się oderwać. Po zdjęciu kapsułki sprawdź, czy na skórze nie występują nieprawidłowe reakcje. Nałóż dowolny balsam emolientowy, jeśli wystąpi jakiekolwiek podrażnienie.Protokół ten umożliwia karmienie niedojrzałych kleszczy twardych w kapsułkach z pianki EVA nakładanych na grzbiet myszy. Zastosowanie szybkoschnącego i niedrażniącego kleju lateksowego zapewnia, że kapsułka jest mocno przymocowana w ciągu trzech minut i pozostaje przymocowana przez co najmniej siedem dni. Doczepienie dwóch kapsułek umożliwia karmienie tej samej osoby dwiema różnymi grupami kleszczy.Co więcej, całkowite wyzdrowienie myszy po eksperymentach umożliwia ponowne wykorzystanie zwierząt i uniknięcie eutanazji. System ten jest z powodzeniem stosowany do karmienia nimf Ixodes ricinus. Umiarkowany lub wysoki wskaźnik powodzenia obrzęku osiągnięto w dwóch różnych szczepach myszy.W obu szczepach wszystkie nimfy zakończyły żerowanie w ciągu czterech do pięciu dni, podczas gdy większość odpadła czwartego dnia. Podczas prób stosowania tego protokołu ważne jest, aby ogolić wystarczający obszar skóry myszy i skutecznie przymocować kapsułkę, aby uniknąć jej przypadkowego oderwania podczas eksperymentu. Oprócz badania podstawowej biologii kleszczy, metoda ta może być stosowana do badania przenoszenia patogenów z kleszcza na żywiciela lub żywiciela na kleszcze.Dodatkowo, opcja ponownego użycia myszy daje możliwość wielokrotnego ponownego zarażenia, co może być korzystne dla badań immunologicznych lub badania różnych transmisji patogenów przenoszonych przez kleszcze.

a-capsule-based-model-for-immature-hard-tick-stages-infestation-on

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Zakażenie *Trichuris muris* jest jelitowym modelem odporności Th2, w którym myszy oporne generują ochronną odpowiedź Th2, natomiast myszy podatne generują patologiczną odpowiedź Th1.

Infekcja Trichuris muris: Model odporności typu 2 i stanu zapalnego w jelitach

Borelioza jest najczęściej zgłaszaną chorobą przenoszoną przez wektory w Ameryce Północnej.  Czynnik sprawczy, Borrelia burgdorferi, jest bakterią krętkową przenoszoną przez kleszcze Ixodid.  Przenoszenie i wykrywanie infekcji w modelach zwierzęcych jest optymalizowane przez zastosowanie żywienia kleszczy, które opisujemy tutaj.

Karmienie kleszczy zwierząt w celu przeniesienia i ksenodiagnozy w badaniach nad boreliozą

Produkcja zdrowych kleszczy hodowanych w laboratorium jest niezbędna do badań nad biologią kleszczy i interakcjami kleszcz-patogen. Tutaj pokazujemy prosty protokół karmienia niedojrzałych kleszczy, który jest opłacalny i mniej stresujący dla myszy.

Hodowla Ixodes scapularis, kleszcza czarnonogiego: karmienie niedojrzałych stadiów na myszach

Opracowaliśmy prosty i wszechstronny system do karmienia królików laboratoryjnych twardymi kleszczami. Nasz niepracochłonny protokół wykorzystuje łatwo dostępne materiały i może być dostosowywany w zależności od wymagań różnych ustawień eksperymentalnych. Metoda ta pozwala na komfortowe monitorowanie i/lub pobieranie próbek kleszczy przez cały okres karmienia.

Wszechstronny model inwazji kleszczy twardych na królikach laboratoryjnych

Przedstawiona tutaj jest metoda nawożenia kleszczy krwią in vitro za pomocą systemu sztucznej błony, aby umożliwić częściowe lub pełne zagęszczenie różnych etapów życia kleszcza.

Karmienie sztuczną membraną kleszcza dla Ixodes scapularis

Ten artykuł przedstawia metodologię wystawiania ludzi na działanie larw Ixodes scapularis do badań klinicznych. Technika jest stosunkowo prosta, tolerowana przez ochotników biorących udział w badaniu i może być modyfikowana w zależności od potrzeb eksperymentalnych. Takie badania z udziałem ludzi muszą być prowadzone zgodnie z protokołami badań klinicznych zatwierdzonymi przez właściwe organy regulacyjne.

Model eksperymentalnego narażenia ludzi na larwy kleszczy Ixodes scapularis

Strongyloides ratti to pasożytniczy nicień, który powoduje przejściowe infekcje u myszy laboratoryjnych, wykazując migrację tkanek i etapy życia jelitowego. W tym miejscu przedstawiamy protokół utrzymania cyklu pasożytniczego u szczurów i eksperymentalnego zakażenia myszy, w tym kwantyfikację pasożytów w głowie, płucach i jelicie.

Eksperymentalne zakażenie myszy pasożytniczym nicieniem Strongyloides ratti

Metoda ta opisuje opracowanie systemu żywienia krwią kleszczy in vitro , wykorzystującego komorę drukowaną w 3D oraz laboratoryjnie wykonaną membranę silikonową. System umożliwia sztuczne karmienie kleszczy, umożliwiając łatwe pobieranie próbek na różnych etapach karmienia oraz wykorzystując niewielkie ilości krwi, stanowiąc nieocenione narzędzie do badania kleszczy ixoidied.

Krew kleszczy karmiąca przez sztuczną błonę w komorze wydrukowanej 3D w badaniach nad kleszczami Ixoidida

Badania genetyczne na drożdżach mogą być wykorzystywane do badania funkcji molekularnych i komórkowych ludzkich genów w komórkowym metabolizmie DNA. Opisano metody genetycznej charakterystyki produktu ludzkiego genu WRN, którego defekt występuje w zespole Wernera – chorobie objawiającej się przedwczesnym starzeniem się, w funkcjonalnie konserwowanych szlakach, wykorzystując drożdże jako przystępny system modelowy.

Badania genetyczne białek naprawy DNA u ludzi z wykorzystaniem drożdży jako systemu modelowego

Kontrola syntezy białek występuje głównie na etapie inicjacji translacji, której niedobory są związane z różnymi zaburzeniami. Aby lepiej zrozumieć ich etiologię, opisaliśmy tutaj protokół z wykorzystaniem oocytów Xenopus laevis oceniający translację transkryptu mos w obecności mutanta czynnika inicjacji translacji eIF4G1.

Xenopus laevis jako model do identyfikacji upośledzenia translacji

Poznaj metodę karmienia kleszczy twardych w kapsułkach EVA na myszach laboratoryjnych. System umożliwia monitorowanie żerowania Ixodes ricinus i badanie transmisji patogenów przy możliwości wielokrotnego użycia zwierząt.

Oparty na kapsułkach model do infestacji niedojrzałych stadiów kleszczy twardych na myszach laboratoryjnych

Przeglądaj więcej filmów