Name: Strukturalne oceny in vivo chorób oczu w modelach gryzoni przy użyciu optycznej koherentnej tomografii (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 44 s
Description: Poznaj zastosowanie spektralnej optycznej koherentnej tomografii do nieinwazyjnego obrazowania struktur oczu w modelach chorób siatkówki u gryzoni. Ta metoda umożliwia precyzyjne śledzenie zmian grubości siatkówki i długości osiowej oka w czasie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Department of Veterans Affairs Rehab R&D Service Career Development Awards (CDA-1, RX002111; CDA-2; RX002928) dla RSA, Merit Award (RX002615) i Research Career Scientist Award (RX003134) dla MTP, Career Development Award (CDA-2, RX002342) dla AJF, EY028859 dla MTP, NEI Core Grant P30EY006360, Research to Prevent Blindness oraz Foundation Fighting Blindness.

Wszystkie opisane procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Atlancie (Atlanta Veterans Affairs Institutional Animal Care and Use Committee) i są zgodne z przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych (NIH Publications, 8th edition, updated 2011).
UWAGA: System SD-OCT używany do opracowania poniższego protokołu jest opisany w Tabeli Materiałów. Chociaż niektóre procedury są specyficzne dla tego konkretnego systemu, ogólne podejście można dostosować do innych urządzeń OCT i modeli zwierzęcych. Co więcej, w naszym laboratorium protokoły te są powszechnie stosowane u myszy i szczurów; jednak ogólne podejście można zastosować do różnych modeli zwierzęcych i urządzeń SD-OCT, pod warunkiem, że dana osoba ma odpowiedni obiektyw i możliwości w swoim urządzeniu.
1. Konfiguracja sprzętu do optycznej koherentnej tomografii
<ol>
	<li>Otwórz oprogramowanie SD-OCT (Tabela materiałów).</li>
	<li>Określ, kto przyjmuje OCT, badanie i ramię leczenia (jeśli dotyczy). Nazwij te kategorie w sposób, który pomoże badaczom wyszukać żądane skany później podczas analizy danych.
	<ol>
		<li>Na karcie Pacjent/Egzamin kliknij opcję Test Examiner (Egzaminator testu). Wybierz imię i nazwisko egzaminatora. Użyj przycisku Ustaw egzaminatorów i lekarzy, aby dodać nowych egzaminatorów.</li>
		<li>Kliknij opcję Nazwa badania, aby zdefiniować badanie. Kliknij kartę Badanie, aby dodać nowe badanie lub zmodyfikować leczenie w istniejącym badaniu. Kliknij po prawej stronie opcji Select Treatment Arm (Wybierz ramię leczenia), aby wybrać ramię leczenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kliknij przycisk Dodaj pacjenta, który służy do dodawania nowego punktu czasu dla całej grupy. Gdy pojawi się okno, wprowadź numer identyfikacyjny, imię i nazwisko. Wybierz Mężczyzna lub Kobieta. Wprowadź datę urodzenia.</li>
	<li>Kliknij przycisk Dodaj egzamin, aby dodać poszczególne szczury. Aby zidentyfikować szczury, kliknij na egzamin. Kliknij przycisk Edytuj egzamin. Wprowadź numer identyfikacyjny w polu Wprowadź notatki. Kliknij przycisk Zapisz zmiany.</li>
	<li>Przymocuj odpowiedni obiektyw do urządzenia (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B), wybierz odpowiednią konfigurację w oprogramowaniu i wybierz odpowiednią pozycję ramienia referencyjnego. 
	UWAGA: Opisany system SD-OCT ma dostosowane soczewki, wstępnie ustawione wzorce skanowania i ustawienia ramienia referencyjnego specyficzne dla gatunku zwierzęcia i obszaru oka obrazowanego (siatkówka lub rogówka, mysz lub szczur). Niektóre z tych szczegółów są specyficzne dla opisanego systemu SD-OCT (patrz tabela materiałów). Na przykład nie wszystkie urządzenia oferują ręczną regulację długości ścieżki ramienia referencyjnego.</li>
	<li>Na karcie Pacjent/Badanie kliknij dwukrotnie podświetlone badanie, aby przejść do zakładki Obrazowanie i rozpocząć obrazowanie lub po prostu kliknij kartę Obrazowanie. Jeśli istnieje skanowanie domyślne, kliknij prawym przyciskiem myszy, aby je usunąć.</li>
	<li>Załaduj wstępnie ustawiony protokół skanowania, klikając przycisk Wybierz protokół z listy. Możesz też dodać pojedyncze skany.</li>
	<li>W przypadku szczurzych modeli jaskry i retinopatii cukrzycowej oraz mysich modeli zwyrodnienia siatkówki wybierz ustawienie wstępne, które składa się z czterech obrazów: 2 skanów OD i 2 skanów OS. W przypadku krótkowzroczności myszy wybierz ustawienie wstępne, które składa się z 8 obrazów: 4 skanów OD i 4 skanów systemu operacyjnego. 
	UWAGA: Wstępnie ustawione obrazowanie zostanie wyjaśnione bardziej szczegółowo w rozdziale 3. Jest to coś, co każde laboratorium wykonuje dla siebie lub z producentem podczas instalacji na miejscu.</li>
</ol>
2. Znieczulić zwierzę
<ol>
	<li>Podawać środek znieczulający.
	<ol>
		<li>Znieczulić szczury ketaminą (60 mg/kg) i ksylazyną (7,5 mg/kg) we wstrzyknięciu dootrzewnowym.</li>
		<li>Znieczulić myszy ketaminą (80 mg/kg) i ksylazyną (16 mg/kg) we wstrzyknięciu dootrzewnowym.</li>
		<li>Poczekaj, aż zwierzęta zostaną w pełni znieczulone i nie będą reagować na szczypanie palców.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podawać krople rozszerzające źrenice (1% tropikamidu). Poczekaj, aż źrenice się rozszerzą, zanim zaczniesz obrazować. 
	UWAGA: Rozszerzenie źrenic zwiększa pole widzenia, ale nie jest wymagane. Krople do znieczulenia miejscowego (rogówki) (0,5% tetrakainy) znieczulające oko powinny być również stosowane, jeśli cokolwiek będzie dotykać oka (na przykład podczas stosowania soczewek kontaktowych lub korzystania z przewodnika). Prowadnica to urządzenie, które umieszcza się nad głowicą skanującą i pomaga początkującym ustawić oko i głowicę skanującą.</li>
	<li>Po znieczuleniu gryzonia umieść go w systemie wyrównywania gryzoni, który może obracać zwierzę w przestrzeni trójwymiarowej (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1A, 1C i 1D). Zapewnij wsparcie termiczne. 
	UWAGA: Obecnie używamy systemów wyrównywania gryzoni dla myszy i szczurów zaprojektowanych i sprzedawanych z urządzeniem SD-OCT.</li>
	<li>Zastosuj płyn (np. sól fizjologiczną lub sztuczne łzy), aby nawilżyć oczy. Upewnij się, że oko nie wysycha podczas obrazowania, aby właściwości optyczne oka zostały zachowane między skanami (gdy rogówka jest mokra, siatkówka jest wyraźnie widoczna).
	<ol>
		<li>Upewnij się, że podczas skanowania pierwszego oka utrzymuje wilgoć w przeciwległym oku, aby nie wyschło.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj delikatnej chusteczki do usuwania nadmiaru soli fizjologicznej tuż przed obrazowaniem, ponieważ zbyt dużo lub zbyt mało lubrykantu na oku wpłynie na jakość obrazu. 
	UWAGA: Stosowanie sterylnego żelu nawilżającego nie jest zalecane podczas OCT, ponieważ może on zakłócać obrazowanie. W razie potrzeby po zabiegu można użyć sterylnego żelu nawilżającego. Można również nałożyć soczewkę kontaktową, aby zapewnić odpowiednie nawilżenie oka przez cały czas trwania badania. Z naszego doświadczenia wynika, że soczewki kontaktowe nie zapewniły wyraźnej poprawy jakości obrazu, ale soczewki kontaktowe pomagają zmniejszyć ryzyko wysuszenia rogówki podczas sesji obrazowania.</li>
</ol>
3. Obrazowanie OCT gryzoni
<ol>
	<li>Zacznij od jednego oka (OS lub OD), a następnie zobrazuj oko przeciwległe.
	<ol>
		<li>Ustaw zwierzę za pomocą dwóch ruchów obrotowych systemu wyrównywania gryzoni, tak aby wzrok był poziomy i patrzył w dół osi soczewki OCT (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1D).</li>
		<li>Użyj OCT w trybie swobodnego biegu, aby zorientować siatkówkę do zbierania danych. Użyj początkowo trybu Aim (klikając przycisk Cel), aby uzyskać ciągłe wyświetlanie zarówno poziomych, jak i pionowych skanów B w czasie rzeczywistym.</li>
		<li>Przesuń głowicę skanującą bliżej oka, aż siatkówka będzie widoczna (ponieważ soczewki siatkówki myszy i szczura mają stałą ostrość, przesuwanie soczewki w kierunku oka powoduje skupienie głębiej w siatkówce). Następnie użyj systemu wyrównywania gryzoni, aby dostosować pozycję zwierzęcia w górę / w dół i obrócić / skręcić, aby ustawić głowę nerwu wzrokowego w środku, wykonaj skanowanie poziome w poziomie, a skanowanie w pionie w pionie (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1A).</li>
		<li>Dostosuj odległość roboczą tak, aby obraz siatkówki był płaski i nie był zakrzywiony.</li>
		<li>Dostosuj pozycję ramienia referencyjnego, aby obraz znajdował się w pobliżu górnej części okna wyświetlacza. Uważaj, aby nie wepchnąć się zbyt daleko, w przeciwnym razie obraz oka odwróci się z powrotem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Obrazowanie siatkówki
	<ol>
		<li>W przypadku modeli jaskry, zwyrodnienia siatkówki i retinopatii cukrzycowej: Zdefiniuj skan objętości, który składa się z 1000 x 100 x 1 (skany A x skany B x wielokrotne skany B) w celu uśrednienia. U szczurów wykonaj skan objętości o wymiarach 3 x 3 mm. U myszy wykonaj skan objętości 1,5 x 1,5 mm.</li>
		<li>Wyśrodkuj nerw wzrokowy w poziomie i dostępie pionowym tak, aby skan objętości znajdował się pośrodku. Poświęć trochę czasu, aby upewnić się, że głowa nerwu wzrokowego znajduje się w środku skanu i prosto wzdłuż osi nosowo-skroniowej i góra-dolna (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2). Zeskanuj i ponownie wyśrodkuj, aby upewnić się, że znajduje się dokładnie w środku, jeśli to konieczne. W razie potrzeby powtórz to skanowanie, aż głowa nerwu wzrokowego zostanie wyśrodkowana i wyrównana wzdłuż obu osi. Kliknij przycisk Migawka, aby zrobić zdjęcie. 
		UWAGA: Niektóre urządzenia SD-OCT mają opcję optycznej manipulacji krzywizną oka (np. obraz jest spłaszczony) poprzez regulację odległości oka od źródła światła za pomocą ramienia referencyjnego. Zalecamy spłaszczenie i wyśrodkowanie obrazów podczas wykonywania bezpośrednich pomiarów grubości przez warstwy siatkówki, aby poprawić dokładność wzdłuż kierunku przednio-tylnego.</li>
		<li>Kliknij przycisk Zapisz, aby zapisać obraz.</li>
		<li>Wykonaj skan promieniowy wyśrodkowany na głowie nerwu wzrokowego, który ma wymiary 1000 x 4 x 20 (A-skan x B-skan x powtórzone B-skany). Używaj powtarzających się skanów B, aby zwiększyć klarowność obrazu oka lub siatkówki, co pomoże zinterpretować obszary oka lub warstwy siatkówki podczas analizy danych. 
		UWAGA: Ponownie, u szczurów ten skan promieniowy wynosi 3 mm, podczas gdy u myszy skan promieniowy wynosi 1,5 mm.</li>
		<li>Zapisz obraz.</li>
		<li>Powtórz kroki od 3.1 do 3.2.5 w oku przeciwległym.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pomiary długości osiowej
	<ol>
		<li>W przypadku projektów obejmujących obrazowanie całego oka, takich jak krótkowzroczność myszy, należy wykonać trzy skany całego oka i jeden skan siatkówki dla każdego oka. Wybierz ustawienie wstępne, które składa się ze skanu promieniowego o wymiarach 500 x 20 x 1 i obejmuje całą średnicę oka. 
		UWAGA: To ustawienie zapewnia obraz całej długości oka myszy od rogówki do naczyniówki.</li>
		<li>Wyśrodkuj środek oka i siatkówkę w polu widzenia. Wykonaj trzy skany promieniowe (skany całego oka): skan liniowy B o wymiarach 1000 x 5 x 2 i dwa dodatkowe skany liniowe B o wymiarach 1000 x 5 x 2 w tym samym miejscu. Zapisz obrazy.</li>
		<li>Następnie, jeśli to konieczne, powiększ i wykonaj skan objętościowy lub prostokątny (skan siatkówki) podobny do opisu w 3.2, który składa się ze skanów 1000 x 20 A x skanów B. Zapisz skanowanie woluminu.</li>
		<li>Powtórz kroki od 3.3 do 3.3.3 w oku przeciwległym. 
		UWAGA: Pomiary długości osiowej są możliwe tylko w przypadku małych oczu (myszowych lub mniejszych), ponieważ okno obrazowania obecnych systemów nie jest wystarczająco duże, aby uchwycić większe oko.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Etapy po obrazowaniu
<ol>
	<li>Przechowuj zapisane dane w chmurze, co jest dobrą praktyką w zakresie zarządzania danymi i pozwala na łatwy dostęp do nich w celu późniejszej analizy. Wykonuj analizę danych za pomocą niestandardowego oprogramowania opracowanego w programie do modelowania matematycznego (Tabela materiałów).</li>
	<li>Usunąć gryzonia z systemu wyrównywania gryzoni i podać dootrzewnowe wstrzyknięcie atipamezolu (1 mg/kg dla szczurów i myszy) w celu odwrócenia działania ksylazyny, tak aby gryzoń obudził się szybciej.</li>
	<li>Pozwól gryzoniom zregenerować się na poduszce grzewczej na małym ogniu. W razie potrzeby podaj dodatkowe krople soli fizjologicznej. Wróć gryzonie do ich klatki domowej, gdy odzyskają pełną zdolność poruszania się.</li>
	<li>Zamknij program i wyłącz OCT.</li>
</ol>
5. Przetwarzanie końcowe obrazów OCT
<ol>
	<li>Przetwarzaj obrazy za pomocą niestandardowego oprogramowania opracowanego w programie do modelowania matematycznego w celu dopasowania do konkretnych potrzeb OCT (np. zmierz grubość obszarów zainteresowania poprzez ręczne oznaczanie obrazów).</li>
	<li>W zależności od przeznaczenia obrazu (siatkówka myszy, siatkówka szczura lub krótkowzroczność/długość osiowa) użyj jednego z trzech różnych programów:
	<ol>
		<li>Aby przetworzyć siatkówkę, wybierz skany OCT do załadowania. Najpierw nakreśl środek głowy nerwu wzrokowego za pomocą prostego kliknięcia.</li>
		<li>Zobacz, jak program generuje pionowe linie określające odległości po obu stronach głowy nerwu wzrokowego. Należy zauważyć, że w siatkówce szczura linie te znajdują się w odległości 0,5 mm i 1,2 mm od środka głowy nerwu wzrokowego, co daje w sumie 4 pionowe linie reprezentujące oś nosowo-skroniową i dolną-górną oka, w zależności od obecnie analizowanego promieniowego skanu B. 
		UWAGA: W siatkówce myszy te pionowe linie znajdują się w odległości 0,25 mm i 0,5 mm od środka głowy nerwu wzrokowego.</li>
		<li>Wzdłuż każdej linii wyznacz następujące warstwy: 
		Warstwa włókien nerwowych siatkówki (RNFL), wewnętrzna warstwa splotowata (IPL), wewnętrzna warstwa jądrowa (INL), zewnętrzna warstwa splotowata (OPL), zewnętrzna warstwa jądrowa (ONL), zewnętrzna błona ograniczająca (ELM), wewnętrzne segmenty / zewnętrzne segmenty (IS / OS), nabłonek barwnikowy siatkówki (RPE) i całkowita grubość siatkówki. 
		UWAGA: Skan promieniowy zazwyczaj nie ma etykiet nosowych/skroniowych i górnych/dolnych po otwarciu. Skany mogą być tworzone w taki sposób, aby miały orientację n/t i s/i, a w szczególności te skany są później analizowane.</li>
		<li>Po narysowaniu obrazu i zamknięciu programu wyeksportuj te pomiary do arkusza kalkulacyjnego w celu analizy danych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj tych wartości długości i grubości z kroku 5, aby dokonać porównań między grupami, na przykład określając, czy występują różnice regionalne (n/t/s/i) lub zmiany podłużne.</li>
	<li>W przypadku pomiarów siatkówki należy najpierw określić, czy występują jakiekolwiek różnice w osi nosowo-skroniowej i dolnej-górnej w odległościach 0,5 mm i 1,2 mm. 
	UWAGA: Jeśli nie obserwuje się różnic w kwadrantach, pomiary 0.5 mm i 1.2 mm można uśrednić razem. Jest to podobne podejście w przypadku skanów siatkówki myszy tylko przy 0,25 mm i 0,5 mm.</li>
	<li>W przypadku badań krótkowzroczności użyj tego programu do oceny parametrów oka wzdłuż osi optycznej oka. Otwórz program do modelowania matematycznego. Najpierw wybierz obraz do załadowania.
	<ol>
		<li>Po załadowaniu obrazu należy ręcznie oznaczyć każdy skan (skan promieniowy i B). Zaznacz przednie i tylne krawędzie rogówki, soczewki, komory ciała szklistego i siatkówki, aby program obliczył grubość rogówki, grubość soczewki, głębokość komory przedniej i szklistkowej, całkowitą grubość siatkówki, całkowitą długość osiową.</li>
		<li>Po zaznaczeniu wyjdź z programu, co spowoduje wyświetlenie menu zapisu. Zapisz wyznaczone wartości w arkuszu kalkulacyjnym i uśrednij razem trzy oddzielne skany.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Wojtkowski, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrahigh-resolution%2C+high-speed%2C+Fourier+domain+optical+coherence+tomography+and+methods+for+dispersion+compensation%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Ultrahigh-resolution, high-speed, Fourier domain optical coherence tomography and methods for dispersion compensation.</a> Optics Express. 12 (11), 2404-2422 (2004).</li>
<li>Nassif, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+high-resolution+video-rate+spectral-domain+optical+coherence+tomography+of+the+human+retina+and+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Express%22%5BJournal%5D)">In vivo high-resolution video-rate spectral-domain optical coherence tomography of the human retina and optic nerve.</a> Optics Express. 12 (3), 367-376 (2004).</li>
<li>Theelen, T., Teussink, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inspection+of+the+Human+Retina+by+Optical+Coherence+Tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Inspection of the Human Retina by Optical Coherence Tomography.</a> Methods in Molecular Biology. 1715, 351-358 (2018).</li>
<li>Nakazawa, M., Hara, A., Ishiguro, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+Coherence+Tomography+of+Animal+Models+of+Retinitis+Pigmentosa%3A+From+Animal+Studies+to+Clinical+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Research+International%22%5BJournal%5D)">Optical Coherence Tomography of Animal Models of Retinitis Pigmentosa: From Animal Studies to Clinical Applications.</a> Biomed Research International. 2019, 8276140(2019).</li>
<li>Drexler, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrahigh-resolution+ophthalmic+optical+coherence+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Ultrahigh-resolution ophthalmic optical coherence tomography.</a> Nature Medicine. 7 (4), 502-507 (2001).</li>
<li>VanLeeuwen, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+AMPA+receptor+expression+with+treadmill+exercise+in+the+1-methyl-4-phenyl-1%2C2%2C3%2C6-tetrahydropyridine-lesioned+mouse+model+of+basal+ganglia+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Research%22%5BJournal%5D)">Altered AMPA receptor expression with treadmill exercise in the 1-methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridine-lesioned mouse model of basal ganglia injury.</a> Journal of Neuroscience Research. 88 (3), 650-668 (2010).</li>
<li>Tian, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Performance+evaluation+of+automated+segmentation+software+on+optical+coherence+tomography+volume+data%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biophotonics%22%5BJournal%5D)">Performance evaluation of automated segmentation software on optical coherence tomography volume data.</a> Journal of Biophotonics. 9 (5), 478-489 (2016).</li>
<li>Kraus, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motion+correction+in+optical+coherence+tomography+volumes+on+a+per+A-scan+basis+using+orthogonal+scan+patterns%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Motion correction in optical coherence tomography volumes on a per A-scan basis using orthogonal scan patterns.</a> Biomedical Optics Express. 3 (6), 1182-1199 (2012).</li>
<li>Boatright, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tool+from+ancient+pharmacopoeia+prevents+vision+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Vision%22%5BJournal%5D)">Tool from ancient pharmacopoeia prevents vision loss.</a> Molecular Vision. 12, 1706-1714 (2006).</li>
<li>Morrison, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+of+chronic+pressure-induced+optic+nerve+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">A rat model of chronic pressure-induced optic nerve damage.</a> Experimental Eye Research. 64 (1), 85-96 (1997).</li>
<li>Feola, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Menopause+exacerbates+visual+dysfunction+in+experimental+glaucoma%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Menopause exacerbates visual dysfunction in experimental glaucoma.</a> Experimental Eye Research. 186, 107706(2019).</li>
<li>Goto, Y., Kakizaki, M., Masaki, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+spontaneous+diabetic+rats+by+repetition+of+selective+breeding%5BTitle%5D)+AND+%22The+Tohoku+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Production of spontaneous diabetic rats by repetition of selective breeding.</a> The Tohoku Journal of Experimental Medicine. 119 (1), 85-90 (1976).</li>
<li>Allen, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+Deficits+Precede+Cognitive+and+Motor+Deficits+in+a+Rat+Model+of+Type+II+Diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmolology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Retinal Deficits Precede Cognitive and Motor Deficits in a Rat Model of Type II Diabetes.</a> Investigative Ophthalmolology & Visual Science. 60 (1), 123-133 (2019).</li>
<li>Stone, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+ocular+parameters+from+circadian+clock+gene+disruptions%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Altered ocular parameters from circadian clock gene disruptions.</a> PLoS One. 14 (6), 0217111(2019).</li>
<li>Chakraborty, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+rhythms%2C+refractive+development%2C+and+myopia%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmic+%26+Physiological+Optics%22%5BJournal%5D)">Circadian rhythms, refractive development, and myopia.</a> Ophthalmic & Physiological Optics. 38 (3), 217-245 (2018).</li>
<li>Davies, E. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+ganglion+cell+layer+volumetric+assessment+by+spectral-domain+optical+coherence+tomography+in+multiple+sclerosis%3A+application+of+a+high-precision+manual+estimation+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuro-ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Retinal ganglion cell layer volumetric assessment by spectral-domain optical coherence tomography in multiple sclerosis: application of a high-precision manual estimation technique.</a> Journal of Neuro-ophthalmology. 31 (3), 260-264 (2011).</li>
<li>Carnevali, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+coherence+tomography+angiography+analysis+of+retinal+vascular+plexuses+and+choriocapillaris+in+patients+with+type+1+diabetes+without+diabetic+retinopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Diabetologica%22%5BJournal%5D)">Optical coherence tomography angiography analysis of retinal vascular plexuses and choriocapillaris in patients with type 1 diabetes without diabetic retinopathy.</a> Acta Diabetologica. 54 (7), 695-702 (2017).</li>
<li>Springelkamp, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Population-based+evaluation+of+retinal+nerve+fiber+layer%2C+retinal+ganglion+cell+layer%2C+and+inner+plexiform+layer+as+a+diagnostic+tool+for+glaucoma%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Population-based evaluation of retinal nerve fiber layer, retinal ganglion cell layer, and inner plexiform layer as a diagnostic tool for glaucoma.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (12), 8428-8438 (2014).</li>
<li>Allen, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-Term+Functional+and+Structural+Consequences+of+Primary+Blast+Overpressure+to+the+Eye%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Long-Term Functional and Structural Consequences of Primary Blast Overpressure to the Eye.</a> Journal of Neurotrauma. 35 (17), 2104-2116 (2018).</li>
<li>Zhao, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-related+changes+in+the+response+of+retinal+structure%2C+function+and+blood+flow+to+pressure+modification+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Age-related changes in the response of retinal structure, function and blood flow to pressure modification in rats.</a> Scientific Reports. 8 (1), 2947(2018).</li>
<li>Schmucker, C., Schaeffel, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+paraxial+schematic+eye+model+for+the+growing+C57BL%2F6+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Research%22%5BJournal%5D)">A paraxial schematic eye model for the growing C57BL/6 mouse.</a> Vision Research. 44 (16), 1857-1867 (2004).</li>
<li>Aung, M. H., Kim, M. K., Olson, D. E., Thule, P. M., Pardue, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+visual+deficits+in+streptozotocin-induced+diabetic+long+evans+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Early visual deficits in streptozotocin-induced diabetic long evans rats.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (2), 1370-1377 (2013).</li>
<li>Puzyeyeva, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-Resolution+Optical+Coherence+Tomography+Retinal+Imaging%3A+A+Case+Series+Illustrating+Potential+and+Limitations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">High-Resolution Optical Coherence Tomography Retinal Imaging: A Case Series Illustrating Potential and Limitations.</a> Journal of Ophthalmology. 2011, 764183(2011).</li>
<li>Liu, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Topography+and+pachymetry+maps+for+mouse+corneas+using+optical+coherence+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Topography and pachymetry maps for mouse corneas using optical coherence tomography.</a> Experimental Eye Research. 190, 107868(2020).</li>
<li>Mohan, K., Kecova, H., Hernandez-Merino, E., Kardon, R. H., Harper, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+ganglion+cell+damage+in+an+experimental+rodent+model+of+blast-mediated+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Retinal ganglion cell damage in an experimental rodent model of blast-mediated traumatic brain injury.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (5), 3440-3450 (2013).</li>
<li>Harper, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blast-Mediated+Traumatic+Brain+Injury+Exacerbates+Retinal+Damage+and+Amyloidosis+in+the+APPswePSENd19e+Mouse+Model+of+Alzheimer%27s+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Blast-Mediated Traumatic Brain Injury Exacerbates Retinal Damage and Amyloidosis in the APPswePSENd19e Mouse Model of Alzheimer's Disease.</a> Investigative Ophthalmology Visual Science. 60 (7), 2716-2725 (2019).</li>
<li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+image+processing+for+optical+coherence+tomographic+angiography+of+macular+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Advanced image processing for optical coherence tomographic angiography of macular diseases.</a> Biomedical Optics Express. 6 (12), 4661-4675 (2015).</li>
<li>Muhlfriedel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+Subretinal+Injection+Technique+for+Gene+Therapy+Approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Optimized Subretinal Injection Technique for Gene Therapy Approaches.</a> Methods in Molecular Biology. 1834, 405-412 (2019).</li>
<li>Adekunle, A. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integration+of+Perforated+Subretinal+Prostheses+With+Retinal+Tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Vision+Science+%26+Technology%22%5BJournal%5D)">Integration of Perforated Subretinal Prostheses With Retinal Tissue.</a> Translational Vision Science & Technology. 4 (4), 5(2015).</li>
<li>Sajdak, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Noninvasive+imaging+of+the+tree+shrew+eye%3A+Wavefront+analysis+and+retinal+imaging+with+correlative+histology%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Noninvasive imaging of the tree shrew eye: Wavefront analysis and retinal imaging with correlative histology.</a> Experimental Eye Research. 185, 107683(2019).</li>
<li>Dominik Fischer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detailed+functional+and+structural+characterization+of+a+macular+lesion+in+a+rhesus+macaque%5BTitle%5D)+AND+%22Documenta+Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">Detailed functional and structural characterization of a macular lesion in a rhesus macaque.</a> Documenta Ophthalmologica. 125 (3), 179-194 (2012).</li>
<li>Hagag, A. M., Gao, S. S., Jia, Y., Huang, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+coherence+tomography+angiography%3A+Technical+principles+and+clinical+applications+in+ophthalmology%5BTitle%5D)+AND+%22Taiwan+Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Optical coherence tomography angiography: Technical principles and clinical applications in ophthalmology.</a> Taiwan Journal of Ophthalmology. 7 (3), 115-129 (2017).</li>
<li>Treister, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+of+Subclinical+CNV+and+Choriocapillaris+Nonperfusion+in+Fellow+Eyes+of+Unilateral+Exudative+AMD+on+OCT+Angiography%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Vision+Science+%26+Technology%22%5BJournal%5D)">Prevalence of Subclinical CNV and Choriocapillaris Nonperfusion in Fellow Eyes of Unilateral Exudative AMD on OCT Angiography.</a> Translational Vision Science & Technology. 7 (5), 19(2018).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Obrazowanie struktur oka in vivo w wysokiej rozdzielczości pozwala na ocenę zmian w siatkówce i oku w czasie. W tym protokole wykazano, że SD-OCT wychwytuje różnice w strukturach oka in vivo w modelach zwyrodnienia siatkówki, jaskry, retinopatii cukrzycowej i krótkowzroczności.
Najważniejszym aspektem podczas wykonywania SD-OCT jest uzyskanie wyraźnego obrazu siatkówki lub innej interesującej nas struktury oka. Ważne jest, aby poświęcić trochę czasu, aby upewnić się, że siatkówka jest idealnie...

Optyczna koherentna tomografia spektralna (SD-OCT) to precyzyjna metoda obrazowania o wysokiej rozdzielczości, która pozwala klinicystom i badaczom na nieinwazyjne badanie struktur oka. Ta technika obrazowania opiera się na interferometrii w celu uchwycenia trójwymiarowych obrazów siatkówki in vivo w skali mikrometrycznej1,2. Stała się jedną z najczęściej stosowanych metod obrazowania w badaniach nad wzrokiem i w klinice ze względu na łatwe wykrywanie i dokładność cech patologicznych, takich jak wady strukturalne i/lub ścieńczenie warstw siatkówki i płynu podsiatkówkowego3. W badaniach wykorzystujących zwierzęce modele zaburzeń związanych ze wzrokiem, SD-OCT dostarczyło niezbędnych nieinwazyjnych analiz relacji między strukturą a funkcją oraz ich histopatologicznym pochodzeniem4. Ze względu na swoją rozdzielczość (do 2-3 mikronów, w zależności od głębokości wnikania w oko5), SD-OCT ma możliwość wykrywania nawet niewielkich zmian w grubości warstwy siatkówki. Ten rodzaj analizy może dostarczyć niezbędnych informacji dla progresji choroby i ocenić skuteczność metod neuroprotekcyjnych i leczenia zaburzeń związanych ze wzrokiem.
SD-OCT jest nieinwazyjną alternatywą dla histologicznego badania struktury, a wykazano, że te dwie cechy są ze sobą skorelowane6. Chociaż SD-OCT nie osiąga rozdzielczości komórkowej, pozwala na badania podłużne na zwierzętach. Jest to korzystne, ponieważ postęp choroby można śledzić u poszczególnych zwierząt w czasie, w przeciwieństwie do konieczności eutanazji zwierząt w określonych punktach czasowych. Wraz z ciągłym doskonaleniem technik obrazowania, technologia SD-OCT również będzie się rozwijać, zapewniając lepszą jakość obrazu, a także możliwość szczegółowej oceny procesów biologicznych, takich jak funkcja naczyń krwionośnych siatkówki. Nawet od czasu pojawienia się w 1991 roku, technologia SD-OCT odnotowała ogromny postęp w zakresie rozdzielczości, szybkości i czułości7.
Niniejsze badanie wykorzystuje system SD-OCT do ilościowego określenia zmian w warstwach siatkówki w modelach gryzoni z degeneracją siatkówki, jaskrą i retinopatią cukrzycową. Zastosowany tutaj system SD-OCT to system OCT w domenie Fouriera, który wykorzystuje światło bliskiej podczerwieni o małej mocy do pozyskiwania, przetwarzania i przechowywania obrazów o rozdzielczości głębi w czasie rzeczywistym. System SD-OCT ma rozszerzone możliwości obrazowania głębi w paśmie długości fali 800 nm, zapewniając głębokość 8 mm i rozdzielczość 4 μm. W detekcji w domenie Fouriera sygnał interferencyjny między światłem rozproszonym z tkanki a ścieżką odniesienia jest przekształcany metodą Fouriera w celu skonstruowania skanów osiowych i/lub profili głębokości osiowej o intensywności rozproszenia8. W przypadku badań tutaj, wiązka OCT jest skanowana przez pożądaną strukturę siatkówki podczas szeregowego pozyskiwania skanów osiowych. Zazwyczaj wzorzec skanowania uzyskuje dwuwymiarową siatkę (B-Scans) jako zbiór liniowych jednowymiarowych linii skanowania (A-Scans), które odpowiadają obrazom przekroju poprzecznego 2D przy użyciu rastrowego wzorca skanowania. W przypadku badań skoncentrowanych na krótkowzroczności u myszy system ten jest również używany do pomiaru wymiarów struktur oka (np. grubości rogówki, grubości soczewki, głębokości komory ciała szklistego i długości osiowej).
Obecny system pozwala użytkownikom na projektowanie własnych protokołów, tworzenie skanów, które mogą być dostosowane i wybrane na podstawie interesujących ich struktur oka. Główne skany zawarte w tych protokołach zdefiniowanych przez użytkownika sprawiają, że ta technika obrazowania jest przyjazna dla użytkownika. Na potrzeby analiz obrazów opracowaliśmy niestandardowe programowanie w programie do modelowania matematycznego. SD-OCT to potężne narzędzie do nieinwazyjnej identyfikacji i ilościowego określania zmian patomorfologicznych w strukturach oka oraz monitorowania postępu choroby związanej ze wzrokiem.

<table><tbody><tr><td>1% tropikamid</td><td>Sandoz</td><td>Sandoz #6131403550; NDC- 24208-585-59</td><td></td></tr><tr><td>0,5% tetrakainy</td><td>Alcon</td><td>NDC 0065-0741-12</td><td></td></tr><tr><td>AIM-RAS G3 120 V</td><td>Leica Bioptigen</td><td>90-AIMRAS-G3-120</td><td>Specjalistyczna platforma do trzymania głowicy skanera OCT dla myszy</td></tr><tr><td>Żel Celluvisc</td><td>REFRESH CELLUVISC</td><td>#4554; NDC-0023-4554-30</td><td></td></tr><tr><td>Obiektyw telecentryczny G3 18 mm Soczewka mysza</td><td>Leica Bioptigen</td><td>90-BORE-G3-18</td><td></td></tr><tr><td>G3 Soczewka</td> dla szczurów <td>Leica Bioptigen</td><td>90-BORE-G3-M</td><td></td></tr><tr><td>G3 Poduszka</td> grzewcza <td>Leica Bioptigen</td><td>90-BORE-G3-R</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Produkcja</td><td>11-1130</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie InVivoVue</td><td>Leica Bioptigen</td><td></td><td>Specjalistyczne oprogramowanie, które łączy się z systemem Leica Bioptigen SD-OCT</td></tr><tr><td>Program do modelowania matematycznego</td><td>MATLAB</td><td>Mathworks</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw Mysz/Szczur</td><td>Leica Bioptigen</td><td>90-KIT-M/R</td><td>System wyrównywania myszy / szczurów</td></tr><tr><td>sól fizjologiczna</td><td>ADDIPAK</td><td>200-39</td><td></td></tr><tr><td>System Envisu R4300 VHR 120 V</td><td>System Leica Bioptigen</td><td>90-R4300-V1-120</td><td>SD-OCT</td></tr></tbody></table>

strukturalne oceny in vivo chorób oczu w modelach gryzoni przy użyciu optycznej koherentnej tomografii

In vivo Structural Assessments of Ocular Disease in Rodent Models using Optical Coherence Tomography

Optyczna koherentna tomografia spektralna (SD-OCT) jest przydatna do wizualizacji struktur siatkówki i oka in vivo. W badaniach SD-OCT jest cennym narzędziem do oceny i charakteryzowania zmian w różnych modelach chorób i urazów siatkówki i oczu. W modelach zwyrodnienia siatkówki indukowanego światłem, SD-OCT może być używany do śledzenia ścieńczenia warstwy fotoreceptora w czasie. W modelach jaskry SD-OCT może być stosowany do monitorowania zmniejszonej warstwy włókien nerwowych siatkówki i całkowitej grubości siatkówki oraz do obserwacji bańek nerwu wzrokowego po wywołaniu nadciśnienia ocznego. U gryzoni z cukrzycą SD-OCT pomógł naukowcom zaobserwować zmniejszoną całkowitą grubość siatkówki, a także zmniejszoną grubość określonych warstw siatkówki, zwłaszcza warstwy włókien nerwowych siatkówki wraz z postępem choroby. W mysich modelach krótkowzroczności SD-OCT może być używany do oceny parametrów osiowych, takich jak zmiany długości osiowej. Do zalet SD-OCT należy obrazowanie in vivo struktur oka, możliwość ilościowego śledzenia zmian wymiarów oka w czasie oraz duża szybkość skanowania i wysoka rozdzielczość. W tym miejscu szczegółowo opisujemy metody SD-OCT i pokazujemy przykłady jego zastosowania w naszym laboratorium w modelach zwyrodnienia siatkówki, jaskry, retinopatii cukrzycowej i krótkowzroczności. Metody obejmują znieczulenie, obrazowanie SD-OCT i przetwarzanie obrazów do pomiarów grubości.

Badanie SD-OCT uznaje się za udane, jeśli uzyskano obrazy wysokiej jakości, umożliwiające wiarygodny pomiar wymiarów oka. Poniżej przedstawiono różnorodne zastosowania SD-OCT na przykładach modeli degeneracji siatkówki, jaskry, retinopatii cukrzycowej oraz krótkowzroczności.
W modelu indukowanej światłem degeneracji siatkówki (LIRD) ekspozycja na jasne światło (10 0 luksów) wywołuje degenerację komórek fotoreceptorów w siatkówce9Reprezentatywne obrazy SD-OCT wykazują ci...

Tutaj opisujemy użycie optycznej koherentnej tomografii spektralnej (SD-OCT) do wizualizacji struktur siatkówki i oka in vivo w modelach zwyrodnienia siatkówki, jaskry, retinopatii cukrzycowej i krótkowzroczności.

Strukturalne oceny in vivo chorób oczu w modelach gryzoni przy użyciu optycznej koherentnej tomografii

Spectral-domain optical coherence tomography (SD-OCT) is useful for visualizing retinal and ocular structures in vivo. In research, SD-OCT is a valuable ...

Optyczna koherentna tomografia w domenie spektralnej jest cennym narzędziem do obrazowania struktur oka in vivo oraz do śledzenia zmian wymiarów oka w czasie w różnych modelach chorób oczu. Używamy SDOCT do pomiaru grubości siatkówki w modelach zwyrodnienia siatkówki w retinopatii cukrzycowej, grubości siatkówki i bańek w modelu jaskry oraz długości osiowej w modelu krótkowzroczności. Technika SDOCT jest prosta, ale praktyka ma kluczowe znaczenie dla uzyskania dobrych obrazów.Eksperymentowanie z różnymi protokołami jest ważne dla określenia, który protokół najlepiej odpowiada każdej potrzebie badawczej. Procedurę zademonstruje Andrew Feola, główny badacz z Centrum Rehabilitacji Wizualnej i Neurokognitywnej. Zacznij od otwarcia oprogramowania optycznej tomografii koherentnej w domenie spektralnej i wprowadzenia informacji o badaniu akwizycyjnym i ramieniu leczenia.Na karcie Patient Exam (Egzamin pacjenta) kliknij opcję Test examiner (egzaminator testowy) i wybierz nazwę egzaminatora. Kliknij opcję Nazwa badania, aby zdefiniować badanie i otworzyć kartę Badanie, aby dodać nowe badanie lub zmodyfikować leczenie w istniejącym badaniu. Kliknij po prawej stronie opcji Select Treatment Arm (Wybierz ramię leczenia), aby wybrać ramię leczenia.Aby dodać nowy punkt czasowy dla całej grupy, kliknij przycisk Dodaj pacjenta. W oknie należy wpisać numer identyfikacyjny, imię i nazwisko. Wybierz płeć pacjenta i datę urodzenia.Aby dodać poszczególne szczury, kliknij przycisk Dodaj egzamin. Aby zidentyfikować szczury, kliknij na egzamin i kliknij Edytuj egzamin. Wprowadź numer identyfikacyjny w polu Wprowadź notatki i kliknij przycisk Zapisz zmiany.Następnie przymocuj odpowiedni obiektyw do urządzenia. Wybierz odpowiednią konfigurację w oprogramowaniu i wybierz odpowiednią pozycję ramienia referencyjnego. Na karcie Badanie pacjenta kliknij dwukrotnie podświetlony egzamin, aby przejść do zakładki Obrazowanie i rozpocząć obrazowanie.Aby załadować wstępnie ustawiony protokół skanowania, kliknij przycisk Wybierz protokół z listy. W przypadku szczurzych modeli jaskry i retinopatii cukrzycowej wybierz ustawienie wstępne, które składa się z dwóch OD i dwóch OS, odpowiednio dla skanów prawego i lewego oka. Po umieszczeniu znieczulonego szczura w systemie wyrównywania gryzoni, nałóż lubrykant na oczy zwierzęcia.Tuż przed obrazowaniem użyj delikatnej chusteczki do zadań, aby usunąć nadmiar soli fizjologicznej i użyj dwóch ruchów obrotowych systemu wyrównywania gryzoni, aby ustawić szczura tak, aby wzrok był poziomy i patrzył w dół osi soczewki optycznej tomografii koherentnej. Użyj trybu swobodnego biegu, aby zorientować siatkówkę w celu zbierania danych. Następnie użyj trybu Aim do ciągłego wyświetlania zarówno poziomych, jak i pionowych skanów B w czasie rzeczywistym.Przesuń głowicę skanującą bliżej oka, aż siatkówka będzie widoczna, i użyj systemu wyrównania gryzoni, aby dostosować pozycję zwierzęcia, aż głowa nerwu wzrokowego będzie widoczna pośrodku. Ustaw skanowanie poziome w poziomie, a skanowanie w pionie w pionie. Dostosuj odległość roboczą tak, aby obraz siatkówki był płaski, a nie zakrzywiony, a następnie wyreguluj pozycję ramienia referencyjnego, aby obraz znajdował się w pobliżu górnej części okna wyświetlacza.W przypadku obrazowania siatkówki jaskry, zwyrodnienia siatkówki i retinopatii cukrzycowej zdefiniuj skan objętościowy o wymiarach trzy na trzy milimetry, który składa się z 1 000 skanów A przez 100 skanów B przez 1 powtórzony skan B w celu uśrednienia. Wyśrodkuj nerw wzrokowy w osi poziomej i pionowej tak, aby skan objętościowy znajdował się w środku prosto wzdłuż osi nosowej, skroniowej i górnej, dolnej. Kliknij przycisk Migawka, aby zrobić zdjęcie, a następnie kliknij przycisk Zapisz, aby zapisać obraz.Uzyskaj skan promieniowy wyśrodkowany na głowie nerwu wzrokowego, czyli 1 000 skanów A przez 4 skany B przez 20 powtarzających się skanów B. Wielokrotne skany B można wykorzystać do zwiększenia klarowności obrazu oka lub siatkówki, aby ułatwić interpretację obszarów oka lub warstw siatkówki podczas analizy danych. Następnie zapisz obraz i powtórz skanowanie w poszukiwaniu przeciwległego oka.Aby przetworzyć obrazy, otwórz odpowiedni program do modelowania matematycznego. Aby przetworzyć siatkówkę, wybierz skany optycznej tomografii koherentnej do załadowania i kliknij, aby zdefiniować środek głowy nerwu wzrokowego. Program wygeneruje pionowe linie, które określają odległości po obu stronach głowy nerwu wzrokowego.W siatkówce szczura linie te znajdują się w odległości 0,5 i 1,2 milimetra od środka głowy nerwu wzrokowego, w sumie cztery pionowe linie reprezentujące nosową, skroniową i dolną, górną oś oka, w zależności od obecnie analizowanego promieniowego skanu B. Wzdłuż każdej linii nakreśl warstwę włókien nerwowych siatkówki, wewnętrzną warstwę splotowatą, wewnętrzną warstwę jądrową, zewnętrzną warstwę splotowatą, zewnętrzną warstwę jądrową, zewnętrzną błonę ograniczającą, wewnętrzne i zewnętrzne segmenty, nabłonek barwnikowy siatkówki i całkowitą grubość siatkówki. Po wyznaczeniu wszystkich warstw wyeksportuj pomiary do arkusza kalkulacyjnego w celu analizy danych.Reprezentatywne obrazy optycznej koherentnej tomografii koherentnej w domenie spektralnej ujawniają cieńszą zewnętrzną warstwę jądrową, która zawiera ciała komórek fotoreceptorów w siatkówkach z wywołanego światłem zwyrodnienia siatkówki myszy BALB/c w porównaniu z nieuszkodzonymi myszami kontrolnymi. Po ilościowym określeniu grubości warstwy siatkówki obserwuje się znaczącą różnicę między nieuszkodzonymi i wywołanymi światłem zwyrodnieniami siatkówki w odniesieniu do całkowitej grubości siatkówki, grubości zewnętrznej warstwy jądrowej oraz grubości segmentu wewnętrznego i zewnętrznego. W modelu nadciśnienia ocznego obserwuje się wyraźną przebudowę głowy nerwu wzrokowego, w tym bańki nerwu wzrokowego po ośmiu tygodniach.Kwantyfikacja grubości warstwy włókien nerwowych siatkówki po ośmiu tygodniach nadciśnienia ocznego ujawnia znaczne ścieńczenie w porównaniu z pomiarami wyjściowymi. Obrazowanie siatkówki z modelu szczura z cukrzycą i zwierząt kontrolnych Wistar ujawnia, że w wieku sześciu tygodni warstwa włókien nerwowych siatkówki i całkowita grubość siatkówki są zmniejszone u szczurów z cukrzycą w porównaniu ze szczurami Wistar w siatkówce obwodowej, przy czym największe różnice obserwuje się w dolnych i skroniowych kwadrantach siatkówki. Osiowa długość oka w mysim modelu krótkowzroczności jest widocznie dłuższa niż obserwowana w oczach typu dzikiego w wieku 84 dni.Te dane dotyczące krótkowzroczności oka pochodzą od myszy pozbawionej genu zegara, co sugeruje, że geny zegara przyczyniają się do rozwoju krótkowzroczności. Pomiar struktur oka za pomocą SDOCT może być stosowany w połączeniu z innymi testami, takimi jak elektroretinogram i odpowiedź optomotoryczna, w celu wykrycia subtelnych zmian w czasie w wielu modelach chorób oczu.

in-vivo-structural-assessments-ocular-disease-rodent-models-using

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Ten film demonstruje technikę obrazowania in vivo do wykrywania i ilościowego określania stanu zapalnego oka w mysim modelu poinfekcyjnego zapalenia błony naczyniowej oka. Technika ta, znana jako optyczna tomografia koherentna (OCT), generuje obrazy przekroju poprzecznego oka o wysokiej rozdzielczości w celu oceny postępu choroby.

Obrazowanie optycznej koherentnej tomografii do oceny zapalenia błony naczyniowej oka w modelu mysim

Source: Jagodzińska, J., et. al., optyczna tomografia koherentna: obrazowanie komórek zwojowych siatkówki myszy . J. Vis. Exp. (2017)  W tym filmie pokazujemy zastosowanie optycznej koherentnej tomografii w domenie spektralnej (SD-OCT) do obrazowania warstw siatkówki i oceny zmian strukturalnych w genetycznie zmodyfikowanym modelu myszy z neuropatią nerwu wzrokowego.

Obrazowanie in vivo siatkówki myszy za pomocą optycznej koherentnej tomografii

Ten manuskrypt opisuje protokół obrazowania in vivo siatkówki myszy za pomocą optycznej koherentnej tomografii spektralnej o wysokiej rozdzielczości (SD-OCT). Koncentruje się na komórkach zwojowych siatkówki (RGC) w okolicy okołobrodawkowatej, z opisanymi kilkoma podejściami do skanowania i kwantyfikacji.

Optyczna tomografia koherentna: obrazowanie komórek zwojowych siatkówki myszy in vivo

Ten protokół opisuje, jak techniki obrazowania o wysokiej rozdzielczości, takie jak optyczna koherentna tomografia w domenie spektralnej i skaningowa oftalmoskopia laserowa, mogą być wykorzystane u małych gryzoni, przy użyciu systemu platformy obrazowania okulistycznego, aby uzyskać informacje odpowiednio o grubości siatkówki i rozmieszczeniu komórek mikrogleju.

In vivo (in vivo) Obrazowanie myszy reporterowych Cx3cr1gfp/gfp z optyczną koherentną tomografią w domenie spektralnej i skaningową oftalmoskopią laserową

Przedstawiono szczegółowy protokół oceny odczytów strukturalnych i wizualnych u gryzoni za pomocą optycznej koherentnej tomografii i odpowiedzi optokinetycznej. Wyniki dostarczają cennych informacji dla badań okulistycznych i neurologicznych.

Wykorzystanie optycznej tomografii koherentnej i odpowiedzi optokinetycznej jako strukturalnych i funkcjonalnych odczytów układu wzrokowego u myszy i szczurów

Tutaj opisujemy zoptymalizowany protokół do zamykania żył siatkówki za pomocą róży bengalskiej i sterowanego laserowo systemu obrazowania siatkówki z zaleceniami maksymalizacji jego odtwarzalności w genetycznie modyfikowanych szczepach.

Optymalizacja mysiego modelu niedrożności żyły siatkówki w celu ograniczenia zmienności

Tutaj opisujemy technikę obrazowania in vivo wykorzystującą optyczną koherentną tomografię ułatwiającą diagnozę i ilościowy pomiar retinopatii u myszy.

Zastosowanie optycznej koherentnej tomografii do mysiego modelu retinopatii

Obecny protokół przedstawia kroki do wyrównania in vivo obrazów światłowodowej optycznej koherentnej tomografii koherentnej (vis-OCTF) in vivo z obrazami konfokalnymi ex vivo tej samej siatkówki myszy w celu weryfikacji obserwowanej morfologii pęczka aksonów komórek zwojowych siatkówki na obrazach in vivo.

Wyrównanie światłowodów światłowodowej koherentnej tomografii koherentnej w świetle widzialnym z obrazami konfokalnymi tej samej siatkówki myszy

Mikroskopia fotoakustyczna o rozdzielczości optycznej (OR-PAM) to rozwijająca się technologia umożliwiająca obrazowanie kontrastów absorpcji optycznej in vivo z rozdzielczością i czułością na poziomie komórkowym. W niniejszym materiale przedstawiamy instrukcję wizualną dotyczącą protokołów eksperymentalnych OR-PAM, obejmującą konfigurację systemu, jego kalibrację, typowe procedury eksperymentalne in vivo oraz schematy obrazowania funkcjonalnego.

Trójwymiarowa mikroskopia fotoakustyczna o rozdzielczości optycznej

Niniejszy artykuł opisuje podstawowe procedury przeprowadzania eksperymentów mapowania optycznego w sercu królika perfundowanym metodą Langendorffa z wykorzystaniem panoramicznego systemu obrazowania oraz podwójnej modalności obrazowania (napięciowego i wapniowego).

Multiparametryczne mapowanie optyczne serca królika perfundowanego metodą Langendorffa

Poznaj zastosowanie spektralnej optycznej koherentnej tomografii do nieinwazyjnego obrazowania struktur oczu w modelach chorób siatkówki u gryzoni. Ta metoda umożliwia precyzyjne śledzenie zmian grubości siatkówki i długości osiowej oka w czasie.

Strukturalne oceny in vivo chorób oczu w modelach gryzoni przy użyciu optycznej koherentnej tomografii

Przeglądaj więcej filmów