Name: Tworzenie ptasich chimer przodomózgowia w celu oceny rozwoju twarzy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 10 s
Description: Poznaj technikę transplantacji tkanek przodomózgowia w badaniach rozwoju twarzoczaszki. Metoda izoluje podstawę przodomózgowia, zapobiegając zanieczyszczeniu komórkami grzebienia nerwowego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez National Institute of Dental and Craniofacial Research of the National Institutes of Health pod numerami nagród R01DE019648, R01DE018234 i R01DE019638.

Biała kaczka pekińska (Anas platyrhynchos), biały kurczak Leghorn (Gallus gallus) i przepiórka japońska (Cortunix coturnix japonica) są inkubowane w temperaturze 37 °C w wilgotnej komorze aż do momentu dopasowania etapu w HH7/817.
1. Przygotowanie tkanki dawcy
UWAGA: Opisano przygotowanie odczynników i narzędzi oraz sposób otwierania jaj do eksperymentalnej manipulacji6.
<ol>
	<li>Przygotuj podłoże DMEM z neutralną czerwienią, szklaną pipetą transferową i zaostrzonymi igłami wolframowymi.</li>
	<li>Eksponuj zarodki (jak pokazano w6).</li>
	<li>Pobieraj przeszczepy tkanek z lewej strony podstawy przodomózgowia zarodków w stadium 7/8. Użyj zakrzywionych, zaostrzonych igieł wolframowych6, aby delikatnie naciąć kawałek przodomózgowia o wymiarach ~0,3 mm długości i 0,2 mm szerokości, upewniając się, że nie obejmuje leżącej pod spodem endodermy, wsuwając igłę pod przodomózgowie tak, aby igła była równoległa do osi cewy nerwowej.</li>
	<li>Za pomocą szklanej pipety do transferu pobrać przeszczep z zarodka dawcy.</li>
	<li>Przenieś przeszczep do DMEM zawierającego neutralną czerwień (0,01% w PBS, 23 °C) na 2 minuty, aby go zabarwić, a następnie umieść wybarwiony przeszczep w DMEM, który nie zawiera neutralnej czerwieni, aż będzie gotowy do wszczepienia.</li>
</ol>
2. Przygotowanie hosta
<ol>
	<li>Inkubować zapłodnione jaja od białego kurczaka Leghorn (Gallus gallus) w temperaturze 37 °C w wilgotnej komorze do HH7/8 17.</li>
	<li>Eksponuj zarodki (jak pokazano w6).</li>
	<li>Za pomocą zaostrzonych igieł wolframowych przygotuj miejsce przeszczepu, delikatnie przecinając, a następnie usuwając kawałek podstawy przodomózgowia o wymiarach 0,3 mm na 0,2 mm z lewej strony, aby pomieścić przeszczep, tak jak to miało miejsce w celu wyizolowania tkanki dawcy.</li>
	<li>Uważaj, aby uniknąć nadmiernego przerwania leżącej pod spodem endodermy, co będzie widoczne, gdy granulki żółtka zaczną przeciekać przez każde rozdarcie, które powstanie. Wymaga to wprawy i nie wszystkie próby zakończą się sukcesem.</li>
	<li>Po przeniesieniu do hosta6, ustaw przeszczep tak, aby zastąpił wytępioną podstawną przodomózgowie gospodarza.</li>
	<li>Umieścić taśmę na otworze i umieścić zarodek z powrotem w inkubatorze w temperaturze 37 °C na odpowiedni czas do analizy.</li>
</ol>

<ol><li>Waddington, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+Mechanics+of+Chicken+and+Duck+Embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Developmental Mechanics of Chicken and Duck Embryos.</a> Nature. 125, 924-925 (1930).</li>
<li>Noden, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+the+neural+crest+in+patterning+of+avian+cranial+skeletal%2C+connective%2C+and+muscle+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The role of the neural crest in patterning of avian cranial skeletal, connective, and muscle tissues.</a> Developmental Biology. 96 (1), 144-165 (1983).</li>
<li>Borue, X., Noden, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Normal+and+aberrant+craniofacial+myogenesis+by+grafted+trunk+somitic+and+segmental+plate+mesoderm%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm.</a> Development. 131 (16), 3967-3980 (2004).</li>
<li>Teillet, M. A., Ziller, C., Le Douarin, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quail-chick+chimeras%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Quail-chick chimeras.</a> Methods in Molecular Biology. 461, 337-350 (2008).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R. S., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+zone+of+frontonasal+ectoderm+regulates+patterning+and+growth+in+the+face%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A zone of frontonasal ectoderm regulates patterning and growth in the face.</a> Development. 130 (9), 1749-1758 (2003).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+signaling+properties+of+ectodermal+epithelia+during+craniofacial+development%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Assessing signaling properties of ectodermal epithelia during craniofacial development.</a> Journal of Visualized Experiments. (49), (2011).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unique+organization+of+the+frontonasal+ectodermal+zone+in+birds+and+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Unique organization of the frontonasal ectodermal zone in birds and mammals.</a> Developmental Biology. 325 (1), 200-210 (2009).</li>
<li>Griffin, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fgf8+dosage+determines+midfacial+integration+and+polarity+within+the+nasal+and+optic+capsules%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Fgf8 dosage determines midfacial integration and polarity within the nasal and optic capsules.</a> Developmental Biology. 374 (1), 185-197 (2013).</li>
<li>Schneider, R. A., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cellular+and+molecular+origins+of+beak+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">The cellular and molecular origins of beak morphology.</a> Science. 299 (5606), 565-568 (2003).</li>
<li>Tucker, A. S., Lumsden, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+crest+cells+provide+species-specific+patterning+information+in+the+developing+branchial+skeleton%5BTitle%5D)+AND+%22Evolution+%26+Development%22%5BJournal%5D)">Neural crest cells provide species-specific patterning information in the developing branchial skeleton.</a> Evolution & Development. 6 (1), 32-40 (2004).</li>
<li>Fish, J. L., Schneider, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+species-specific+contributions+to+craniofacial+development+using+quail-duck+chimeras%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Assessing species-specific contributions to craniofacial development using quail-duck chimeras.</a> Journal of Visualized Experiments. (87), (2014).</li>
<li>Schneider, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+crest+and+the+origin+of+species-specific+pattern%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Neural crest and the origin of species-specific pattern.</a> Genesis. 56 (6-7), 23219(2018).</li>
<li>Sohal, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+reciprocal+forebrain+transplantation+on+motility+and+hatching+in+chick+and+duck+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Effects of reciprocal forebrain transplantation on motility and hatching in chick and duck embryos.</a> Brain Research. 113 (1), 35-43 (1976).</li>
<li>Chen, C. C., Balaban, E., Jarvis, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interspecies+avian+brain+chimeras+reveal+that+large+brain+size+differences+are+influenced+by+cell-interdependent+processes%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Interspecies avian brain chimeras reveal that large brain size differences are influenced by cell-interdependent processes.</a> PLoS One. 7 (7), 42477(2012).</li>
<li>Hu, D., Marcucio, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+crest+cells+pattern+the+surface+cephalic+ectoderm+during+FEZ+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Neural crest cells pattern the surface cephalic ectoderm during FEZ formation.</a> Developmental Dynamics. 241 (4), 732-740 (2012).</li>
<li>Hu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signals+from+the+brain+induce+variation+in+avian+facial+shape%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Signals from the brain induce variation in avian facial shape.</a> Developmental Dynamics. 244 (9), 1133-1143 (2015).</li>
<li>Hamburger, V., Hamilton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+series+of+normal+stages+in+the+development+of+the+chick+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Morphology%22%5BJournal%5D)">A series of normal stages in the development of the chick embryo.</a> Journal of Morphology. 88 (1), 49-92 (1951).</li>
<li>Xu, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlations+Between+the+Morphology+of+Sonic+Hedgehog+Expression+Domains+and+Embryonic+Craniofacial+Shape%5BTitle%5D)+AND+%22Evolutionary+Biology%22%5BJournal%5D)">Correlations Between the Morphology of Sonic Hedgehog Expression Domains and Embryonic Craniofacial Shape.</a> Evolutionary Biology. 42 (3), 379-386 (2015).</li>
<li>Eames, B. F., Schneider, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genesis+of+cartilage+size+and+shape+during+development+and+evolution%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The genesis of cartilage size and shape during development and evolution.</a> Development. 135 (23), 3947-3958 (2008).</li>
<li>Merrill, A. E., Eames, B. F., Weston, S. J., Heath, T., Schneider, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchyme-dependent+BMP+signaling+directs+the+timing+of+mandibular+osteogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Mesenchyme-dependent BMP signaling directs the timing of mandibular osteogenesis.</a> Development. 135 (7), 1223-1234 (2008).</li>
</ol>

Wszyscy autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisana metoda pozwala na zbadanie interakcji tkankowych między podstawną częścią przodomózgowia a przylegającą ektodermą. Podejście to różni się od poprzednich metod przeszczepu przodomózgowia, ponieważ tkanka dawcy była ograniczona do brzusznego przodomózgowia. Eliminuje to przeszczepianie komórek grzebienia nerwowego, które, jak wykazano, uczestniczą w kształtowaniu morfologii twarzy 9,10. W związku z tym ograniczenie przeszczepu do podstawy przodomózgowia był...

Wiele współczesnych badań w dziedzinie biologii rozwojowej skupia się na roli genów w kształtowaniu embrionów. Istnieją dobre narzędzia do badania mechanizmów rozwojowych z perspektywy genetycznej. Jednak zarodki są składane i ulegają morfogenezie w odpowiedzi na interakcje tkankowe. System ptasi jest klasycznym narzędziem wykorzystywanym do oceny różnorodności interakcji tkankowych, które regulują rozwój, z następujących powodów: embriologia jest dobrze poznana, zarodki są łatwo dostępne, narzędzia do analizy systemów ptasich są dobrze rozwinięte, a zarodki są niedrogie.
System transplantacji ptaków jest szeroko stosowany do śledzenia linii i oceny interakcji tkanek podczas rozwoju od prawie stu lat1,2,3,4. System ten został wykorzystany do zbadania centrum sygnalizacyjnego, Frontonasal Ectodermal Zone (FEZ), które reguluje morfogenezę górnej szczęki5, a wcześniej opublikowano film opisujący tę technikę6. Oprócz piskląt przepiórczych inne gatunki zostały również wykorzystane do produkcji chimer do analizy interakcji tkankowych. Na przykład mysi FEZ został przeniesiony z dzikiego typu7 i zmutowanych myszy8, a inni wykorzystali systemy kaczki, przepiórki i piskląt do oceny roli grzebienia nerwowego w tworzeniu wzoru szkieletu twarzy9,10,11,12.
W tej pracy oceniono rolę przodomózgowia w regulowaniu wzorca ekspresji genów w FEZ poprzez wzajemne przeszczepianie brzusznej części przodomózgowia między zarodkami przepiórek, kaczek i piskląt, ponieważ sygnał z przodomózgowia jest wymagany do wywołania ekspresji Sonic hedgehog w WSE. Przeszczepy przodomózgowia nie są wyjątkowe w tej dziedzinie. Przeszczepy te wykorzystano do oceny rozwoju ruchliwości zarodków przepiórek i kaczek13, chociaż w tych eksperymentach przeszczepiono również tkanki, które przyczyniły się do powstania pochodnych nieneuronalnych. W innych pracach obwody słuchowe u ptaków zostały ocenione za pomocą przeszczepu przodomózgowia14, ale te przeszczepy zawierały przypuszczalne komórki grzebienia nerwowego, które przyczyniają się do kształtu twarzy9,10 i uczestniczą w regulacji ekspresji SHH w klasie FEZ<sup="xref">15. W związku z tym opracowano system do przeszczepiania tylko brzusznego przodomózgowia od jednego gatunku ptaka do drugiego przed zamknięciem cewy nerwowej, aby ocenić rolę mózgu w kształcie twarzy16 (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A,B). Metoda ta była pozbawiona zanieczyszczenia grzebienia nerwowego przeszczepu. W artykule przedstawiono metodę i opisano oczekiwane wyniki, a także omówiono stojące przed nią wyzwania.

<table><tbody><tr><td>1x PBS</td><td>TEK</td><td>TEKZR114</td><td></td></tr><tr><td>35x10 mm szalka Petriego</td><td>Falcon</td><td>1008</td><td></td></tr><tr><td></td><td>DMEM Thermofisher</td><td>11965084</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na igłę</td><td>Fine Science Tools</td><td>26016-12</td><td></td></tr><tr><td>Neutralna czerwona</td><td>Sigma</td><td>553-24-2</td><td></td></tr><tr><td>nr 5 Kleszcze Dumont</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Pipety Pasteura</td><td>Thermofisher</td><td>13-678-6B</td><td></td></tr><tr>Badania<td>rozwojowe przeciwciał QCPN</td><td>Bank hybrydoma, Uniwersytet Iowa, Iowa, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>Narzędzia naukowe</td><td>14058-11</td><td></td></tr><tr><td>Igła wolframowa</td><td>Precyzyjne narzędzia naukowe</td><td>26000</td><td></td></tr></tbody></table>

tworzenie ptasich chimer przodomózgowia w celu oceny rozwoju twarzy

Creating Avian Forebrain Chimeras to Assess Facial Development

Ptasi embrion był używany jako system modelowy przez ponad sto lat i doprowadził do fundamentalnego zrozumienia rozwoju kręgowców. Jedną z mocnych stron tego systemu modelowego jest to, że wpływ i interakcja między tkankami mogą być bezpośrednio oceniane w zarodkach chimerycznych. Wcześniej wykazaliśmy, że sygnały z przodomózgowia przyczyniają się do morfogenezy twarzy poprzez regulację kształtu domeny ekspresji jeża sonicznego (SHH) w strefie czołowo-nosowej ektodermalnej (FEZ). W artykule opisano metodę generowania chimer przodomózgowia oraz przedstawiono ilustracje wyników tych eksperymentów.

Ocena chimeryzmu i kontaminacji przeszczepu 
W celu oceny chimer należy przeanalizować stopień chimeryzmu oraz stopień kontaminacji przeszczepu innymi typami komórek. Tworzenie chimer poprzez transplantację tkanek przepiórnika do zarodków kury umożliwia przeprowadzenie tego rodzaju analizy. Przy użyciu przeciwciała QCPN można zwizualizować komórki przepiórnika i odróżnić je od tkanek gospodarza (Rycina 1 C,D). W tym przypadku przeciwciałem barwiono jedyni...

Ten artykuł opisuje technikę przeszczepu tkanek, która została zaprojektowana w celu przetestowania właściwości sygnalizacyjnych i wzorcowych podstawy przodomózgowia podczas rozwoju twarzoczaszki.

Tworzenie ptasich chimer przodomózgowia w celu oceny rozwoju twarzy

The avian embryo has been used as a model system for more than a century and has led to fundamental understanding of vertebrate development. One of the ...

Metoda ta pozwala badaczom ocenić interakcje tkankowe między podstawną przodomózgowiem a twarzą. Główną zaletą tej techniki jest to, że izoluje ona podstawę przodomózgowia w celu oceny i zapobiega zanieczyszczeniu komórkami grzebienia nerwowego, co mogłoby zakłócić analizę. Najtrudniejszą częścią tej techniki jest usunięcie przodomózgowia z gospodarza i zastąpienie go tkanką dawcy.Procedurę zademonstruje Diane Hu, naukowiec z laboratorium dr Ralpha Marcucio. Na początek przygotuj podłoże DMEM z neutralną czerwienią, szklaną pipetą transferową i zaostrzonym wolframem. Za pomocą 10-mililitrowej strzykawki i igły o rozmiarze 18 usuń 0,5 mililitra albuminy ze spiczastego końca skorupki jajka.Zrób mały otwór na wierzchu skorupy za pomocą nożyczek. Następnie umieść kawałek taśmy na otworze i wytnij okrągły otwór, aby odsłonić zarodek. Zabarwić zarodek neutralną czerwienią.Pobieraj przeszczepy tkanek z lewej strony podstawy przodomózgowia zarodków w stadium siódmym lub ósmym. Użyj zakrzywionych, zaostrzonych igieł wolframowych, aby delikatnie naciąć kawałek przodomózgowia. Aby nie obejmować leżącej pod spodem endodermy, wsuń igłę pod przodomózgowie i równolegle do osi cewy nerwowej.Pobrać przeszczep z zarodka dawcy za pomocą szklanej pipety transferowej i przenieść go do DMEM zawierającego neutralną czerwień na dwie minuty, aby go wybarwić. Następnie umieść wybarwiony przeszczep w DMEM, który nie zawiera neutralnej czerwieni, aż będzie gotowy do wszczepienia. Wysiaduj zapłodnione jaja od białego kurczaka Leghorn w temperaturze 37 stopni Celsjusza w wilgotnej komorze, aż do etapu Hamburger-Hamilton od siódmego do ósmego.Odsłonięte zarodki, jak wykazano wcześniej. Za pomocą zaostrzonych igieł wolframowych przygotuj miejsce przeszczepu, przecinając, a następnie usuwając kawałek podstawy przodomózgowia o wymiarach 0,3 na 0,2 milimetra, aby pomieścić przeszczep. Unikaj nadmiernego uszkodzenia leżącej pod spodem endodermy, które będzie widoczne, gdy granulki żółtka zaczną przeciekać przez każde rozdarcie, które zostanie wykonane.Po przeniesieniu przeszczepu do żywiciela ustaw przeszczep tak, aby zastąpił wytępioną podstawną przodomózgowie gospodarza. Umieść szczelnie taśmę na otworze i umieść zarodki z powrotem w inkubatorze o temperaturze 37 stopni Celsjusza, aż będą gotowe do analizy. Początkowo chimery powstawały poprzez przeszczepianie tkanek przepiórczych do zarodków piskląt.Za pomocą przeciwciała QCPN zwizualizowano komórki przepiórcze i odróżniono je od tkanek gospodarza. System piskląt przepiórczych potwierdził, że cały przeszczep składał się wyłącznie z tkanki nerwowej i nie był zanieczyszczony innymi typami komórek. Przeszczepienie tkanki przepiórczej do zarodków kaczek doprowadziło do poważnie zdeformowanych chimer z powodu szybciej rozwijającego się mózgu przepiórki.W związku z tym przeprowadzono przeszczep tkanek kaczki do zarodków kurczaków. Powstałe chimery piskląt kaczek sugerują, że mózg uczestniczy w regulacji morfologii. Hybrydyzacja C2 w całej górze została wykorzystana do oceny ekspresji jeża sonicznego w chimerach.Podobnie jak morfologia, ekspresja jeża sonicznego po kaczej stronie chimery wydawała się bardziej podobna do kaczki. Przygotowanie strony hosta wymaga praktyki. Duża liczba zarodków nie przeżywa, więc stworzenie dużej liczby chimer może pomóc w zapewnieniu odpowiednich próbek do analizy.Metoda ta pozwoliła ocenić, w jaki sposób sygnały z mózgu kształtują domenę ekspresji Sonic hedgehog w strefie czołowo-nosowej ektodermalnej.

creating-avian-forebrain-chimeras-to-assess-facial-development

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

W niniejszym artykule opisano technikę transplantacji tkanek, która została opracowana w celu zbadania właściwości sygnalizacyjnych i wzorowania powierzchniowego ektodermy głownej podczas rozwoju kraniofacjalnego.

Ocena właściwości sygnalizacyjnych nabłonków ektodermalnych podczas rozwoju kraniofacjalnego

Opisano podejście do analizy migracji i ostatecznego losu ptasich komórek grzebienia neuronalnego w embrionach chimerycznych przepiórnik-kurczak. Metoda ta stanowi prostą i przejrzystą technikę śledzenia komórek grzebienia neuronalnego podczas migracji i różnicowania, których w przeciwnym razie trudno byłoby odróżnić w niezmodyfikowanym embrionie kurczaka.

Analiza migracji i różnicowania grzebienia neuronalnego za pomocą transplantacji międzygatunkowej

Opisano protokół separacji ektodermy twarzy i mezenchymy zarodka. Używamy Dispase II do leczenia najpierw całych zarodków, następnie wycinamy całe wypukłości twarzy, a następnie oddzielamy ektodermę twarzy i mezenchymę.

Oddzielenie embrionalnej ektodermy twarzy myszy i mezenchymy

Technika przeszczepiania tkanki twarzy "Extreme Anterior Domain" pomiędzy embrionami Xenopus laevis została opracowana. Tkanka może być przenoszona z jednego tła ekspresji genów do drugiego, co pozwala na badanie lokalnych wymagań dotyczących rozwoju twarzoczaszki i sygnalizowania interakcji między regionami twarzy.

Przeszczepy twarzy w zarodkach Xenopus laevis

Obrazowanie konfokalne w czasie jest potężną techniką przydatną do charakteryzowania rozwoju embrionalnego. W tym miejscu opisujemy metodologię i charakteryzujemy morfogenezę twarzoczaszki w zarodkach typu dzikiego, a także pdgfra, smad5 i zmutowanych smo.

Analiza morfogenezy twarzoczaszki u danio pręgowanego przy użyciu mikroskopii konfokalnej 4D

Ten artykuł opisuje metodę generowania embrionów chimerycznych, które są przeznaczone do testowania specyficznego dla gatunku wkładu grzebienia nerwowego i/lub innych tkanek w rozwój twarzoczaszki.<br...

Ocena specyficznego dla gatunku wkładu w rozwój twarzoczaszki za pomocą chimer kaczki przepiórczej

Tutaj informujemy o podwójnym znakowaniu komórek grzebienia nerwowego i naczyń krwionośnych za pomocą wewnątrzgatunkowego szczepienia rurki nerwowejGFP w połączeniu z wewnątrznaczyniowym wstrzyknięciem DiI. Ta eksperymentalna technika pozwala nam jednocześnie wizualizować i badać rozwój układu nerwowego (jelitowego) wywodzącego się z NCC i układu naczyniowego podczas organogenezy.

Podwójne znakowanie komórek grzebienia nerwowego i naczyń krwionośnych w zarodkach kurczaków za pomocą szczepienia cewy nerwowejpiskląt GFP i wstrzyknięcia barwnika karbocyjaniny DiI

Organizacja komórkowa kości twarzoczaszki od dawna była przedmiotem hipotezy, ale nigdy nie została bezpośrednio zwizualizowana. Wielospektralne znakowanie komórek i obrazowanie na żywo in vivo umożliwiają wizualizację dynamicznego zachowania komórek w dolnej szczęce danio pręgowanego. Tutaj szczegółowo opisujemy protokół manipulowania transgenicznymi rybami Zebrabow i bezpośrednio obserwujemy interkalację komórek i zmiany morfologiczne chondrocytów w chrząstce Meckla.

Wizualizacja interkalacji chondrocytów i proliferacji kierunkowej za pomocą analizy komórek klonalnych Zebrabow w embrionalnej chrząstce Meckla

Ten artykuł przedstawia metodę izolowania czystych tkanek embrionalnych z zarodków przepiórek i kurczaków, które mogą być łączone w celu utworzenia chimerycznych organów ex vivo.

Izolacja tkanek embrionalnych i tworzenie chimerycznych narządów przepiórki i kurczaka na przykładzie grasicy

Tutaj opisujemy protokoły dla trzech typów hodowli eksplantatów skóry embrionalnej ptaków, które mogą być użyte do badania interakcji tkankowych, obrazowania 4D filmu poklatkowego (3D plus czas), globalnych lub lokalnych zaburzeń funkcji molekularnych oraz charakterystyki biologii systemów.

Wykorzystanie eksplantatów ze skóry ptaków do badania wzorców tkanek i organogenezy

Poznaj technikę transplantacji tkanek przodomózgowia w badaniach rozwoju twarzoczaszki. Metoda izoluje podstawę przodomózgowia, zapobiegając zanieczyszczeniu komórkami grzebienia nerwowego.

Tworzenie ptasich chimer przodomózgowia w celu oceny rozwoju twarzy

Przeglądaj więcej filmów