6 czerwca 2021
Opisujemy metodę przygotowania i obrazowania na żywo nierozcieńczonych ekstraktów cytoplazmatycznych z jaj Xenopus laevis.
Metoda ta nadaje się do obrazowania na żywo dynamiki cytoplazmatycznej przy użyciu ekstraktów z jaj żab, umożliwiając badanie informacji o wzorcach przestrzennych w cytoplazmie. Próbki można formować w warstwę o jednolitej i regulowanej grubości i obrazować w polu 2D lub objętości 3D. Ta metoda jest opłacalna i łatwa do wdrożenia.
Zacznij od nałożenia warstwy taśmy klejącej FEP na szkiełko za pomocą aplikatora rolkowego. Odetnij nadmiar taśmy na krawędziach czystą żyletką. Następnie w ten sam sposób przygotuj szkiełka nakrywkowe pokryte taśmą FEP.
Następnie nałóż dwustronną, lepką przekładkę obrazową na stronę szkiełka pokrytą taśmą FEP, pozostawiając nieodklejoną wkładkę ochronną. Przenieś jaja do szklanej zlewki o pojemności 400 mililitrów i usuń jak najwięcej buforu do składania jaj przez dekantację. Następnie wysiaduj jaja w 100 mililitrach świeżo przygotowanego roztworu dejellying i delikatnie je zamieszaj.
Po około trzech minutach odlej roztwór i dodaj 100 mililitrów świeżego roztworu dejellingu. Kontynuuj inkubację, aż jaja będą szczelnie upakowane, ale unikaj pozostawiania jaj w roztworze do dejellying na dłużej niż pięć minut. Po inkubacji należy usunąć roztwór dejellingu tak bardzo, jak to możliwe, i umyć jaja w 0,25-krotnym buforze MMR.
Zakręć jajkami, a następnie odlej bufor. Powtórz kilka razy, aż do wyprania zużyje się łącznie jeden litr buforu. Następnie umyj jajka kilka razy łącznie 400 mililitrami buforu do lizy jaj, usuwając nieprawidłowe jaja między myciami.
Następnie użyj pipety transferowej z szeroko naciętą końcówką, aby przenieść jaja do 17-mililitrowej probówki wirówkowej z okrągłym dnem zawierającej jeden mililitr buforu do lizy jaj. Wirować probówkę w wirówce klinicznej o masie 400 g przez 15 sekund, aby zapakować jaja. Następnie usuń jak najwięcej buforu do lizy jaj za pomocą pipety Pasteura.
Określić przybliżoną objętość zapakowanych jaj, a następnie dodać po pięć mikrogramów na mililitr aprotyniny, leupeptyny i cytochalazyny B oraz 50 mikrogramów na mililitr cykloheksamidu bezpośrednio na zapakowane jaja. Zmiażdż jajka, odwirowując probówkę przez 15 minut w temperaturze 12 000 g i czterech stopniach Celsjusza w kołyszącym się wirniku kubełkowym.
Następnie przymocuj igłę o rozmiarze 18 do strzykawki. Z końcówką igły skośnie skierowaną do góry, nakłuć rurkę od strony dolnej warstwy cytoplazmatycznej i odzyskać ekstrakt, ciągnąc powoli. Przenieś odzyskany ekstrakt cytoplazmatyczny do nowej mikroprobówki wirówkowej i trzymaj ją na lodzie.
Gdy ekstrakt będzie gotowy do obrazowania, uzupełnij go żądanymi odczynnikami i sondami do obrazowania fluorescencyjnego. Usuń górną wkładkę ochronną z przekładki obrazowej na przygotowanym szkiełku i umieść około siedmiu mikrolitrów ekstraktu na środku studzienki. Natychmiast nałóż szkiełko nakrywkowe pokryte taśmą FEP stroną FEP skierowaną w stronę ekstraktu, aby uszczelnić studzienkę i szybko przystąp do obrazowania.
Ustaw szkiełko na mikroskopie odwróconym lub pionowym z zmotoryzowanym stolikiem i kamerą cyfrową. Zobrazuj ekstrakty w żądanych pozycjach przestrzennych w odstępach czasu zarówno w jasnym polu, jak i kanałach fluorescencyjnych. Eksperyment poklatkowy z wykorzystaniem ekstraktów z jaj xenopus laevis do badania samoorganizacji cytoplazmy podczas interfazy pokazano tutaj.
Po około 20 minutach inkubacji w temperaturze pokojowej widoczne były obszary pozbawione rozpraszania światła, zarówno w jasnym polu, jak i w kanałach mitochondrialnych. Po około 60 minutach w temperaturze pokojowej powinien być dobrze ustalony przestrzenny wzór składający się z przedziałów przypominających komórki, z mikrotubulami tworzącymi pustą strukturę przypominającą wieniec i mitochondriami wyraźnie podzielonymi na każdy przedział. Porównanie wydajności ekstrakcji w komorach obrazowania z taśmami FEP na szkle i bez nich przedstawiono tutaj.
W komorze wykonanej ze szkła klejonego taśmą FEP ekstrakt samoorganizował się w normalne wzory przypominające komórki. W komorze, w której szklane powierzchnie nie były pokryte taśmą FEP, ekstrakt wykazywał nienormalne jasne pole i wzory mikrotubul, które z czasem ulegały coraz większym zakłóceniom. Nie zaobserwowano istotnych różnic w imporcie jądrowym białka GST-mCherry-NLS.
Ważne rzeczy, o których należy pamiętać, to pasywacja szklanych powierzchni taśmą FEP i usunięcie wszystkich zepsutych jaj podczas przygotowywania ekstraktu. Dzięki temu systemowi możemy łatwo kontrolować grubość próbki ekstraktu, torując drogę do obrazowania wzorów cytoplazmatycznych w 3D, przy użyciu mikroskopii świetlnej.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Niniejsze badanie przedstawia usprawnioną metodę przygotowania i obrazowania na żywo nieprzeryszczonych ekstraktów cytoplazmatycznych z jaj Xenopus laevis. Technika ta umożliwia badanie dynamiki cytoplazmatycznej oraz powstawania wzorców przestrzennych w obrębie cytoplazmy, co ułatwia zrozumienie organizacji komórkowej.
Metoda ta umożliwia obrazowanie na żywo dynamiki cytoplazmatycznej w ekstraktach z jaj *Xenopus laevis*, zapewniając skalowalny i kosztowo efektywny system do badania formowania wzorców przestrzennych oraz procesów samoorganizacji istotnych dla organizacji komórkowej. Dzięki wyeliminowaniu konieczności chemicznego traktowania powierzchni i wykorzystaniu masowo produkowanych materiałów eksploatacyjnych, metoda ta pozwala na powtarzalną, wysokorozdzielczą wizualizację organizacji mikrotubul, jąder komórkowych i mitochondriów w kontrolowanym środowisku in vitro. Podejście to zwiększa pewność prognostyczną w badaniach mechanistycznych nad zachowaniem cytoplazmy, wspierając wczesną walidację celów oraz rozwój testów w procesach odkrywania leków.
Metoda ta wpisuje się w kontinuum procesu odkrywania leków, od wczesnego testowania hipotez dotyczących punktów uchwytu, poprzez rozwój testów, aż po walidację przedkliniczną, w szczególności w przypadku punktów uchwytu wpływających na dynamikę cytoszkieletu i organizację subkomórkową.