Name: Badanie wpływu temperatury na zarodkowanie i wzrost nanocząstek za pomocą mikroskopii elektronowej transmisji ciekłych komórek (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 2 s
Description: Odkryj metodę badania wpływu temperatury na nukleację i wzrost nanocząstek złota za pomocą mikroskopii elektronowej transmisji ciekłych komórek. Technika ta umożliwia obserwację w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Z wdzięcznością dziękujemy za wsparcie finansowe regionu Ile-de-France (konwencja SESAME E1845 dla mikroskopu elektronowego JEOL ARM 200 F zainstalowanego na Uniwersytecie Paryskim), Labex SEAM (Projekt GLOIRE) oraz CNRS (Program Defi Nano). Dziękujemy Madeline Dukes i Danielowi Franckowi za udostępnienie schematów i zdjęć optycznych komórek płynnych widocznych na rysunkach 1 i 2.

1. Wyrównaj transmisyjny mikroskop elektronowy do obrazowania STEM HAADF
<ol>
	<li>Postępuj zgodnie z instrukcjami producenta dotyczącymi wyrównania mikroskopu.</li>
	<li>Użyj konwencjonalnej suszonej próbki, aby wyrównać mikroskop. Nie używaj próbki cieczy.</li>
	<li>Aby zminimalizować prędkość wzrostu, zminimalizuj szybkość dawki elektronów (patrz sekcja dyskusji), co oznacza użycie małej apertury kondensatora i małego rozmiaru plamki w celu zmniejszenia prądu wiązki.</li>
</ol>
2. Obsługa e-chipów
UWAGA: Komercyjne uchwyty na płyny pasują do prawie wszystkich TEM, ale używają uchwytu, który jest specjalnie zaprojektowany dla marki mikroskopu i nabiegunnika. Płynne ogniwo składa się z dwóch chipów krzemowych opartych na MEMS zwanych E-chipami, z których oba są podłożami krzemowymi z oknem 500 x 50 μm pokrytym amorficzną warstwą azotku krzemu (SiN) o grubości 50 nm, która jest przezroczysta dla elektronów (<klasa silna = "xfig">Rysunek 1A). Te dwa e-chipy mają różne rozmiary. Mały ma wymiary 2 x 2 mm ze złotymi przekładkami, które ustalają odległość między dwoma E-chipami (tutaj 150 nm) i grubość cieczy. Duży z nich ma wymiary 4 x 6 mm i ma opór osadzony wewnątrz podłoża krzemowego, który umożliwia równomierne podgrzewanie próbki cieczy (<klasa silna = "xfig">Rysunek 1B). Ze względu na sposób, w jaki są wytwarzane w pomieszczeniach czystych, E-chipy mają dwie różne strony: jedną, w której okno wygląda na małe (tutaj nazywane przednią stroną), a drugą, w której okno jest duże w kształcie zlewu (tutaj zwane tylną stroną).
<ol>
	<li>Podczas obchodzenia się z chipami elektronicznymi nigdy nie dotykaj okienka pęsetą i nie chwyć wiórów za boki. Aby uniknąć zarysowania powierzchni podłoża silikonowego, użyj pęsety z końcówką węglową.</li>
	<li>Jeśli umieszczasz E-chip na powierzchni, upewnij się, że tylna strona styka się z powierzchnią, ponieważ folia SiN jest delikatna i osadza się na przedniej stronie.</li>
</ol>
3. Czyszczenie pojemnika na płynną komórkę (przed eksperymentem)
<ol>
	<li>Zdejmij pokrywę zakrywającą końcówkę uchwytu. Usuń atrapy płynnych komórek za pomocą pęsety. Usuń uszczelkę używaną z atrapami komórek cieczy. 
	UWAGA: Fikcyjne komórki płynne to komórki płynne bez okienka SiN i tylko krzem. Służą do przechowywania uchwytu kuwety cieczowej w pompie próżniowej. Zwróć uwagę na stan mosiężnych, ponieważ z czasem łatwo się kruszą. W szczególności, jeśli są uszkodzone, należy je wymienić. W przeciwnym razie odkręcenie ich po eksperymencie może być trudne, a drobne zanieczyszczenia mogą również zakłócić ładowanie próbki.</li>
	<li>Ręcznie wstrzyknąć 2 ml wody destylowanej do wnętrza uchwytu za pomocą strzykawek i zewnętrznej rurki PEEK, aby podłączyć ją do tylnej części uchwytu. 
	UWAGA: Wewnątrz uchwytu znajdują się 3 tunele mikroprzepływowe. Wszystkie trzy należy oczyścić wodą. Zwróć uwagę na wodę wypływającą z przodu uchwytu: jeśli woda jest zabarwiona z powodu poprzedniego eksperymentu, kontynuuj wlewanie wody do uchwytu, aż płyn nie będzie odbarwiony.</li>
	<li>W przypadku wstrzykiwania roztworu do ciekłej komórki podczas eksperymentu (w naszym przypadku 1 mM HAuCl4 w wodzie), napełnij tym roztworem rurkę uchwytu próbki.</li>
	<li>Osusz końcówkę uchwytu na płynną kucię za pomocą pistoletu pneumatycznego.</li>
</ol>
4. Przygotowanie ogniwa płynnego (E-chipsy)
<ol>
	<li>Czyszczenie komórek cieczy.
	<ol>
		<li>Napełnij szklaną szalkę Petriego acetonem.</li>
		<li>Napełnij szklaną szalkę Petriego metanolem. 
		UWAGA: Ze względu na toksyczność metanolu, szalkę Petriego z metanolem należy umieścić pod wyciągiem. Z metanolem należy obchodzić się przy użyciu odpowiedniego sprzętu ochronnego (rękawic).</li>
		<li>Umieść jeden mały i jeden duży E-chip na szalce Petriego z acetonem i odczekaj 2 minuty. 
		UWAGA: E-chipy są pokryte warstwą ochronną, którą należy usunąć przed eksperymentem. Aceton usunie fotorezyst i oczyści E-chipy z zanieczyszczeń. Aby usprawnić czyszczenie, roztwór można delikatnie wymieszać.</li>
		<li>Umieść oba E-chipy na szalce Petriego z metanolem i odczekaj 2 minuty. Metanol usunie E-chipy z acetonu i reszty zanieczyszczeń. 
		UWAGA: Przenoszenie E-chipów między acetonem a metanolem musi odbywać się tak szybko, jak to możliwe, aby nie dopuścić do wyschnięcia E-chipów na powietrzu.</li>
		<li>Wysuszyć płynne komórki za pomocą pistoletu pneumatycznego. Przytrzymaj E-chip za pomocą pęsety podczas korzystania z pistoletu pneumatycznego. Uważaj, aby nie naciskać zbyt mocno spustu pistoletu pneumatycznego, w przeciwnym razie E-chip może wypaść z pęsety. Jeśli wypadną, wznów czyszczenie acetonem i metanolem.</li>
		<li>Sprawdź integralność okienka azotku krzemu za pomocą lornetki lub mikroskopu optycznego (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). 
		UWAGA: Upewnij się, że szyby obu E-chipów są czyste i nie są uszkodzone. Jeśli E-chipy nie wydają się czyste, spróbuj ponownie włożyć je z powrotem do acetonu i metanolu. Jeśli brud nadal znajduje się na szybie lub jeśli szyba jest stłuczona, należy wymienić E-chipy na nowe.</li>
		<li>Plazmowo czyść E-chipy mieszaniną argonu i tlenu przez 2 minuty. Czyszczenie plazmowe E-chipów pozwala im być hydrofilowymi. Oto szczegóły konfiguracji czyszczenia plazmowego: przepływ argonu = 35 sccm, przepływ tlenu = 11,5 sccm, limit czasu przepływu gazu = 20 s, cel RF do przodu = 50 W, zakres RF do przodu = 5 W, maksymalne odbite RF = 5 W.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ładowanie komórek płynu do uchwytu TEM (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 3).
	<ol>
		<li>Załaduj pierścienie uszczelniające o przekroju okrągłym do uchwytu ogniwa cieczowego (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 3B). Sprawdź, czy zastosowana uszczelka jest czysta. Jeśli nie, wyczyść go szybko wodą destylowaną. Wysuszyć go za pomocą czystej bibuły filtracyjnej. Aby usunąć zanieczyszczenia i włókna z uszczelki, kilkakrotnie wciśnij ją między dwa arkusze parafilmu.</li>
		<li>Umieść mały E-chip w uchwycie na ogniwa cieczowe (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 3C). Aby zmniejszyć wyginanie się folii SiN w kierunku próżni mikroskopu, należy umieścić okienka komórki cieczowej w konfiguracji skrzyżowanej. Dlatego okienko małego E-chipa musi być równoległe do długości uchwytu i skierowane do góry. Upewnij się, że mały E-chip jest dobrze włożony do uszczelki.</li>
		<li>Przygotować próbkę cieczy (w tym przypadku 1 mM HAuCl4 w wodzie).</li>
		<li>Upuść ≈2 μl próbki cieczy na mały E-chip za pomocą mikropipety (<silna klasa="xfig">Rysunek 3D). Jeśli mały E-chip został odpowiednio oczyszczony plazmowo, wodna próbka cieczy rozprowadzi się równomiernie po powierzchni chipa.</li>
		<li>Usuń nadmiar płynu za pomocą bibuły filtracyjnej. Za pomocą ostro przyciętego kawałka bibuły filtracyjnej zmniejsz grubość warstwy cieczy na małym chipie E, aż utworzy płaską kopułę.</li>
		<li>Umieść duży E-chip w uchwycie na ogniwa cieczowe (<silna klasa="xfig">Rysunek 3E). Umieść duży E-chip na małym przodem do dołu (przednie boki dwóch chipów muszą być skierowane do siebie). Elektrody na dużym chipie E muszą stykać się z podkładką elektrody na uchwycie.</li>
		<li>Przesuń pokrywkę z powrotem na uchwyt na kuwetę z płynem. Stopniowo dokręcaj każdą (<silna klasa="xfig">Rysunek 3F).</li>
		<li>Wysusz ewentualną ciecz wychodzącą z E-chipów za pomocą małej wyciętej bibuły filtracyjnej. Sprawdź, czy po obu stronach komórek cieczy nie wypływa ciecz, obracając uchwyt kuwety cieczowej wokół jej osi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przetestuj uszczelnienie próżniowe celi cieczowej w przepompowni. Jeśli poziom podciśnienia pompy osiągnie 5 x 10-2 Pa, kontynuuj protokół. Jeśli nie, sprawdź integralność okna (najprawdopodobniej jest uszkodzone) i uruchom protokół od początku z nowym zestawem E-chipów.</li>
	<li>Sprawdź po raz ostatni integralność okienka z azotku krzemu za pomocą lornetki lub mikroskopu optycznego. Czasami ogniwo cieczowe będzie w stanie utrzymać podciśnienie w przepompowni, nawet jeśli okno zostanie wybite. Dzieje się tak dlatego, że gdy szyba pęknie i płyn wyleje się na zewnątrz, może tworzyć agregaty soli na pękniętej części okna, zakrywając w ten sposób otwór. Jeśli tak się stanie, przygotuj nowy zestaw E-chipów.</li>
	<li>Załaduj uchwyt kuwety cieczowej do TEM i sprawdź poziom podciśnienia. Nawet jeśli ogniwo cieczowe utrzymywało podciśnienie w przepompowni i nie ma widocznego problemu z oknem, mikrowyciek ogniwa cieczowego może uniemożliwić osiągnięcie poziomu próżni wymaganego do działania TEM. Jeśli mikroskop nie może osiągnąć wymaganego poziomu podciśnienia do działania (2-5 x 10-5 Pa), wyjmij uchwyt próbki i przygotuj nowy zestaw E-chipów.</li>
</ol>
5. Użyj uchwytu na płyn w trybie przepływu
<ol>
	<li>Napełnij 2 strzykawki kilkoma mililitrami roztworu do wstrzyknięcia (w naszym przypadku 1 mM HAuCl4 w wodzie).</li>
	<li>Podłączyć 2 zewnętrzne rurki PEEK do strzykawek. Umieścić 2 strzykawki na pompach strzykawkowych. Włóż zewnętrzne rurki PEEK do 2 wejść uchwytu na kuwetę cieczową. Włóż jedną dodatkową zewnętrzną rurkę PEEK do wyjścia uchwytu kuwety cieczowej.</li>
	<li>Wstrzyknąć roztwór o natężeniu przepływu 5 μl/min do każdego wlotu.</li>
</ol>
6. Ogrzewanie środowiska cieczy
<ol>
	<li>Podłącz zasilacz do uchwytu. Podłącz zasilanie do komputera, na którym zainstalowane jest oprogramowanie grzewcze.</li>
	<li>Włącz komputer i otwórz oprogramowanie grzewcze. Włącz zasilacz.</li>
	<li>Kliknij przycisk sprawdzania urządzenia. Jeśli oprogramowanie wskazuje "zaliczone", eksperyment można kontynuować. W przeciwnym razie duży E-chip może mieć problem (nieprawidłowe ładowanie E-chipa, uszkodzone elektrody...).</li>
	<li>Kliknij zakładkę Eksperyment. Kliknij Ręcznie, aby aktywować ręczny tryb ogrzewania.</li>
	<li>Wybierz docelową temperaturę i odpowiednio zmień szybkość temperatury. Naciśnij przycisk Zastosuj, aby podgrzać E-chipy do docelowej temperatury (<silna klasa="xfig">Rysunek 4). 
	UWAGA: E-chipy można podgrzać do 100 °C. Jeśli do eksperymentu używany jest roztwór wodny (jak w naszym przypadku), należy unikać podgrzewania E-chipów powyżej 90 °C. W przeciwnym razie próbka cieczy może wyschnąć. Podczas podgrzewania cieczy temperatura może chwilowo wzrosnąć powyżej temperatury docelowej, a następnie spaść z powrotem do żądanej temperatury. Użyj niskiej szybkości ogrzewania, aby zminimalizować takie przeregulowania (1 °C/s jest w porządku).</li>
	<li>Kliknij Otoczenie, aby powrócić do temperatury otoczenia (25 °C). Kliknij Zatrzymaj, aby nagle zatrzymać ogrzewanie. Kliknij zakładkę Zakończ sesję, aby zakończyć eksperyment z ogrzewaniem.</li>
</ol>
7. Obrazowanie STEM wzrostu nanocząstek
<ol>
	<li>Używaj mikroskopu w trybie STEM za pomocą detektora HAADF. Udać się do nieskazitelnie czystego obszaru próbki, w pobliżu rogu okienka obserwacyjnego, w którym gęstość cieczy jest minimalna. Zdobądź filmy przedstawiające wzrost nanocząstek w różnych temperaturach cieczy (<silna klasa="xfig">Rysunek 5). 
	UWAGA: Nanocząsteczki złota natychmiast pojawiają się i rosną w skanowanym obszarze. Nagrywanie wideo z liczbą klatek na sekundę jednego obrazu na sekundę jest dobrym kompromisem do obserwacji procesów wzrostu z dobrym stosunkiem sygnału do szumu i dobrą rozdzielczością czasową.</li>
</ol>
8. Nanodyfrakcja pojedynczych nanocząstek STEM
<ol>
	<li>Uzyskaj obraz STEM HAADF kilku nanoobiektów. Uzyskaj wzór dyfrakcyjny poszczególnych nanocząstek wybranych na obrazie za pomocą oprogramowania STEMx (<silna klasa="xfig">Rysunek 6). 
	UWAGA: Nanodyfrakcja STEM to technika, która pozwala na uzyskanie wzoru dyfrakcyjnego pojedynczych nanocząstek w cieczy podczas eksperymentów wzrostowych22.</li>
	<li>Po uzyskaniu obrazu STEM HAADF wybierz kilka nanoobiektów na obrazie, a oprogramowanie STEMx automatycznie zsynchronizuje pozycję sondy i kamery CCD, aby uzyskać wzór dyfrakcyjny w każdej pozycji sondy. Aby uniknąć nakładania się plam dyfrakcyjnych, należy użyć małego kąta zbieżności sondy STEM (w naszym przypadku 7,4 mrad) za pomocą małej apertury kondensatora (w naszym przypadku 10 μm).</li>
</ol>
9. Czyszczenie pojemnika na ogniwa cieczowe (po eksperymencie)
UWAGA: Tutaj opisujemy standardową procedurę czyszczenia pojemnika na płynną kuwetę. Jeśli to czyszczenie nie jest wystarczająco skuteczne, możliwe jest użycie rozcieńczonego kwasu azotowego i metanolu w celu wypłukania ewentualnych agregatów nanocząstek w uchwycie ciekłej kuwety. Należy wcześniej zapoznać się z dokumentacją kompatybilności chemicznej uchwytu kuwety cieczowej. W każdym przypadku zawsze kończ czyszczenie wstrzyknięciem wody destylowanej.
<ol>
	<li>Zdejmij pokrywę. Usuń zużyte e-chipy. Usuń uszczelkę wewnętrzną. 
	UWAGA: Zużyte E-chipy można przechowywać w przystosowanym pudełku. Następnie możliwe jest przeprowadzenie analiz ex situ TEM lub SEM nanoobiektów, które pozostały przyczepione do okien SiN po rozszczelnieniu liquid-cell15. Nie zaleca się ponownego wykorzystania E-chipów do kolejnego eksperymentu in situ, ale nadal jest to możliwe, jeśli folia SiN nie została przerwana podczas rozszczelniania płynnej komórki. Następnie można przeprowadzić eksperymenty z przerostem w innym rozpuszczalniku. 23</li>
	<li>Wstrzyknąć 5 ml wody destylowanej do rurki wlotowej i wylotowej uchwytu kuwety cieczowej.</li>
	<li>Wyczyść końcówkę uchwytu kuwety ciekłej za pomocą kąpieli ultradźwiękowej przez 20 minut. Podkładkę kontaktową można zanurzyć w wannie. Zanurzaj tylko tę część, która jest przykryta pokrywką. Nie zanurzaj otworów wentylacyjnych w płynie.</li>
	<li>Osusz uchwyt na ogniwa cieczowe za pomocą pistoletu pneumatycznego.</li>
	<li>Włóż z powrotem uszczelkę używaną z atrapami komórek płynu. Włóż z powrotem atrapy komórek płynu i pokrywkę.</li>
	<li>Przechowywać uchwyt próbki w stacji próżniowej.</li>
</ol>
10. Analiza po eksperymencie z użyciem Fidżi (ImageJ)
UWAGA: Zaleca się podzielenie każdej klatki nagranego filmu na pojedyncze obrazy. Celem tego etapu analizy po eksperymencie jest przekształcenie oryginalnych filmów nanocząstek w binarne filmy, które mogą być analizowane przez Fidżi. Filtr medianowy jest stosowany w celu zwiększenia kontrastu nanocząstek na tle (rysunki 7B i 7E). Jest to niezbędne, aby ułatwić binaryzację wideo.
<ol>
	<li>Otwórz katalog plików zawierający obrazy wideo na Fidżi, klikając Plik | Import | Sekwencja obrazów. Pojawi się okno opcji sekwencji. Wybierz odpowiedni obraz początkowy (jeśli początek filmu ma zostać odrzucony). Wprowadź numer przyrostu sekwencji obrazów (odpowiada on liczbie klatek potrzebnych do dotarcia skanu STEM do dolnej części obrazu). Zaznacz pole Konwertuj na 8-bitową skalę szarości. Zapisz sekwencję obrazów w formacie tiff.</li>
	<li>Wytnij wszystkie niepożądane artefakty z filmu (na przykład pasek skali lub krawędź okna komórki płynu).</li>
	<li>Kliknij Proces | Filtry | Mediana, aby zastosować filtr mediany do wszystkich obrazów. Zapisz przetworzoną sekwencję obrazów w formacie tiff. 
	UWAGA: Pojawi się okno z pytaniem o promień używany dla filtra mediany. Użyliśmy promienia 2 pikseli, ale możesz użyć różnych parametrów. Na Fidżi dostępne są również inne filtry, które można wykorzystać do usprawnienia przetwarzania obrazu. W szczególności algorytm odejmowania tła może być użyty do obniżenia intensywności tła, jeśli jest ono niejednorodne. W tym celu kliknij pozycję Proces | Odejmij tło. W naszym przypadku proces ten tworzy małe białe plamy w tle pierwszych obrazów, które mogą być interpretowane jako fałszywe nanocząstki. Dlatego nie użyliśmy tego procesu, ale powinniśmy go wypróbować na innych zestawach danych, ponieważ rosnąca grubość cieczy od rogu do środka płynnej komórki zwykle wywołuje niejednolitą intensywność tła na obrazach LCTEM o małym powiększeniu.</li>
	<li>Kliknij na Obrazek | Dostosuj | Próg. Poruszaj się ręcznie, aby uzyskać lepszą precyzję progu binaryzacji, aż tylko nanocząstki zostaną pokolorowane na czerwono. Naciśnij przycisk Zastosuj. Pojawi się okno Konwertuj stos na binarny. Usuń zaznaczenie opcji Oblicz próg dla każdego obrazu. Zapisz binarną sekwencję obrazów w formacie tiff (rysunki 7C i 7F). 
	UWAGA: Zaleca się sprawdzenie, czy próg jest zadowalający w każdej klatce filmu.</li>
	<li>Wykonaj ten krok tylko wtedy, gdy podczas filmu występuje odwrócenie kontrastu nanocząstek. Kliknij na Proces | Binarny | Rozszerzać. Zrób to jeszcze raz, jeśli to konieczne. Kliknij Proces | Binarny | Wypełnij otwory (<silna klasa="xfig">Rysunek 7G, zobacz sekcję dyskusji).</li>
	<li>Kliknij Analizuj | Analizuj cząstki. Określ zakres wielkości analizowanych nanocząstek obserwowanych podczas eksperymentu. Sprawdź Summarize. 
	UWAGA: Bardzo ważne jest, aby przynajmniej określić minimalny rozmiar obserwowanych nanocząstek. Bez niego małe czarne kropki (szum), które pojawiają się w binarnej sekwencji obrazu, będą uważane za nanocząstki. Jako pierwszą próbę wybierz rozmiar najmniejszych nanocząstek zidentyfikowanych przez oko, ale potem konieczny jest proces prób i błędów, aby zrozumieć wpływ tego parametru i zoptymalizować automatyczną analizę danych (patrz sekcja dyskusji). Przed tym krokiem, aby pobrać obszar nanocząstek, kliknij Analizuj | Ustaw wymiary i sprawdź obszar. Dostępne są inne pomiary.</li>
	<li>Zapisz okna Wyniki i Podsumowanie. Liczba nanocząstek dla każdej klatki znajduje się w oknie Podsumowanie danych.</li>
</ol>

<ol><li>Willets, K. A., Van Duyne, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localized+surface+plasmon+resonance+spectroscopy+and+sensing%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Physical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Localized surface plasmon resonance spectroscopy and sensing.</a> Annual Review of Physical Chemistry. 58 (1), 267-297 (2007).</li>
<li>Dreaden, E. C., Alkilany, A. M., Huang, X., Murphy, C. J., El-Sayed, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+golden+age%3A+gold+nanoparticles+for+biomedicine%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Society+Review%22%5BJournal%5D)">The golden age: gold nanoparticles for biomedicine.</a> Chemical Society Review. 41, 2740-2779 (2012).</li>
<li>You, H., Yang, S., Ding, B., Yang, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+colloidal+metal+and+metal+alloy+nanoparticles+for+electrochemical+energy+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Society+Review%22%5BJournal%5D)">Synthesis of colloidal metal and metal alloy nanoparticles for electrochemical energy applications.</a> Chemical Society Review. 42, 2880-2904 (2013).</li>
<li>Nikoobakht, B., El-Sayed, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+and+growth+mechanism+of+gold+nanorods+using+seed-mediated+growth+method%5BTitle%5D)+AND+%22Chemistry+of+Materials%22%5BJournal%5D)">Preparation and growth mechanism of gold nanorods using seed-mediated growth method.</a> Chemistry of Materials. 15, 1957-1962 (2003).</li>
<li>Hubert, F., Testard, F., Spalla, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cetyltrimethylammonium+bromid+silver+bromide+complex+as+the+capping+agent+of+gold+nanorods%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Cetyltrimethylammonium bromid silver bromide complex as the capping agent of gold nanorods.</a> Langmuir. 24, 9219-9222 (2008).</li>
<li>Xia, Y., Xiong, Y., Lim, B., Skrabalak, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Shape-controlled+synthesis+of+metal+nanocrystals%3A+Simple+chemistry+meets+complex+physics%5BTitle%5D)+AND+%22Angewandte+Chemie+International+Edition%22%5BJournal%5D)">Shape-controlled synthesis of metal nanocrystals: Simple chemistry meets complex physics.</a> Angewandte Chemie International Edition. 48, 60-103 (2009).</li>
<li>Zheng, Y., Zeng, J., Ruditskiy, A., Liu, M., Xia, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxidative+etching+and+its+role+in+manipulating+the+nucleation+and+growth+of+noble-metal+nanocrystals%5BTitle%5D)+AND+%22Chemistry+of+Materials%22%5BJournal%5D)">Oxidative etching and its role in manipulating the nucleation and growth of noble-metal nanocrystals.</a> Chemistry of Materials. 26, 22-33 (2014).</li>
<li>Xin, H. L., Zheng, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+observation+of+oscillatory+growth+of+bismuth+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">In situ observation of oscillatory growth of bismuth nanoparticles.</a> Nano Letters. 12 (3), 1470-1474 (2012).</li>
<li>Wu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+of+Auau+on+Pt+icosahedral+nanoparticles+revealed+by+low-dose+in+situ+TEM%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+letters%22%5BJournal%5D)">Growth of Auau on Pt icosahedral nanoparticles revealed by low-dose in situ TEM.</a> Nano letters. 15, 2711-2715 (2015).</li>
<li>Ahmad, N., Wang, G., Nelayah, J., Ricolleau, C., Alloyeau, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploring+the+formation+of+symmetric+gold+nanostars+by+liquid-cell+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+letters%22%5BJournal%5D)">Exploring the formation of symmetric gold nanostars by liquid-cell transmission electron microscopy.</a> Nano letters. 17, 4194-4201 (2017).</li>
<li>Woehl, T. J., Evans, J. E., Arslan, I., Ristenpart, W. D., Browning, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+in+situ+determination+of+the+mechanisms+controlling+nanoparticle+nucleation+and+growth%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Nano%22%5BJournal%5D)">Direct in situ determination of the mechanisms controlling nanoparticle nucleation and growth.</a> ACS Nano. 6, 8599-8610 (2012).</li>
<li>Tan, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intermediate+structures+of+pt-ni+nanoparticles+during+selective+chemical+and+electrochemical+etching%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physical+Chemistry+Letters%22%5BJournal%5D)">Intermediate structures of pt-ni nanoparticles during selective chemical and electrochemical etching.</a> The Journal of Physical Chemistry Letters. 10, 6090-6096 (2019).</li>
<li>Xin, H. L., Zheng, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+observation+of+oscillatory+growth+of+bismuth+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">In situ observation of oscillatory growth of bismuth nanoparticles.</a> Nano Letters. 12, 1470-1474 (2012).</li>
<li>Aliyah, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+in+situ+observations+reveal+a+double+role+for+ascorbic+acid+in+the+anisotropic+growth+of+silver+on+gold%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physical+Chemistry+Letters%22%5BJournal%5D)">Real-time in situ observations reveal a double role for ascorbic acid in the anisotropic growth of silver on gold.</a> The Journal of Physical Chemistry Letters. 11 (8), 2830-2837 (2020).</li>
<li>Alloyeau, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unravelling+kinetic+and+thermodynamic+effects+on+the+growth+of+gold+nanoplates+by+liquid+transmission+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Unravelling kinetic and thermodynamic effects on the growth of gold nanoplates by liquid transmission microscopy.</a> Nano Letters. 15 (4), 2574-2581 (2015).</li>
<li>Gao, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+in+situ+observation+and+analysis+of+the+formation+of+palladium+nanocrystals+with+high-index+facets%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Direct in situ observation and analysis of the formation of palladium nanocrystals with high-index facets.</a> Nano Letters. 18 (11), 7004-7013 (2018).</li>
<li>Liao, H. -G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Facet+development+during+platinum+nanocube+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Facet development during platinum nanocube growth.</a> Science. 345, 916-919 (2014).</li>
<li>Tan, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+imaging+of+the+formation+of+Au-Ag+core-shell+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Real-time imaging of the formation of Au-Ag core-shell nanoparticles.</a> Journal of the American Chemical Society. 138 (16), 5190-5193 (2016).</li>
<li>Khelfa, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+shortening+of+gold+nanorods%3A+when+surface+functionalization+dictates+the+reactivity+of+nanostructures%5BTitle%5D)+AND+%22Nanoscale%22%5BJournal%5D)">Selective shortening of gold nanorods: when surface functionalization dictates the reactivity of nanostructures.</a> Nanoscale. 12, 22658-22667 (2020).</li>
<li>Schneider, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron-water+interactions+and+implications+for+liquid+cell+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physical+Chemistry+C%22%5BJournal%5D)">Electron-water interactions and implications for liquid cell electron microscopy.</a> Journal of Physical Chemistry C. 118, 22373-22382 (2014).</li>
<li>Ahmad, N., Le Bouar, Y., Ricolleau, C., Alloyeau, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+of+dendritic+nanostructures+by+liquid-cell+transmission+electron+microscopy%3A+a+reflection+of+the+electron-irradiation+history%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Structural+and+Chemical+Imaging%22%5BJournal%5D)">Growth of dendritic nanostructures by liquid-cell transmission electron microscopy: a reflection of the electron-irradiation history.</a> Advanced Structural and Chemical Imaging. 2, 9(2016).</li>
<li>Khelfa, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+analysis+of+single+nanoparticles+in+liquid+by+low-dose+STEM+nanodiffraction%5BTitle%5D)+AND+%22Micron%22%5BJournal%5D)">Structural analysis of single nanoparticles in liquid by low-dose STEM nanodiffraction.</a> Micron. 116, 30-35 (2019).</li>
<li>Ahmad, N., Wang, G., Nelayah, J., Ricolleau, C., Alloyeau, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Driving+Reversible+Redox+Reactions+at+Solid%2FLiquid+Interfaces+with+the+Electron+Beam+of+a+Transmission+Electron+Microscope%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Microscopy%22%5BJournal%5D)">Driving Reversible Redox Reactions at Solid/Liquid Interfaces with the Electron Beam of a Transmission Electron Microscope.</a> Journal of Microscopy. 269, 127-133 (2018).</li>
<li>Schneider, N. M., Park, J. H., Norton, M. M., Ross, F. M., Bau, H. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+analysis+of+evolving+interfaces+during+in+situ+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Structural+and+Chemical+Imaging%22%5BJournal%5D)">Automated analysis of evolving interfaces during in situ electron microscopy.</a> Advanced Structural and Chemical Imaging. 2, (2016).</li>
<li>Yao, L., Ou, Z., Luo, B., Xu, C., Chen, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Machine+learning+to+reaveal+nanoparticle+dynamics+from+liquid-phase+TEM+videos%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Central+Science%22%5BJournal%5D)">Machine learning to reaveal nanoparticle dynamics from liquid-phase TEM videos.</a> ACS Central Science. 6, 1421-1430 (2020).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisany protokół umożliwia śledzenie zarodkowania i wzrostu nanocząstek złota napędzanych radiolizą w ciekłym medium o kontrolowanej temperaturze. W połączeniu z automatycznym przetwarzaniem wideo pozwala na pomiar wpływu temperatury na kluczowe parametry syntezy nanocząstek, takie jak gęstość, wielkość, kształt i struktura atomowa nanocząstek. Te cenne dane wejściowe pozwalają ocenić wpływ temperatury na zarodkowanie i tempo wzrostu, wykryć możliwe przejścia fazowe i uwidocznić procesy fasetowania, które dyktują ostateczny wynik roztworów koloidalnych. Wraz z możliwością kontrolowania składu ośrodków reaktywnych, TEM z płynnymi komórkami z kontrolowaną temperaturą jest kolejnym krokiem w kierunku bezpośredniej obserwacji procesów zarodkowania i wzrostu różnych nanostruktur w realistycznych warunkach syntezy. Interpretacja wyników przedstawionych w tym artykule oraz ich porównanie z modelami zarodkowania i wzrostu zostanie omówiona w innym miejscu. W tym miejscu chcemy zwrócić uwagę na kilka aspektów metodologicznych, które należy wziąć pod uwagę, aby przeprowadzić odpowiednie eksperymenty TEM in situ.
Przede wszystkim kluczowe jest zidentyfikowanie efektów wiązki elektronów w ośrodku reakcyjnym, ponieważ mogą one drastycznie wpłynąć na wyniki eksperymentu. W tym przypadku, ponieważ radioliza wody jest siłą napędową powstawania nanocząstek, prędkość wzrostu gwałtownie wzrasta wraz z szybkością dawki elektronów, co będzie miało wpływ na ostateczny kształt nanoobiektów11,15. Dlatego, aby zbadać wpływ temperatury na zarodkowanie i wzrost nanocząstek, konieczne jest porównanie eksperymentów wzrostowych uzyskanych przy tej samej szybkości dawki elektronów. W trybie STEM szybkość dawki elektronów odpowiada prądowi wiązki (w elektronach na sekundę) podzielonemu przez rozmiar obrazu (w nm2). Dlatego stała szybkość dawki elektronów oznacza utrzymanie tego samego prądu wiązki (tj. tej samej apertury kondensatora i tego samego rozmiaru plamki) i tego samego powiększenia dla każdego eksperymentu. Kwantyfikacja prądu wiązki w warunkach obrazowania za pomocą kamery CCD lub kubka Faradaya jest ważna dla interpretacji i odtworzenia danych. Powiększenie i wynikająca z niego szybkość dawki powinny być dobrane w zależności od tego, czy chce się zobrazować wzrost dużego zespołu nanocząstek w celu uzyskania statystycznie istotnych wyników dotyczących kinetyki wzrostu (rysunek 5), czy też mechanizmy wzrostu w skali pojedynczej nanocząstki w celu zidentyfikowania preferencyjnych miejsc adsorpcji na powierzchni nanocząstek (rysunek 10). Jeśli procesy zarodkowania i wzrostu są zbyt szybkie, szczególnie przy dużym powiększeniu, należy wybrać małą aperturę kondensora i mały rozmiar plamki, aby zminimalizować szybkość dawki. Zarodkowanie i wzrost nanocząstek może również spowolnić poprzez zmniejszenie stężenia prekursora metalu w analizowanym roztworze, ale należy pamiętać, że stężenie produktów radiolitycznych będzie rosło wraz z temperaturą. Ogólnie rzecz biorąc, ważne jest również, aby wziąć pod uwagę historię napromieniania elektronów całej próbki. Tutaj, na przykład, jeśli szybko przeprowadzi się kilka eksperymentów wzrostowych w obszarach blisko siebie, gęstość nanocząstek zmniejszy się z czasem, ponieważ stężenie prekursorów złota w badanym obszarze maleje. Efekt ten można zminimalizować, rozdzielając eksperymenty wzrostu zarówno w przestrzeni, jak i w czasie oraz używając uchwytu cieczy w trybie przepływowym.
Algorytmy śledzenia interfejsów są niezwykle pomocne w automatyzacji analizy filmów i uzyskiwaniu wyników ilościowych dotyczących zarodkowania i wzrostu dużych zespołów nanocząstek. Warto jednak zauważyć, że etap binaryzacji obrazu jest zawsze specyficzny dla danych, co oznacza, że filtry i przetwarzanie danych, które muszą być zastosowane na obrazach, aby zoptymalizować wykrywanie granicy faz nanocząstka/ciecz, będą się różnić w zależności od eksperymentu. Ponadto konieczne jest porównanie wyników tych automatycznych analiz z ręcznymi pomiarami wykonanymi na kilku obrazach, aby zoptymalizować przepływ pracy przetwarzania obrazu i poznać jego ograniczenia. Tutaj, na przykład, wielokrotne rozpraszanie w coraz gęstszych nanocząstkach 3D powstających w wysokiej temperaturze indukuje odwrócenie kontrastu ich jądra po 30 sekundach obserwacji, ponieważ kątowe poszerzenie rozproszonych elektronów powoduje spadek zebranego sygnału w zakresie kątowym detektora pierścieniowego. Aby kontynuować pomiar rzeczywistej powierzchni tych nanocząstek, zastosowaliśmy proces danych "wypełniania" po binaryzacji obrazu, który wypełnia wewnętrzny okrąg kontrastów w kształcie pierścienia (Rysunek 7F,G). Musieliśmy jednak użyć niewielkiej dylatacji obiektów, aby upewnić się, że te kontrasty w kształcie pierścieni są zawsze w pełni połączone. Ten ostatni etap prowadzi do nieznacznego przeszacowania średniej powierzchni nanocząstek w pomiarach automatycznych (rys. 9). Podobnie w przypadku detekcji nanocząstek musimy zdefiniować minimalny rozmiar wykrywanych obiektów (Smim), aby uniknąć wykrycia szumu, ale ten parametr wpływa na mierzoną szybkość zarodkowania. Jak widać na rysunku 8, liczba wykrytych nanocząstek wzrasta na początku eksperymentu, aby osiągnąć plateau. Gdy Smin jest duże (50 pikseli2 odpowiada 1543 nm2), automatyczne i ręczne pomiary zgadzają się co do poziomu tego plateau (835 nanocząstek po 60 sekundach), ale wykrywanie nanocząstek jest opóźnione w automatycznej analizie, ponieważ 835 nanocząstek jest ręcznie zliczanych już po 12 s, ale nie jest automatycznie wykrywane aż do później. Ten wydłużony czas wykrywania prowadzi do niedoszacowania szybkości zarodkowania. Zmniejszenie Smin do 20 pikseli2(tj. 617nm2) zmniejsza błąd czasu zarodkowania zespołu nanocząstek, ale prowadzi do przeszacowania gęstości nanocząstek, szczególnie na wczesnym etapie eksperymentów (rysunek 8), co również wpływa na szybkość zarodkowania. Detekcja oraz pomiary wielkości i kształtu nanoobiektów o bardzo dynamicznym zachowaniu i niskim stosunku sygnału do szumu stanowią powszechne wyzwanie w TEM w fazie ciekłej, które można jeszcze udoskonalić przy użyciu innych metod segmentacji i odszumiania24 lub podejść opartych na uczeniu maszynowym25.
Wreszcie, co nie mniej ważne, przygotowanie celi cieczy i czyszczenie zbiornika cieczy musi być wykonane bardzo ostrożnie, aby uniknąć zanieczyszczenia pożywki reakcyjnej.
Ogólnie rzecz biorąc, kontrolowanie temperatury próbki podczas analiz LCTEM daje możliwość zbadania wpływu termicznego na reakcje chemiczne zachodzące na granicy faz ciał stałych i cieczy. Dlatego mamy nadzieję, że obecna metoda utoruje drogę do innych eksperymentów TEM in situ, mających na celu ujawnienie dynamiki twardych, miękkich lub biologicznych materiałów w ciekłych mediach o kontrolowanej temperaturze.

Nanocząstki metali (NPs) mają obiecujące właściwości fizykochemiczne, które mogą być wykorzystywane w różnych dziedzinach, takich jak wykrywanie optyczne1, medicine2 lub energy3. Synteza chemiczna na mokro jest bardzo wszechstronną metodą wytwarzania nanocząsteczek metalowych o dobrze zdefiniowanym rozmiarze i kształcie. W ciągu ostatnich dziesięcioleci opracowano wiele strategii mających na celu przejęcie kontroli nad syntezą nanocząsteczek: wzrost za pośrednictwem nasion4, metoda blokowania twarzy5, synteza kontrolowana kinetycznie6, selektywne trawienie7 lub synteza kontrolowana temperaturą8. O ile jednak reakcje chemiczne napędzające syntezę są dość proste, o tyle mechanizmy zarodkowania i wzrostu już nie, ponieważ wiele parametrów odgrywa rolę w procesach powstawania, a ich indywidualny wpływ jest trudny do odtworzenia na podstawie migawek ex situ powstałych nanomateriałów wyekstrahowanych z ich pożywki formacyjnej w danych punktach czasowych syntezy. Aby naprawdę zrozumieć procesy zarodkowania i wzrostu oraz ustalić sposoby ich kontrolowania, musimy zastosować narzędzia in situ, które umożliwiają ich obserwację w czasie rzeczywistym w precyzyjnie kontrolowanym środowisku ciekłym.
Pod tym względem, mikroskopia elektronowa z transmisją komórek ciekłych (LCTEM) jest bardzo potężną metodą rzucającą nowe światło na syntezę nanocząstek metalicznych9,10,11,12,13. Poprzez obrazowanie dynamiki poszczególnych nanostruktur bezpośrednio w ich ciekłych ośrodkach do formowania, technika ta umożliwiła głębsze zrozumienie mechanizmów zarodkowania i wzrostu, w szczególności roli defektów kryształów, morfologii zarodków i ligandów organicznych, które umożliwiają kierowanie kierunkowym wzrostem lub procesami trawienia oraz otrzymywanie nanomateriałów o określonych kształtach (nanopręty, nanogwiazdy, nanopłytki, nanopowłoki)10,11,12,13,14,15,16,17,18,19. Kiedy wiązka elektronów TEM oddziałuje z cieczami, procesy radiolizy wytwarzają silne związki redukujące i utleniające, które modyfikują skład chemiczny roztworu w napromieniowanym obszarze i mogą być wykorzystywane do napędzania procesów wzrostu lub trawienia. Co ciekawe, wiadomo, że stężenie produktów radiolitycznych wzrasta wraz z szybkością dawki elektronów, parametrem, który można precyzyjnie dostroić w mikroskopie elektronowym20. W związku z tym ta zależność radiolizy od dawki do dawki została wykorzystana do kontrolowania szybkości reakcji i ujawnienia efektów kinetycznych na procesy powstawania i końcową morfologię nanostruktur11,15,20.
Chociaż temperatura jest kluczowym parametrem w syntezie nanomateriałów, jej efekty nie zostały do tej pory dokładnie zbadane przez LCTEM, ponieważ komercyjne ogniwa cieczowe z niezawodną kontrolą temperatury zostały opracowane dopiero niedawno. Jednak takie badania in situ są niezbędne do rozwikłania złożonej kinetyki i efektów termodynamicznych wywoływanych przez zmiany temperatury. Rzeczywiście, z jednej strony wzrost temperatury ma drastyczny wpływ na procesy fasetowania podczas wzrostu, przyspiesza dyfuzję atomową i molekularną w cieczy oraz modyfikuje szybkość reakcji. Z drugiej strony, diagram nanofazowy nanostruktur jest również bardzo wrażliwy na temperaturę. W tym artykule wykorzystujemy niedawno opracowane ogniwa grzewcze do śledzenia radiolitycznego wzrostu nanocząstek złota w wodzie z kontrolą temperatury w zakresie od temperatury pokojowej do 100 °C. Ta metodologia łącząca obrazowanie STEM i dyfrakcję w środowisku, które coraz bardziej zbliża się do rzeczywistych warunków syntezy, zmniejsza lukę między obserwacjami TEM in situ a syntezami w skali laboratoryjnej.

<table><tbody><tr><td>Mikroskop elektronowy 2100 Plus</td><td></td> Pistolet pneumatyczny Jeol <td></td><td></td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Merck</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop elektronowy ARM 200F</td> Lornetka <td>Jeol</td><td></td><td></td></tr><tr><td>lub mikroskop</td><td></td><td></td><td></td>optyczny</tr><tr><td>Pęseta z końcówką węglową</td><td></td><td></td><td></td></tr> Komputer <tr><td></td> z oprogramowaniem grzewczym <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Oprogramowanie firmy Protochips</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Woda rozproszona</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Atrapy e-chipów</td><td>Protochipsy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Uszczelka/O-ringi</td><td>Protochipsy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wodny roztwór złota</td><td>Merck</td><td></td><td>1 mM HAuCl4 - Przygotowane wcześniej</td></tr><tr><td>Duże podgrzewanie cieczy E-chip</td><td>Protochips</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metanol</td><td>Kamera Merck</td><td></td><td></td></tr><tr><td>One View</td><td>Szalka</td> Petriego Gatan <td></td><td></td></tr><tr><td>Liczba : 2</td><td></td> Odkurzacz plazmowy Gatan Poseidon Select Protochips Uchwyt na ogniwa ciekłe Zasilacz Keithley 2450 Rękawice ochronne <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Czerwona rurka</td><td></td><td></td> PEEK <td>Numer: 3</td></tr><tr><td>Śrubokręt z momentem</td><td></td><td></td><td></td>obrotowym</tr><tr><td>Mały płynny E-chip</td><td>Protochips</td><td></td><td>Przekładki 150 nm</td></tr><tr><td>Detektor STEM HAADF</td> Oprogramowanie <td>Jeol</td><td></td><td></td></tr><tr><td>STEMx</td><td>Numer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>strzykawki</td><td></td><td></td><td>: 2</td></tr><tr><td>Pompa strzykawkowa</td><td>Numer aparatu</td><td></td> Harvard <td>: 2</td></tr><tr><td>Pompa próżniowa</td><td>Gatan</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

badanie wpływu temperatury na zarodkowanie i wzrost nanocząstek za pomocą mikroskopii elektronowej transmisji ciekłych komórek

Studying the Effects of Temperature on the Nucleation and Growth of Nanoparticles by Liquid-Cell Transmission Electron Microscopy

Kontrola temperatury to najnowsze osiągnięcie, które daje dodatkowy stopień swobody w badaniu nanochemii za pomocą mikroskopii elektronowej z transmisją komórek ciekłych. W artykule opisano, jak przygotować eksperyment ogrzewania in situ do badania wpływu temperatury na powstawanie nanocząstek złota napędzanych radiolizą w wodzie. Protokół eksperymentu jest dość prosty i obejmuje specjalną płynną celę o równomiernej zdolności grzewczej do 100 °C, uchwyt TEM z cieczową komórką z możliwością przepływu i zintegrowany interfejs do kontrolowania temperatury. Pokazujemy, że na mechanizmy zarodkowania i wzrostu nanocząstek złota drastycznie wpływa temperatura w płynnej komórce. Wykorzystując obrazowanie STEM i nanodyfrakcję, ewolucja gęstości, rozmiaru, kształtu i struktury atomowej rosnących nanocząstek jest ujawniana w czasie rzeczywistym. Algorytmy zautomatyzowanego przetwarzania obrazu są wykorzystywane do wyodrębniania użytecznych danych ilościowych z sekwencji wideo, takich jak zarodkowanie i tempo wzrostu nanocząstek. Podejście to dostarcza nowych danych wejściowych do zrozumienia złożonych procesów fizykochemicznych zachodzących podczas syntezy nanomateriałów w fazie ciekłej.

Rysunek 5 przedstawia dwie serie obrazów STEM HAADF obrazujących tworzenie się nanocząstek złota, zarejestrowane w ciągu 80 sekund w temperaturze 25 °C oraz 85 °C. we wszystkich tych eksperymentach nukleacja i wzrost nanocząstek są napędzane radiolizą wody. Spośród gatunków chemicznych generowanych przez to zjawisko indukowane wiązką elektronów, silne reduktory (tj. elektrony uwodnione i rodniki wodoru) mogą redukować kwas tetrachloroaurowy, co prowadzi do powstania nanokryształów złota na granicy między oknami z SiN a cieczą. Te dwie obserwacje in situ, wykonane przy tej samej gęstości dawki elektronów, potwierdzają, że obecna metoda pozwala na wizualizację drastycznego wpływu temperatury na tworzenie się nanocząstek w mediach ciekłych. W niskiej temperaturze obserwujemy wzrost bardzo gęstej skupiska małych nanocząstek, natomiast w wysokiej temperaturze powstaje kilka dużych i dobrze sfacetowanych nanostruktur. Ponieważ kontrast obrazów STEM HAADF jest proporcjonalny do grubości nanocząstek złota, można zauważyć, że podczas tych eksperymentów wzrostu tworzą się dwie populacje obiektów: wysokokontrastowe nanocząstki 3D oraz duże nanostruktury 2D o kształcie trójkątnym lub sześciokątnym i niższym kontraście (wskazane czerwonymi strzałkami na Rysunku 5).
Metoda analizy wideo opisana w niniejszym protokole umożliwia ilościowe określenie procesów nukleacji i wzrostu poprzez pomiar liczby nanocząstek oraz ich średniej powierzchni w obserwowanym obszarze w czasie. Jak widać na Ryc. 8, w niskiej temperaturze w ciągu kilkudziesięciu sekund obserwacji powstaje ponad 800 nanocząstek, podczas gdy w wysokiej temperaturze powstaje jedynie 30 nanocząstek. Poza dwiema trójkątnymi i sześciokątnymi nanoplytkami, wszystkie nanocząstki są obecne już na pierwszym obrazie serii w wysokiej temperaturze. Ryc. 9 pokazuje, że średnia powierzchnia nanocząstek zwiększa się 40 razy szybciej w 85 °C niż w 25 °C.
Rysunek 6 przedstawia typowy obraz STEM oraz wzór dyfrakcyjny dwóch nanocząsteczek złota, które zostały wybrane bezpośrednio na obrazie (wskazane czerwonymi strzałkami na Rysunku 6A). Tutaj możemy zidentyfikować strukturę regularną ściennie centrowaną (FCC) złota zorientowaną wzdłuż osi stref [001] (Rysunek 6B) oraz [112] (Rysunek 6C).
<img alt="Projekt i zastosowanie chipu mikroprzepływowego; schemat przedstawia kontrolę temperatury w systemie lab-on-a-chip." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62225/62225fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Schemat E-chipów oraz końcówki uchwytu celi z cieczą. (A) Duży e-chip z rezystorem służącym do ogrzewania celi z cieczą (góra) oraz mały E-chip (dół). (B) Oba E-chipy są umieszczone w uchwycie celi z cieczą. Elektrody dużego E-chipu stykają się z polami elektrod uchwytu celi z cieczą. Rezystor dużego E-chipu może ogrzewać celę z cieczą. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62225/62225fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Analiza integralności membrany; obraz mikroskopowy przedstawiający nienaruszone, uszkodzone i pęknięte membrany krzemowe." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62225/62225fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Zdjęcia E-chipów wykonane pod mikroskopem optycznym przedstawiające: (A) Nienaruszone okno z SiN, które jest niezbędne do przeprowadzenia eksperymentu. (B) Uszkodzony wafel krzemowy na krawędzi E-chipu. Tego typu E-chipy mogą być użyte, jeśli uszkodzony obszar znajduje się poza obszarem mokrym po uszczelnieniu celi z cieczą (tj. jeśli uszkodzenie znajduje się poza obszarem zdefiniowanym przez uszczelki typu O-ring). (C) Pozostałości na powierzchni E-chipu. Jeśli takie pozostałości nie znikną po powtórzeniu procesów czyszczenia (patrz sekcja 4.1), nie należy używać E-chipu. (D do F) Uszkodzone okna z SiN (nieużyteczne E-chipy). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62225/62225fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Sześcioetapowy proces mikrofabrykacji, osadzanie metalu i wzorowanie, analiza mikroskopowa." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62225/62225fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Zdjęcia krok po kroku procesu ładowania celi z cieczą do uchwytu TEM. (A) Sam uchwyt próbki. (B) Umieszczenie uszczelki typu O-ring w zagłębieniu. (C) Włożenie małego E-chipu do uszczelek O-ring. (D) Naniesienie kropli roztworu na małe E-chipy. (E) Nałożenie dużego E-chipu na mały. (F) Uszczelnienie całej celi z cieczą poprzez przykręcenie pokrywy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62225/62225fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Interfejs systemu kontroli temperatury do eksperymentów naukowych, zawierający analizę wykresu danych na żywo." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62225/62225fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Zrzut ekranu oprogramowania grzewczego kontrolującego temperaturę celi z cieczą. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62225/62225fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Obrazy z mikroskopii time-lapse pokazują montaż nanocząsteczek w czasie; wyniki eksperymentalne w sekundach." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62225/62225fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Seria obrazów STEM HAADF przy niskim powiększeniu przedstawiająca wzrost nanocząsteczek złota. (A) W temperaturze 25 °C. (B) W temperaturze 85 °C. Odpowiadający czas jest zaznaczony w lewym dolnym rogu każdego obrazu. Nanostruktury 2D są wskazane czerwonymi strzałkami. Wszystkie obrazy zostały zarejestrowane przy tej samej szybkości dawki elektronów wynoszącej 3.4 electron·s-1·nm-2. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62225/62225fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Elektronowa mikroskopia nanocząstek; analiza wzoru dyfrakcyjnego; obrazy TEM; wyniki krystalograficzne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62225/62225fig06.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 6"> 
Rycina 6: Nanodyfrakcja STEM pojedynczych nanocząstek. (A) Obraz STEM użyty do wyboru dyfrakcyjnych nanocząstek (pozycje sondy podczas akwizycji dyfrakcyjnych są zaznaczone czerwonymi strzałkami). (B,C) Wzory dyfrakcyjne dwóch wybranych nanocząstek. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62225/62225fig06large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Analiza cząstek; porównanie obrazów mikroskopowych pokazuje wyniki analizy rozkładu i rozmiaru cząstek." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62225/62225fig07.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 7"> 
Rysunek 7: Przetwarzanie i analiza danych z obrazów STEM HAADF przy użyciu programu Fiji. Obrazy zostały pozyskane 40 sekund po rozpoczęciu wzrostu. (A do C) Obraz pozyskany w 25 °C. (D do G) Obraz pozyskany w 85 °C. (A,D) Surowy obraz STEM. (B,E) Obraz przetworzony (filtr medianowy). (C,F) Obraz binarny. (G) Zastosowano dwukrotną dylatację pikseli, a następnie proces „Fill holes” (wypełnianie dziur). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62225/62225fig07large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wzrost cząstek w czasie w różnych temperaturach; porównanie wykresów dla 25°C i 85°C." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62225/62225fig08.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 8"> 
Rycina 8: Wykres przedstawiający liczbę nanocząsteczek złota w funkcji czasu w temperaturze 25 °C i 85 °C. Dwie krzywe dla 25°C zostały zmierzone automatycznie przy minimalnym rozmiarze detekcji (Smin) wynoszącym 20 (czerwona) i 50 (niebieska) pikseli2. Zielone kropki mierzone po 12 i 60 sekundach akwizycji reprezentują liczbę nanocząsteczek zliczonych ręcznie na filmie zarejestrowanym w 25 °C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62225/62225fig08large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres średniej powierzchni w funkcji czasu w 25°C i 85°C, podkreślający wpływ temperatury na szybkość wzrostu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62225/62225fig09.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 9"> 
Rycina 9: Wykresy przedstawiające średnią powierzchnię nanocząstek złota w funkcji czasu dla 25 °C i 85 °C. Zielone kropki reprezentują pomiary manualne średniej powierzchni nanocząstek w określonych punktach czasowych filmu zarejestrowanego w 85° C. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62225/62225fig09large.jpg" target="_blank">Aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny, należy kliknąć tutaj.</a>
<img alt="Sekwencja wzrostu nanocząsteczek; obrazy TEM w czasie." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/62225/62225fig10.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 10"> 
Rycina 10: Seria obrazów STEM HAADF o dużym powiększeniu przedstawiająca wzrost pojedynczego złotego nanokostki w temperaturze 85 °C. Ta seria obrazów została zarejestrowana przy szybkości dawki elektronów wynoszącej 83.6 electron.s-1.nm-2. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62225/62225fig10large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Kontrola temperatury podczas eksperymentów z mikroskopią elektronową w fazie ciekłej otwiera nowe perspektywy badania dynamiki nanocząstek w środowiskach ciekłych, naśladując ich powstawanie lub stosowanie mediów. Korzystając z niedawno opracowanych ogniw cieczy grzewczej, bezpośrednio obserwowaliśmy wpływ temperatury na procesy zarodkowania i wzrostu nanocząstek złota w wodzie.

Badanie wpływu temperatury na zarodkowanie i wzrost nanocząstek za pomocą mikroskopii elektronowej transmisji ciekłych komórek

Temperature control is a recent development that provides an additional degree of freedom to study nanochemistry by liquid cell transmission electron ...

Kontrola temperatury jest najnowszym osiągnięciem, które zapewnia dodatkowy stopień swobody w badaniu nanochemii za pomocą mikroskopii elektronowej transmisji ciekłych komórek, w szczególności tworzenia nanocząstek złota w roztworze. Metodologia ta pozwala na obrazowanie dynamiki poszczególnych nanostruktur w cieczy z dużą kontrolą nad składem i temperaturą otoczenia w realistycznych warunkach syntetycznych. Co ciekawe, metoda ta może być wykorzystana do badania wpływu temperatury na ewolucję strukturalną miękkich lub biologicznych nanoobiektów w środowisku ciekłym poprzez naśladowanie ich powstawania lub stosowania pożywki.Kluczowymi czynnikami sukcesu eksperymentów z ciekłym TEM są przygotowanie czystej próbki oraz uwzględnienie wpływu wiązki elektronów na dynamikę nanocząstek. Aby przygotować płynne komórki, najpierw napełnij jedną szklaną szalkę Petriego acetonem, a drugą metanolem w dygestorium. Umieść jeden mały i jeden duży E-chip w acetonie na dwie minuty, a następnie przenieś oba chipsy do metanolu na dwie minuty.Po przepłukaniu metanolem użyj pistoletu pneumatycznego i pęsety, aby wysuszyć komórki i użyj lornetki lub mikroskopu optycznego, aby sprawdzić integralność okienka azotku krzemu. Jeśli wióry są nienaruszone, wyczyść plazmowo E-chipy mieszaniną argonu i tlenu przez dwie minuty i załaduj O-ringi uszczelki do uchwytu ogniwa cieczy. Umieść mały E-Chip w uchwycie na płynną kucię i upuść około dwóch mikrolitrów interesującej Cię próbki płynu na chip.Za pomocą ostro przyciętego kawałka bibuły filtracyjnej usuń nadmiar płynu z chipa, aż kropla cieczy utworzy płaską kopułę i umieść duży E-Chip na małej przedniej stronie E-Chip skierowaną w dół. Wsuń pokrywkę z powrotem na uchwyt kuwety płynnej i stopniowo dokręcaj każdą. Użyj bibuły filtracyjnej, aby usunąć nadmiar płynu z wiórów, obracając uchwyt kuwety cieczy wokół własnej osi, aby upewnić się, że cała ciecz została wychwycona.Przetestuj uszczelnienie próżniowe celi cieczowej w przepompowni. Jeśli poziom próżni pompy osiągnie pięć razy 10 do ujemnych dwóch paskal, sprawdź integralność okienka z azotku krzemu po raz ostatni i załaduj uchwyt ciekłej kutywy do mikroskopu. Aby ustawić tryb przepływu, załaduj jedną strzykawkę roztworem będącym przedmiotem zainteresowania i podłącz dwie zewnętrzne rurki szczytowe do strzykawki.Umieścić strzykawkę na pompie strzykawkowej i włożyć zewnętrzne rurki szczytowe do wejść uchwytu kuwety cieczowej. Włóż jedną dodatkową zewnętrzną rurkę szczytową do wyjścia uchwytu kuwety cieczowej. Następnie wstrzyknąć roztwór do każdego wlotu z szybkością przepływu pięciu mikrolitrów na minutę.Aby podgrzać środowisko ciekłe, otwórz oprogramowanie grzewcze i włącz zasilanie. Kliknij przycisk Device Check (Sprawdzanie urządzenia) i otwórz kartę Experiment (Eksperyment). Kliknij przycisk Manual (Ręcznie), aby aktywować ręczny tryb ogrzewania i wybierz temperaturę docelową, aby zmienić szybkość temperatury zgodnie z eksperymentem.Następnie kliknij Zastosuj, aby podgrzać E-chipy do docelowej temperatury. Aby zobrazować powstawanie nanocząstek złota w wyniku radiolizy z dobrym stosunkiem sygnału do szumu, w trybie STEM-HAADF należy zidentyfikować nieskazitelny obszar próbki w pobliżu rogu okna obserwacyjnego, w którym grubość cieczy jest minimalna. Zwróć uwagę na warunki obrazowania, w tym rozmiar plamki, rozmiar apertury kondensora i powiększenie, aby umożliwić późniejszą kalibrację szybkości dawki elektronów i skumulowanej dawki elektronów naświetlających analizowany obszar.Następnie nagraj filmy przedstawiające wzrost nanocząstek w różnych temperaturach przy użyciu tych samych warunków obrazowania. W przypadku nanodyfrakcji pojedynczej nanocząstki należy uzyskać obraz STEM-HAADF kilku nanoobiektów i użyć oprogramowania STEMx, aby uzyskać wzór dyfrakcyjny poszczególnych nanocząstek w obrazie. Jak zaobserwowano w tych dwóch seriach obrazów STEM-HAADF, wzrost bardzo gęstego zespołu małych nanocząstek można zaobserwować w niskich temperaturach.W wysokich temperaturach uzyskuje się kilka dużych i dobrze fasetowanych nanostruktur. Ponieważ kontrast obrazów STEM-HAADF jest proporcjonalny do grubości nanocząstek złota, można zaobserwować dwie populacje obiektów powstałe podczas tych eksperymentów wzrostu: wysoce kontrastowe nanocząstki 3D i duże nanostruktury 2D o kształcie trójkątnym lub sześciokątnym i niższym kontraście. Zautomatyzowane przetwarzanie wideo, jak wykazano w tej metodzie, umożliwia pomiar zarodkowania i tempa wzrostu nanocząstek.W niskich temperaturach w ciągu kilkudziesięciu sekund obserwacji powstaje ponad 800 nanocząstek, podczas gdy w tej samej ilości czasu w wysokiej temperaturze powstaje tylko 30 nanocząstek. I odwrotnie, średnia powierzchnia nanocząstek zwiększa się 40 razy szybciej w temperaturze 85 stopni Celsjusza niż w temperaturze 25 stopni. Tutaj można zaobserwować wzór dyfrakcyjny dwóch nanocząstek złota, które zostały wybrane bezpośrednio z typowego obrazu STEM.Można zidentyfikować sześcienną strukturę zorientowaną na twarz osi stref 001 i 112 o orientacji na złoto. Badanie wpływu temperatury na zarodkowanie i wzrost nanocząstek przez TEM w komórkach ciekłych wymaga porównania filmów uzyskanych przy tej samej dawce elektronów, ponieważ radioliza ma również wpływ na powstawanie nanocząstek. Charakterystyki SEM lub TEM ex situ można przeprowadzić po rozszczelnieniu ciekłej komórki w celu dalszej analizy struktur nanoobiektów.TEM z płynną komórką z kontrolowaną temperaturą daje możliwość zbadania wpływu temperatury na wiele innych reakcji chemicznych, które zachodzą na granicy faz ciał stałych i cieczy, otwierając wiele możliwości w materiałach, życiu i naukach o Ziemi.

studying-effects-temperature-on-nucleation-growth-nanoparticles

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

W niniejszym artykule opisujemy metodę wykorzystującą multispektralną przepływową cytometrię obrazową do ilościowego oznaczenia internalizacji nanocząstek polianhydrydowych lub bakterii przez komórki RAW 264.7.

Analiza internalizacji komórkowej nanocząsteczek i bakterii przy użyciu wielospektralnej obrazującej cytometrii przepływowej

Opracowaliśmy niezależną komórkę cieczową, która umożliwia obrazowanie przez ciecze za pomocą transmisyjnego mikroskopu elektronowego. Dynamiczne procesy zachodzące w nanocząstkach w cieczach mogą być ujawniane w czasie rzeczywistym z rozdzielczością subnanometrową.

Odkrywanie dynamicznych procesów materiałów w cieczach za pomocą mikroskopii elektronowej transmisji komórek ciekłych

Ten protokół opisuje działanie uchwytu na próbki przepływu cieczy do skanowania transmisyjnej mikroskopii elektronowej AuNPs w wodzie, używanej do obserwacji dynamicznych procesów w nanoskali.

Badanie procesów dynamicznych nano-rozmiarów obiektów w cieczy za pomocą skaningowej transmisyjnej mikroskopii elektronowej

Tutaj wprowadzamy eksperymentalne protokoły obserwacji procesu samoorganizacji w czasie rzeczywistym za pomocą mikroskopii elektronowej transmisyjnej komórki cieczowej.

Mikroskopia elektronowa transmisyjna z ciekłymi komórkami do śledzenia samoorganizacji nanocząstek

Mikroskopia elektronowa z ciekłych komórek grafenowych może być używana do obserwacji dynamiki nanokryształów w środowisku ciekłym z większą rozdzielczością przestrzenną niż inne techniki mikroskopii elektronowej w ciekłych komórkach. Wytrawianie gotowych nanokryształów i śledzenie ich kształtu za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej z ciekłymi ogniwami grafenowymi może dostarczyć ważnych informacji mechanistycznych na temat przemian nanocząstek.

Wykorzystanie mikroskopii elektronowej transmisji ciekłych komórek grafenowych do badania trawienia nanokryształów in situ

Przedstawiono protokół przygotowania mikrodobitkowych komórek płynnych z grafenem do mikroskopii elektronowej in situ nanokryształów złota z roztworu prekursorowego HAuCl4. Ponadto przedstawiono procedurę analizy w celu ilościowego określenia obserwowanego trawienia i dynamiki wzrostu.

Przygotowanie ciekłych komórek mikrostudzienkowych na bazie grafenu do transmisyjnej mikroskopii elektronowej in situ

Obecny protokół opisuje modyfikacje transmisyjnego mikroskopu elektronowego (TEM) z systemem oświetlenia świetlnego, wytwarzanie komórek płynnych oraz obserwacje in situ TEM indukowanych światłem interakcji między komórkami bakteryjnymi a fotosensybilizatorem. Omówiono również metody przygotowania próbek, uszkodzenia wiązki elektronów i obrazowanie.

Indukowana światłem transmisyjna mikroskopia elektronowa in situ do obserwacji oddziaływania ciecz-miękka materia

Tutaj prezentujemy protokół wykorzystujący oprogramowanie do widzenia maszynowego do stabilizacji dynamicznych procesów podczas obrazowania TEM, przy jednoczesnym indeksowaniu wielu strumieni metadanych do każdego obrazu na osi czasu, w której można nawigować. Pokazujemy, w jaki sposób platforma ta umożliwia automatyczną kalibrację i mapowanie dawki elektronów w trakcie eksperymentu.

Podejście oparte na widzeniu maszynowym do procesów pracy związanych z transmisyjną mikroskopią elektronową, analizą wyników i zarządzaniem danymi

Śladowe wybuchowe opary TNT i RDX zebrane na wypełnionych sorbentem termicznych rurkach desorpcyjnych były analizowane przy użyciu zaprogramowanego systemu desorpcji temperatury sprzężonego z GC z detektorem wychwytu elektronów. Analiza instrumentalna jest połączona z metodą bezpośredniego osadzania cieczy w celu zmniejszenia zmienności próbki i uwzględnienia dryfu oprzyrządowania i strat.

Ilościowe wykrywanie śladowych ilości par wybuchowych za pomocą detektora chromatografii gazowej z desorpcją w zaprogramowanej temperaturze i wychwytu elektronów

Przedstawiono protokół fotochemicznego wzrostu oksydacyjnego małych krystalicznych nanocząstek tlenku irydu na powierzchni CdSe@CdS zasianych nanocząstek pręcików.

Fotochemiczny wzrost oksydacyjny nanocząstek tlenku irydu na CdSe@CdS nanoprętach

Odkryj metodę badania wpływu temperatury na nukleację i wzrost nanocząstek złota za pomocą mikroskopii elektronowej transmisji ciekłych komórek. Technika ta umożliwia obserwację w czasie rzeczywistym.

Badanie wpływu temperatury na zarodkowanie i wzrost nanocząstek za pomocą mikroskopii elektronowej transmisji ciekłych komórek

Przeglądaj więcej filmów