Name: Mysi model niestabilności odcinka lędźwiowego kręgosłupa (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-04-23T13:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 28 s
Description: Poznaj metodę chirurgicznej resekcji wyrostków kolczystych i więzadeł u myszy C57BL/6 w celu indukcji zwyrodnienia krążków międzykręgowych odcinka lędźwiowego. Model ten umożliwia badanie zmian strukturalnych i komórkowych w zwyrodnieniu kręgosłupa.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81973607) oraz Essential Drug Research and Development (2019ZX09201004-003-032) z Ministerstwa Nauki i Technologii Chin.

Opisane badania są zgodne z Wytycznymi dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych National Institutes of Health i zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Szanghaju. Wszystkie manipulacje chirurgiczne były wykonywane w głębokiej narkozy, a zwierzęta nie odczuwały bólu na żadnym etapie zabiegu.
1. Przygotowanie do operacji
<ol>
	<li>Sterylizacja narzędzi: Przed zabiegiem wysterylizuj narzędzia chirurgiczne parą wodną w autoklawie (121 °C przez 15 min). Zapakuj narzędzia do metalowego pojemnika i przechowuj je do czasu, gdy zostaną użyte w gabinecie.</li>
	<li>Konfiguracja platformy chirurgicznej: Do operacji należy przydzielić powierzchnię stołu o wymiarach co najmniej 60 cm x 60 cm. Oczyść powierzchnię 75% alkoholem i przykryj jednorazowym ręcznikiem medycznym. Umieść sterylny pakiet narzędzi chirurgicznych, odczynniki, artykuły chirurgiczne na jednorazowym ręczniku medycznym w górnej 1/3 obszaru. Pozostaw pozostałe 2/3 obszaru czyste do operacji chirurgicznej. Dodaj hotpad pod podkładkę chirurgiczną, aby uzyskać wsparcie termiczne.</li>
	<li>Przygotowanie zwierząt
	<ol>
		<li>Umieść zwierzę (myszy C57BL/6J, samiec, 8 tygodni) w komorze indukcyjnej. Włącz parownik na poziomie indukcji 4% dla izofluranu i 4 l/min dla tlenu. Po całkowitym znieczuleniu zwierzęcia należy utrzymać znieczulenie za pomocą stożka nosowego i podawanie środka znieczulającego na poziomie 1,5% dla izofluranu i 0,4 l/min dla tlenu podczas operacji. Monitoruj zwierzę pod kątem oddychania.</li>
		<li>Zastosuj maść do oczu z chlorowodorkiem chlorowodorku chlorowodorku, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas zabiegu.</li>
		<li>Ogol obszar chirurgiczny na powierzchni grzbietowej od dolnej części klatki piersiowej do górnej części okolicy krzyżowej za pomocą trymera dla małych zwierząt. Usuń ogolone futro chusteczkami higienicznymi.</li>
		<li>Nałóż krem do depilacji na ogolone miejsce i pozostaw go tam nie dłużej niż 3 minuty. Usuń krem gazą i spłucz 2 ml 0,9% sterylnego soli fizjologicznej.</li>
		<li>Umieść wykonaną na zamówienie cylindryczną podkładkę chirurgiczną (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 2A) pod brzuchem myszy, aby podnieść kręgosłup lędźwiowy i ułatwić operację chirurgiczną.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Ekspozycja wyrostków kolczystych od trzeciego odcinka lędźwiowego do piątego odcinka lędźwiowego (L3–L5)
<ol>
	<li>Użyj palca wskazującego, aby dotknąć podskórnych wyrostków kolczystych kręgów lędźwiowych, które są bardziej skierowane na zewnątrz, i porównaj z kręgami piersiowymi i krzyżowymi, aby zidentyfikować odcinek lędźwiowy.</li>
	<li>Spłucz skórę 75% alkoholem. Wykonaj 3–4 cm nacięcie skóry w linii środkowej nad obszarem drewna od środkowej części klatki piersiowej do biodra za pomocą ostrza skalpela, aby odsłonić powięź.</li>
	<li>Zidentyfikuj kręgosłup lędźwiowy na podstawie morfologii powięzi tylnej umieszczonej na końcach wyrostków kolczystych. Szczegółowo, trzecia powięź lędźwiowa (L3) do pierwszej powięzi krzyżowej (S1) różni się od innych powięzi kształtem "V". Ostatnia końcówka "V" łączy się z pierwszą powięzią krzyżową (S1), a pierwsza końcówka "V" odpowiada wyrostkowi kolczystemu L3 (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2B).</li>
	<li>Wykonaj tylne nacięcia mięśni przykolcowych wzdłuż wyrostków kolczystych od L3 do L5 po obu stronach bocznie za pomocą ostrza skalpela (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2C). Kontroluj głębokość nacięcia w kierunku faset, aby zmniejszyć krwotok.</li>
	<li>Oddziel warstwy mięśni za pomocą dwóch kleszczy okulistycznych, aby odsłonić wyrostki kolczyste L3 do L5 i więzadła nadokolcowe.</li>
</ol>
3. Resekcja wyrostków kolczystych L3–L5 wraz z więzadłami
<ol>
	<li>Oddziel poszczególne wyrostki kolczyste, odcinając więzadła międzykolcowe za pomocą nożyc Venus (<silna klasa="xfig">Rysunek 2D).</li>
	<li>Wytnij wyrostki kolczyste L3–L5 wraz z więzadłami międzykolcowymi za pomocą nożyc Wenus (<silna klasa = "xfig">Ryc. 2E).</li>
	<li>Zszyj nacięcie skóry sterylnym jedwabnym plecikiem (rozmiar szwu 5,0) bez ponownego przyczepiania mięśni przykręgosłupowych.</li>
	<li>Nałóż maść do oczu z chlorowodorkiem chlorotetracykliny na miejsce operacji.</li>
	<li>Buprenorfinę-SR (25 μl na gram masy myszy) należy podać natychmiast po operacji LSI w celu znieczulenia.</li>
	<li>Umieść zwierzęta w ciepłej komorze i monitoruj podczas rekonwalescencji po znieczuleniu. Monitoruj spożycie pokarmu i wody przed powrotem zwierząt do klatki domowej.</li>
	<li>Monitoruj zwierzę raz dziennie przez pierwsze 3 dni po operacji. Zwierzę powinno mieć normalny apetyt i powinno goić się bez oznak ropy, krwotoku lub obrzęku. Mogą mieć niewielkie upośledzenie lokomocji.</li>
	<li>Operacje pozorowane należy wykonywać tylko poprzez odłączenie tylnych mięśni przykręgosłupowych od kręgów L3–L5.</li>
</ol>

<ol><li>Makino, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lumbar+disc+degeneration+progression+in+young+women+in+their+20%27s%3A+a+prospective+ten-year+follow+up%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Science%3A+Official+Journal+of+the+Japanese+Orthopaedic+Association%22%5BJournal%5D)">Lumbar disc degeneration progression in young women in their 20's: a prospective ten-year follow up.</a> Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 22 (4), 635-640 (2017).</li>
<li>Lee, Y. C., Zotti, M. G. T., Osti, O. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Operative+management+of+lumbar+degenerative+disc+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+Spine+Journal%22%5BJournal%5D)">Operative management of lumbar degenerative disc disease.</a> Asian Spine Journal. 10 (4), 801-819 (2016).</li>
<li>Wei, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+experimental+intervertebral+disc+degeneration+induced+by+bleomycin+in+the+rhesus+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskeletal+Disorders%22%5BJournal%5D)">In vivo experimental intervertebral disc degeneration induced by bleomycin in the rhesus monkey.</a> BMC Musculoskeletal Disorders. 15, 340(2014).</li>
<li>Lim, K. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ovine+lumbar+intervertebral+disc+degeneration+model+utilizing+a+lateral+retroperitoneal+drill+bit+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Ovine lumbar intervertebral disc degeneration model utilizing a lateral retroperitoneal drill bit injury.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (123), e55753(2017).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+features+of+the+degenerating+intervertebral+disc+in+a+goat+disc-injury+model%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Histological features of the degenerating intervertebral disc in a goat disc-injury model.</a> Spine. 36 (19), 1519-1527 (2011).</li>
<li>Bergknut, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dog+as+an+animal+model+for+intervertebral+disc+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">The dog as an animal model for intervertebral disc degeneration.</a> Spine. 37 (5), 351-358 (2012).</li>
<li>Kong, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rabbit+Model+for+in+vivo+Study+of+Intervertebral+Disc+Degeneration+and+Regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Korean+Neurosurgical+Society%22%5BJournal%5D)">Rabbit Model for in vivo Study of Intervertebral Disc Degeneration and Regeneration.</a> Journal of Korean Neurosurgical Society. 44 (5), 327-333 (2008).</li>
<li>Gullbrand, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+large+animal+model+that+recapitulates+the+spectrum+of+human+intervertebral+disc+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Osteoarthritis+and+Cartilage%22%5BJournal%5D)">A large animal model that recapitulates the spectrum of human intervertebral disc degeneration.</a> Osteoarthritis and Cartilage. 25 (1), 146-156 (2017).</li>
<li>Jin, L., Balian, G., Li, X. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+disc+degeneration-an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Histology+and+Histopathology%22%5BJournal%5D)">Animal models for disc degeneration-an update.</a> Histology and Histopathology. 33 (6), 543-554 (2018).</li>
<li>O'Connell, G. D., Vresilovic, E. J., Elliott, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+intervertebral+disc+anatomy+across+several+animal+species%5BTitle%5D)+AND+%2252nd+Annual+Meeting+of+the+Orthopaedic+Research+Society%22%5BJournal%5D)">Comparative intervertebral disc anatomy across several animal species.</a> 52nd Annual Meeting of the Orthopaedic Research Society. , (2006).</li>
<li>Elliott, D. M., Sarver, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Young+investigator+award+winner%3A+validation+of+the+mouse+and+rat+disc+as+mechanical+models+of+the+human+lumbar+disc%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Young investigator award winner: validation of the mouse and rat disc as mechanical models of the human lumbar disc.</a> Spine. 29 (7), 713-722 (2004).</li>
<li>Ohnishi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+mouse+intervertebral+disc+degeneration+model+based+on+a+new+histological+classification%5BTitle%5D)+AND+%22Plos+One%22%5BJournal%5D)">In vivo mouse intervertebral disc degeneration model based on a new histological classification.</a> Plos One. 11 (8), 0160486(2016).</li>
<li>Vo, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accelerated+aging+of+intervertebral+discs+in+a+mouse+model+of+progeria%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">Accelerated aging of intervertebral discs in a mouse model of progeria.</a> Journal of Orthopaedic Research. 28 (12), 1600-1607 (2010).</li>
<li>Oichi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+intervertebral+disc+degeneration+model+by+surgically+induced+instability%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">A mouse intervertebral disc degeneration model by surgically induced instability.</a> Spine. 43 (10), 557-564 (2018).</li>
<li>Ohnishi, T., Sudo, H., Tsujimoto, T., Iwasaki, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-related+spontaneous+lumbar+intervertebral+disc+degeneration+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">Age-related spontaneous lumbar intervertebral disc degeneration in a mouse model.</a> Journal of Orthopaedic Research. 36 (1), 224-232 (2018).</li>
<li>Stern, W. E., Coulson, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+collagenase+upon+the+intervertebral+disc+in+monkeys%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Effects of collagenase upon the intervertebral disc in monkeys.</a> Journal of Neurosurgery. 44 (1), 32-44 (1976).</li>
<li>Silva, M. J., Holguin, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LRP5-deficiency+in+OsxCreERT2+mice+models+intervertebral+disc+degeneration+by+aging+and+compression%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">LRP5-deficiency in OsxCreERT2 mice models intervertebral disc degeneration by aging and compression.</a> bioRxiv. , (2019).</li>
<li>Nemoto, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+changes+in+intervertebral+discs+after+smoking+and+cessation%3A+experimental+study+using+a+rat+passive+smoking+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Science%3A+Official+Journal+of+the+Japanese+Orthopaedic+Association%22%5BJournal%5D)">Histological changes in intervertebral discs after smoking and cessation: experimental study using a rat passive smoking model.</a> Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 11 (2), 191-197 (2006).</li>
<li>Mulholland, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+myth+of+lumbar+instability%3A+the+importance+of+abnormal+loading+as+a+cause+of+low+back+pain%5BTitle%5D)+AND+%22European+Spine+Journal%22%5BJournal%5D)">The myth of lumbar instability: the importance of abnormal loading as a cause of low back pain.</a> European Spine Journal. 17 (5), 619-625 (2008).</li>
<li>Bian, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanosignaling+activation+of+TGF%CE%B2+maintains+intervertebral+disc+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Bone+Research%22%5BJournal%5D)">Mechanosignaling activation of TGFβ maintains intervertebral disc homeostasis.</a> Bone Research. 5, 17008(2017).</li>
<li>Bian, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excessive+activation+of+tgf%CE%B2+by+spinal+instability+causes+vertebral+endplate+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Excessive activation of tgfβ by spinal instability causes vertebral endplate sclerosis.</a> Scientific Reports. 6, 27093(2016).</li>
<li>Ni, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensory+innervation+in+porous+endplates+by+Netrin-1+from+osteoclasts+mediates+PGE2-induced+spinal+hypersensitivity+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Sensory innervation in porous endplates by Netrin-1 from osteoclasts mediates PGE2-induced spinal hypersensitivity in mice.</a> Nature Communications. 10 (1), 5643(2019).</li>
<li>Liu, S., Cheng, Y., Tan, Y., Dong, J., Bian, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ligustrazine+prevents+intervertebral+disc+degeneration+via+suppression+of+aberrant+tgf%CE%B2+activation+in+nucleus+pulposus+cells%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Research+International%22%5BJournal%5D)">Ligustrazine prevents intervertebral disc degeneration via suppression of aberrant tgfβ activation in nucleus pulposus cells.</a> BioMed Research International. 2019, 5601734(2019).</li>
<li>Boos, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Classification+of+age-related+changes+in+lumbar+intervertebral+discs%3A+2002+Volvo+Award+in+basic+science%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Classification of age-related changes in lumbar intervertebral discs: 2002 Volvo Award in basic science.</a> Spine. 27 (23), 2631-2644 (2002).</li>
<li>Miyamoto, S., Yonenobu, K., Ono, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+cervical+spondylosis+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Spine%22%5BJournal%5D)">Experimental cervical spondylosis in the mouse.</a> Spine. 16, 10 Suppl 495-500 (1991).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opracowaliśmy mysi model niestabilności kręgosłupa lędźwiowego w oparciu o mysi model spondylozy szyjnej, w którym odłączono tylne mięśnie przykręgosłupowe od kręgów i wycięto wyrostki kolczyste wraz z więzadłami nadkolcowymi i międzykolcowymi25. Podobną operację przeprowadziliśmy na odcinku lędźwiowym kręgosłupa, który ma bardziej wydatne wyrostki kolczyste. Mysi model LSI rozwinął podobne IDD w odcinku lędźwiowym kręgosłupa.
Zaletami modelu LSI są wysoka operatywność,...

Zwyrodnienie krążka międzykręgowego (IDD) jest często obserwowane u starzejących się, a nawet młodych ludzi, spowodowane wieloma czynnikami1. Operacja u pacjentów cierpiących na IDD, powodujące ból krzyża i upośledzenie ruchomości, jest zwykle wykonywana na późniejszym etapie lub w ciężkich przypadkach i wiąże się z potencjalnym ryzykiem, takim jak brak zrostu lub infekcja2. Idealne leczenie nieoperacyjne wymaga kompleksowego zrozumienia mechanizmu IDD. Model zwierzęcy IDD służy jako kluczowe narzędzie do badań nad mechanizmem IDD i oceny leczenia IDD.
Większe zwierzęta zostały wybrane do modeli IDD, takich jak naczelne, owce, kozy, psy i króliki, ze względu na ich podobieństwo do ludzkiej budowy anatomicznej w dużym stopniu i dużą operatywność pod względem wielkości krążków międzykręgowych (IVD)3,4,5,6,7,8. Jednak te modele zwierzęce są czasochłonne i kosztowne9. IVD u myszy jest słabą reprezentacją ludzkiego IVD opartą na pomiarach geometrycznych proporcji, stosunku jądra miażdżystego do powierzchni dysku i znormalizowanej wysokości10. Pomimo różnicy w rozmiarach, segment IVD lędźwiowy myszy wykazuje właściwości mechaniczne podobne do ludzkiego IVD, takie jak sztywność na ściskanie i skręcanie11. Ponadto mysi model IDD ma tę zaletę, że jest niski koszt, stosunkowo krótki rozwój IDD i więcej opcji dla genetycznie modyfikowanych zwierząt i przeciwciał wykorzystywanych w dalszych badaniach mechanistycznych12,13,14,15.
Eksperymentalne modele IDD różnią się od induktorów i zastosowań. Na przykład zwyrodnienie macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) wywołane kolagenazą jest odpowiednie dla badań nad regeneracją ECM16. Genetycznie modyfikowany fenotyp nadaje się do badania funkcji genów w procesie IDD oraz w terapiach genetycznych17. Modele nacięcia i dymu włóknistego pierścienia naśladują uraz i niewywołany stanem zapalnym IDD12,18.
Niestabilność kręgosłupa (SI) prowadzi do niestabilnego kręgosłupa, który nie jest w optymalnym stanie równowagi. Może to być spowodowane nieprawidłowym ruchem odcinka ruchu lędźwiowego z powodu osłabienia otaczającej tkanki podporowej, takiej jak więzadła i mięśnie. Jest również często spotykany po operacji zespolenia kręgosłupa19. SI jest uważany za główną przyczynę IDD. Dlatego naszym celem jest opracowanie modelu myszy SI (skoncentrowanego na odcinku lędźwiowym kręgosłupa), który naśladuje ludzki proces IDD20,21.
W protokole wprowadziliśmy procedurę ustalania mysiego modelu niestabilności kręgosłupa lędźwiowego (LSI) poprzez resekcję wyrostków kolczystych od trzeciego odcinka lędźwiowego (L3) do odcinka lędźwiowego piątego (L5) wraz z więzadłami nadkolcowymi i międzykolcowymi (<klasa silna="xfig">Rysunek 1A,B). W modelu zwierzęcym IDD rozwija się już 1 tydzień po operacji, o czym świadczy przerost i porowatość płytek końcowych (EP). Objętość IVD zaczyna zmniejszać się 2 tygodnie po operacji przez 16 tygodni wraz ze wzrostem wyniku IVD, który wskazuje na stopień IDD. Uważamy, że szczegółowa i zwizualizowana procedura jest przydatna dla badaczy w celu ustalenia modelu myszy LSI w ich laboratorium i zastosowania w badaniach IDD w razie potrzeby.

<table><tbody><tr><td>Maść do oczu chlorowodorku chlorowodorku chlorowodorku</td><td>Shanghai General Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td>H31021931</td><td>Zapobiegaj wysuszeniu oczu, zapobiegaj infekcji ran</td></tr><tr><td>C57BL / 6J samce myszy</td><td>Tian-jiang Pharmaceuticals Company (Jiangsu, CN)</td><td>SCXK2018-0004</td><td>Model zwierzęcy</td></tr><tr><td>Jednorazowy ręcznik medyczny</td><td>Henan Huayu Medical Devices Co., Ltd.</td><td>20160090</td><td>Platforma do operacji chirurgicznych</td></tr><tr><td>Sprzęt do znieczulenia wziewnego</td><td>MIDMARK</td><td>Matrx 3000</td><td>Znieczulenie</td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd.</td><td>1903715</td><td>Znieczulenie</td></tr><tr><td>Chlorowodorek lidokainy</td><td>Shandong Hualu Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td>H37022839</td><td>Igła</td></tr><tr><td>do szycia medycznego przeciwbólowego</td><td>Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd.</td><td>20S0401J</td><td>Zszyj skórę</td></tr><tr><td>Kleszcze okulistyczne</td><td>Shanghai Medical Devices (Group) Co., Ltd. Fabryka instrumentów chirurgicznych</td><td>JD1050</td><td>Przytnij skórę</td></tr><tr><td>Nożyczki okulistyczne (10 cm)</td> <td>Shanghai Medical Devices (Group) Co., Ltd. Fabryka instrumentów chirurgicznych</td><td>Y00030</td> Pleciony jedwabny <td>do nacięcia skóry</td></tr><tr><td></td><td>Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd.</td><td>11V0820</td><td>Szycie skóry</td></tr><tr><td>Trymer dla małych zwierząt</td><td>Shanghai Feike Electric Co., Ltd.</td><td>FC5910</td><td>Depilacja</td></tr><tr><td>Sterylne ostrza chirurgiczne (12 #)</td> <td>Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd.</td><td>35T0707</td><td>Nacięcie mięśni</td></tr><tr><td>Krem do depilacji Veet</td><td>RECKITT BENCKISER (India) Ltd</td><td>NA</td><td>Depilacja</td></tr><tr><td>Nożyce do Wenus Sprzęt</td><td>medyczny Mingren</td><td>Długość: 12,5 cm</td><td>Przytnij wyrostek mięśniowy i kolczysty</td></tr></tbody></table>

mysi model niestabilności odcinka lędźwiowego kręgosłupa

A Mouse Model of Lumbar Spine Instability

Zwyrodnienie krążka międzykręgowego (IDD) jest powszechną zmianą patologiczną prowadzącą do bólu krzyża. Potrzebne są odpowiednie modele zwierzęce do zrozumienia procesów patologicznych i oceny nowych leków. Tutaj wprowadziliśmy chirurgicznie indukowany mysi model niestabilności kręgosłupa lędźwiowego (LSI), u którego rozwija się IDD począwszy od 1 tygodnia po operacji. Szczegółowo rzecz biorąc, mysz w znieczuleniu była operowana przez nacięcie skóry dolnej części pleców, odsłonięcie wyrostków kolczystych L3–L5, oddzielenie mięśni przykolcowych, resekcję wyrostków i więzadeł oraz zamknięcie skóry. Do obserwacji wybranoL4–L5 IVD. W modelu LSI rozwija się IDD odcinka lędźwiowego poprzez porowatość i przerost płytek końcowych we wczesnym etapie, zmniejszenie objętości krążka międzykręgowego, skurcz jądra miażdżystego w stadium pośrednim i utratę kości w kręgach lędźwiowych (L5) w późniejszym etapie. Model myszy LSI ma zalety silnej operacyjności, braku konieczności stosowania specjalnego sprzętu, odtwarzalności, niedrogiego i stosunkowo krótkiego okresu rozwoju IDD. Jednak operacja LSI jest nadal urazem, który powoduje stan zapalny w ciągu pierwszego tygodnia po operacji. Tak więc ten model zwierzęcy nadaje się do badania IDD odcinka lędźwiowego.

Model myszy LSI jest stosowany w badaniach nad mechanizmami IDD, leczeniem IDD, degeneracją płytek granicznych (EP), taką jak stwardnienie, oraz unerwieniem sensorycznym w EP20,21,22,23. U myszy LSI rozwija się IDD oraz zmiany degeneracyjne EP, co przejawia się zmniejszeniem objętości i wysokości IVD, zwiększeniem objętości EP oraz wzrostem wyników oceny IVD i EP.
Pr...

Opracowaliśmy model zwyrodnienia krążka międzykręgowego w odcinku lędźwiowym myszy poprzez resekcję wyrostków kolczystych L3–L5 wraz z więzadłami nad- i międzykolcowymi oraz odłączeniem mięśni przykolcowych.

Mysi model niestabilności odcinka lędźwiowego kręgosłupa

Intervertebral disc degeneration (IDD) is a common pathological change leading to low back pain. Appropriate animal models are desired for understanding ...

Jest to operacja mająca na celu wywołanie modelu mysiego, która stanowi alternatywę dla badań związanych ze zwyrodnieniem krążka międzykręgowego w odcinku lędźwiowym. Ten niezawodny tryb LSI nie wymaga specjalnego wyposażenia. Jest powtarzalny i może być stosowany do wywoływania zwyrodnienia krążka międzykręgowego w stosunkowo krótkim czasie.Kontrolowanie głębokości nacięcia i krwotoku oraz wykonywanie resekcji każdego wyrostka międzykolcowego to dwa kluczowe wydatki na implantację naszego sukcesu w eksperymencie. Po potwierdzeniu braku reakcji na odruch pedałowania, umieść znieczuloną ośmiotygodniową, samca, czarną mysz C57 na podkładce chirurgicznej w pozycji leżącej na plecach i nałóż maść na oczy zwierzęcia. Użyj trymera dla małych zwierząt, aby ogolić obszar chirurgiczny od dolnej części klatki piersiowej do górnej części okolicy krzyżowej i usuń ogolone futro chusteczkami do tkanek.Nałóż krem do depilacji na ogolony obszar za pomocą gazy, aby usunąć krem po nie więcej niż trzech minutach i spłucz odsłoniętą skórę dwoma mililitrami 0,9 sterylnego soli fizjologicznej. Następnie umieść pod brzuchem wykonaną na zamówienie cylindryczną podkładkę chirurgiczną, aby podnieść odcinek lędźwiowy kręgosłupa. Aby odsłonić kręgi L3 i L5, użyj palca wskazującego, aby dotknąć podskórnych wyrostków kolczystych kręgów lędźwiowych i palpacji, aby porównać wyrostki z wyrostkami kręgów piersiowych i kręgów krzyżowych, aby zidentyfikować odcinek lędźwiowy.Spłucz skórę 75% alkoholem i za pomocą mikroskopu preparacyjnego użyj skalpela, aby wykonać trzy- do czterocentymetrowe nacięcie skóry w linii środkowej nad odcinkiem lędźwiowym od środkowej części klatki piersiowej do biodra. Zidentyfikuj kręgosłup lędźwiowy po kształcie litery V włożonej powięzi tylnej, w końcówkę, tak aby wyrostki kolczyste i użyj skalpela, aby wykonać płytkie tylne nacięcia mięśni przykolcowych wzdłuż wyrostków kolczystych od L3 do L5 bocznie po obu stronach kręgosłupa. Następnie użyj dwóch par kleszczyków okulistycznych, aby oddzielić warstwy mięśni, aby odsłonić wyrostki kolczyste od L3 do L5 i więzadła nadkolcowe.Aby oddzielić poszczególne wyrostki kolczyste, użyj żylnych wyrostków do odcięcia więzadeł międzykolcowych i wycięcia wyrostków kolczystych od L3 do L5 i więzadeł międzykolcowych. Następnie użyj sterylnych jedwabnych plecionych szwów numer pięć, aby zamknąć nacięcie skóry bez ponownego przyczepiania mięśni przykręgosłupowych i nałóż maść chlorowodorku chlorotetracykliny na miejsce operacji. Analiza histomorfometryczna 3D umożliwia pomiar krążka międzykręgowego, podczas gdy analiza strukturalna 3D umożliwia ilościowe określenie całkowitej objętości tkanki.Objętość krążka międzykręgowego znacznie wzrasta tydzień po operacji, a następnie zmniejsza się od dwóch do 16 tygodni po zabiegu, co odpowiada spadkowi wysokości krążka międzykręgowego mierzonej w tym samym okresie. Zwiększone ubytki w płytkach końcowych czaszki obserwuje się również u myszy LSI, co określa się ilościowo za pomocą zwiększonego procentu wartości separacji beleczkowej większej lub równej 0,089 i znacznego wzrostu objętości płytki końcowej po operacji. Modelowe płytki końcowe wykazują podobny fenotyp, co wskazuje, że LSI prowadzi do przerostu płytki końcowej i wzrostu liczby ubytków.Objętość kręgów L5 nieznacznie zwiększa się po operacji, a różnice statystyczne obserwuje się po 16 tygodniach. Znaczny spadek stosunku objętości kości do całkowitej objętości tkanki występuje również 16 tygodni po operacji, co wskazuje, że LSI powoduje utratę kości kręgowej na późniejszym etapie. Zmniejszenie wewnątrzkomórkowych wakuoli komórek jądra miażdżystego jest również przyspieszone u zwierząt LSI, przy czym obserwuje się zwiększoną liczbę osteoklastów w płytkach końcowych LSI.Model ten można modyfikować poprzez dołączanie różnej liczby kręgów, na przykład tylko piąty odcinek lędźwiowy lub od pierwszego odcinka lędźwiowego do piątego odcinka lędźwiowego.

a-mouse-model-of-lumbar-spine-instability

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Przeprowadzono podłużną analizę ubytku kostnego w kościach udowych i piszczelowych u dorosłych myszy po urazie rdzenia kręgowego, wykorzystując sekwencyjne skanowanie rentgenowskie w niskiej dawce. Ubytek kostny w obrębie kości piszczelowych stwierdzono przez cały okres trwania badania, natomiast ubytek w kości udowej wykryto dopiero 40 dni po urazie.

Podłużna ocena utraty masy kostnej kończyn tylnych myszy po urazie rdzenia kręgowego z wykorzystaniem nowej metodologii in vivo

W tym filmie opisujemy zabieg chirurgiczny mający na celu wywołanie niestabilności kręgosłupa lędźwiowego w modelu mysim poprzez resekcję wyrostka kolczystego L3 do L5 lędźwiowego wraz z więzadłami nadkolcowymi i międzykolcowymi.

Chirurgiczna indukcja niestabilności kręgosłupa lędźwiowego w modelu mysim: zabieg chirurgiczny resekcji wyrostków kolczystych odcinka lędźwiowego i więzadeł w modelu mysim

Źródło: Kumar, S., et. al. Mysi model odleżyn po urazie rdzenia kręgowego. J. Vis. Exp. (2019)Ten film pokazuje szczegółową indukcję uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy. Znieczulona mysz jest preparowana w celu odsłonięcia kręgów T9-T10, a ich wyrostki kolczyste są usuwane. Odsłonięty rdzeń kręgowy jest następnie przecięty w celu zadania urazu. Obszar chirurgiczny jest następnie zamykany, a mysz może dojść do siebie.

Generowanie modelu myszy z urazem rdzenia kręgowego

Opisano nowatorską technikę tworzenia powtarzalnego modelu in vivo uszkodzenia rdzenia kręgowego w odcinku szyjnym u myszy.  Technika ta opiera się na stabilizacji kręgosłupa poprzez unieruchomienie fasetek szyjnych i uszkodzenie rdzenia kręgowego za pomocą oscylującego ostrza z dokładnością do ±0,01 mm.

Kontrolowane uszkodzenie szyjki macicy u myszy

Ten artykuł opisuje metodę generowania powtarzalnego uszkodzenia kompresyjnego rdzenia kręgowego (SCI) u noworodka myszy. Model ten stanowi korzystną platformę do badania mechanizmów plastyczności adaptacyjnej, które leżą u podstaw spontanicznej odbudowy funkcjonalnej.

Model urazu kompresyjnego rdzenia kręgowego u noworodków myszy

Wprowadzamy model uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanki, który może powodować stałe uszkodzenie rdzenia kręgowego u dorosłych myszy.

Model kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego oparty na przemieszczeniu tkanek u myszy

Protokół opisuje nowatorski model infekcji implantu kręgosłupa in vivo, gdzie implant z drutu k-wire ze stali nierdzewnej jest infekowany bioluminescencyjnym Staphylococcus aureus Xen36. Obciążenie bakteryjne jest monitorowane podłużnie za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego i potwierdzane liczbą jednostek tworzących kolonie po eutanazji.

Mysi model zakażenia implantu rdzeniowego in vivo

Złożony staw skokowo-podskokowy (ASCJ) jest rdzeniem stopy i odgrywa kluczową rolę w kontroli równowagi w codziennych czynnościach. Kontuzje sportowe często prowadzą do niestabilności tego stawu. Tutaj opisujemy mysi model niestabilności ASCJ wywołanej przecięciem więzadła.

Mysi model złożonej niestabilności stawu skokowo-podskokowego

Minimalnie inwazyjne techniki i proste urządzenie laboratoryjne poprawiają odtwarzalność modelu uszkodzenia rdzenia kręgowego, zmniejszając uszkodzenia operacyjne u zwierząt doświadczalnych i umożliwiając utrzymanie anatomicznej morfologii. Metoda ta jest opłacalna, ponieważ wiarygodne wyniki i powtarzalna procedura ułatwiają badanie mechanizmów naprawy choroby.

Ustalenie modelu urazu rdzenia kręgowego stłuczenia u myszy w oparciu o technikę minimalnie inwazyjną

W tym protokole opisane są dwa podejścia, które ułatwiają jednoosiowe testowanie kompresji kręgów lędźwiowych myszy. W pierwszej kolejności opisano konwersję giętarki trzypunktowej na maszynę do prób ściskania. Po drugie, metoda osadzania w celu przygotowania powierzchni ładunkowej, która wykorzystuje cement kostny, jest dostosowana do kręgów lędźwiowych myszy.

Mysi kręg lędźwiowy Jednoosiowe badanie ściskania z osadzeniem powierzchni ładunkowej

Prezentujemy tutaj nowatorskie zautomatyzowane urządzenie do leczenia urazów rdzenia kręgowego dla myszy, które może dokładnie tworzyć modele urazów rdzenia kręgowego w różnym stopniu.

Zautomatyzowany impaktor do modelu kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy

Poznaj metodę chirurgicznej resekcji wyrostków kolczystych i więzadeł u myszy C57BL/6 w celu indukcji zwyrodnienia krążków międzykręgowych odcinka lędźwiowego. Model ten umożliwia badanie zmian strukturalnych i komórkowych w zwyrodnieniu kręgosłupa.

Mysi model niestabilności odcinka lędźwiowego kręgosłupa

Przeglądaj więcej filmów