Name: Maksymalny izometryczny pomiar siły tężcowej mięśnia piszczelowego przedniego u szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-26T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 39 s
Description: Poznaj metodę pomiaru izometrycznej siły tężcowej mięśnia piszczelowego przedniego u szczura. Ta technika umożliwia ocenę odzysku funkcji motorycznych po uszkodzeniu nerwu kulszowego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Institute of Neurological Disorders and Stroke of the National Institutes of Health pod numerem nagrody RO1 NS 102360. Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i nie muszą one reprezentować oficjalnych poglądów National Institutes of Health.

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone za zgodą Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC A334818).
1. Kalibracja przetwornika siły
<ol>
	<li>Upewnij się, że komputer jest prawidłowo podłączony do wielofunkcyjnego urządzenia do akwizycji danych we/wy (DAQ) USB-6009, które z kolei powinno być podłączone do przetwornika siły. 
	UWAGA: Inne szczepy i gatunki szczurów mogą wymagać innego przetwornika siły ogniwa obciążnikowego, ponieważ należy spodziewać się większych sił 44.</li>
	<li>Przymocuj niestandardowy zacisk wykonany ze zmodyfikowanego hemostatu chirurgicznego do przetwornika siły, który jest zamontowany na regulowanym ramieniu dźwigni podstawy podciśnieniowej. 
	UWAGA: Zacisk wykonany na zamówienie składa się z hemościatu chirurgicznego zmodyfikowanego śrubą napinającą, która pozwala na regulację napięcia (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Umieść na stole wykonaną na zamówienie platformę testową ze szkła akrylowego, która zawiera dwa drewniane klocki do mocowania tylnej kończyny szczura. 
	UWAGA: Zamiast drewna można również użyć innych materiałów, takich jak uretan, o ile druty K są w stanie przeniknąć i utrwalić.</li>
	<li>Przymocuj kombinację zacisku, przetwornika siły i regulowanego ramienia dźwigni pionowo do platformy testowej za pomocą jej podstawy próżniowej.</li>
	<li>Przymocuj haczyk lub pętelkę do zacisku do wzorców masy.</li>
	<li>Włącz komputer i otwórz oprogramowanie (np. LabVIEW).</li>
	<li>Po otwarciu oprogramowania uruchom wykonany na zamówienie wirtualny instrument (VI) do pomiaru ITF (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). 
	UWAGA: Rysunek 2 zawiera kod LabVIEW w fragmencie VI. Ten fragment kodu VI można przeciągnąć na schemat blokowy w LabVIEW. Zostanie on automatycznie przekształcony w kod graficzny. W tym eksperymencie częstotliwość próbkowania ustalono na 2000 Hz z 25 próbkami do odczytania dla każdej iteracji.</li>
	<li>Uruchom VI, naciskając białą strzałkę w lewym górnym rogu i wybierz opcję Nowa kalibracja. Otworzy się nowe okno.</li>
	<li>Rozpocznij proces kalibracji od zerowej wagi (tylko zacisk z dołączonym haczykiem lub pętelką) i naciśnij OK.</li>
	<li>Kolejno dodawaj 10, 20, 30 i 50 gramów masy i naciskaj OK między każdym pomiarem wagi.</li>
	<li>Po zebraniu wszystkich pięciu pomiarów kliknij Proces.</li>
	<li>Zaakceptuj wartości tylko wtedy, gdy wykres na VI wyświetla dodatnią krzywą liniową (Rysunek 3).</li>
	<li>Ustaw kombinację zacisku, przetwornika siły i regulowanego ramienia dźwigni poziomo na platformie testowej. Będzie to pozycja używana do pomiaru ITF.</li>
	<li>Kliknij Zero, a okno zamknie się automatycznie.</li>
</ol>
2. Tematy zwierzęce
<ol>
	<li>Używaj samców szczurów Lewisa o wadze od 300 do 500 g. 
	UWAGA: Dla porównania regeneracji nerwów konieczne jest użycie tego samego szczepu szczura zarówno w grupie kontrolnej, jak i eksperymentalnej, ponieważ waga i częstość występowania autotomii są zależne od szczepu i mogą mieć ogromny wpływ na wyniki ITF10,32,45,46,47.</li>
</ol>
3. Przygotowanie chirurgiczne
<ol>
	<li>Przygotuj wszystkie wymagane narzędzia chirurgiczne przed zabiegiem (Tabela materiałów).</li>
	<li>Zważ zwierzęta, aby określić wymaganą ilość znieczulenia.</li>
	<li>Wywołaj znieczulenie, umieszczając szczura w komorze zagazowanej 3% izofluranem w tlenie.</li>
	<li>Głęboko znieczulij szczura za pomocą koktajlu dziesięciu części ketaminy (100 mg / ml) i jednej części ksylazyny (100 mg / ml) w dawce 1 ml / kg masy ciała poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe. Monitoruj głębokość znieczulenia w oparciu o reakcję na uszczypnięcie palca u nogi i obserwując częstość oddechów.</li>
	<li>Około 30 minut po początkowej dawce koktajlu ketamina/ksylazyna należy podać dootrzewnowo dodatkową dawkę 0,3-0,6 ml/kg masy ciała samej ketaminy (100 mg/ml), aby utrzymać odpowiednie znieczulenie przez cały czas trwania zabiegu, co definiuje się jako niską częstość oddechów i brak reakcji na uszczypnięcie palca u nogi. 
	UWAGA: Ważne jest, aby skrupulatnie podać wymagane znieczulenie, ponieważ przedawkowaniu nie można przeciwdziałać.</li>
	<li>Ostrożnie ogol tylne kończyny szczura za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia.</li>
	<li>Umieść szczura w pozycji leżącej na poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C. Opcjonalnie temperaturę ciała można monitorować za pomocą termometru doodbytniczego.</li>
	<li>Wstrzyknąć 5 ml 0,9% chlorku sodu (NaCl) podskórnie w luźną skórę na szyi szczura, aby zachować odpowiedni stan nawodnienia przez cały zabieg.</li>
	<li>Ze względu na to, że zabieg ten nie daje szans na przeżycie, pole operacyjne i narzędzia nie muszą być sterylne. Chirurg powinien stosować środki ochrony osobistej (PPE) i zaleca się stosowanie lup chirurgicznych w celu prawidłowego uwidocznienia struktur anatomicznych.</li>
</ol>
4. Chirurgiczne podejście do nerwu strzałkowego wspólnego
<ol>
	<li>Umieść szczura w prawej lub lewej bocznej pozycji leżącej, w zależności od tego, która strona zostanie zmierzona jako pierwsza.</li>
	<li>Wykonać 2-3 cm nacięcie w skórze tylno-bocznego uda równolegle do kości udowej, zaczynając od krętarza większego za pomocą ostrza chirurgicznego nr 15.</li>
	<li>Zidentyfikuj płaszczyznę między mięśniem dwugłowym uda a mięśniami pośladkowymi wielkimi i obszernymi bocznymi i wykonaj rozwarstwienie za pomocą nożyczek do tenotomii, aby oddzielić te mięśnie i odsłonić leżący pod spodem nerw kulszowy.</li>
	<li>Zlokalizuj trifurkację nerwu kulszowego i umieść retraktor, aby uzyskać lepszy dostęp. Trzy gałęzie nerwu kulszowego obejmują wspólny nerw strzałkowy, nerw piszczelowy i nerw strzałkowy.</li>
	<li>Wyizoluj wspólną gałąź nerwu strzałkowego (zwykle najbardziej brzuszną gałąź) nerwu kulszowego za pomocą zakrzywionych kleszczy mikrochirurgicznych. 
	UWAGA: W przypadku niepewności delikatnie stymulować izolowany nerw chirurgicznym stymulatorem nerwów i obserwować reakcję motoryczną. Stymulacja nerwu strzałkowego wspólnego powoduje zgięcie grzbietowe łapy.</li>
</ol>
5. Rozwarstwienie dystalnego ścięgna mięśnia piszczelowego przedniego
<ol>
	<li>W celu odsłonięcia mięśnia TA i jego przyczepu, naciąć skórę w przednio-bocznej części podudzia, zaczynając od stawu kolanowego i schodząc do środkowej strony tylnej łapy.</li>
	<li>Wypreparować dystalne ścięgno mięśnia TA z otaczającej tkanki za pomocą skalpela z ostrzem chirurgicznym nr 15.</li>
	<li>Za pomocą kleszczy do komarów tępo rozetnij ścięgno mięśnia TA w kierunku przyczepu i przetnij ścięgno tak dystalnie, jak to możliwe. Pozostaw proksymalny mięsień TA nienaruszony, zachowując szypułkę nerwowo-naczyniową. 
	UWAGA: Regularnie (mniej więcej co 5 minut) nawilżaj mięsień TA podgrzanym 0,9% NaCl (37 °C), aby zapobiec wychłodzeniu i wysuszeniu.</li>
</ol>
6. Izometryczny pomiar siły tężcowej
<ol>
	<li>Podłącz elektrod bipolarnych i uziemiający zgodnie z ich kolorem do stymulatora bipolarnego.</li>
	<li>Podłącz drugi koniec elektrod bipolarnych do elektrody subminiaturowej. 
	UWAGA: Elektroda referencyjna (czerwona, anodowa) powinna być umieszczona dystalnie, a elektroda aktywna (, katoda) proksymalnie.</li>
	<li>Przenieś zwierzę wraz z poduszką grzewczą na platformę testową.</li>
	<li>Przymocuj tylną kończynę szczura do drewnianego klocka za pomocą dwóch drutów Kirschnera o średnicy 1 mm przez kostkę i boczny kłykieć dystalnej kości udowej, omijając tylną część kolana. 
	UWAGA: Unikać uszkodzenia naczyń krwionośnych tętnicy podkolanowej i żyły, które znajdują się grzbietowo do kłykcia kości udowej.</li>
	<li>Przymocuj uchwyt z niestandardowym zaciskiem do platformy testowej za pomocą jej podstawy próżniowej.</li>
	<li>Przymocuj dystalne ścięgno mięśnia TA do zacisku przymocowanego do przetwornika siły. 
	UWAGA: Clamp i przetwornik siły powinny być ustawione równolegle do przebiegu mięśnia TA.</li>
	<li>Umieść retraktor na tylno-bocznym udzie szczura, aby uzyskać dostęp do wspólnego nerwu strzałkowego. 
	UWAGA: Nerw kulszowy i jego gałęzie powinny być wilgotne za pomocą podgrzanego 0,9% NaCl (37 °C), aby zapobiec wychłodzeniu i wysuszeniu.</li>
	<li>Włożyć uziemiający w otaczające mięśnie (np. mięsień obszerny boczny). 
	UWAGA: Stymulator Grass SD9 wymaga uziemiającego w celu zmniejszenia artefaktów elektrycznych. Nowsze stymulatory mogą nie wymagać dodatkowego uziemiającego.</li>
	<li>Zaczep wspólny nerw strzałkowy o subminiaturową elektrodę i ustal jego pozycję za pomocą uchwytu na platformie (<silna klasa="xfig">Rysunek 4). 
	UWAGA: Upewnij się, że tylko wspólny nerw strzałkowy jest podłączony do elektrody subminiaturowej.</li>
	<li>Optymalizacja długości mięśni
	<ol>
		<li>Włącz stymulator bipolarny i dostosuj ustawienia w następujący sposób: kwadratowy impuls monofazowy, opóźnienie 2 ms, czas trwania impulsu bodźca 0,4 ms, intensywność bodźca 2 V. 
		UWAGA: Opóźnienie określa czas między impulsem wyjścia synchronizacji a dostarczeniem krawędzi natarcia impulsu.</li>
		<li>Wybierz pozycję Test parametrów i włącz opcję Trigger collection w VI.</li>
		<li>Zwiększ długość mięśnia (napięcie wstępne), regulując ramię dźwigni przymocowane do przetwornika siły.</li>
		<li>Zacznij od 10 g napięcia wstępnego i stosuj przyrosty co 10 g, aż do określenia maksymalnej aktywnej siły mięśniowej.</li>
		<li>Dla każdego obciążenia wstępnego zastosuj dwa pojedyncze drgania bezpośrednio po sobie za pomocą przycisku na stymulatorze bipolarnym. Wynik będzie widoczny na ekranie, a szczur powinien pokazać zgięcie grzbietowe łapy. 
		UWAGA: Przed stymulacją nerwu zawsze usuwaj nadmiar 0,9% NaCl otaczającego nerw za pomocą aplikatorów z bawełnianą końcówką, aby upewnić się, że sygnał nie jest przewodzony do otaczającej tkanki.</li>
		<li>Aby zatrzymać pomiar, ponownie naciśnij Trigger collection w VI.</li>
		<li>Jeśli program automatycznie wykryje dwie szczytowe siły wyjściowe, kliknij Akceptuj. W przypadku, gdy program nie wybierze automatycznie tych sił wyjściowych, naciśnij Odrzuć i wybierz szczyty ręcznie. Dwie szczytowe siły wyjściowe zostaną uśrednione do średniej szczytowej siły wyjściowej (<silna klasa="xfig">Rysunek 5).</li>
		<li>Oblicz czynną siłę mięśni, odejmując napięcie wstępne od średniej szczytowej siły wyjściowej.</li>
		<li>Zapisz siłę czynną dla każdego napięcia wstępnego, aby zobrazować trend i rozpoznać maksymalną siłę czynną (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 6). Można również użyć arkusza kalkulacyjnego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pomiar izometrycznej siły tężcowej
	<ol>
		<li>Po określeniu idealnej długości mięśnia, pozwól mięśniowi odpocząć przy zerowym obciążeniu wstępnym przez 5 minut przed rozpoczęciem skurczów mięśni tężcowych.</li>
		<li>W międzyczasie przełącz się z testu parametrów na test częstotliwości na VI i dostosuj intensywność bodźca do 10 V na bipolarnym urządzeniu stymulacyjnym</li>.
		<li>Utrzymuj opóźnienie i czas trwania impulsu bodźca na poziomie odpowiednio 2 ms i 0,4 ms.</li>
		<li>Zmierz siłę mięśni tężcowych izometrycznie, używając rosnących częstotliwości bodźców, zaczynając od 30 Hz z przyrostami co 30 Hz, aż do zaobserwowania maksymalnego plateau siły.</li>
		<li>Kliknij kolekcję Trigger i ustaw na z góry określoną optymalną długość mięśnia.</li>
		<li>Naciśnij przycisk Powtórz na bipolarnym stymulatorze, aby wywołać stymulację tężcową przez maksymalnie 5 sekund lub do momentu, gdy wyraźnie zaobserwuje się szczyt siły. 
		UWAGA: Przed stymulacją nerwu zawsze usuwaj nadmiar 0,9% NaCl otaczającego nerw za pomocą aplikatorów z bawełnianą końcówką, aby upewnić się, że sygnał nie jest przewodzony do otaczającej tkanki.</li>
		<li>Aby zebrać dane, ponownie naciśnij Trigger collection i udokumentuj maksymalną siłę wyjściową. W przypadku, gdy program nie wykryje automatycznie szczytowej maksymalnej siły wyjściowej, naciśnij Odrzuć i wybierz szczyt ręcznie.</li>
		<li>Pozwól mięśniowi ponownie odpocząć przy zerowym obciążeniu wstępnym przez 5 minut przed rozpoczęciem kolejnych skurczów mięśni tężcowych. 
		UWAGA: Regularnie (mniej więcej co 5 minut) nawilżaj mięsień TA podgrzanym 0,9% NaCl (37 °C), aby zapobiec wychłodzeniu i wysuszeniu.</li>
		<li>Kontynuuj zwiększanie częstotliwości bodźca, aż do osiągnięcia maksymalnego plateau siły. Plateau siły zostanie zdefiniowane jako maksymalna izometryczna siła tężcowa. 
		UWAGA: Po tym kroku usuń druty K, zszyj lub zszyj skórę i powtórz całą procedurę do przeciwległej kończyny tylnej, zaczynając od kroku 4.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Protokół ten opisuje wcześniej zwalidowaną metodę uzyskiwania dokładnych maksymalnych pomiarów ITF mięśnia TA w modelu szczurzym32. Odzyskanie maksymalnej siły po eksperymentalnych zabiegach rekonstrukcji nerwu jest głównym przedmiotem zainteresowania w warunkach klinicznych, ponieważ dowodzi, że nerw nie tylko się regeneruje, ale także tworzy działające połączenia z mięśniem docelowym. ITF może być stosowany w modelu małej przerwy nerwowej, takim jak model nerwu kulszowegoszczur...

Utrata funkcji motorycznych po urazowym uszkodzeniu nerwów obwodowych ma znaczący wpływ na jakość życia i status społeczno-ekonomiczny pacjentów1,2,3. Rokowanie w tej populacji pacjentów pozostaje złe ze względu na minimalną poprawę technik chirurgicznych na przestrzeni lat4. Bezpośrednia, beznapięciowa naprawa epineuralna typu end-to-end stanowi złoty standard rekonstrukcji chirurgicznej. Jednak w przypadkach z rozszerzonymi przerwami nerwowymi wstawienie autologicznego przeszczepu nerwu okazało się lepsze5,6. Związana z tym zachorowalność w miejscu dawczym i ograniczona dostępność autologicznych przeszczepów nerwów wymusiły potrzebę stosowania alternatywnych technik7,8.
Eksperymentalne modele zwierzęce zostały wykorzystane do wyjaśnienia mechanizmu regeneracji nerwów obwodowych i oceny wyników różnych opcji leczenia rekonstrukcyjnego i farmakologicznego8,9. Model nerwu kulszowego szczura jest najczęściej używanym modelem zwierzęcym10. Ich niewielki rozmiar sprawia, że są łatwe w obsłudze i przechowywaniu. Ze względu na ich doskonały potencjał neuroregeneracyjny, skrócony czas między interwencją a oceną wyników może skutkować stosunkowo niższymi kosztami11,12. Inne zalety jego stosowania to podobieństwa morfologiczne do ludzkich włókien nerwowych oraz duża liczba badań porównawczych/historycznych13. Chociaż do tego ostatniego należy podchodzić ostrożnie, ponieważ duża różnorodność różnych miar wyników między badaniami utrudnia porównywanie wyników14,15,16,17,18.
Miary wyników do oceny regeneracji nerwów obejmują zakres od elektrofizjologii do histomorfometrii, ale te metody sugerują korelację, ale niekoniecznie bezpośrednio mierzą powrót funkcji motorycznych14,15. Regenerujące się włókna nerwowe mogą nie tworzyć odpowiednich połączeń, co może powodować przeszacowanie liczby funkcjonalnych połączeń14,15,19,20. Najlepszym i klinicznie najbardziej odpowiednim pomiarem wykazującym prawidłowe unerwienie narządów końcowych pozostaje ocena funkcji mięśni21,22,23. Tworzenie narzędzi do oceny funkcji motorycznych dla modeli zwierzęcych jest jednak wyzwaniem. Medinaceli i wsp. jako pierwsi opisali analizę ścieżki spacerowej, która od tego czasu jest najczęściej stosowaną metodą oceny odzyskiwania funkcjonalnego w eksperymentalnych badaniach nerwów obwodowych21,24,25,26,27,28. Analiza ścieżki chodzenia określa ilościowo wskaźnik funkcjonalny rwy kulszowej (SFI) na podstawie pomiarów odcisków łap chodzących szczurów21,29. Główne ograniczenia analizy ścieżki spacerowej, takie jak przykurcze palców u stóp, samookaleczenie, rozmazywanie odcisku i słaba korelacja z innymi miarami reinerwacji, wymusiły użycie innych parametrów do ilościowego określenia funkcjonalnej odbudowy30,31.
W poprzednich badaniach na szczurach Lewisa32 i królikach nowozelandzkich33, zweryfikowaliśmy pomiar izometrycznej siły tężcowej (ITF) dla mięśnia piszczelowego przedniego (TA) i wykazaliśmy jego skuteczność w ocenie regeneracji mięśni po różnych typach naprawy nerwów34,35,36,37,38,39. Mięsień TA jest dobrze dopasowany ze względu na stosunkowo duży rozmiar, unerwienie przez gałąź strzałkową nerwu kulszowego i dobrze wyjaśnione właściwości biochemiczne40,41,42,43. Gdy długość mięśni (siła napięcia wstępnego) i parametry elektryczne są zoptymalizowane, ITF zapewnia zmienność na boki na poziomie 4,4% i 7,5% odpowiednio u szczurów32 i rabbits33.
Ten artykuł zawiera szczegółowy protokół pomiaru ITF w modelu nerwu kulszowego szczura, w tym dokładny opis niezbędnego planowania przedoperacyjnego, dostępu chirurgicznego i rozwarstwienia wspólnego nerwu strzałkowego i dystalnego ścięgna mięśnia TA. Korzystając z wcześniej ustalonych wartości intensywności i czasu trwania bodźca, zostanie określona optymalna długość mięśni i częstotliwość impulsów bodźca. Dzięki tym czterem parametrom ITF może być następnie konsekwentnie i dokładnie mierzony.

<table><tbody><tr><td>0,9% chlorek sodu</td><td>Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA</td><td>G130203</td><td></td></tr><tr><td>1 mm druty Kirshnera</td><td>Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Adson Tissue Kleszczyki</td><td>ASSI, Westbury, NY, USA</td><td>MTK-6801226</td><td></td></tr><tr><td>elektrod bipolarnych</td><td>Grass Instrument, Quincy, MA</td><td>Stymulator</td> bipolarny Nie dotyczy <td></td></tr><tr><td></td><td>Trawa SD9, instrument do trawy, Quincy, MA</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>Cardinal Health, Waukegan, IL, USA</td><td>C15055-006</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywione kleszczyki do komarów</td><td>ASSI, Westbury, NY, USA</td><td>MTK-1201112</td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik siły MDB-2.5</td><td>Techniki przetwornika, Temecula, CA</td><td>Brak</td><td></td></tr> danych <tr><td>Gąbki z gazy 4x4</td><td>Covidien, Mansfield, MA, USA</td><td>2733</td><td></td></tr><tr><td>uziemiający</td><td>Instrument do trawy, Quincy, MA</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Komora izofluranowa</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Wykonane na zamówienie</td></tr><tr><td>ketamina</td><td>Ketalar, Par Pharmaceutical, Kasztan, NJ</td><td>42023-115-10</td><td></td></tr><tr><td>LabView Software</td><td>National Instruments, Austin, TX</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Loop</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Custom-made</td></tr><tr><td>Kleszcze mikrochirurgiczne zakrzywione</td><td>ASSI, Westbury, Nowy Jork, USA</td><td>JFA-5B</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki mikrochirurgiczne</td><td>ASSI, Westbury, Nowy Jork, USA</td><td>SAS-15R-8-18</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze mikrochirurgiczne proste</td><td>ASSI, Westbury, Nowy Jork, USA</td><td>JF-3</td><td></td></tr><tr><td>Retraktor</td><td>ASSI, Westbury, Nowy Jork, USA</td><td>AG-124426</td><td></td></tr><tr><td>Ostrze skalpela nr 15</td><td>Bard-Parker, Aspen Surgical, Kaledonia, MI, USA</td><td></td><td></td>371115</tr><tr><td>Zszywacz do skóry Slim Body</td><td>Covidien, Mansfield, MA, USA</td><td>8886803512</td><td></td></tr><tr><td>Subminiaturowa elektroda</td><td>Aparat Harvard, Holliston, MA</td><td>Brak danych</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgiczny stymulator nerwów</td><td>Punkt kontrolny Chirurgiczny LCC, Cleveland, OH, USA</td><td>9094</td><td></td></tr><tr><td>Terrell Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care Inc., Betlejem, PA, USA</td><td>H961J19A</td><td></td></tr><tr><td>Platforma testowa</td><td>Nie dotyczy</td><td></td> Nie dotyczy <td></td></tr><tr><td>Nożyczki do tetontomii</td> wykonane na zamówienie <td>ASSI, Westbury, Nowy Jork, USA</td><td>ASIM-187</td><td></td></tr><tr><td>Identyfikowalny zegar / stoper z dużymi cyframi</td><td>Fisher Scientific, Waltham, MA, USA</td><td>S407992</td><td></td></tr><tr><td>USB-6009 wielofunkcyjne urządzenie do akwizycji danych I/O (DAQ)</td><td>National Instruments, Austin, TX</td><td>779026-01</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt</td> <td>próżniowyNoga Inżynieria & Technology Ltd., Shlomi, Isreal</td><td>N/A</td><td>Dołączony zacisk jest wykonany na zamówienie</td></tr><tr><td>Waga (10 g)</td><td>Denver Instruments, Denver, CO, USA</td><td>820010.4</td><td></td></tr><tr><td>Waga (20 g)</td><td>Denver Instruments, Denver, CO, USA</td><td>820020.4</td><td></td></tr><tr><td>Waga (50 g)</td><td>Denver Instruments, Denver, CO, USA</td><td>820050.4</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Kanada</td><td>1XYL002</td><td></td></tr></tbody></table> powiedział:

maksymalny izometryczny pomiar siły tężcowej mięśnia piszczelowego przedniego u szczura

Maximum Isometric Tetanic Force Measurement of the Tibialis Anterior Muscle in the Rat

Urazowe uszkodzenia nerwów powodują znaczne straty funkcjonalne, a segmentowe wady nerwów często wymagają użycia autologicznych przeszczepów nerwowych z interpozycją. Ze względu na ich ograniczoną dostępność i związaną z nimi zachorowalność po stronie dawcy, wiele badań w dziedzinie regeneracji nerwów koncentruje się na alternatywnych technikach wypełniania segmentowej luki nerwowej. W celu zbadania wyników eksperymentalnych opcji leczenia chirurgicznego lub farmakologicznego, model nerwu kulszowego szczura jest często używany jako test biologiczny. Istnieje wiele pomiarów wyników stosowanych w modelach szczurzych w celu określenia zakresu regeneracji nerwów. Maksymalna siła wyjściowa mięśnia docelowego pozostaje najistotniejszym wynikiem dla klinicznego przełożenia terapii eksperymentalnych. Izometryczny pomiar siły skurczu mięśni tężcowych został wcześniej opisany jako powtarzalna i ważna technika oceny regeneracji motorycznej po uszkodzeniu lub naprawie nerwów zarówno w modelach szczurzych, jak i króliczych. W tym filmie przedstawimy krok po kroku instrukcję tej nieocenionej procedury oceny funkcjonalnej odzyskiwania mięśnia piszczelowego przedniego w modelu wady nerwu kulszowego u szczurów przy użyciu zoptymalizowanych parametrów. Opiszemy niezbędne przygotowania przedoperacyjne oprócz dostępu chirurgicznego i wypreparowania nerwu strzałkowego wspólnego i ścięgna mięśnia piszczelowego przedniego. Szczegółowo omówiona zostanie technika pomiaru siły tężcowej izometrycznej. Wyjaśniono określanie optymalnej długości mięśni i częstotliwości impulsów bodźca oraz demonstrowano pomiar maksymalnego skurczu mięśni tężcowych.

Do pomiaru ITF wykorzystuje się pięć parametrów. Należą do nich: napięcie mięśniowe (siła wstępna), intensywność bodźca (napięcie), częstotliwość impulsów stymulujących, czas trwania bodźca wynoszący 0.4 ms oraz opóźnienie wynoszące 2 ms. Przed pomiarem ITF należy wyznaczyć optymalne napięcie mięśniowe, wykonując dwa pojedyncze skurcze mięśni przy intensywności 2 V podczas testu parametrów. Bodźce te powodują zgięcie grzbietowe łapy i generują sygnał wyjściowy na wykresie w VI (Rysunek 5). K...

Ocena regeneracji motorycznej pozostaje punktem odniesienia w eksperymentalnych badaniach nerwów obwodowych. Izometryczny pomiar siły tężcowej mięśnia piszczelowego przedniego u szczura jest nieocenionym narzędziem do oceny wyników funkcjonalnych po rekonstrukcji wad nerwu kulszowego. Metody i niuanse są szczegółowo opisane w tym artykule.

Maksymalny izometryczny pomiar siły tężcowej mięśnia piszczelowego przedniego u szczura

Traumatic nerve injuries result in substantial functional loss and segmental nerve defects often necessitate the use of autologous interposition nerve ...

Ogólnym celem tego filmu jest przedstawienie instrukcji krok po kroku, jak mierzyć izometryczną siłę tężcową mięśnia piszczelowego przedniego u szczura, powtarzalną i zwalidowaną metodę oceny funkcjonalnej powrotu do zdrowia po uszkodzeniu lub rekonstrukcji nerwu kulszowego. Model wady nerwu kulszowego szczura jest często wykorzystywany do oceny eksperymentalnych opcji leczenia uszkodzenia nerwów obwodowych. Aby odtworzyć złoty standard leczenia segmentowych wad nerwów u szczurów, zwykle 10-milimetrowy odcinek nerwu kulszowego jest wycinany odwrotnie na miejscu jako autoprzeszczep interpozycyjny.W zabiegach eksperymentalnych szczelinę nerwową można zrekonstruować przy użyciu innych technik, takich jak przeszczep allogeniczny nerwu lub przewód. W celu klinicznego zastosowania tych technik eksperymentalnych ważne jest zmierzenie stopnia odzyskania funkcji motorycznych w mięśniu docelowym. W tym filmie opiszemy, jak to zrobić dla mięśnia piszczelowego przedniego poprzez stymulację wspólnego nerwu strzałkowego.Rozpocznij procedurę od kalibracji przetwornika siły. Ustaw platformę testową, która zawiera dwa drewniane klocki, na stole zabiegowym. Upewnij się, że komputer jest podłączony d

maximum-isometric-tetanic-force-measurement-tibialis-anterior-muscle

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Opisujemy małoinwazyjną i bezbolesną metodę pomiaru siły mięśni kończyn tylnych u psów oraz reakcji mięśni na powtarzające się skurcze ekscentryczne.

Test funkcji mięśni psów in vivo

Opisano model zwierzęcy urazu in vivo. Metoda wykorzystuje podskórne położenie nerwu strzałkowego. Prędkość, czas aktywacji mięśni oraz łuk ruchu są wcześniej określone i zsynchronizowane przy użyciu komercyjnego oprogramowania. Zmiany po urazie są monitorowane in vivo za pomocą obrazowania/spektroskopii MR.

Model gryzoni in vivo w urazie wywołanym przykurczem i nieinwazyjne monitorowanie powrotu do sprawności

Niniejszy film prezentuje chirurgiczne przygotowanie i procedury niezbędne do badania odpowiedzi skurczowej preparatu przyśrodkowej części mięśnia brzuchatego szczura in situ. Preparat ten umożliwia pomiar właściwości skurczowych mięśnia szkieletowego w warunkach fizjologicznych. Zwierzę zostaje poddane znieczuleniu, a mięsień zostaje oddzielony od otaczających go tkanek na jego końcu dystalnym. Ścięgno Achillesa zostaje przymocowane do przetwornika siły, co pozwala na pomiar odpowiedzi...

Procedury badania właściwości kurczliwych mięśni szkieletowych szczura in situ

Ten film demonstruje procedurę rejestrowania złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP) u szczurów poprzez zastosowanie bodźców elektrycznych do nerwu łokciowego, dostosowanie elektrod do optymalnego sygnału i zwiększenie stymulacji w celu oceny funkcjonalności nerwu. Metoda ta umożliwia badanie in vivo funkcji nerwów obwodowych w zaburzeniach neurologicznych.

Pomiar in vivo złożonego potencjału czynnościowego mięśni u szczura

Zmiany w kurczliwości mięśni kończyn i pasywnych właściwościach mechanicznych są ważnymi biomarkerami chorób mięśni.  W tym manuskrypcie opisano testy fizjologiczne do pomiaru tych właściwości w mysich mięśniach prostownika długiego palca długiego i piszczelowych przednich.

Ocena funkcji mięśni mięśnia prostownika długiego mięśnia ex vivo i mięśnia piszczelowego przedniego in situ u myszy

Analiza właściwości kurczliwych chemicznie skórowanych lub przepuszczalnych włókien mięśni szkieletowych oferuje potężny sposób oceny funkcji mięśni na poziomie pojedynczej komórki mięśniowej. W tym artykule przedstawiamy ważną i wiarygodną technikę przygotowania i badania przepuszczalnych włókien mięśni szkieletowych in vitro.

Pomiar maksymalnej siły izometrycznej generowanej przez przepuszczalne włókna mięśni szkieletowych

Opisujemy protokół in vivo do pomiaru zgięcia grzbietowego stopy po stymulacji nerwu strzałkowego i skurczu przedniego przedziału podudniowego kończyny tylnej szczura. Takie pomiary są niezastąpionym narzędziem translacyjnym do oceny patologii mięśni szkieletowych i podejść inżynierii tkankowej do naprawy i regeneracji mięśni.

Zastosowania testów funkcjonalnych in vivo kości piszczelowej szczura przedniego do oceny naprawy mięśni szkieletowych za pomocą inżynierii tkankowej

Pomiar funkcji kurczliwości mięśni szkieletowych gryzoni jest użytecznym narzędziem, które może być używane do śledzenia postępu choroby, jak również skuteczności interwencji terapeutycznej. Opisujemy tutaj nieinwazyjną ocenę in vivo mięśni zginaczy grzbietowych, która może być powtarzana w czasie u tej samej myszy.

Nieinwazyjna ocena funkcji mięśni zginacza grzbietowego u myszy

Kwantyfikacja maksymalnej siły prostownika kolana jest niezbędna do zrozumienia funkcjonalnych adaptacji do starzenia się, chorób, urazów i rehabilitacji. Przedstawiamy nowatorską metodę wielokrotnego pomiaru in vivo izometrycznego szczytowego momentu obrotowego tężcowego wyprostu kolana.

Pomiar in vivo funkcji mięśni prostowników stawu kolanowego u myszy

Obecny protokół opisuje zwięzłe szczegóły eksperymentalne dotyczące oceny i interpretacji danych in vivo dotyczących momentu obrotowego uzyskanych za pomocą elektrycznej stymulacji wspólnego nerwu strzałkowego u znieczulonych świń.

In vivo (in vivo) Pomiar izometrycznego momentu obrotowego zginacza grzbietowego kończyny tylnej od świni

Przedstawiamy tutaj nowy protokół nieinwazyjnego pomiaru zależności momentu obrotowego-kątowego-moc in vivo u zginaczy podeszwowych szczurów za pomocą stymulacji mięśni przeskórnej. Takie rozwiązanie umożliwia proste testowanie skurczów mięśni izotonicznych na systemie przetwornika siły/regulacji długości, aby lepiej oddać stałe obciążenie codziennych ruchów.

Konstrukcja profili zgięczy podeszwowych o stałym obciążeniu (izotonicznych) i stałej prędkości (izokinetycznych) in vivo dla zgięczy podeszwowych szczurów

Poznaj metodę pomiaru izometrycznej siły tężcowej mięśnia piszczelowego przedniego u szczura. Ta technika umożliwia ocenę odzysku funkcji motorycznych po uszkodzeniu nerwu kulszowego.

Maksymalny izometryczny pomiar siły tężcowej mięśnia piszczelowego przedniego u szczura

Przeglądaj więcej filmów