Name: Zapisy elektrokardiogramu u znieczulonych myszy przy użyciu odprowadzenia II (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 16 s
Description: Poznaj prosty i ekonomiczny protokół EKG dla małych myszy, w tym noworodków, zwiększający czułość pomiarów. Ta metoda umożliwia badania farmakologiczne i genetyczne w elektrofizjologii serca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Programy Badań Podstawowych, które są zarządzane przez Narodową Fundację Badawczą Korei (NRF) (2015R1C1A2A01052419 i 2018R1D1A1B07042484).

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały zatwierdzone przez lokalny komitet ds. opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych, Uniwersytet Kyung Hee (numer licencji: KHUASP(SE)-18-108) i są zgodne z Przewodnikiem Amerykańskich Narodowych Instytutów Zdrowia dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych.
1. Zwierzęta doświadczalne
<ol>
	<li>Trzymaj wszystkie myszy (39 myszy, Balb/c, samiec, 7-9 tygodni) w obiekcie wolnym od patogenów, zgodnie z przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych.</li>
	<li>Utrzymuj myszy w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność w stałej temperaturze ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody.</li>
</ol>
2. Przygotowanie środków znieczulających
UWAGA: Tribromoetanol jest stosowany zamiast kombinacji ketaminy i izofluranu, w oparciu o stabilność częstości akcji serca i odtwarzalność echokardiografii u myszy znieczulonych tribromoetanolem1,5,6
<ol>
	<li>Przygotować roztwór podstawowy 2,2,2-tribromoetanolu o stężeniu 1 g na 1 ml trzeciorzędowego alkoholu amylowego. Ciepło w temperaturze 40\u201245 °C przez 24 h. Przechowywać w temperaturze 4 °C przez 12 miesięcy.</li>
	<li>Aby uzyskać roztwór roboczy, rozcieńczyć 0,5 ml roztworu podstawowego w 19,5 ml soli fizjologicznej (0,9% NaCl) do 25 mg/ml. Ciepło w temperaturze 40\u201245 °C przez 1 h. Przechowywać w temperaturze 4 °C przez 1 miesiąc.</li>
</ol>
3. Ustawienia systemu EKG
<ol>
	<li>Upewnij się, że system jest skonfigurowany w taki sposób, aby w promieniu 2 m nie było hałasu ani wibracji, ponieważ sygnały EKG w myszy są wrażliwe na hałas i ruch otoczenia.</li>
	<li>Przygotuj konfigurację sprzętową: system akwizycji danych, biowzmacniacz i komputer z zainstalowanym oprogramowaniem do analizy danych EKG.
	<ol>
		<li>Podłącz system akwizycji danych do sieci (AC) za pomocą zasilającego.</li>
		<li>Podłącz system akwizycji danych do komputera za pomocą USB.</li>
		<li>Podłącz wyjście sygnału na tylnym panelu bio amplifier do wejścia analogowego na przednim panelu systemu akwizycji danych za pomocą.</li>
		<li>Podłącz wyjście I2C systemu akwizycji danych do wejścia I2C biowzmacniacza za pomocą I2C.</li>
		<li>Podłącz 3-żyłowy bio amplifier do 6-pinowego gniazda wejściowego na panelu przednim bio amplifier.</li>
		<li>Włącz system akwizycji danych za pomocą przełącznika na tylnym panelu. 
		UWAGA: W skrócie, sygnały są wzmacniane przez biowzmacniacz i rejestrowane za pomocą skomputeryzowanego systemu akwizycji i analizy danych z następującymi ustawieniami kanałów: częstotliwość próbkowania 2 k/s, zakres 20 mV i ustawienie filtra dolnoprzepustowego 200 Hz.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Otwórz oprogramowanie do analizy i skonfiguruj je do akwizycji danych EKG.
	<ol>
		<li>Przejdź do punktu Ustawienia | Ustawienia kanału. Ustaw częstotliwość próbkowania na 2 k/s. Ustaw zakres na 20 mV. Ustaw wzmacniacz wejściowy na 200 Hz dolnoprzepustowego.</li>
		<li>Przejdź do analizy EKG | Ustawienia EKG. Wybierz "Mysz" w ustawieniach wstępnych ustawień wykrywania i analizy.</li>
		<li>W panelu Uśrednianie wybierz, czy chcesz połączyć N (np. 4 uderzenia lub 60 s) kolejnych cykli pracy serca w jeden średni sygnał dla widoku uśredniania i widoku tabelarycznego.</li>
		<li>W panelu QTc wybierz metodę "Bazett", która jest zdefiniowana jako skorygowana wartość tętna w przedziale QT: QTc = QT / (RR/100)0,5, interwał RR = 60 / tętno7.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Pomiar EKG
<ol>
	<li>Umieść mysz na precyzyjnej wadze i zapisz jej wagę.</li>
	<li>Wywołać znieczulenie u myszy poprzez dootrzewnowe (i.p.) wstrzyknięcie roztworu roboczego tribromoetanolu (18 ml roztworu roboczego na kg masy ciała (m.c.)).</li>
	<li>Umieść znieczuloną mysz w pozycji leżącej. Upewnij się, że mysz jest całkowicie znieczulona (mniej niż 2 minuty).</li>
	<li>Elektrody z igłami do akupunktury wprowadzić podskórnie w prawą i lewą kończynę przednią oraz lewą kończynę tylną zgodnie ze schematem EKG odprowadzenia II i przymocować taśmą (<klasa silna = "xfig">Rysunek 1). Upewnij się, że głębokość i położenie włożonych elektrod są spójne przez cały czas trwania eksperymentów.</li>
	<li>Podłącz drugie końce elektrod, wciskając je w trzy złącza zatrzaskowe na drugim końcu przewodów doprowadzających 3-odprowadzeniowego biowzmacniacza.</li>
	<li>Wstrzyknij leki (i.p.) 3 minuty po podaniu środków znieczulających (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
	<li>Rozpocznij rejestrację EKG 10 minut po wstrzyknięciu środków znieczulających. Po zakończeniu zapisu należy wykorzystać do analizy dane EKG od 12 do 17 minut po wstrzyknięciu środków znieczulających.</li>
	<li>Pod koniec sesji zapisu EKG ostrożnie wyjmij elektrody.</li>
</ol>
5. Analiza danych EKG
<ol>
	<li>Przejdź do analizy EKG | Uśrednianie Wyświetl i upewnij się, że oprogramowanie poprawnie identyfikuje początek i koniec fali P, zespołu QRS i załamka T w poszczególnych uderzeniach. W razie potrzeby możliwa jest ręczna korekta tych fal i interwałów poprzez przesunięcie zagubionych kursorów w odpowiednie pozycje. 
	UWAGA: Jak pokazano w Rysunek 3A, interwał PR rozciąga się od początku załamka P do wystąpienia zespołu QRS (w większości przypadków brakuje załamka Q w EKG myszy). Czas trwania załamka QRS rozciąga się od początku załamka Q (głównie załamka R w EKG myszy) do końca załamka S. Odstęp QT obejmuje początek załamka Q (głównie załamka R w EKG myszy) do końca załamka T. Zwróć uwagę na krótszy czas trwania i brak załamka Q i odcinka ST w EKG myszy w porównaniu z ludzkim EKG class<="xref">8.</li>
	<li>Przejdź do analizy EKG | Wyświetl tabelę i wybierz poprawnie zidentyfikowane dane EKG, sprawdzając poszczególne dudnienia w oknie Widok uśredniania. 
	UWAGA: Rysunek 3 pokazuje kilka przykładów rzeczywistych sygnałów EKG myszy. Rysunek 3A przedstawia normalny sygnał typu dzikiego, który został poprawnie zidentyfikowany w odniesieniu do załamka P, kompleksu QRS i załamka T. Komputerowy wybór fal PQRS może powodować błędne umiejscowienia, takie jak w Rysunek 3B normalny sygnał typu dzikiego, który nieprawidłowo umieszcza początek fali P. W <silnej klasie="xfig">Rysunek 3C sygnał EKG, który nieprawidłowo przesuwa koniec zespołu QRS, co skutkuje przeszacowaniem czasu trwania zespołu QRS. W <silnej klasie="xfig">Rysunek 3D sygnał EKG, który nieprawidłowo umieszcza koniec zespołu QRS, co skutkuje niedoszacowaniem zespołu QRS z powodu niejednoznacznego załamka T i <silna klasa="xfig">Rysunek 3E sygnał EKG z niezidentyfikowanym załamkiem T. Bez wykluczenia lub ręcznych korekt interwały PQRS mogą być zawyżone lub niedoszacowane. Upewnij się, że wybrałeś sygnały EKG, które zostały prawidłowo zidentyfikowane, oraz sygnały, które nie pomijają docelowych szczytów. W związku z tym takie przypadki, w tym B, C, D i E (<silna klasa="xfig">Rysunek 3), są ogólnie wykluczone z dokładnego szacowania parametrów EKG.</li>
	<li>Wybierz interesujące Cię dane EKG w widoku tabeli i skopiuj/wklej je do pliku arkusza kalkulacyjnego.</li>
</ol>
6. Analiza statystyczna
<ol>
	<li>Wykonaj analizę statystyczną za pomocą programu statystycznego. Analizuj dane z zaślepionymi warunkami eksperymentalnymi. Wykonaj test t-Studenta i test U-Manna-Whitneya dla porównań w 2 grupach. Liczby na każdym rysunku wskazują liczbę myszy używanych dla każdej grupy. Podaj wyniki jako średnią ± SEM.</li>
	<li>Rozważ, że różnice z p < 0,05 w teście U są statystycznie istotne: *, p < 0,05; **, p < 0,01; i ***, p < 0,005 w porównaniu z odpowiednimi kontrolami.</li>
</ol>

<ol><li>Ho, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+rate+and+electrocardiography+monitoring+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Mouse+Biology%22%5BJournal%5D)">Heart rate and electrocardiography monitoring in mice.</a> Current Protocols in Mouse Biology. 1, 123-139 (2011).</li>
<li>Vatner, S. F., Takagi, G., Asai, K., Shannon, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiovascular+physiology+in+mice%3A+Conscious+measurements+and+effects+of+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Physiology+in+the+Genetically+Engineered+Mouse%22%5BJournal%5D)">Cardiovascular physiology in mice: Conscious measurements and effects of anesthesia.</a> Cardiovascular Physiology in the Genetically Engineered Mouse. , 257-275 (2002).</li>
<li>Cesarovic, N., Jirkof, P., Rettich, A., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantation+of+radiotelemetry+transmitters+yielding+data+on+ecg%2C+heart+rate%2C+core+body+temperature+and+activity+in+free-moving+laboratory+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. (57), (2011).</li>
<li>Chu, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+for+non-invasively+recording+electrocardiograms+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Physiology%22%5BJournal%5D)">Method for non-invasively recording electrocardiograms in conscious mice.</a> BMC Physiology. 1, 6(2001).</li>
<li>Kim, M. J., Lim, J. E., Oh, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+non-invasive+method+for+electrocardiogram+recording+in+mouse+using+lead+ii%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Science+Letters%22%5BJournal%5D)">Validation of non-invasive method for electrocardiogram recording in mouse using lead ii.</a> Biomedical Science Letters. 21, 135-143 (2015).</li>
<li>Roth, D. M., Swaney, J. S., Dalton, N. D., Gilpin, E. A., Ross, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anesthesia+on+cardiac+function+during+echocardiography+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Impact of anesthesia on cardiac function during echocardiography in mice.</a> American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 282 (6), 2134-2140 (2002).</li>
<li>Mitchell, G. F., Jeron, A., Koren, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+heart+rate+and+q-t+interval+in+the+conscious+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Measurement of heart rate and q-t interval in the conscious mouse.</a> The American Journal of Physiology. 274 (3), 747-751 (1998).</li>
<li>Farraj, A. K., Hazari, M. S., Cascio, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+utility+of+the+small+rodent+electrocardiogram+in+toxicology%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicological+sciences+%3A+an+official+journal+of+the+Society+of+Toxicology%22%5BJournal%5D)">The utility of the small rodent electrocardiogram in toxicology.</a> Toxicological sciences : an official journal of the Society of Toxicology. 121 (1), 11-30 (2011).</li>
<li>Gehrmann, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+parasympathetic+heart+rate+control+in+mice+with+a+reduction+of+functional+g+protein+betagamma-subunits%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Impaired parasympathetic heart rate control in mice with a reduction of functional g protein betagamma-subunits.</a> American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 282 (2), 445-456 (2002).</li>
<li>Chu, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocardiographic+findings+in+mdx+mice%3A+A+cardiac+phenotype+of+duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Electrocardiographic findings in mdx mice: A cardiac phenotype of duchenne muscular dystrophy.</a> Muscle & Nerve. 26 (4), 513-519 (2002).</li>
<li>Merentie, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+ecg+findings+in+aging%2C+with+conduction+system+affecting+drugs+and+in+cardiac+pathologies%3A+Development+and+validation+of+ecg+analysis+algorithm+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reports%22%5BJournal%5D)">Mouse ecg findings in aging, with conduction system affecting drugs and in cardiac pathologies: Development and validation of ecg analysis algorithm in mice.</a> Physiological Reports. 3 (12), (2015).</li>
<li>Calvillo, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Propranolol+prevents+life-threatening+arrhythmias+in+lqt3+transgenic+mice%3A+Implications+for+the+clinical+management+of+lqt3+patients%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm+%3A+the+Official+Journal+of+the+Heart+Rhythm+Society%22%5BJournal%5D)">Propranolol prevents life-threatening arrhythmias in lqt3 transgenic mice: Implications for the clinical management of lqt3 patients.</a> Heart Rhythm : the Official Journal of the Heart Rhythm Society. 11 (1), 126-132 (2014).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+atrial+arrhythmogenicity+and+altered+ca%282%2B%29+homeostasis+in+murine+ryr2-p2328s+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Acute atrial arrhythmogenicity and altered ca(2+) homeostasis in murine ryr2-p2328s hearts.</a> Cardiovascular Research. 89 (4), 794-804 (2011).</li>
<li>Kmecova, J., Klimas, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+rate+correction+of+the+qt+duration+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Heart rate correction of the qt duration in rats.</a> European Journal of Pharmacology. 641 (2-3), 187-192 (2010).</li>
<li>Kim, H. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Garem1+regulates+the+pr+interval+on+electrocardiograms%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Human+Genetics%22%5BJournal%5D)">Garem1 regulates the pr interval on electrocardiograms.</a> Journal of Human Genetics. 63 (3), 297-307 (2018).</li>
<li>Nam, J. M., Lim, J. E., Ha, T. W., Oh, B., Kang, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac-specific+inactivation+of+prdm16+effects+cardiac+conduction+abnormalities+and+cardiomyopathy-associated+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology.+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Cardiac-specific inactivation of prdm16 effects cardiac conduction abnormalities and cardiomyopathy-associated phenotypes.</a> American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 318 (4), 764-777 (2020).</li>
<li>Knollmann, B. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isoproterenol+exacerbates+a+long+qt+phenotype+in+kcnq1-deficient+neonatal+mice%3A+Possible+roles+for+human-like+kcnq1+isoform+1+and+slow+delayed+rectifier+k%2B+current%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Pharmacology+and+Experimental+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Isoproterenol exacerbates a long qt phenotype in kcnq1-deficient neonatal mice: Possible roles for human-like kcnq1 isoform 1 and slow delayed rectifier k+ current.</a> The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 310 (1), 311-318 (2004).</li>
</ol>

Autorzy nie deklarują żadnych konfliktów interesów, finansowych lub innych.

W protokole znajduje się kilka krytycznych kroków. Otaczające środowisko powinno być wolne od hałasu i wibracji. Elektrody EKG muszą być wprowadzane pod skórę stabilnie i konsekwentnie, a etap wprowadzania wymaga wstępnych eksperymentów, dopóki badacz nie uzyska doświadczenia technicznego. Ponadto środek znieczulający powinien być odpowiednio przygotowany i przechowywany oraz stosowany w odpowiedniej dawce. Na koniec fale PQRS powinny być odpowiednio zlokalizowane w poszczególnych dudnieniach EKG w oknie Widoku uśrednian...

Elektrokardiogram (EKG), test, który mierzy aktywność elektryczną bicia serca, jest cennym narzędziem do oceny układu przewodzącego serce. Parametry mierzone za pomocą EKG obejmują tętno, interwał PR, czas trwania QRS i odstęp QT. Krótko mówiąc, odstęp PR odpowiada czasowi wymaganemu do przebycia impulsu elektrycznego z węzła zatokowego przedsionkowego przez węzeł przedsionkowo-komorowy do włókien Purkinjego; Czas trwania zespołu QRS to czas, w którym następuje depolaryzacja komór przez układ Purkinjego i mięsień sercowy komorowy; a odstęp QT to czas trwania repolaryzacji komorowej.
Zapisy EKG u myszy pomogły badaczom zbadać funkcję serca i określić fizjologiczne i patofizjologiczne mechanizmy fenotypów serca, takich jak arytmia, migotanie przedsionków i niewydolność serca. Większość badań sercowo-naczyniowych obejmowała badania na genetycznie modyfikowanych modelach myszy. Często trudno jest uzyskać miarodajne dane na temat zapisów EKG od małych myszy, które zostały genetycznie zmanipulowane.
Istnieje kilka metod wykonywania EKG u myszy1. Badania sugerują, że zapisy EKG u zwierząt przytomnych są preferowane w stosunku do zwierząt znieczulonych, jeśli to możliwe, ponieważ wpływ znieczulenia na czynność serca jest dobrze znany2. Warto zauważyć dwa protokoły, które rejestrują EKG u świadomych myszy1. System radiotelemetrii EKG jest złotym standardem w ciągłym, długotrwałym monitorowaniu EKG u świadomych myszy1,3. Pomimo ich siły w rejestrowaniu w stanie świadomości, pomiary EKG sprzężone z radiotelemetrią mają kilka ograniczeń, w tym wysokie koszty konfiguracji i implantu, wymóg bardzo doświadczonego operatora, okres stabilizacji ponad 1 tydzień, zapotrzebowanie na duże myszy (> 20 g) i nabycie tylko jednego odprowadzenia zapisu EKG1. Inny system, który wykorzystuje elektrody przewodzące wielkości łapy osadzone w platformie, umożliwia zapisy EKG u świadomych myszy bez znieczulenia lub implantów1,4. Ten nieinwazyjny system jest alternatywną metodą w sytuacjach, w których systemy radiotelemetryczne są niedostępne, ponieważ ma wiele zalet: brak konieczności leczenia chirurgicznego, brak konieczności znieczulenia, niski koszt w przeliczeniu na mysz (tylko początkowa konfiguracja jest droga), krótki czas pomiaru i przystępność cenowa noworodków1,4. Główną wadą tego systemu jest to, że nie nadaje się on do ciągłego, długoterminowego monitorowania1.
Tutaj wprowadzamy kolejną niedrogą, prostą i szybką metodę zapisu EKG u znieczulonych myszy i demonstrujemy jej ważność i czułość, wykonując EKG po autonomicznej blokadzie/stymulacji układu przewodzącego serce. Sugerujemy tę metodę EKG do badań przesiewowych działania środków farmakologicznych, modyfikacji genetycznych i modeli chorobowych u myszy.

<table><tbody><tr><td>2,2,2-tribromoetanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T48402-25G</td><td>środki znieczulające, Avertin</td></tr><tr><td>Animal</td><td>Japan SLC, Inc., Shizuoka, Japonia</td><td></td><td>Myszy Balb/c, samce, w wieku 7-9 tygodni</td></tr><tr><td>Atropina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A0123</td><td>przywspółczulny antagonista</td></tr><tr><td>BioAmp</td><td>AD Instruments, Bella Vista, Australia</td><td>ML132</td><td>biowzmacniacz</td></tr><tr><td>Carbachol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C4382</td><td>agonista przywspółczulny</td></tr><tr><td>Elektrody z igłami do akupunktury</td><td>DongBang Acupuncture Inc., Sungnam, Korea</td><td>DB106</td><td>0,20 x 15 mm</td></tr><tr><td>Izoprenalina Agonista</td><td>układu współczulnego</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I2760</td></tr><tr><td>LabChart 8</td><td>AD Instruments, Bella Vista, Australia</td><td></td><td>oprogramowanie do analizy danych</td></tr><tr><td>Pokarm dla myszy</td><td>LabDiet, St. Louis, MO, USA</td><td>5L79</td><td>Dieta myszy</td></tr><tr><td>PowerLab 2/28</td><td>AD Instruments, Bella Vista, Australia</td><td></td><td>system gromadzenia danych</td></tr><tr><td>Propranolol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P0884</td><td>sympatyczny antagonista</td></tr> Program <tr><td>statystyczny SPSS</td> Program <td>statystyczny</td> <td>SPSS</td><td>SPSS 25.0</td></tr></tbody></table>

zapisy elektrokardiogramu u znieczulonych myszy przy użyciu odprowadzenia ii

Electrocardiogram Recordings in Anesthetized Mice using Lead II

Elektrokardiogram jest cennym narzędziem do oceny układu przewodzącego serce. Badania na zwierzętach pomogły w uzyskaniu nowych informacji genetycznych i farmakologicznych dotyczących elektrokardiogramu. Jednak wykonywanie pomiarów elektrokardiogramu u małych zwierząt in vivo, takich jak myszy, było wyzwaniem. W tym celu zastosowaliśmy metodę zapisu elektrokardiogramu u znieczulonych myszy, która ma wiele zalet: jest to procedura prosta technicznie, niedroga, ma krótki czas pomiaru i jest przystępna cenowo, nawet u młodych myszy. Pomimo ograniczeń związanych ze stosowaniem znieczulenia, porównania między grupą kontrolną a grupą eksperymentalną mogą być przeprowadzane ze zwiększoną czułością. Leczyliśmy myszy agonistami i antagonistami autonomicznego układu nerwowego, aby określić ważność tego protokołu i porównaliśmy nasze wyniki z poprzednimi raportami. Nasz protokół EKG wykrył zwiększoną częstość akcji serca i odstępy QTc podczas leczenia atropiną, zmniejszone tętno i odstępy QTc po leczeniu karbacholem oraz wyższe częstości akcji serca i odstępy QTc po podaniu izoprenaliny, ale nie odnotował żadnych zmian w parametrach EKG po podaniu propranololu. Wyniki te są poparte wcześniejszymi raportami, potwierdzającymi wiarygodność tego protokołu EKG. W związku z tym metoda ta może być stosowana jako podejście przesiewowe do wykonywania pomiarów EKG, które w przeciwnym razie nie zostałyby podjęte ze względu na wysokie koszty i trudności techniczne.

Eksperymenty farmakologiczne
Aby sprawdzić, czy nasza nieinwazyjna metoda pomiaru EKG odzwierciedla wpływ modulacji autonomicznej na system przewodzenia serca, zdrowe myszy Balb/c poddano działaniu agonistów i antagonistów autonomicznego układu nerwowego (AUN). Atropinę i karbachol wykorzystano odpowiednio do wywołania blokady i stymulacji przywspółczulnej, natomiast propranolol i izoprenalinę podano w celu wywołania odpowiednio blokady i stymulacji współczulnej<sup class="xre...

Prezentujemy protokół EKG, który jest technicznie łatwy, tani, szybki i przystępny cenowo dla małych myszy, i może być wykonywany z większą czułością. Sugerujemy tę metodę jako podejście przesiewowe do badania czynników farmakologicznych, modyfikacji genetycznych i modeli chorób u myszy.

Zapisy elektrokardiogramu u znieczulonych myszy przy użyciu odprowadzenia II

The electrocardiogram is a valuable tool for evaluating the cardiac conduction system. Animal research has helped generate novel genetic and ...

Znaczenie naszego protokołu polega na tym, że pomiar elektrokardiogramu może być wykonany z dużą czułością u małej myszy, która została zmanipulowana genetycznie lub farmakologicznie. Protokół jest korzystny, ponieważ jest prosty, szybki, niedrogi i czuły. Dodatkowo można go wykonać na małych myszach, nawet noworodkach.Wierzymy, że ta metoda przyczyni się do zrozumienia niezbadanych obszarów arytmii w obszarze sercowo-naczyniowym. Procedurę zademonstruje Tae Woong Ha z mojego laboratorium. Zacznij od otwarcia oprogramowania analitycznego i skonfigurowania go do akwizycji danych EKG.Przejdź do Setup (Ustawienia i ustawienia kanału) i ustaw częstotliwość próbkowania na 2 000 próbek na sekundę. Ustaw zakres na 20 miliwoltów, a wzmacniacz wejściowy na 200 Hz dolnoprzepustowego. Następnie przejdź do Analiza EKG i Ustawienia EKG, a następnie wybierz Mysz w Ustawienia wstępne ustawień wykrywania i analizy.W panelu Uśrednianie wybierz, czy chcesz połączyć kolejne cykle pracy serca w jeden widok sygnału średniego lub uśredniania oraz widok tabeli. W panelu QTc wybierz metodę Bazetta, która jest zdefiniowana jako skorygowana wartość tętna w odstępie QT. Umieść mysz na wadze precyzyjnej i zapisz jej wagę.Po upewnieniu się, że mysz jest odpowiednio znieczulona, należy wprowadzić elektrody z igłami do akupunktury w prawą i lewą kończynę przednią oraz lewą kończynę tylną. Upewnij się, że głębokość i położenie elektrody są spójne przez cały czas trwania eksperymentów. Podłącz drugie końce elektrod, wpinając je w trzy złącza zatrzaskowe na drugim końcu przewodów doprowadzających trzyodprowadzeniowego biowzmacniacza i wstrzyknij leki około trzy minuty po znieczuleniu.Po 10 minutach od podania środków znieczulających rozpocznij rejestrację EKG. Po zakończeniu zapisu należy wykorzystać do analizy dane EKG z okresu od 12 do 17 minut po wstrzyknięciu środków znieczulających. Po zakończeniu ostrożnie wyjmij elektrody.Aby ustalić, czy ten nieinwazyjny pomiar EKG odzwierciedla wpływ autonomicznej modulacji na układ przewodzenia serca, normalne myszy BALB/c poddano badaniu agonistami i antagonistami autonomicznego układu nerwowego. W porównaniu z kontrolą nośnika, częstość akcji serca znacznie wzrosła u myszy leczonych atropiną i izoprenaliną i spadła w przypadku karbacholu. Ponadto odstęp QTc zwiększył się u myszy leczonych atropiną i izoprenaliną i zmniejszył się u myszy leczonych karbacholem.Reprezentatywne widoki wykresów i uśredniające widoki sygnałów EKG u myszy leczonych atropiną, karbacholem i podłożem są pokazane tutaj. Podczas prób zastosowania tego protokołu najważniejszą rzeczą jest upewnienie się, że elektrody EKG są bezpiecznie włożone przez cały czas trwania eksperymentu. Wykonaj wiele wstępnych eksperymentów, aż sygnały EKG będą stabilne i spójne.Nasze poprzednie publikacje na myszach potwierdziły zmiany w EKG, które zostały zgłoszone w badaniach genetycznych na ludziach, co potwierdza użyteczność tej metody w obszarach badań sercowo-naczyniowych, takich jak arytmia.

electrocardiogram-recordings-in-anesthetized-mice-using-lead-ii

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Programowa stymulacja elektryczna umożliwia określenie właściwości przewodzenia w sercu oraz indukcję i terminację arytmii serca przy użyciu różnych protokołów stymulacji. Przy użyciu cewnika przezżylnego można uzyskać zapisy elektrogramów wewnątrzsercowych u myszy po zastosowaniu protokołów programowej stymulacji elektrycznej w celu zidentyfikowania podłoży arytmogennych.

Programowana stymulacja elektryczna u myszy

Echokardiografia przezklatkowa stanowi nieinwazyjną metodę oceny funkcji serca u myszy. Połączenie obrazowania ultradźwiękowego i dopplerowskiego pozwala na wykonanie pomiarów wymiarów serca oraz przepływu krwi wewnątrzsercowego, co łącznie umożliwia ocenę funkcji skurczowej i rozkurczowej serca.

Echokardiografia przezklatkowa u myszy

Telemetry EKG stała się niezbędnym narzędziem w ocenie modeli zwierzęcych pod kątem arytmii serca i nagłej śmierci sercowej. W niniejszym materiale przedstawiamy instrukcję krok po kroku dotyczącą rejestracji telemetrycznego EKG w celu długoterminowego ambulatoryjnego monitorowania EKG u myszy.

Ambulatoryjne zapisy EKG u myszy

Ten film demonstruje in vivo rejestrację potencjału lokalnego pola (LFP) z obustronnych obszarów M2 mózgu myszy. Znieczulona mysz jest zabezpieczona i przygotowana do zabiegu. Aby zarejestrować LFP, należy wprowadzić mikroelektrody do docelowych współrzędnych obustronnych obszarów M2, które są odpowiedzialne za złożone ruchy motoryczne.

Rejestracja potencjału pola lokalnego z obu półkul mózgu myszy

Źródło: Jensen, V. N.,  i inni. Wielokrotne pomiary aktywności mięśni oddechowych i wentylacji w mysich modelach choroby nerwowo-mięśniowej. J. Vis. Exp. (2017). Ten film przedstawia metodę jednoczesnego rejestrowania sygnałów pletyzmografii i elektromiografii w swobodnie poruszającym się modelu myszy ALS. Procedura polega na użyciu wszczepionych elektrod i nadajnika do rejestrowania aktywności mięśni, a także komory pletyzmograficznej do monitorowania wzorców oddychania, w celu zbadania roli...

Jednoczesny zapis pletyzmografii i elektromiografii w mysim modelu ALS

Podczas operacji niedokrwienia mięśnia sercowego/reperfuzji u myszy, prawidłowe umieszczenie ligatury okluzyjnej jest zazwyczaj potwierdzane przez widoczną obserwację bladości mięśnia sercowego. W tym artykule metoda elektrokardiograficznego potwierdzania niedokrwienia i reperfuzji, w celu uzupełnienia obserwowanej bladości mięśnia sercowego, została zademonstrowana u samców myszy C57Bl / 6.

Potwierdzenie niedokrwienia mięśnia sercowego i uszkodzenia reperfuzyjnego u myszy za pomocą elektrokardiografii powierzchniowej

Tutaj prezentujemy protokół do rejestrowania sygnałów biologicznych mózgu i serca u myszy za pomocą jednoczesnego wideo, elektroencefalografii (EEG) i elektrokardiografii (EKG). Opisano również metody analizy wynikowych zapisów EEG-EKG pod kątem napadów, mocy spektralnej EEG, funkcji serca i zmienności rytmu serca.

Jednoczesne monitorowanie wideo-EEG-EKG w celu identyfikacji dysfunkcji neurosercowej w mysich modelach padaczki

Tutaj prezentujemy krok po kroku protokół dla półautomatycznego podejścia do analizy mysich danych z długoterminowej elektrokardiografii (EKG) dla podstawowych parametrów EKG i częstych zaburzeń rytmu serca. Dane są uzyskiwane przez wszczepialne nadajniki telemetryczne u żywych i przytomnych myszy i analizowane za pomocą Ponemah i jego modułów analitycznych.

Analiza długoterminowych zapisów elektrokardiograficznych w celu wykrycia arytmii u myszy

Niniejszy protokół opisuje optymalizację parametrów eksperymentalnych przy użyciu stymulacji przezprzełykowej do oceny podatności na migotanie przedsionków u myszy.

Optymalizacja stymulacji przezprzełykowej w celu oceny podatności na migotanie przedsionków u myszy

Protokół opisuje metodologię zewnątrzkomórkowego zapisu w korze ruchowej (MC) w celu ujawnienia zewnątrzkomórkowych właściwości elektrofizjologicznych u swobodnie poruszających się świadomych myszy, a także analizę danych lokalnych potencjałów pola (LFP) i skoków, co jest przydatne do oceny aktywności neuronalnej sieci leżącej u podstaw interesujących zachowań.

Wielokanałowy zapis zewnątrzkomórkowy w swobodnie poruszających się myszach

Poznaj prosty i ekonomiczny protokół EKG dla małych myszy, w tym noworodków, zwiększający czułość pomiarów. Ta metoda umożliwia badania farmakologiczne i genetyczne w elektrofizjologii serca.

Zapisy elektrokardiogramu u znieczulonych myszy przy użyciu odprowadzenia II

Przeglądaj więcej filmów