Name: Ustalenie szczurzego modelu niedrożności zatoki strzałkowej górnej za pomocą metody zatorowości gwintowanej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 7 s
Description: Poznaj metodę zatorowości gwintowanej do tworzenia modelu zakrzepicy zatoki strzałkowej górnej u szczurów Sprague-Dawley. Technika ta umożliwia precyzyjną kontrolę czasu i lokalizacji niedokrwienia, zapewniając stabilne i powtarzalne wyniki w badaniach nad zakrzepicą zatok żylnych mózgu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez grant Fundacji Badań Naukowych dla Talentów Wysokiego Poziomu, Fujian University of Traditional Chinese Medicine (X2019002-talents).

Procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Komisję Norm Medycznych i Etyki Uniwersytetu Medycznego w Wenzhou i są zgodne z chińskim ustawodawstwem dotyczącym użytkowania i opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi.
1. Przygotowanie zatyczki gwintowanej, szczurów SD i sprzętu eksperymentalnego
<ol>
	<li>Użyj nylonowego gwintu o średnicy 0,28 mm jako głównego korpusu zaślepki gwintu. 
	UWAGA: Miękkość i twardość nici nylonowej powinna być umiarkowana.</li>
	<li>Przykryj jeden koniec nylonowej nici materiałem silikonowym. Długość silikonowej części zatyczki gwintowanej wynosi około 1,2 cm, a średnica około 1,2 mm. Końcówka głowicy jest zwężana, a część silikonowa jest cylindryczna. Zarezerwuj kolejne 5-7 cm. Nylonowa nić jest łatwa do zaciśnięcia i może być cięta zgodnie z konkretnymi potrzebami po operacji.</li>
	<li>Użyj 75% etanolu do namoczenia korka gwintowanego na 3 minuty przed operacją i spłucz resztki etanolu zwykłą solą fizjologiczną przed zatkaniem.</li>
	<li>Wybierz 12 samców szczurów SD o wadze od 280 do 320 g i losowo podziel je na grupę pozorowaną i grupę eksperymentalną (n = 6 na grupę). Po tygodniu adaptacji do warunków środowiskowych szczury poszczą przez 12 godzin i pozbawiają je wody przez 4 godziny przed operacją.</li>
	<li>Przygotuj następujący sprzęt doświadczalny potrzebny do eksperymentu: aparat do znieczulania małych zwierząt, przyrząd stereotaktyczny mózgu, mikroskop preparacyjny, szybkie wiertło do czaszki, nożyczki, pęsetę, kleszcze naczyniowe, uchwyt igły, nić do igły, strzykawkę o pojemności 2 ml, laserowy system obrazowania przepływu krwi i skaner MRI małych zwierząt.</li>
</ol>
2. Budowa modelu embolizacji SD-Rat SSS za pomocą embolizacji nici
<ol>
	<li>Umieść szczura SD w pudełku do znieczulenia i użyj maszyny do znieczulania dla małych zwierząt, aby dostarczyć 4% izofluranu w celu wywołania znieczulenia. Następnie użyj kleszczy, aby potwierdzić, że tylne kończyny i palce u nóg szczura SD nie reagują na umiarkowane szczypanie.</li>
	<li>Szybko napraw szczura SD z ogolonymi włosami na górze w pozycji leżącej na urządzeniu stereotaktycznym mózgu. Utrzymuj znieczulenie 1,5-2,0% izofluranem (z prędkością 0,5 l/min) i stabilizuj częstość oddechów na poziomie 40-60 oddechów/min. Ustabilizuj temperaturę ciała szczura za pomocą poduszki grzewczej na poziomie 37±0,2 °C.
	<ol>
		<li>Nałóż sterylny okulistyczny lubrykant do oczu po umieszczeniu szczura na ramie stereotaktycznej, aby chronić rogówki przed wysuszeniem podczas znieczulenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wysterylizuj powierzchnię na czubku głowy szczura 5% jodowidonu na przemian trzy razy z 75% etanolem. Wykonaj nacięcie skóry (o długości 2,0 cm) na środku głowy, a następnie ostrożnie oderwij górną powięź i okostną, aby całkowicie odsłonić czaszkę.
	<ol>
		<li>Potwierdź pozycje ciemiączka przedniego, ciemiączka tylnego, szwu koronalnego, szwu strzałkowego i szwu w jodełkę.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj obszaru między szwem koronalnym a szwem w jodełkę jako obszaru obserwacyjnego przepływu krwi. Aby zapobiec wpływowi czaszki na obserwację podczas obrazowania przepływu krwi za pomocą lasera, należy rozrzedzić czaszkę w obszarze obserwacji, aż naczynia krwionośne będą wyraźnie widoczne. Rozmiar przerzedzonej czaszki powinien wynosić około 1,0 cm × 1,0 cm. Ten i następne kroki są wykonywane pod mikroskopem preparacyjnym.
	<ol>
		<li>Podczas szlifowania czaszki należy wielokrotnie płukać wiertło solą fizjologiczną o normalnej temperaturze, aby uniknąć oparzeń kory mózgowej w wysokiej temperaturze.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj wiertła szybkoobrotowego, aby zeszlifować czaszkę w okienku kostnym o wymiarach 6,0 mm x 4,0 mm wyśrodkowanym w bregmie, aby odsłonić SSS obszaru bregmy.
	<ol>
		<li>Użyj zwykłej soli fizjologicznej, aby schłodzić czaszkę podczas mielenia. Kiedy czaszka stanie się cienka, użyj pęsety, aby ostrożnie usunąć pozostałe kawałki kości, aby uniknąć rozerwania SSS.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wybierz odpowiednią zatyczkę gwintowaną, użyj punktu SSS bregma jako punktu wtyczki, ostrożnie nakłuj go igłą strzykawkową o pojemności 2 ml i szybko włóż główkę zatyczki gwintowanej do punktu wtyczki.
	<ol>
		<li>W tym czasie kąt między końcem główki zaślepki gwintowanej a SSS powinien wynosić około 30-45 °; następnie wyreguluj kąt między końcem zaślepki gwintowanej a SSS na 0-10 stopni i powoli włóż SSS do środka, aż głowa osiągnie tylną krawędź zbiegu zatok. Następnie odetnij nadmiar ogona. 
		UWAGA: Po przebiciu SSS może wystąpić szybkie krwawienie. Jeśli końca zaślepki gwintowanej nie można szybko włożyć do punktu wtyczki za jednym razem, użyj małej gazy lub wacika, aby delikatnie docisnąć końcówkę wtyczki, powoli przesuwając się w dół, aby ostrożnie odsłonić punkt wtyczki, a następnie szybko włóż koniec drucianej do SSS. Po włożeniu zatyczki gwintowanej, jeśli w miejscu zatyczki występuje krwawienie, można użyć materiałów hemostatycznych, takich jak gąbka żelatynowa, aby zatrzymać krwawienie.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Wykrywanie przepływu krwi na powierzchni mózgu szczurów SD
<ol>
	<li>Użyj laserowego źródła światła, aby równomiernie oświetlić obszar obserwacji przepływu krwi. Odbite światło jest zbierane przez kamerę i przesyłane do komputera w celu analizy. Dla laserowego systemu obrazowania przepływu krwi należy użyć następujących ustawień parametrów: długość fali: λ = 785 nm; i czas naświetlania obrazu: T = 10 ms.</li>
	<li>Wyśrodkuj obszar obserwacyjny przepływu krwi u szczura SD w polu widzenia systemu obrazowania przepływu krwi z plamkami laserowymi i prowadź ciągłe monitorowanie przepływu krwi na powierzchni mózgu przez 2 minuty. Zbierz i przetwórz dane dotyczące przepływu krwi przed i po embolizacji dla każdego szczura SD i uzyskaj laserową mapę przepływu krwi w obserwowanym obszarze.</li>
	<li>Wielokrotnie spłucz operowany obszar zwykłą solą fizjologiczną, aby zmyć resztki kości i pozostałości. Zszyj skórę (nić 0#) i zdezynfekuj jodoforem.</li>
	<li>Utrzymuj temperaturę ciała, dopóki szczur nie obudzi się po operacji, a następnie trzymaj go w pojedynczej klatce z jedzeniem i wodą dostarczanymi ad libitum. Nie można podłączyć grupy pozornej.</li>
	<li>Po zakończeniu zbierania danych wykonaj przetwarzanie końcowe.
	<ol>
		<li>Pełny wybór obszaru zainteresowania (ROI) za pomocą narzędzi dostarczanych przez oprogramowanie systemu obrazowania przepływu krwi w laserze. Uzyskane wartości to średnia wartość przepływu krwi w ROI oraz lokalne wartości przepływu krwi w mózgu przed i po embolizacji. Jako wartość wyjściową należy użyć wartości przepływu krwi przed embolizacją.</li>
		<li>Wybierz cztery ROI i zmierz względną zmianę przepływu krwi w mózgu w każdym ROI, wyrażoną jako procentowa zmiana w stosunku do wartości wyjściowej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Wykrywanie pozycji nici na rezonansie magnetycznym małych zwierząt
<ol>
	<li>Użyj następujących parametrów obrazowania T2-zależnego (T2WI) dla systemu obrazowania MRI: czas echa (TE) = 33 ms, czas powtórzenia (TR) = 3000 ms, liczba wzbudzeń (NEX) = 4, warstwy = 28, grubość warstwy = 0,8 mm, rozmiar matrycy = 256*256 mm2, kąt odwrócenia = 80°, pole widzenia (FOV) = 30*30 mm2, czas skanowania = 6 min 24 s; parametry angiografii rezonansu magnetycznego (MRA) ustawiono w następujący sposób: TE = 4,4 ms, TR = 12 ms, NEX = 4, plastry = 80, grubość warstwy = 0,4 mm, rozmiar matrycy = 256*256 mm2, kąt odwrócenia = 80°, FOV = 30*30 mm2, czas skanowania = 16 min 23 s 40 ms.</li>
	<li>Zamocuj zwierzę na stole do skanowania MRI, skalibruj pozycję mózgu poprzez skanowanie pozycjonowania i wykonaj skanowanie sekwencji T2WI i MRA po potwierdzeniu pozycji.</li>
	<li>Podczas wykrywania należy stosować ciągłe znieczulenie za pomocą aparatu do znieczulenia zwierząt. Następnie należy poddać eutanazji szczury SD poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie nadmiernej ilości pentobarbitalu.</li>
	<li>Akwizycja obrazu i przetwarzanie końcowe: po zebraniu danych obrazu, w celu wyraźniejszej obserwacji stanu wtyczki gwintu w SSS, użyj metody pseudo poprawy kolorów, aby wyświetlić obraz T2WI mózgu szczura.</li>
</ol>

<ol><li>Bousser, M. G., Ferro, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+venous+thrombosis%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurology%22%5BJournal%5D)">Cerebral venous thrombosis: an update.</a> Lancet Neurology. 6 (2), 162-170 (2007).</li>
<li>Guenther, G., Arauz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+venous+thrombosis%3A+A+diagnostic+and+treatment+update%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologia%22%5BJournal%5D)">Cerebral venous thrombosis: A diagnostic and treatment update.</a> Neurologia. 26 (8), 488-498 (2011).</li>
<li>Stam, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombosis+of+the+cerebral+veins+and+sinuses%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Thrombosis of the cerebral veins and sinuses.</a> New England Journal of Medicine. 352 (17), 1791-1798 (2005).</li>
<li>Einhäupl, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EFNS+guideline+on+the+treatment+of+cerebral+venous+and+sinus+thrombosis+in+adult+patients%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">EFNS guideline on the treatment of cerebral venous and sinus thrombosis in adult patients.</a> European Journal of Neurology. 17 (10), 1229-1235 (2010).</li>
<li>Coutinho, J. M., Zuurbier, S. M., Stam, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Declining+mortality+in+cerebral+venous+thrombosis%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Declining mortality in cerebral venous thrombosis: a systematic review.</a> Stroke. 45 (5), 1338-1341 (2014).</li>
<li>Gotoh, M., Ohmoto, T., Kuyama, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+study+of+venous+circulatory+disturbance+by+dural+sinus+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochir+%28Wien%29%22%5BJournal%5D)">Experimental study of venous circulatory disturbance by dural sinus occlusion.</a> Acta Neurochir (Wien). 124 (2-4), 120-126 (1993).</li>
<li>Miyamoto, K., Heimann, A., Kempski, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcirculatory+alterations+in+a+mongolian+gerbil+sinus-vein+thrombosis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Microcirculatory alterations in a mongolian gerbil sinus-vein thrombosis model.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 8 (4), (2001).</li>
<li>Ungersböck, K., Heimann, A., Kempski, aO. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+Blood+Flow+Alterations+in+a+Rat+Model+of+Cerebral+Sinus+Thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cerebral Blood Flow Alterations in a Rat Model of Cerebral Sinus Thrombosis.</a> Stroke. 24 (4), (1993).</li>
<li>Röttger, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+reversible+sinus+sagittalis+superior+thrombosis+in+the+rat%3A+magnetic+resonance+imaging+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A new model of reversible sinus sagittalis superior thrombosis in the rat: magnetic resonance imaging changes.</a> Neurosurgery. 57 (3), 573-580 (2005).</li>
<li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photothrombosis+combined+with+thrombin+injection+establishes+a+rat+model+of+cerebral+venous+sinus+thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Photothrombosis combined with thrombin injection establishes a rat model of cerebral venous sinus thrombosis.</a> Neuroscience. 306, 39-49 (2015).</li>
<li>Yang, H., Meng, Z., Zhang, C., Zhang, P., Wang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+a+new+rat+model+of+central+venous+sinus+thrombosis+and+analyzing+its+pathophysiological+and+apoptotic+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Establishing a new rat model of central venous sinus thrombosis and analyzing its pathophysiological and apoptotic changes.</a> Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 130-135 (2012).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).</li>
<li>Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ischemic+stroke+and+their+application+in+clinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Design%2C+Development+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research.</a> Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).</li>
<li>Wang, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+tissue+pH+in+an+experimental+model+of+acute+stroke+-+Determination+of+graded+regional+tissue+pH+changes+with+non-invasive+quantitative+amide+proton+transfer+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Mapping tissue pH in an experimental model of acute stroke - Determination of graded regional tissue pH changes with non-invasive quantitative amide proton transfer MRI.</a> Neuroimage. 191, (2019).</li>
<li>Liu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Vigilin+as+a+Potential+Ischemia+Biomarker+by+Brain+Slice-Based+Systematic+Evolution+of+Ligands+by+Exponential+Enrichment%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Identification of Vigilin as a Potential Ischemia Biomarker by Brain Slice-Based Systematic Evolution of Ligands by Exponential Enrichment.</a> Analytical Chemistry. 91 (10), 6675-6681 (2019).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

W tym badaniu udało się ustalić nowy typ modelu CVST poprzez włożenie samodzielnie wykonanej zatyczki gwintowanej do SSS szczurów SD. Dodatkowo, laserowe obrazowanie przepływu krwi i rezonans magnetyczny małych zwierząt połączono w celu monitorowania zmian w przepływie krwi na powierzchni mózgu szczurów SD przed i po embolizacji w celu standaryzacji czasu i lokalizacji niedokrwienia.
W 1989 roku Longa i in. stworzyli odwracalny model okluzji MCA, wprowadzając wstecznie samodzielnie wykonany sz...

Zakrzepica zatok żylnych mózgu (CVST) jest rzadką chorobą układu żylnego mózgu, która stanowi tylko 0,5-1,0% wszystkich przyczyn udaru, ale ma stosunkowo wysoki wskaźnik występowania u dzieci i młodych dorosłych1. Podczas autopsji stwierdzono, że CVST jest przyczyną 10% zgonów z powodu chorób naczyń mózgowych2. Zakrzepica może wystąpić w dowolnej części wewnątrzczaszkowego układu żylnego. Zatoka strzałkowa górna (SSS) jest jednym z najczęściej dotkniętych obszarów w CVST i może obejmować wiele naczyń krwionośnych. Z powodu zwężenia lub niedrożności zatok żylnych wewnątrzczaszkowy powrót żylny jest zablokowany, czemu często towarzyszy wzrost ciśnienia śródczaszkowego3. Objawy kliniczne CVST są złożone i zmieniają się w czasie; Chociaż brakuje swoistości objawów, najczęstsze objawy to ból głowy (77,2%), drgawki (42,7%) i deficyty neurologiczne (39,9%). W ciężkich przypadkach może dojść do śpiączki, a nawet śmierci4,5. W ostatnich latach, ze względu na ogólną poprawę standardów medycznych i zdrowotnych oraz świadomość zdrowia publicznego, proporcja powiązanych czynników ryzyka uległa zmianie, zmniejszył się odsetek urazów i infekcji, a odsetek CVST spowodowanych ciążą, połogiem, doustnymi środkami antykoncepcyjnymi i innymi przyczynami stopniowo wzrastał5.
Obecnie patogeneza CVST nie jest jeszcze dobrze poznana. Aby dogłębnie zbadać CVST, potrzebne są dalsze badania patofizjologiczne. Jednak większość z tych metod badawczych jest inwazyjna, a przez to trudna do wdrożenia klinicznego. Ze względu na wiele ograniczeń badań klinicznych, modele zwierzęce mają niezastąpione zalety w zakresie badań podstawowych i translacyjnych.
Przyczyna CVST jest złożona, ponieważ jego początkowy początek jest często nierozpoznany, a miejsce powstawania skrzepliny jest bardzo zmienne. Na szczęście modele zwierzęce mogą osiągnąć lepszą kontrolę nad tymi czynnikami. W ciągu ostatnich kilku dekad powstało wiele modeli zwierzęcych CVST, a każdy model ma swoje wady. Ze względu na różne metody produkcji można je z grubsza podzielić na następujące kategorie: prosty model ligacji SSS6,7; model wewnętrznego akceleratora wtrysku SSS<klasa sup='xref'>8; model zakrzepicy SSS indukowanej chlorkiem żelaza<klasa SUP='xref'>9; model zakrzepicy SSS wywołanej fotochemicznie<klasa SUP='xref'>10; oraz samodzielnie wykonany model SSS do zatorowości i okluzji<klasa sup='xref'>11. Jednak większość z tych modeli nie jest w stanie obejść inwazyjnych uszkodzeń kory mózgowej zwierzęcia i nie jest w stanie dokładnie kontrolować czasu i lokalizacji niedokrwienia. W niektórych modelach skrzeplina ulega samoistnej reanalizacji; w innych modelach SSS zostaje trwale zablokowany. Ponadto skomplikowane operacje i/lub poważne urazy mogą wpływać na późniejsze wyniki patofizjologiczne w tych modelach.
W obecnym badaniu, do SSS szczurów Sprague-Dawley (SD) została wprowadzona zatyczka gwintowana, aby skutecznie stworzyć model CVST, który minimalizował uszkodzenia, umożliwiał precyzyjną kontrolę i zapewniał dobrą stabilność. Ponadto połączono obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI) małych zwierząt i laserowe obrazowanie przepływu krwi w celu zweryfikowania skuteczności modelu. Oceniliśmy zmiany w przepływie krwi w mózgu przed i po ustanowieniu naszego modelu, a także oceniliśmy stabilność naszego modelu, kładąc podwaliny pod dalsze badania badające występowanie, rozwój i powiązane mechanizmy patofizjologiczne CVST.

<table><tbody><tr><td>Strzykawka 2 ml</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>301940</td><td></td></tr><tr><td>stereotaktyczny instrument do mózgu</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>68025</td><td></td></tr> mikroskop <tr><td>preparacyjny</td><td>Wuhan SIM Opto-technology Co.</td>Szybka wiertarka do <td>czaszki SIM BFI-HR PRO Shenzhen</td><td></td></tr><tr><td></td><td>RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>78046</td><td></td></tr><tr><td>laserowy system obrazowania przepływu krwi</td><td>Wuhan SIM Opto-technology Co.</td>Uchwyt igły <td>SIM BFI-HR PRO Shenzhen</td><td></td></tr><tr><td></td><td>RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F31022-12</td><td></td></tr><tr><td>nić igły</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F33303-08</td><td></td></tr><tr><td>nożyczki</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>S13029-14</td><td></td></tr><tr><td>żel krzemionkowy</td><td>Heraeus Kulzer</td><td>302785</td><td></td></tr><tr><td>maszyna do</td> <td>znieczulania małych zwierzątShenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>R540</td><td></td></tr><tr><td>rezonans magnetyczny małych zwierząt</td><td>Bruker Medical GmbH</td><td>Biospec 94/30 Pęseta USR</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F11029-11</td><td></td></tr><tr><td>kleszcze naczyniowe</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F22003-09</td><td></td></tr></tbody></table>

ustalenie szczurzego modelu niedrożności zatoki strzałkowej górnej za pomocą metody zatorowości gwintowanej

Establishment of a Rat Model of Superior Sagittal-Sinus Occlusion via a Thread-Embolism Method

Mechanizmy przyczyniające się do naturalnego wystąpienia zakrzepicy zatok żylnych mózgu (CVST) są w większości nieznane, a w przebieg choroby zaangażowane są różne niekontrolowane czynniki, co skutkuje dużymi ograniczeniami w badaniach klinicznych. W związku z tym ustanowienie stabilnych modeli zwierzęcych CVST, które mogą standaryzować różne niekontrolowane czynniki zakłócające, pomogło obejść niedociągnięcia w badaniach klinicznych. W ostatnich dziesięcioleciach skonstruowano różne modele zwierzęce CVST, ale wyniki oparte na tych modelach były niespójne i niekompletne. W związku z tym, w celu dalszego zbadania patofizjologicznych mechanizmów CVST, konieczne jest stworzenie nowego i wysoce kompatybilnego modelu zwierzęcego, który ma ważną wartość praktyczną i znaczenie naukowe dla diagnozy i leczenia CVST. W niniejszym badaniu ustalono nowy szczurzy model zakrzepicy zatoki strzałkowej górnej (SSS) Sprague'a-Dawleya (SD) za pomocą metody embolizacji nici, a stabilność i wiarygodność modelu zweryfikowano. Dodatkowo oceniliśmy zmiany w przepływie krwi żylnej w mózgu u szczurów po utworzeniu CVST. Reasumując, model zakrzepicy SSS u szczura SD reprezentuje nowatorski model zwierzęcy CVST, który jest łatwy do ustalenia, minimalizuje uraz, zapewnia dobrą stabilność i pozwala na dokładną kontrolę czasu i lokalizacji niedokrwienia.

Aby stworzyć model zakrzepicy SSS u szczurów SD za pomocą metody szwu, należy wcześniej przygotować szew (Rycyna 1A) oraz sprzęt niezbędny do przeprowadzenia eksperymentu (Rycina 1B). Ze względu na precyzyjny charakter operacji, przygotowanie modelu musi odbyć się pod mikroskopem operacyjnym. Główne etapy przedstawiono na Rycynie 2. Aby ułatwić opis szczegółów obserwacji przepływu krwi w modelu, na Rycynie 3B</s...

Tutaj tworzymy nowatorski szczurzy model zakrzepicy zatoki strzałkowej (SSS) metodą Sprague'a-Dawleya (SD) za pomocą metody embolizacji nici, a stabilność i niezawodność modelu zostały zweryfikowane.

Ustalenie szczurzego modelu niedrożności zatoki strzałkowej górnej za pomocą metody zatorowości gwintowanej

The mechanisms contributing to the natural onset of cerebral venous sinus thrombosis (CVST) are mostly unknown, and a variety of uncontrollable factors ...

Ze względu na brak idealnego modelu zwierzęcego, badania CVST są znacznie ograniczone. Teraz z powodzeniem stworzono nowy typ modelu CVST SD-Rat poprzez wprowadzenie samodzielnie wykonanej embolizacji nici dośrodkowo w początkowym miejscu SSS, która standaryzowała różne lub niekontrolowane czynniki interferencyjne w stanie klinicznym. Po pomyślnym znieczuleniu szczura przez wstrzyknięcie dootrzewnowe, nałóż żelowy okulistyczny lubrykant do oczu po umieszczeniu szczura na ramie stereotaktycznej, aby chronić rogówki przed wysuszeniem podczas znieczulenia.Usuń włosy z czubka głowy szczura. Aby przeprowadzić ten proces bardziej efektywnie, wcześniejszy krok można wykonać wcześniej w pomieszczeniu przygotowawczym. Po pomyślnym znieczuleniu szczura przez maszynę anestezjologiczną, nałóż również sterylny okulistyczny lubrykant do oczu.Wysterylizuj powierzchnię na czubku głowy szczura za pomocą 5% jodowidonu. Naprzemiennie trzy razy z 75% etanolem. Wykonaj nacięcie skóry o długości około dwóch centymetrów na środku głowy.Powięź jest rozcinana skalpelem. A następnie ostrożnie oderwij górną powięź i okostną, aby całkowicie odsłonić czaszkę. Potwierdź położenie ciemiączka przedniego, A i ciemiączka tylnego, B.Użyj obszaru między szwem koronalnym a szwem łokciowym jako obszaru obserwacyjnego przepływu krwi.Aby zapobiec wpływowi czaszki na obserwację podczas obrazowania przepływu krwi w plamkach laserowych, należy rozrzedzić czaszkę w obszarze obserwacji, aż naczynia krwionośne będą wyraźnie widoczne. Podczas zgrzytania czaszką należy wielokrotnie płukać oponę twardą za pomocą strzykawki o normalnej temperaturze, aby uniknąć uderzenia kory mózgowej w wysoką temperaturę. Ten i następne kroki są wykonywane pod mikroskopem preparacyjnym.Na tym rysunku prostokątny obszar z czerwoną linią to obszar obserwacji przepływu krwi. Rozmiar przerzedzonej czaszki powinien wynosić około jednego centymetra pomnożonego przez jeden centymetr. A prostokątny obszar z niebieską linią to okno kości.Około sześciu milimetrów pomnożonych przez cztery milimetry. Czerwony okrągły obszar to staw ciemieniowy, a strzałka wskazuje na SSS. Kiedy czaszka jest widoczna, użyj pęsety, aby ostrożnie usunąć pozostałe kawałki kości z okienka kości.Wybierz odpowiednią sondę gwintowaną, użyj punktu czołowego lub jako punktu wtyczki. Ostrożnie nakłuj go igłą strzykawkową o średnicy 2 milimetrów i szybko włóż sondę gwintowaną do punktu przygotowania. W tym momencie kąt między końcem sondy gwintowanej a SSS powinien wynosić około 30 do 45 stopni.Następnie wyreguluj kąt między końcem sondy gwintowanej a SS od zera do 10 stopni. I powoli włóż SSS do struktury, aż głowa dotrze do tylnego końca zbiegu zatoki. Po przebiciu SSS może wystąpić przyspieszony oddech.Jeśli końca sondy gwintowanej nie można szybko włożyć do punktu przygotowania za jednym razem, użyj małej gazy lub wacika, aby delikatnie docisnąć punkt sondy, powoli zsuwając się w dół, aby ostrożnie odsłonić punkt przygotowania. To jest zrobione, szybko włóż do końca drutu doprowadzonego do SSS. Niebieska strzałka pokazuje stan sondy włożonej do SSS od punktu wtyczki.Biała strzałka pokazuje korpus sondy, a czerwona strzałka pokazuje, że jest to głowica. Następnie odetnij nadmiar części ogona. Zszyj skórę szczura.Zdezynfekuj skórę trzy razy i usuń szczura z klatki stereotaktycznej. Użyj laserowego źródła światła, aby równomiernie oświetlić obszar obserwacji przepływu krwi. Obraz rejestruje dynamiczny proces sondy gwintowej do SSS.Na tym rysunku A i B przedstawiono porównanie przepływu krwi przed i po wprowadzeniu embolizacji nici. C pokazuje, że przepływ krwi w SSS i żyłach mózgowych był znacznie zmniejszony w porównaniu z obydwoma w środkowej tętnicy mózgowej i naczyniach włosowatych. Zamocuj zwierzę na stole do skanowania MRI.Skalibruj pozycję mózgu poprzez skanowanie pozycjonowania i wykonaj skanowanie sekwencji T2WI i MRI po potwierdzeniu pozycji. W celu dokładniejszej obserwacji stanu sondy gwintowanej w SSS, zastosowano metodę montowania na głowie C2 w celu wyświetlenia obrazu T2WI mózgu szczura. Na tym rysunku A, B i C pokazują sondę gwintowaną w SSS od pozycji poziomej, strzałkowej i czaszkowej.Na zdjęciu widać, że sonda gwintowana jest na swoim miejscu, co potwierdza embolizację SSS. Ponieważ model zakrzepicy SSS u szczura jest łatwy do ustalenia, minimalizując uraz, oferuje dobrą stabilność i pozwala na dokładne kontrolowanie czasu chemicznego i lokalizacji, jest to idealny nowy typ modelu CVST.

establishment-rat-model-superior-sagittal-sinus-occlusion-via-thread

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Ten film pokazuje procedurę ustanawiania modelu szczura krwotoku podpajęczynówkowego. Znieczulonemu szczurowi wszczepia się sondy do pomiaru ciśnienia śródczaszkowego i przepływu krwi w mózgu. Miejsce docelowe jest identyfikowane, a igła jest wprowadzana w pozycji wstępnej chiazmatycznej. Krew autologiczna jest następnie wstrzykiwana do przestrzeni podpajęczynówkowej, zwiększając ciśnienie śródczaszkowe i zmniejszając przepływ krwi w mózgu, ustanawiając model.

Ustalenie modelu szczurzego krwotoku podpajęczynówkowego wywołanego przez autologiczne wstrzyknięcie krwi

Ten film pokazuje proces wywoływania udaru niedokrwiennego w modelu szczurzym poprzez zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej (MCA) za pomocą śruby gwintowanej. Procedura polega na podwiązaniu tętnic szyjnych, wprowadzeniu śruby gwintowanej do tętnicy szyjnej zewnętrznej i zablokowaniu przepływu krwi z MCA do mózgu, co prowadzi do śmierci neuronów i naśladuje udar niedokrwienny.

Wywoływanie udaru niedokrwiennego poprzez niedrożność tętnicy środkowej mózgu za pomocą śruby gwintowanej

Źródło: Tang, X. et. al., Masywny krwotok z mostu przez podwójne wstrzyknięcie krwi autologicznej. J. Vis. Exp. (2021)Ten protokół opisuje kontrolowaną infuzję autologicznej krwi do obszaru mostu mózgu szczura w celu modelowania masywnego krwotoku mostowego. Celem jest symulacja miejscowego krwawienia do mózgu poprzez zwiększenie miejscowego ciśnienia.

Wywoływanie masywnego krwotoku pontyńskiego w modelu szczurzym za pomocą autologicznego wstrzyknięcia krwi

Kilka zwierzęcych modeli niedokrwienia mózgu zostało opracowanych w celu symulacji ludzkiego stanu udaru. Protokół ten opisuje model niedrożności środkowej tętnicy mózgowej indukowanej endoteliną-1 (ET-1) (MCAO) dla udaru niedokrwiennego u szczurów.  Ponadto omówiono ważne względy, zalety i wady tego modelu.

Model niedrożności tętnicy środkowej mózgu indukowany endoteliną-1 dla udaru niedokrwiennego z laserową kontrolą przepływu dopplerowskiego u szczura

Ten artykuł opisuje metodę wizualizacji tętnic mózgowych szczurów przez okno czaszki za pomocą kraniektomii skroniowej w celu obejrzenia proksymalnych części środkowej tętnicy mózgowej (Rysunek 1). Ta wszechstronna metoda może być łączona z różnymi technikami dostarczania leków w celu pomiaru reaktywności tętnic mózgowych in vivo.

Wykorzystanie okna czaszkowego do wizualizacji tętnicy środkowej mózgu podczas niedrożności tętnicy środkowej mózgu wywołanej endoteliną-1

Przewlekłe nadciśnienie oczne jest wywoływane przez zastosowanie szwu okołokończynowego u szczurów i myszy, co prowadzi do funkcjonalnego i strukturalnego pogorszenia komórek zwojowych siatkówki zgodnego z jaskrą.

Model jaskry indukowanej szwem okołolimbowym u szczurów i myszy

Krwotok pajęczynówkowy nadal niesie ze sobą duże obciążenie śmiertelnością i zachorowalnością u człowieka. Aby ułatwić dalsze badania nad schorzeniem i jego patofizjologią, przedstawiono model prechiazmatycznego pojedynczego wstrzyknięcia.

Przedchiazmatyczne, pojedyncze wstrzyknięcie autologicznej krwi w celu wywołania eksperymentalnego krwotoku podpajęczynówkowego w modelu szczurzym

Obecny protokół opisuje szczurzy model okluzji/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu, który zachowuje anatomiczną strukturę naczyń mózgowych bez powodowania uszkodzeń.

Szczurzy model niedrożności/reperfuzji tętnicy środkowej mózgu bez uszkadzania struktury anatomicznej naczyń mózgowych

Niniejsze badanie przedstawia protokół umożliwiający ustanowienie powtarzalnego, minimalnie inwazyjnego modelu zakrzepicy zatoki strzałkowej górnej u szczura wywołanego chlorkiem żelaza, wykorzystując metodę szu jedwabnego w połączeniu z laserowym obrazowaniem z rozróżnieniem oraz ultrasonografią wysokiej rozdzielczości do oceny.

Ustanowienie zmodyfikowanej zakrzepicy zatoki strzałkowej wywołanej chlorkiem żelaza

Chirurgiczne wywołanie niedokrwiennego uszkodzenia mózgu u szczura jest powszechnie stosowanym modelem w badaniach nad udarem. W niniejszej pracy demonstrujemy indukcję ogniskowego niedokrwienia mózgu poprzez zamknięcie tętnicy środkowej mózgu. Przedstawiono również wizualizację powstałego zawału za pomocą barwienia histologicznego oraz obrazowania rezonansem magnetycznym.

Model ogniskowego niedokrwienia mózgu poprzez endowaskularną okluzję tętnicy środkowej mózgu u szczura za pomocą szwu

Poznaj metodę zatorowości gwintowanej do tworzenia modelu zakrzepicy zatoki strzałkowej górnej u szczurów Sprague-Dawley. Technika ta umożliwia precyzyjną kontrolę czasu i lokalizacji niedokrwienia, zapewniając stabilne i powtarzalne wyniki w badaniach nad zakrzepicą zatok żylnych mózgu.

Ustalenie szczurzego modelu niedrożności zatoki strzałkowej górnej za pomocą metody zatorowości gwintowanej

Przeglądaj więcej filmów