Name: Izolacja, proliferacja i różnicowanie komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej makaka rezusa (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-26T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 33 s
Description: Poznaj izolację i proliferację komórek macierzystych z tkanki tłuszczowej makaka rezusa oraz ich różnicowanie w dojrzałe adipocyty. Metoda ta umożliwia badania metaboliczne in vitro.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Curtisowi Vande Stouwe za jego pomoc techniczną. Badania leżące u podstaw opracowania protokołów były wspierane przez granty z National Institute on Alcohol Abuse and Alcoholism (5P60AA009803-25, 5T32AA007577-20 i 1F31AA028459-01).

Wszystkie uzyskane tkanki i procedury zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Centrum Nauk o Zdrowiu Uniwersytetu Stanowego Luizjany i zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Narodowego Instytutu Zdrowia (publikacja NIH nr 85-12, poprawiona w 1996 roku).
1. Przygotowanie i roztworów
<ol>
	<li>Przygotować sterylny roztwór buforu do przemywania soli fizjologicznej buforowany 5-fosforanami (5-PBS), dodając 5% penicyliny/streptomycyny (wstrzykiwacz/paciorkowiec) i 0,25 μg/ml inhibitora grzybów do 1x PBS. Przygotować sterylny roztwór buforu płuczącego 2-PBS (2-PBS), dodając 2% pióra/paciorkowca i 0,25 μg/ml inhibitora grzybów w 1x PBS. do płukania można przechowywać w temperaturze 4 °C do wykorzystania w przyszłości i należy je zużyć w ciągu 4 tygodni. 
	UWAGA: Bufor 5-PBS służy do pobierania tkanki tłuszczowej i wstępnego mycia w celu zminimalizowania możliwego zanieczyszczenia, ponieważ próbki tkanek uzyskane podczas sekcji zwłok są pobierane w niesterylnym środowisku.</li>
	<li>Przygotuj sterylny bufor kolagenazy (CB), łącząc 0,075% kolagenazy typu I (125 jednostek/mg aktywności), 2% pióra/paciorkowca i 0,25 μg/ml inhibitora grzybów w zrównoważonym roztworze soli Hanka (HBSS) z 1% albuminą surowicy bydlęcej. CB należy zużyć w ciągu 1 godziny.</li>
	<li>Przygotować sterylną pożywkę wzrostową ADSC przy użyciu buforu α-MEM. Połącz 100 ml płodowej surowicy bydlęcej (FBS), 5 ml 200 ml roztworu L-glutaminy, 500 μl 0,25 μg/ml inhibitora grzybów i 10 ml roztworu wstrzykiwacza/paciorkowca w 394 ml buforu α-MEM. Pożywka wzrostowa ADSC może być przechowywana w temperaturze 4 °C i musi zostać zużyta w ciągu 4 tygodni. 
	UWAGA: Inaktywacja termiczna FBS nie jest konieczna.</li>
	<li>Przygotować sterylną pożywkę różnicującą ADSC, łącząc pożywkę wzrostową ADSC, jak przygotowano powyżej, i środki indukcyjne w celu uzyskania końcowego stężenia 0,5 μg/ml deksametazonu, 0,5 mM izobutylu metyloksysantyny i 50 μM indometacyny.</li>
</ol>
2. Izolacja ADSC
<ol>
	<li>Przygotowanie tkanek i trawienie
	<ol>
		<li>Odpipetować ~10 ml buforu 5-PBS do czterech 100-milimetrowych szalek do hodowli komórkowych.</li>
		<li>Przenieść ~50 g próbki tkanki tłuszczowej do jednej z 100 mm szalek zawierających 5-PBS. Pobraną próbkę tkanki tłuszczowej należy przemyć czterokrotnie, przenosząc ją kolejno przez cztery szalki hodowlane zawierające 5-PBS.</li>
		<li>Przenieść próbkę tkanki tłuszczowej do czystego naczynia hodowlanego o średnicy 100 mm i dokładnie zmielić tkankę tłuszczową za pomocą nożyczek lub dwóch sterylnych skalpeli. Mielenie pozwala na zwiększenie powierzchni w celu wydajnego i kompletnego trawienia enzymatycznego.</li>
		<li>Przenieś zmieloną tkankę tłuszczową do 50 ml plastikowej stożkowej probówki zawierającej 13 ml CB (1-3 cm skrawek tkanki na 15 ml CB).</li>
		<li>Przepłukać naczynie hodowlane 2 ml CB i przenieść pożywkę do plastikowej probówki stożkowej o pojemności 50 ml. 
		UWAGA: W tym momencie powinno znajdować się łącznie 15 ml CB z tkanką w plastikowej stożkowej probówce o pojemności 50 ml.</li>
		<li>Kilkakrotnie pipetować w górę i w dół za pomocą pipety serologicznej o pojemności 25 ml, aby ułatwić mechaniczne trawienie tkanek.</li>
		<li>Inkubować stożkową probówkę z tworzywa sztucznego o pojemności 50 ml zawierającą tkankę w CB na kołysku ze średnią prędkością w temperaturze 37 °C przez 30–60 minut.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Posiewanie ADSC do hodowli
	<ol>
		<li>Dodaj 10 ml pożywki wzrostowej ADSC do probówki zawierającej tkankę o pojemności 50 ml, aby zneutralizować aktywność enzymu. Kilkakrotnie pipetować w górę i w dół za pomocą pipety serologicznej o pojemności 25 ml w celu oddzielenia wszelkich agregatów tkanki tłuszczowej.</li>
		<li>Przenieś płynną porcję do nowej sterylnej stożkowej rurki o pojemności 50 ml, pozostawiając ciała stałe. Umyj oryginalną probówkę o pojemności 50 ml 3 razy ~ 7 ml buforu 2-PBS i przenieś płynną część do probówki o pojemności 50 ml.</li>
		<li>Wirować przy 500 x g przez 5 minut, aby uzyskać osad komórkowy. Ostrożnie usunąć jak najwięcej supernatantu za pomocą pipety serologicznej, nie naruszając osadu komórkowego. Nie dekantować.</li>
		<li>Zawiesić osad komórkowy w 1 ml 1x buforu do lizy krwinek czerwonych (RBC) i inkubować w temperaturze pokojowej przez 10 minut. Dodać 5 ml pożywki wzrostowej ADSC do probówki i wirować przy 500 x g przez 5 minut, a następnie ostrożnie usunąć i wyrzucić supernatant.</li>
		<li>Dodać 5 ml pożywki wzrostowej ADSC i odwirować przy 500 x g przez 5 minut, aby przepłukać osad komórkowy. Odrzucić supernatant.</li>
		<li>Zawiesić osad w 2 ml pożywki wzrostowej ADSC i przefiltrować przez sitko o pojemności 70 μm do nowej sterylnej stożkowej probówki z tworzywa sztucznego o pojemności 50 ml.</li>
		<li>Przepłucz sitko do komórek dodatkowymi 2 ml pożywki wzrostowej ADSC. Przenieść 4 ml zawiesiny zawierającej ADSC z probówki stożkowej o pojemności 50 ml do sterylnego naczynia hodowlanego o średnicy 100 mm.</li>
		<li>Przemyć stożkową probówkę o pojemności 50 ml 2 razy 3 ml pożywki wzrostowej ADSC i przenieść płyn do naczynia hodowlanego o średnicy 100 mm zawierającego ADSC, co daje w sumie 10 ml pożywki w naczyniu hodowlanym.</li>
		<li>Obejrzyj komórki pod odwróconym mikroskopem przy 10-krotnym powiększeniu, aby sprawdzić, czy w podłożu nie ma komórek pływających, jak pokazano na <silna klasa = "xfig">Rysunek 1A. Komórki należy przechowywać w inkubatorze CO2 w temperaturze 37 °C przy 5% CO2 i wilgotności względnej 100%.</li>
		<li>Po 24 godzinach obejrzyj komórki pod odwróconym mikroskopem, aby sprawdzić przyleganie komórek. Odessać pożywkę wzrostową ADSC z płytki i zastąpić ją 10 ml świeżej, ciepłej (37 °C) pożywki. Usuwaj i wymieniaj pożywkę co 48 godzin, aż komórki będą zlewne w 80%–90% (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B). 
		UWAGA: Co najmniej 10–20% komórek będzie przylegać do ciała w ciągu 24 godzin. Sprawdź hodowlę komórkową pod kątem oznak zanieczyszczenia, takich jak ziarnistość komórek, zmętnienie pożywki lub wzrost zarodników. Gdy komórki zlewają się w 80%, można je zebrać w celu proliferacji i kriokonserwacji lub skłonić do różnicowania. ADSC mogą zostać rozszerzone do 4–6 przejść, zanim stracą zdolność do skutecznego rozprzestrzeniania się lub różnicowania.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Rozprzestrzenianie się ADSC
<ol>
	<li>Odłączenie komórki
	<ol>
		<li>Usuń pożywkę wzrostową ADSC za pomocą aspiratora/pipety. Przepłukać zlewające się ADSC 2 razy za pomocą 2 ml sterylnego PBS o temperaturze pokojowej.</li>
		<li>Odessać PBS i dodać 2 ml 0,25 % trypsyny-EDTA na 100 mm płytkę hodowlaną. Upewnij się, że cała powierzchnia jest pokryta trypsyną.</li>
		<li>Inkubować płytkę przez ~7 min w temperaturze 37 °C w 5% CO2 aż do odłączenia ADSC. Wyjąć płytkę z inkubatora i mechanicznie usunąć komórki, mocno pipetując roztwór trypsyny znajdujący się w płytce.</li>
		<li>Dodać 2 ml pożywki wzrostowej ADSC do usuniętych komórek i delikatnie odpipetować do wymieszania. Przenieś komórki do sterylnej plastikowej stożkowej probówki o pojemności 50 ml. Aby zapewnić maksymalny odzysk komórek, przepłucz naczynie hodowlane kolejnymi 2 ml pożywki wzrostowej ADSC i przenieś pożywkę do stożkowej probówki zawierającej oderwane komórki.</li>
		<li>Odwirować stożkową probówkę o pojemności 50 ml o masie 500 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej, aby uzyskać osad komórkowy. Ostrożnie zdekantować supernatant, nie naruszając osadu komórkowego.</li>
		<li>Zawiesić osad komórkowy w 5–6 ml pożywki wzrostowej ADSC na 1 x 106 komórek.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Liczba komórek i posiewanie
	<ol>
		<li>W probówce mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml rozcieńczyć 10 μl roztworu komórek od góry i 10 μl 0,04% roztworu błękitu trypanowego (0,4% błękitu trypanowego rozcieńczonego w stosunku 1:10 w PBS) i policzyć komórki za pomocą hemocytometru.</li>
		<li>Ponownie zawiesić żądaną liczbę ADSC w pożywce wzrostowej. W przypadku naczynia hodowlanego 100 mm, płytka ~3,0 x 105 komórek w 10 ml pożywki wzrostowej ADSC, aby umożliwić 80% konfluencję w ciągu 72 godzin lub 100% konfluencję w 96 godzin.</li>
		<li>Obejrzyj szalkę pod odwróconym mikroskopem w 10-krotnym powiększeniu przed inkubacją, aby upewnić się, że są tam zawieszone komórki. Utrzymuj ogniwa w temperaturze 37 °C przy 5% CO2 i wilgotności względnej 100%.</li>
		<li>Co 48 godzin odsysaj pożywkę wzrostową i zastępuj ją ciepłą (37 °C) pożywką, aż komórki będą zlewać się w 80% do 90%, jak pokazano na <silna klasa = "xfig" >Rysunek 1B.</li>
		<li>Powtórzyć kroki z sekcji 3.1 i 3.2 dla odpowiedniej liczby przejść, aby uzyskać żądany numer komórki. 
		UWAGA: Po przejściach od 5 do 6 komórki pierwotne wydają się ulegać starzeniu; Dlatego staraj się uzyskać pożądane numery komórek przez przejście 4.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Różnicowanie adipogenne ADSC
<ol>
	<li>Aspiruj pożywkę wzrostową ADSC z przylegających ADSC, które osiągnęły konfluencję od 80% do 90%.</li>
	<li>Szybko spłucz warstwę komórek ADSC sterylnym PBS o temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Dodaj pożywkę różnicującą ADSC. Do naczynia hodowlanego o średnicy 100 mm dodać 10 ml pożywki różnicującej ADSC.</li>
	<li>Wymieniaj podłoże co 3 dni przez około 14–21 dni. Dojrzałe adipocyty obserwuje się na ogół po 14 dniach różnicowania.</li>
	<li>Zbadaj komórki pod mikroskopem światła odwróconego przy 40-krotnym powiększeniu, aby potwierdzić obecność kropelki lipidu, jak pokazano na <silna klasa = "xfig">Rysunek 2A.</li>
</ol>
5. Wykrywanie adipocytów
UWAGA: Ta sekcja opisuje protokoły barwienia używane do wykrywania kropelek lipidów w zróżnicowanych adipocytach, jednak barwienie immunofluorescencyjne dla CD105, mezenchymalnego markera komórek macierzystych, może być również użyte do potwierdzenia ADSC.
<ol>
	<li>Barwienie czerwienią olejową O
	<ol>
		<li>Przygotować 0,5% roztwór podstawowy czerwieni olejowej O w izopropanolu. Na 20 ml roztworu podstawowego czerwieni olejowej O rozpuścić 100 mg czerwonej oliwy O w 20 ml izopropanolu. Przefiltrować roztwór przez sterylny filtr strzykawkowy z membraną 0,2 μm.</li>
		<li>Ostrożnie zassać pożywkę różnicującą i umyć komórki 2 razy, dodając PBS wzdłuż boków studzienki, aby nie naruszyć monowarstwy komórek.</li>
		<li>Ostrożnie odessać PBS z komórek i dodać wystarczającą ilość neutralnej buforowanej formaliny (NBF, 10%), aby pokryć warstwę komórkową. Inkubować w temperaturze pokojowej przez 30–60 minut.</li>
		<li>Na etapie utrwalania formaliny należy przygotować roztwór roboczy Oil Red O, rozcieńczając 3 części roztworu podstawowego Oil Red O z 2 częściami wody destylowanej. Wymieszać roztwór i przefiltrować przez sterylny filtr strzykawkowy z membraną 0,2 μm. Roztwór roboczy jest stabilny do 2 godzin.</li>
		<li>Ostrożnie odessać NBF i szybko przepłukać (~ 15 s) warstwę komórkową wodą destylowaną. Dodaj tyle 60% izopropanolu, aby pokryć warstwę komórkową po zassaniu wody i inkubować w temperaturze pokojowej przez 5 minut.</li>
		<li>Ostrożnie odessać izopropanol po 5 minutach inkubacji i dodać tyle roztworu roboczego Oil Red O, aby pokryć warstwę komórkową i inkubować w temperaturze pokojowej przez 10–15 minut.</li>
		<li>Ostrożnie odessać roztwór roboczy Oil Red O i kilkakrotnie przemyć warstwę komórkową wodą destylowaną, aż woda stanie się czysta.</li>
		<li>Dodaj PBS do naczynia do hodowli komórkowej i zbadaj komórki pod odwróconym mikroskopem pod kątem wskazania różnicowania i obecności kropelek lipidów (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Barwienie BODIPY
	<ol>
		<li>Przygotować 5 mM roztwór podstawowy BODIPY, rozpuszczając 1,3 g BODIPY w 1 ml DMSO. Przygotować 2 μg/ml roztworu roboczego BODIPY, rozcieńczając roztwór podstawowy 1:25 000 razy w PBS.</li>
		<li>Ostrożnie zassać pożywkę różnicującą i umyć komórki 2 razy, dodając PBS wzdłuż boków studzienki, aby nie naruszyć monowarstwy komórek.</li>
		<li>Ostrożnie odessać PBS i dodać tyle roztworu roboczego BODIPY, aby pokryć warstwę komórkową i inkubować w temperaturze 37 °C przez 30 min. 
		UWAGA: Od tego momentu należy chronić ogniwa przed światłem, przykrywając płytkę folią.</li>
		<li>Ostrożnie odessać roztwór roboczy BODIPY i przemyć warstwę komórkową 3 razy PBS.</li>
		<li>Utrwal komórki, dodając 4% paraformaldehydu i inkubując w temperaturze pokojowej przez 15 minut.</li>
		<li>Ostrożnie zassać bufor utrwalający i umyć komórki 2 razy, dodając PBS wzdłuż boków studzienki, aby nie naruszyć monowarstwy komórek.</li>
		<li>Dodaj PBS do naczynia do hodowli komórkowej i zbadaj komórki pod odwróconym mikroskopem fluorescencyjnym pod kątem dowodów na różnicowanie i obecność kropelki lipidu (<silna klasa = "xfig" >Figura 2C). Obrazuj komórki za pomocą zestawu filtrów FITC/EGFP/Bodipy Fl/Fluo3/DiO Chroma. Długość fali wzbudzenia wynosi 480 nm przy szerokości pasma 40 nm, a długość fali emisji wynosi 535 nm przy szerokości pasma 50 nm. Można użyć podobnego lub odpowiedniego zestawu filtrów i mikroskopu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Fain, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Release+of+interleukins+and+other+inflammatory+cytokines+by+human+adipose+tissue+is+enhanced+in+obesity+and+primarily+due+to+the+nonfat+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Vitamins+and+Hormones%22%5BJournal%5D)">Release of interleukins and other inflammatory cytokines by human adipose tissue is enhanced in obesity and primarily due to the nonfat cells.</a> Vitamins and Hormones. 74, 443-477 (2006).</li>
<li>Ibrahim, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subcutaneous+and+visceral+adipose+tissue%3A+structural+and+functional+differences%5BTitle%5D)+AND+%22Obesity+Reviews%22%5BJournal%5D)">Subcutaneous and visceral adipose tissue: structural and functional differences.</a> Obesity Reviews. 11 (1), 11-18 (2010).</li>
<li>Wang, P., Mariman, E., Renes, J., Keijer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+secretory+function+of+adipocytes+in+the+physiology+of+white+adipose+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cellular+Physiology%22%5BJournal%5D)">The secretory function of adipocytes in the physiology of white adipose tissue.</a> Journal of Cellular Physiology. 216 (1), 3-13 (2008).</li>
<li>Zuk, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+adipose+tissue+is+a+source+of+multipotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Biology+of+the+Cell%22%5BJournal%5D)">Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells.</a> Molecular Biology of the Cell. 13 (12), 4279-4295 (2002).</li>
<li>Via, A. G., Frizziero, A., Oliva, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+properties+of+mesenchymal+Stem+Cells+from+different+sources%5BTitle%5D)+AND+%22Muscles%2C+Ligaments+and+Tendons+Journal%22%5BJournal%5D)">Biological properties of mesenchymal Stem Cells from different sources.</a> Muscles, Ligaments and Tendons Journal. 2 (3), 154-162 (2012).</li>
<li>Horwitz, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clarification+of+the+nomenclature+for+MSC%3A+The+International+Society+for+Cellular+Therapy+position+statement%5BTitle%5D)+AND+%22Cytotherapy%22%5BJournal%5D)">Clarification of the nomenclature for MSC: The International Society for Cellular Therapy position statement.</a> Cytotherapy. 7 (5), 393-395 (2005).</li>
<li>Zuk, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose-derived+stem+cells+in+tissue+regeneration%3A+A+Review%5BTitle%5D)+AND+%22International+Scholarly+Research+Notices+Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Adipose-derived stem cells in tissue regeneration: A Review.</a> International Scholarly Research Notices Stem Cells. 2013, 713959(2013).</li>
<li>Smith, U., Kahn, B. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose+tissue+regulates+insulin+sensitivity%3A+role+of+adipogenesis%2C+de+novo+lipogenesis+and+novel+lipids%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Internal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Adipose tissue regulates insulin sensitivity: role of adipogenesis, de novo lipogenesis and novel lipids.</a> Journal of Internal Medicine. 280 (5), 465-475 (2016).</li>
<li>Laclaustra, M., Corella, D., Ordovas, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+syndrome+pathophysiology%3A+the+role+of+adipose+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Nutrition%2C+Metabolism+%26+Cardiovascular+Disease%22%5BJournal%5D)">Metabolic syndrome pathophysiology: the role of adipose tissue.</a> Nutrition, Metabolism & Cardiovascular Disease. 17 (2), 125-139 (2007).</li>
<li>Grundy, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose+tissue+and+metabolic+syndrome%3A+too+much%2C+too+little+or+neither%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Adipose tissue and metabolic syndrome: too much, too little or neither.</a> European Journal of Clinical Investigation. 45 (11), 1209-1217 (2015).</li>
<li>Neeland, I. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dysfunctional+adiposity+and+the+risk+of+prediabetes+and+type+2+diabetes+in+obese+adults%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Medical+Association%22%5BJournal%5D)">Dysfunctional adiposity and the risk of prediabetes and type 2 diabetes in obese adults.</a> Journal of the American Medical Association. 308 (11), 1150-1159 (2012).</li>
<li>Kahn, C. R., Wang, G., Lee, K. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+adipose+tissue+and+adipocyte+function+in+the+pathogenesis+of+metabolic+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Altered adipose tissue and adipocyte function in the pathogenesis of metabolic syndrome.</a> Journal of Clinical Investigation. 129 (10), 3990-4000 (2019).</li>
<li>Sarjeant, K., Stephens, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Biology%22%5BJournal%5D)">Adipogenesis.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 4 (9), 008417(2012).</li>
<li>Ford, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+contribution+of+chronic+binge+alcohol+and+antiretroviral+therapy+to+metabolic+dysregulation+in+SIV-infected+male+macaques%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Endocrinology+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Differential contribution of chronic binge alcohol and antiretroviral therapy to metabolic dysregulation in SIV-infected male macaques.</a> American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism. 315 (5), 892-903 (2018).</li>
<li>Gagliardi, C., Bunnell, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+culture+of+rhesus+adipose-derived+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Isolation and culture of rhesus adipose-derived stem cells.</a> Methods in Molecular Biology. 702, 3-16 (2011).</li>
<li>Bunnell, B. A., Flaat, M., Gagliardi, C., Patel, B., Ripoll, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipose-derived+stem+cells%3A+isolation%2C+expansion+and+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Adipose-derived stem cells: isolation, expansion and differentiation.</a> Methods. 45 (2), 115-120 (2008).</li>
<li>Bourin, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stromal+cells+from+the+adipose+tissue-derived+stromal+vascular+fraction+and+culture+expanded+adipose+tissue-derived+stromal%2Fstem+cells%3A+a+joint+statement+of+the+International+Federation+for+Adipose+Therapeutics+and+Science+%28IFATS%29+and+the+International+Society+for+Cellular+Therapy+%28ISCT%29%5BTitle%5D)+AND+%22Cytotherapy%22%5BJournal%5D)">Stromal cells from the adipose tissue-derived stromal vascular fraction and culture expanded adipose tissue-derived stromal/stem cells: a joint statement of the International Federation for Adipose Therapeutics and Science (IFATS) and the International Society for Cellular Therapy (ISCT).</a> Cytotherapy. 15 (6), 641-648 (2013).</li>
<li>Wang, Q. A., Scherer, P. E., Gupta, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+methodologies+for+the+study+of+adipose+biology%3A+insights+gained+and+opportunities+ahead%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Lipid+Research%22%5BJournal%5D)">Improved methodologies for the study of adipose biology: insights gained and opportunities ahead.</a> Journal of Lipid Research. 55 (4), 605-624 (2014).</li>
</ol>

Protokoły izolacji, proliferacji i różnicowania ADSC są proste i powtarzalne, ale wymagają starannej techniki, aby zapewnić odpowiednią izolację, zdrową ekspansję i skuteczne różnicowanie. Sterylne środowisko pracy ma kluczowe znaczenie dla wszystkich eksperymentów z hodowlami komórkowymi. Bakterie lub grzyby mogą zostać wprowadzone do kultur komórkowych za pośrednictwem skażonych narzędzi, pożywek lub środowiska pracy. Na zanieczyszczenie grzybami wskazuje wzrost zarodników w kulturze, podczas gdy na zanieczyszczenie ba...

Tkanka tłuszczowa składa się z niejednorodnej mieszaniny komórek, głównie dojrzałych adipocytów i zrębowej frakcji naczyniowej, w tym fibroblastów, komórek odpornościowych i komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej (ADSC)1,2,3. Pierwotne ADSC mogą być izolowane bezpośrednio z białej tkanki tłuszczowej i stymulowane do różnicowania się w adipocyty, chrząstki lub komórki kostne4. ADSC wykazują klasyczne cechy komórek macierzystych, takie jak utrzymanie multipotencji in vitro i samoodnawianie; i są zwolennikami plastiku w kulturze5,6. ADSC są ważne dla zastosowania w medycynie regeneracyjnej ze względu na ich wielomoc i zdolność do łatwego zbierania w dużych ilościach przy użyciu technik nieinwazyjnych7. Dyferencjacja adipogenna ADSC wytwarza komórki, które funkcjonalnie naśladują dojrzałe adipocyty, w tym akumulację lipidów, wychwyt glukozy stymulowany insuliną, lipolizę i wydzielanie adipokin8. Ich podobieństwo do dojrzałych adipocytów doprowadziło do powszechnego stosowania ADSC do fizjologicznego badania cech komórkowych i funkcji metabolicznych adipocytów. Istnieje coraz więcej dowodów potwierdzających tezę, że rozwój dysfunkcji i zaburzeń metabolicznych ma swoje źródło na poziomie komórkowym lub tkankowym9,10,11,12. Optymalne różnicowanie ADSC jest wymagane dla wystarczającej rozbudowy tkanki tłuszczowej, prawidłowego funkcjonowania adipocytów i skutecznej regulacji metabolicznej13.
Protokoły opisane w tym manuskrypcie to proste techniki wykorzystujące standardowy sprzęt laboratoryjny i podstawowe odczynniki. W manuskrypcie opisano najpierw protokół izolacji pierwotnych ADSC ze świeżej tkanki tłuszczowej za pomocą trawienia mechanicznego i enzymatycznego. Następnie opisano protokół proliferacji i pasażowania ADSC w ośrodku zrębowym. Na koniec opisano protokół adipogennego różnicowania ADSC. Po różnicowaniu komórki te mogą być wykorzystane do badań mających na celu lepsze zrozumienie metabolizmu adipocytów i mechanizmów dysfunkcji. Opisano również protokoły potwierdzania różnicowania adipogennego i detekcji kropelek lipidów za pomocą barwienia czerwienią olejową O i borem-dipyrrometenem (BODIPY). Szczegóły tych protokołów koncentrowały się na pierwotnych ADSC wyizolowanych ze świeżej tkanki tłuszczowej makaków rezusów. My i inni użyliśmy tego protokołu, aby skutecznie wyizolować ADSC z podskórnych i omentalnych tkanek tłuszczowych makaków rezusów14,15. Dla tej samej ilości użytej tkanki zaobserwowaliśmy, że podskórna tkanka tłuszczowa jest gęstsza, twardsza i daje mniej komórek z trawienia w porównaniu z tkanką tłuszczową omentalną. Protokół ten został również wykorzystany do izolacji ADSC od próbek ludzkiego tłuszczu16.

<table><tbody><tr><td>0,4 % błękit trypanowy</td><td>Thermo-Fisher</td><td>15250061</td><td></td></tr><tr><td>1,5 ml probówka do mikrowirówek</td><td>Dot Scientific</td><td>707-FTG</td><td></td></tr><tr><td>100 % izopropanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>PX1838-P</td> 100-mm <td></td></tr><tr><td>naczynie do hodowli komórkowych</td><td>Corning</td><td>430167</td><td></td></tr><tr><td>3-izobutylo-1-metyloksantyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I7018</td><td></td></tr><tr><td>50-mL plastikowa rurka stożkowa</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-465-232</td><td></td></tr><tr><td>70-&mikro; m Sitko komórkowe</td><td>Corning</td><td>CLS431751</td><td></td></tr><tr><td>a-MEM</td><td>Thermo-Fisher</td><td>12561056</td><td></td></tr><tr><td>Folia aluminiowa</td><td>Reynolds Wrap</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BODIPY</td><td>Thermo-Fisher</td><td>D3922</td><td></td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>05470</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>Eppendorf</td><td>5810 R</td><td></td></tr><tr><td>Kolagenaza, Typ I</td><td>Thermo-Fisher</td><td>17100017</td><td></td></tr><tr><td>Deksametazon-Rozpuszczalny</td><td>w wodzie Sigma-Aldrich</td><td>D2915</td><td></td></tr><tr><td>Dimetylosulfotlenek, DMSO</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>Woda destylowana</td><td>Thermo-Fisher</td><td>15230162</td><td></td></tr><tr><td>Płodowa surowica bydlęca, zatwierdzona przez USDA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F0926</td><td></td></tr><tr><td>Fungizone/Amfoterycyna B (250 ug/ml)</td><td>Thermo-Fisher</td><td>15290018</td><td></td></tr><tr><td>Zrównoważony roztwór soli Hanksa (HBSS)</td>Hemacytometr <td>Thermo-Fisher</td><td>14175095</td><td></td></tr><tr><td>z szkiełkiem korkowym</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z359629</td><td></td></tr><tr><td>Indometacyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I7378</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop światła odwróconego</td><td>Nikon</td><td>DIAPHOT-TMD</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamina (200 mM)</td><td>Thermo-Fisher</td><td>25030081</td><td></td></tr><tr><td>Laboratory Rocker, 0,5 do 1,0 Hz</td><td>Niezawodny model naukowy</td><td>55 Rocking</td><td></td></tr><tr><td>Neutralna buforowana formalina (10 %)</td><td>Pharmco</td><td>8BUFF-FORM</td><td></td></tr><tr><td>Oil Red O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>O0625</td><td></td></tr><tr><td>Paraformeldehyd</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148</td><td></td></tr><tr><td>Penicylina-Streptomycyna (10 000 U/ml)</td><td>Thermo-Fisher</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS), pH 7,4</td><td>Thermo-Fisher</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Bufor do lizy czerwonych krwinek (RBC)</td><td>Qiagen</td><td>158904</td><td></td></tr><tr><td>Pipety serologiczne, od 2 do 25 ml</td><td>Costar Stripettes</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standardowy inkubator do hodowli komórek nawilżanych, 37 °; C, 5 % CO2</td><td>Sanyo</td><td>MCO-17AIC</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA (0,25%)</td><td>Thermo-Fisher</td><td>25200056</td><td></td></tr></tbody></table>

izolacja, proliferacja i różnicowanie komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej makaka rezusa

Isolation, Proliferation and Differentiation of Rhesus Macaque Adipose-Derived Stem Cells

Tkanka tłuszczowa stanowi bogate i dostępne źródło multipotencjalnych komórek macierzystych, które są zdolne do samoodnawiania się. Te komórki macierzyste pochodzące z tkanki tłuszczowej (ADSC) zapewniają spójny system komórkowy ex vivo, który jest funkcjonalnie podobny do adipocytów in vivo. Zastosowanie ADSC w badaniach biomedycznych pozwala na komórkowe badanie regulacji metabolicznej i funkcji tkanki tłuszczowej. Różnicowanie ADSC jest niezbędne do odpowiedniej ekspansji adipocytów, a nieoptymalne różnicowanie jest głównym mechanizmem dysfunkcji tkanki tłuszczowej. Zrozumienie zmian w różnicowaniu ADSC ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia rozwoju dysfunkcji metabolicznej i choroby. Protokoły opisane w tym manuskrypcie, gdy będą przestrzegane, dadzą dojrzałe adipocyty, które można wykorzystać do kilku testów funkcjonalnych in vitro w celu oceny funkcji metabolicznej ADSC, w tym między innymi do testów mierzących wychwyt glukozy, lipolizę, lipogenezę i wydzielanie. Makaki rezusy (Macaca mulatta) są fizjologicznie, anatomicznie i ewolucyjnie podobne do ludzi i jako takie ich tkanki i komórki były szeroko wykorzystywane w badaniach biomedycznych i do opracowywania metod leczenia. W tym artykule opisano izolację ADSC za pomocą świeżej podskórnej i omentalnej tkanki tłuszczowej pozyskanej od 4–9 letnich makaków rezusów. Próbki tkanki tłuszczowej są trawione enzymatycznie w kolagenazie, a następnie filtrowane i odwirowywane w celu wyizolowania ADSC z frakcji naczyniowej zrębu. Wyizolowane ADSC są namnażane w środowiskach zrębowych, a następnie przez około 14–21 dni różnicowania przy użyciu koktajlu 0,5 μg/ml deksametazonu, 0,5 mM izobutylometyloksantyny i 50 μM indometacyny w środowisku zrębowym. Dojrzałe adipocyty obserwuje się po około 14 dniach różnicowania. W tym manuskrypcie opisujemy protokoły izolacji, proliferacji i różnicowania ADSC in vitro. Chociaż skupiliśmy się na ADSC z tkanki tłuszczowej makaka rezusa, protokoły te można wykorzystać do tkanki tłuszczowej uzyskanej od innych zwierząt przy minimalnych korektach.

ADSC wyizolowane z próbek tkanki tłuszczowej makaka rezusa zostały wysiane na płytki hodowlane, co przedstawiono na Rysunku 1. W dniu wysiewu komórki są nieprzylegające i unoszą się w naczyniu hodowlanym, jak pokazano na Rysunku 1A. W ciągu 72 h ADSC osiągną 80% konfluencji i będą gotowe do różnicowania w adipocyty (Rysunek 1B). ADSC wykazują silne właściwości adipogenne po indukcji chemicznej. Po 14 dniach różnicowania za pomocą mi...

W tym artykule opisujemy izolację komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej pochodzących z makaków rezusów (ADSC) za pomocą protokołu enzymatycznego trawienia tkanek. Następnie opisujemy proliferację ADSC, która obejmuje odłączanie komórek, liczenie i powlekanie. Na koniec opisano różnicowanie ADSC przy użyciu specyficznych środków indukujących adipogen. Dodatkowo opisujemy techniki barwienia w celu potwierdzenia różnicowania.

Izolacja, proliferacja i różnicowanie komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej makaka rezusa

Adipose tissue provides a rich and accessible source of multipotent stem cells, which are able to self-renew. These adipose-derived stem cells (ADSCs) ...

Izolacja i proliferacja komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej wytwarza dużą liczbę komórek macierzystych, które można wykorzystać do kilku dalszych zastosowań i technik eksperymentalnych. Głównym zamierzonym zastosowaniem zróżnicowanych adipocytów w tym protokole są testy metaboliczne, takie jak wychwyt glukozy stymulowany insuliną, lipogeneza i lipoliza stymulowana. Na początek stwórz sterylne środowisko pracy, dezynfekując kaptur bezpieczeństwa biologicznego i wszystkie narzędzia.Odpipetować około 10 mililitrów pięciu PBS do czterech 100-milimetrowych naczyń do hodowli komórkowych. Przenieść 50-gramową próbkę tłuszczu do jednego z naczyń i umyć ją cztery razy, kolejno przenosząc ją na inne szalki zawierające pięć PBS. Następnie umytą tkankę tłuszczową przenieś do czystego naczynia hodowlanego o grubości 100 milimetrów i dokładnie zmielić za pomocą nożyczek lub sterylnych kleszczyków.Przenieś jedno- lub trzycentymetrowy fragment zmielonej tkanki do stożkowej probówki o pojemności 50 mililitrów zawierającej 13 mililitrów buforu kolagenazy. Wypłucz pozostałą tkankę z naczynia hodowlanego dwoma mililitrami buforu kolagenazy, aby uzyskać całkowitą objętość 15 mililitrów. Dokładnie wymieszać próbkę za pomocą pipety serologicznej o pojemności 25 mililitrów i inkubować probówkę w temperaturze 37 stopni Celsjusza na bujaczku przez 30 do 60 minut.W celu zneutralizowania aktywności enzymu, po inkubacji dodaj 10 mililitrów pożywki wzrostowej ADSC do probówki i dobrze wymieszaj ją pipetą, aby oddzielić wszelkie agregaty tkankowe. Przenieś płynną porcję do nowej sterylnej stożkowej rurki o pojemności 50 mililitrów, pozostawiając tkankę stałą. Umyj chusteczkę trzy razy za pomocą siedmiu mililitrów dwóch PBS i przenieś płyn do nowej probówki.Następnie odwirować probówkę o sile 500 razy G przez pięć minut i ostrożnie usunąć jak najwięcej supernatantu, nie naruszając osadu. Ponownie zawiesić osad w jednym mililitrze 1X buforu do lizy czerwonych krwinek lub RBC i inkubować w temperaturze pokojowej przez 10 minut. Następnie umyj komórki dwukrotnie, dodając pięć mililitrów pożywki wzrostowej ADSC do probówki i odwirowując w celu usunięcia supernatantu.Po ostatnim praniu ponownie zawieś granulat w dwóch mililitrach pożywki wzrostowej ADSC i przefiltruj go przez sitko do komórek o wielkości 70 mikronów do sterylnej stożkowej probówki o pojemności 50 mililitrów. Przepłukać sitko dodatkowymi dwoma mililitrami pożywki i przenieść cztery mililitry zawiesiny do sterylnego naczynia hodowlanego o pojemności 100 mililitrów. Przepłucz stożkową rurkę dwukrotnie trzema mililitrami pożywki, aby zebrać całkowitą objętość 10 mililitrów w naczyniu hodowlanym.Obserwuj zebrane komórki pod odwróconym mikroskopem przy 10-krotnym powiększeniu, aby sprawdzić, czy nie ma komórek pływających. Inkubuj komórki przez 24 godziny w inkubatorze dwutlenku węgla w temperaturze 37 stopni Celsjusza, 5% dwutlenku węgla i 100% wilgotności względnej. Aby zapewnić sterylność pożywki hodowlanej, należy dołączyć płytkę z samym podłożem.Po 24 godzinach obejrzyj komórki pod odwróconym mikroskopem, aby sprawdzić przyleganie komórek. Usuwaj i zastępuj pożywkę ciepłą pożywką co 48 godzin, aż komórki będą zlewać się w 80 do 90%. W celu proliferacji usuń pożywkę wzrostową z konfluentnych komórek ADSC i umyj je dwukrotnie dwoma mililitrami sterylnego PBS o temperaturze pokojowej.Odessać PBS i dodać dwa mililitry 0,25% trypsyny EDTA do każdej płytki hodowlanej, pokrywając całą powierzchnię płytki. Inkubować płytkę przez siedem minut w temperaturze 37 stopni Celsjusza i 5% dwutlenku węgla, a następnie mechanicznie usunąć trypsynizowane komórki za pomocą silnego pipetowania. Dodaj dwa mililitry pożywki wzrostowej ADSC i delikatnie wymieszaj komórki.Przenieś komórki do stożkowej probówki o pojemności 50 mililitrów, płucząc naczynie dodatkowymi dwoma mililitrami pożywki, aby zapewnić maksymalny odzysk komórek z płytki. Następnie odwirować probówkę o stężeniu 500 razy G przez pięć minut w temperaturze pokojowej i zdekantować supernatant w celu uzyskania osadu komórkowego. Ponownie zawiesić osad komórkowy w pięciu do sześciu mililitrach pożywki wzrostowej ADSC na milion komórek.Policz komórki za pomocą hemocytometru i unieś je płytką zgodnie z opisem w rękopisie tekstowym. Gdy komórki osiągną zbieżność od 80 do 90%, odessać pożywkę wzrostową i przepłukać komórki sterylnym PBS o temperaturze pokojowej, a następnie dodać 10 mililitrów pożywki różnicującej ADSC. Wymieniaj pożywkę co trzy dni przez około 14 do 21 dni.Obserwuj komórki pod kątem obecności kropelek lipidów pod odwróconym mikroskopem przy 40-krotnym powiększeniu. Dojrzałe adipocyty obserwuje się na ogół po 14 dniach. W dniu posiewu ADSC nie przylegały i unosiły się w kulturze.Komórki stały się zlewające się w 80% po 72 godzinach i były gotowe do różnicowania adipocytów. Po 14 dniach różnicowania ADSC dojrzałe adipocyty wykazywały silne cechy adipogenne, które obserwowano przy 40-krotnym powiększeniu. W dniu 14 komórki wybarwiono i utrwalono za pomocą Oil Red O i BODIPY w celu wizualizacji kropelek lipidów.Zróżnicowane adipocyty można było zaobserwować w 20-krotnym powiększeniu. Wypróbowując ten protokół, należy pamiętać, że sterylne środowisko pracy ma kluczowe znaczenie dla zdrowej izolacji, odpowiedniej ekspansji i skutecznego różnicowania komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej. Po tej procedurze komórki te można wykorzystać do kilku testów metabolicznych, takich jak wychwyt glukozy, lipogeneza i lipoliza, która jest głównym celem naszych badań.Technika ta pozwala na zbadanie, w jaki sposób przewlekły alkohol i SIV wpływają na zdolność metaboliczną adipocytów.

isolation-proliferation-differentiation-rhesus-macaque-adipose

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

W 2001 roku naukowcy z UCLA opisali izolację populacji dorosłych komórek macierzystych, określanych jako komórki macierzyste pochodzące z tkanki tłuszczowej lub ASC. W tym artykule przedstawiono izolację ASC z lipoaspiratów przy użyciu ręcznego, enzymatycznego protokołu trawienia z użyciem kolagenazy.

Ręczna izolacja komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej z ludzkich lipoaspiratów

Ten protokół opisuje izolację komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej świni (pADSC) z podskórnych tkanek tłuszczowych z badaniem multipotencji. Multipotencjalne pADSC są wykorzystywane do wyznaczania procesów różnicowania adipocytów i badania transdyferencjacji do wielu linii komórkowych mezenchymy mezodermalnej lub dalszych linii ektodermy i endodermy do badań regeneracyjnych.

Izolacja i różnicowanie komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej z podskórnych tkanek tłuszczowych świń

Prezentujemy prostą metodę izolowania wysoce żywotnych komórek progenitorowych tkanki tłuszczowej z najądrzy myszy za pomocą sortowania komórek aktywowanego fluorescencją.

Preparat komórek progenitorowych tkanki tłuszczowej tkanki tłuszczowej najądrza myszy

Ten protokół zapewnia efektywną metodę trawienia kolagenazy do izolacji żywotnych adipocytów i komórek frakcji naczyniowej zrębu - SVF z ludzkiego tłuszczu trzewnego w jednym procesie, w tym metodologię uzyskiwania wysokiej jakości RNA z adipocytów i fenotypyfikację makrofagów SVF poprzez barwienie wielu markerów związanych z błoną do analizy za pomocą cytometrii przepływowej.

Izolacja żywotnych adipocytów i frakcji naczyniowej zrębu z ludzkiej trzewnej tkanki tłuszczowej nadającej się do analizy RNA i fenotypowania makrofagów

Protokół pozwala na generowanie czystej populacji adipocytów z indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSC). Kwas retinowy służy do różnicowania iPSC w mezenchymalne komórki macierzyste (MSC), które są wykorzystywane do produkcji adipocytów. Następnie stosuje się podejście sortowania oparte na barwieniu czerwienią nilową w celu uzyskania czystych adipocytów.

Solidne różnicowanie ludzkich iPSC w czystą populację adipocytów w celu zbadania zaburzeń związanych z adipocytami

Mezenchymalne komórki macierzyste pochodzące z tkanki tłuszczowej (Ad-MSC) mogą być potencjalnym źródłem MSC, które różnicują się w komórki produkujące insulinę (IPC). W tym protokole przedstawiamy szczegółowe kroki izolacji i charakterystyki Ad-MSC najądrza szczura, a następnie prosty, krótki protokół generowania IPC z tych samych Ad-MSC szczurów.

Izolacja mezenchymalnych komórek macierzystych tkanki tłuszczowej szczura w celu różnicowania w komórki produkujące insulinę

Ten protokół opisuje metodologię izolowania i identyfikacji mezenchymalnych komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej (MSC) od szczurów Sprague Dawley.

Izolacja i identyfikacja mezenchymalnych komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej szczurów Sprague Dawley

Tkanka tłuszczowa jest doskonałym źródłem mezenchymalnych komórek macierzystych. Tutaj przedstawiamy krok po kroku ekstrakcję, hodowlę i charakterystykę komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej (ADSC) z tkanki tłuszczowej najądrza szwajcarskich myszy.

Izolacja, ekspansja in vitro i charakterystyka mezenchymalnych komórek macierzystych z tkanki tłuszczowej najądrza myszy

Przedstawiamy tutaj standardową metodę efektywnej izolacji komórek macierzystych pochodzących z tłuszczu i adipocytów, charakteryzującą się skróceniem czasu przetwarzania o &gt;90%, wysoką żywotnością komórek oraz szeroką kompatybilnością.

Efektywna izolacja komórek macierzystych i adipocytów pochodzących z tłuszczu z tkanki tłuszczowej wieprzi

Izolacja i transplantacja hematopoetycznych komórek macierzystych (HSC)

Poznaj izolację i proliferację komórek macierzystych z tkanki tłuszczowej makaka rezusa oraz ich różnicowanie w dojrzałe adipocyty. Metoda ta umożliwia badania metaboliczne in vitro.

Izolacja, proliferacja i różnicowanie komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej makaka rezusa

Przeglądaj więcej filmów