Name: Druk 3D mikronośników hydrożelowych in vitro metodą natryskiwania naprzemienną siłą lepko-inepunktualną (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-04-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 32 s
Description: Poznaj łagodną metodę bioprintingu mikronośników hydrożelowych o średnicy 50-500 µm z zachowaniem biokompatybilności. Technika naprzemiennych sił lepko-inercyjnych umożliwia hodowlę komórek in vitro i inżynierię tkanek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Beijing Natural Science Foundation (3212007), Tsinghua University Initiative Scientific Research Program (20197050024), Tsinghua University Spring Breeze Fund (20201080760), National Natural Science Foundation of China (51805294), National Key Research and Development Program of China (2018YFA0703004) oraz Projekt 111 (B17026).

1. Hodowla komórkowa
<ol>
	<li>Uzupełnij zmodyfikowaną minimalną pożywkę egzogenną (H-DMEM) firmy Dulbecco o wysokiej zawartości glukozy 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS), 1% roztworu aminokwasów endogennych (NEAA), 1% penicyliny G i streptomycyny oraz 1% suplementu glutaminy jako pożywki hodowlanej dla komórek A549.</li>
	<li>Hodowla komórek A549 w inkubatorze CO2 w temperaturze 37 °C i przy 5 % CO2</li>
	<li>Dysocjuj komórki w celu subkultury za pomocą trypsyny przy około 80% zbiegu.
	<ol>
		<li>Użyć 3 ml trypsyny do traktowania komórek w kolbie hodowlanej T75 w temperaturze 37 °C przez 3 minuty, a następnie dodać 6 ml pożywki hodowlanej, aby zatrzymać trypsynizację.</li>
		<li>Odpipetować pożywkę hodowlaną, aby zebrać luźno przylegające komórki.</li>
		<li>Wirować przy 72,5 x g przez 3 min. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić z 3 ml świeżej pożywki.</li>
		<li>Przenieść 1 ml zawiesiny komórkowej do nowej kolby hodowlanej T75 zawierającej 10 ml świeżej pożywki. Zmieniaj pożywkę co 2 dni.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie dysz
<ol>
	<li>Załaduj szklane mikropipety na ściągacz zgodnie z instrukcjami producenta. Średnica zewnętrzna, średnica wewnętrzna i długość rury micro-jet wynoszą odpowiednio 1,5 mm, 1,1 mm i 100 mm.</li>
	<li>Ustaw parametry ciągnięcia dla ściągacza. W szczególności wartości HEAT, PULL, VELOCITY, TIME i PRESSURE są domyślnie ustawione odpowiednio na 560, 255, 255, 150 i 500. Zdejmij dyszę przy tych parametrach. 
	UWAGA: Dysza uzyskana po ściągnięciu jest bardzo ostra, a nieostrożna obsługa może spowodować obrażenia.</li>
	<li>Odetnij powstałą dyszę (krok 2.2) o wyznaczonej średnicy za pomocą urządzenia do mikrokuźni, postępując zgodnie z instrukcjami producenta, aby uzyskać określoną średnicę końcówki. W szczególności zlokalizuj określoną średnicę dyszy na rozgrzanym platynowym drucie. Podgrzej drut do 60 °C przez około 5 s i rozsuń dyszę.</li>
	<li>Zanurz głowicę drukującą dyszy w środku hydrofobowym na 30 minut, a następnie wykonaj trzy cykle płukania wysterylizowaną wodą.</li>
	<li>Przed drukowaniem wysterylizuj dyszę w alkoholu przez 5 minut i trzykrotnie spłucz ją wysterylizowaną wodą, aby usunąć resztki alkoholu.</li>
</ol>
3. Przygotowanie biotuszu hydrożelowego
<ol>
	<li>Rozpuść NaCl (0,45 g) w 50 ml sterylnej wody, aby uzyskać 0,9% (w/v) roztwór NaCl. Wibruj roztwór, aby przyspieszyć rozpuszczanie. Po całkowitym rozpuszczeniu przefiltrować roztwór przez membranę filtracyjną z politereftalanu etylenu o grubości 0,45 μm.</li>
	<li>Zważyć proszek alginianu sodu o niskiej lepkości (1 g) i rozpuścić go w 25 ml roztworu NaCl (krok 3.1) w wysokiej temperaturze 60-80 °C przez noc, aby otrzymać 4% (w/v) roztwór podstawowy alginianu sodu. Roztwór podstawowy można przechowywać w temperaturze 4 °C przez 1 miesiąc.</li>
	<li>Wysterylizować roztwór podstawowy alginianu sodu (krok 3.2), ogrzewając go trzykrotnie w piecu (70 °C) przez 30 minut.</li>
	<li>Rozcieńczyć odpowiednią objętość roztworu podstawowego alginianu sodu (krok 3.3) w 0,9% roztworze NaCl (krok 3.1) w stężeniach 2%, 1,5% i 0,5% (w/v). 
	UWAGA: Oprócz podgrzewania w piekarniku, w okapie należy przeprowadzić inne procesy przygotowania roztworu alginianu sodu.</li>
	<li>Rozpuścić 1 g żelatyny w proszku w 25 ml roztworu NaCl (krok 3.1) w wysokiej temperaturze 60-80 °C przez noc, aby otrzymać 4% (m/v) roztwór podstawowy żelatyny. Roztwór podstawowy można przechowywać w temperaturze 4 °C przez 1 miesiąc.</li>
	<li>Wysterylizować roztwór podstawowy żelatyny (krok 3.5), podgrzewając go trzykrotnie w piecu (70 °C) przez 30 minut.</li>
	<li>Rozcieńczyć odpowiednią objętość roztworu podstawowego żelatyny (krok 3.6) w 0,9% roztworze NaCl (krok 3.1) o stężeniu 1,5% (w/v). 
	UWAGA: Oprócz podgrzewania w piekarniku, inne procesy przygotowania roztworu żelatyny należy przeprowadzić w okapie.</li>
	<li>Aby pobudzić wiązanie komórek na mikronośnikach, przygotuj roztwór alginianu i kolagenu, mieszając 2% (w/v) roztwór alginianu sodu i roztwór kolagenu typu I z ogona szczura (4 mg / ml) w stosunku 3: 1. Doprowadzić roztwór do pH 7,2 za pomocą 0,1 M roztworu NaOH i użyć natychmiast po przygotowaniu.</li>
	<li>Rozpuścić kłaczkowaty kłaczek HA modyfikowany tyrozyną w roztworze soli fizjologicznej w buforze fosforanowym (PBS) w temperaturze 60-80 °C przez noc, aby otrzymać 0,8% m/w roztworu PBS kwasu hialuronowego modyfikowanego tyrozyną. Roztwór podstawowy można przechowywać w temperaturze 4 °C przez 1 miesiąc.</li>
	<li>Wysterylizować roztwór HA PBS modyfikowany tyrozyną, podgrzewając go trzykrotnie w piecu (70 °C) przez 30 minut.</li>
	<li>Rozpuścić proszek peroksydazy chrzanowej (500 jednostek aktywności enzymu/mg) w roztworze PBS, aby otrzymać 8 jednostek aktywności enzymatycznej / mg roztworu PBS peroksydazy chrzanowej.</li>
	<li>Rozcieńczyć roztwór nadtlenku wodoru (30% m/w) wodą DI do 4 mM.</li>
	<li>Przygotować zmodyfikowany roztwór peroksydazy chrzanowej HA, mieszając roztwór PBS kwasu hialuronowego modyfikowanego tyrozyną i roztwór PBS peroksydazy chrzanowej w stosunku 1:1, 
	UWAGA: Oprócz podgrzewania w piekarniku, w okapie należy przeprowadzić inne procesy przygotowania roztworu peroksydazy chrzanowej HA.</li>
</ol>
4. Tworzenie mikrokropelek na podstawie AVIFJ
<ol>
	<li>Użyj własnego systemu drukowania komórek, jak wcześniej opisano (Rysunek 1A)26. Sygnał elektryczny wyjściowy przez generator przebiegów jest najpierw wzmacniany, a następnie napędza ceramikę piezoelektryczną w celu wygenerowania kontrolowanego odkształcenia. Dysza zamocowana na ceramice piezoelektrycznej wytwarza w ten sposób kontrolowane wibracje.</li>
	<li>Wysterylizuj system drukowania, przecierając go alkoholem o stężeniu 75% (v/v) i naświetlając go promieniowaniem ultrafioletowym (UV) przez noc.</li>
	<li>Załadować 5 ml biotuszu (krok 3.1) do jednorazowej sterylnej strzykawki. Zainstalować strzykawkę na pompie strzykawkowej.</li>
	<li>Połączyć strzykawkę (krok 4.3) i dyszę (krok 2.5) za pomocą węża silikonowego o średnicy wewnętrznej 1 mm.</li>
	<li>Zamocuj dyszę (krok 4.4), która ma być używana do drukowania, regulując dokręcenie mocującej. Podczas instalacji trzymaj końcówkę dyszy z dala od podłoża, aby uniknąć uszkodzeń i zanieczyszczeń. 
	UWAGA: Jeśli dysza zostanie uszkodzona podczas instalacji, załóż grubsze rękawice i ostrożnie wyczyść odłamki i pozostałości szkła.</li>
	<li>Szybko popchnij pompę strzykawkową i załaduj biotusz (krok 4.3) do dyszy (krok 4.5). Ustawić natężenie przepływu na 30 μl/min. Zetrzyj nadmiar materiału na końcówce.</li>
	<li>Ustaw parametry generatora sygnału. Importuj samodzielnie zaprojektowany przebieg zawierający 500 000 punktów próbkowania. Ustaw częstotliwość próbkowania i napięcie międzyszczytowe (Vpp) odpowiednio na 5 milionów próbek/s i 10 V.</li>
	<li>Wyczyść szkiełka lub szalki Petriego wodą dejonizowaną. Umieść je pod dyszą jako podłoże do drukowania.</li>
	<li>Ustaw ścieżkę ruchu i tryb wyzwalania wibracji jako upuszczenie na żądanie.</li>
	<li>Wydrukuj kropelki zgodnie z wcześniej zaprojektowanymi wzorami.</li>
</ol>
5. Tworzenie mikronośników na podstawie AVIFJ
<ol>
	<li>Powtórzyć kroki 4.1-4.4, z wyjątkiem zmiany biotuszu na 2% (w/v) roztwór alginianu (krok 3.4), roztwór alginianu i kolagenu (krok 3.8) lub zmodyfikowany roztwór hiperoksydazy chrzanowej HA (krok 3.13).</li>
	<li>Rozpuścić 3 g chlorku wapnia w 100 ml sterylnej wody, aby otrzymać 3% (w/v) roztwór chlorku wapnia. Po całkowitym rozpuszczeniu przefiltrować roztwór przez membranę filtracyjną z politereftalanu etylenu o grubości 0,45 μm.</li>
	<li>Dodać 5 ml roztworu sieciującego (roztwór chlorku wapnia lub roztwór nadtlenku wodoru) do szalki Petriego. Umieść szalkę Petriego pod dyszą, aby działała jako podłoże.</li>
	<li>Po wydrukowaniu sieciować mikronośniki przez 3 min.</li>
	<li>Zebrać zawiesinę mikronośników w probówce wirówkowej i wzbogacić mikronośniki przez wirowanie w stężeniu 29 x g przez 3 minuty. Ponownie zawiesić mikronośniki w pożywkach hodowlanych w ilości około 600 mikronośników/ml.</li>
</ol>
6. Inokulacja komórek na powierzchni mikronośników
<ol>
	<li>Wybarwić komórki A549 za pomocą Cell Tracker Green CMFDA w celu ułatwienia obserwacji komórek. W szczególności usuń pożywkę hodowlaną, dodaj 5 ml pożywki bez surowicy zawierającej 10 μM barwnika Cell Tracker i inkubuj komórki przez 30 minut w inkubatorze. Następnie zastąp roztwór barwnika świeżym podłożem.</li>
	<li>Zawiesić zawiesinę komórek A549 o gęstości 1,6 x 106 komórek/ml.</li>
	<li>Dodać 1 ml zawiesiny mikronośnika alginianowo-kolagenowego (krok 5.3) i 1 ml zawiesiny komórek A549 (krok 6.1) do 6-dołkowej płytki hodowlanej o niskiej przyczepności.</li>
	<li>Umieścić płytkę na wytrząsarce z prędkością 30 obr./min w inkubatorze w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .</li>
	<li>Zdejmij płytkę z wytrząsarki i odczekaj 30 minut, aby mikronośniki się uspokoiły. Połowę zmieniaj pożywkę hodowlaną co 2 dni.</li>
</ol>
7. Analiza powstawania mikrokropel/mikronośników
<ol>
	<li>Obserwować i mierzyć dyszę (krok 2.2), szalki Petriego (kroki 4.10 i 5.4) oraz komórki z mikronośnikami (krok 6.5) pod mikroskopem jasnego pola lub mikroskopem konfokalnym. W szczególności powiększenie obiektywu wynosi 4x, 10x lub 20x, a powiększenie okularu wynosi 10x.</li>
	<li>Zmierz średnicę mikronośników za pomocą oprogramowania ImageJ. Zgodnie z paskiem skali dołączonym do mikroskopu podczas fotografowania na zdjęciu, ustaw rzeczywisty rozmiar skali w ImageJ i narysuj 10 linii promienia lub półosi wielkiej mikronośników. ImageJ może uzyskać średni rozmiar i odchylenie standardowe tych segmentów linii.</li>
</ol>

<ol><li>Chen, A. K., Reuveny, S., Oh, S. K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+human+mesenchymal+and+pluripotent+stem+cell+microcarrier+cultures+in+cellular+therapy%3A+Achievements+and+future+direction%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol+Advances%22%5BJournal%5D)">Application of human mesenchymal and pluripotent stem cell microcarrier cultures in cellular therapy: Achievements and future direction.</a> Biotechnol Advances. 31, 1032-1046 (2013).</li>
<li>Li, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Past%2C+present%2C+and+future+of+microcarrier-based+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Translation%22%5BJournal%5D)">Past, present, and future of microcarrier-based tissue engineering.</a> Journal of Orthopaedic Translation. 3, 51-57 (2015).</li>
<li>Badenes, S. M., Fernandes, T. G., Rodrigues, C. A. V., Diogo, M. M., Cabral, J. M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcarrier-based+platforms+for+in+vitro+expansion+and+differentiation+of+human+pluripotent+stem+cells+in+bioreactor+culture+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Microcarrier-based platforms for in vitro expansion and differentiation of human pluripotent stem cells in bioreactor culture systems.</a> Journal of Biotechnol. 234, 71-82 (2016).</li>
<li>de Soure, A. M., Fernandes-Platzgummer, A., Da Silva, C. L., Cabral, J. M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scalable+microcarrier-based+manufacturing+of+mesenchymal+stem%2Fstromal+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Scalable microcarrier-based manufacturing of mesenchymal stem/stromal cells.</a> Journal of Biotechnol. 236, 88-109 (2016).</li>
<li>Naqvi, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Living+cell+factories+-+electrosprayed+microcapsules+and+microcarriers+for+minimally+invasive+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Materials%22%5BJournal%5D)">Living cell factories - electrosprayed microcapsules and microcarriers for minimally invasive delivery.</a> Advanced Materials. 28, 5662-5671 (2016).</li>
<li>Sarkar, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chitosan%3A+A+promising+therapeutic+agent+and+effective+drug+delivery+system+in+managing+diabetes+mellitus%5BTitle%5D)+AND+%22Carbohydrate+Polymers%22%5BJournal%5D)">Chitosan: A promising therapeutic agent and effective drug delivery system in managing diabetes mellitus.</a> Carbohydrate Polymers. 247, (2020).</li>
<li>Sulaiman, S. B., Idrus, R. B. H., Hwei, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gelatin+microsphere+for+cartilage+tissue+engineering%3A+current+and+future+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Polymers%22%5BJournal%5D)">Gelatin microsphere for cartilage tissue engineering: current and future strategies.</a> Polymers. 12, (2020).</li>
<li>Huang, L., Abdalla, A. M. E., Xiao, L., Yang, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biopolymer-based+microcarriers+for+three-dimensional+cell+culture+and+engineered+tissue+formation%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Biopolymer-based microcarriers for three-dimensional cell culture and engineered tissue formation.</a> International Journal of Molecular Sciences. 21, (2020).</li>
<li>Isiklan, N., Tokmak, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+thermo%2FpH-responsive+chitosan+coated+pectin-graft-poly%28N%2C+N-diethyl+acrylamide%29+microcarriers%5BTitle%5D)+AND+%22Carbohydrate+Polymers%22%5BJournal%5D)">Development of thermo/pH-responsive chitosan coated pectin-graft-poly(N, N-diethyl acrylamide) microcarriers.</a> Carbohydrate Polymers. 218, 112-125 (2019).</li>
<li>Lau, T. T., Wang, C., Wang, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+delivery+with+genipin+crosslinked+gelatin+microspheres+in+hydrogel%2Fmicrocarrier+composite%5BTitle%5D)+AND+%22Composites+Science+%26+Technology%22%5BJournal%5D)">Cell delivery with genipin crosslinked gelatin microspheres in hydrogel/microcarrier composite.</a> Composites Science & Technology. 70, 1909-1914 (2010).</li>
<li>Lau, T. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogel-microcarrier+composite+systems+for+cell+delivery+in+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">Hydrogel-microcarrier composite systems for cell delivery in tissue engineering.</a> Acta Biomaterialia. 10, 1646-1662 (2014).</li>
<li>Kwon, Y. J., Peng, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium-alginate+gel+bead+cross-linked+with+gelatin+as+microcarrier+for+anchorage-dependent+cell+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">Calcium-alginate gel bead cross-linked with gelatin as microcarrier for anchorage-dependent cell culture.</a> Biotechniques. 33, 218(2002).</li>
<li>Leach, J. B., Bivens, K. A., Patrick, C. W., Schmidt, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photocrosslinked+hyaluronic+acid+hydrogels%3A+natural%2C+biodegradable+tissue+engineering+scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnology+%26+Bioengineering%22%5BJournal%5D)">Photocrosslinked hyaluronic acid hydrogels: natural, biodegradable tissue engineering scaffolds.</a> Biotechnology & Bioengineering. 82, 578-589 (2003).</li>
<li>Kurisawa, M., Chung, J. E., Yang, Y. Y., Gao, S. J., Uyama, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injectable+biodegradable+hydrogels+composed+of+hyaluronic+acid-tyramine+conjugates+for+drug+delivery+and+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Communications%22%5BJournal%5D)">Injectable biodegradable hydrogels composed of hyaluronic acid-tyramine conjugates for drug delivery and tissue engineering.</a> Chemical Communications. 34, 4312-4314 (2005).</li>
<li>Yao, R., Alkhawtani, A. Y. F., Chen, R., Luan, J., Xu, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+and+efficient+in+vivo+angiogenesis+directed+by+electro-assisted+bioprinting+of+alginate%2Fcollagen+microspheres+with+human+umbilical+vein+endothelial+cell+coating+layer%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Bioprinting%22%5BJournal%5D)">Rapid and efficient in vivo angiogenesis directed by electro-assisted bioprinting of alginate/collagen microspheres with human umbilical vein endothelial cell coating layer.</a> International Journal of Bioprinting. 5, 194(2019).</li>
<li>Mahou, R., Vlahos, A. E., Shulman, A., Sefton, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interpenetrating+alginate-collagen+polymer+network+microspheres+for+modular+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Acs+Biomaterials+Science+%26+Engineering%22%5BJournal%5D)">Interpenetrating alginate-collagen polymer network microspheres for modular tissue engineering.</a> Acs Biomaterials Science & Engineering. 4 (11), 3704-3712 (2017).</li>
<li>Aftab, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+platform+for+encapsulation+of+plant+extract+in+chitosan+microcarriers+embedding+silver+nanoparticles+for+breast+cancer+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Nanoscience%22%5BJournal%5D)">Microfluidic platform for encapsulation of plant extract in chitosan microcarriers embedding silver nanoparticles for breast cancer cells.</a> Applied Nanoscience. 10, 2281-2293 (2020).</li>
<li>Park, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic-printed+microcarrier+for+in+vitro+expansion+of+adherent+stem+cells+in+3D+culture+platform%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecular+Bioscience%22%5BJournal%5D)">Microfluidic-printed microcarrier for in vitro expansion of adherent stem cells in 3D culture platform.</a> Macromolecular Bioscience. 19, (2019).</li>
<li>Chui, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrosprayed+genipin+cross-linked+alginate-chitosan+microcarriers+for+ex+vivo+expansion+of+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Materials+Research+Part+A%22%5BJournal%5D)">Electrosprayed genipin cross-linked alginate-chitosan microcarriers for ex vivo expansion of mesenchymal stem cells.</a> Journal of Biomedical Materials Research Part A. 107, 122-133 (2019).</li>
<li>Min, N. G., Ku, M., Yang, J., Kim, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+production+of+uniform+microcarriers+with+multicompartments+through+phase+separation+in+emulsion+drops%5BTitle%5D)+AND+%22Chemistry+of+Materials%22%5BJournal%5D)">Microfluidic production of uniform microcarriers with multicompartments through phase separation in emulsion drops.</a> Chemistry of Materials. 28 (5), 1430-1438 (2016).</li>
<li>Park, W., Jang, S., Kim, T. W., Bae, J., Lee, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic-printed+microcarrier+for+in+vitro+expansion+of+adherent+stem+cells+in+3D+culture+platform%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecular+Bioscience%22%5BJournal%5D)">Microfluidic-printed microcarrier for in vitro expansion of adherent stem cells in 3D culture platform.</a> Macromolecular Bioscience. 19, (2019).</li>
<li>Xu, T., Kincaid, H., Atala, A., Yoo, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-Throughput+Production+of+Single-Cell+Microparticles+Using+an+Inkjet+Printing+Technology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Manufacturing+Science+%26+Engineering%22%5BJournal%5D)">High-Throughput Production of Single-Cell Microparticles Using an Inkjet Printing Technology.</a> Journal of Manufacturing Science & Engineering. 130, 137-139 (2008).</li>
<li>Rao, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+enrichment+of+prostate+cancer+stem-like+cells+with+miniaturized+3D+culture+in+liquid+core-hydrogel+shell+microcapsules%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Enhanced enrichment of prostate cancer stem-like cells with miniaturized 3D culture in liquid core-hydrogel shell microcapsules.</a> Biomaterials. 27 (27), 7762-7773 (2014).</li>
<li>Choi, C. H., Weitz, D. A., Lee, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((One+step+formation+of+controllable+complex+emulsions%3A+From+functional+particles+to+simultaneous+encapsulation+of+hydrophilic+and+hydrophobic+agents+into+desired+position%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Materials%22%5BJournal%5D)">One step formation of controllable complex emulsions: From functional particles to simultaneous encapsulation of hydrophilic and hydrophobic agents into desired position.</a> Advanced Materials. 25, 2536-2541 (2013).</li>
<li>Choi, A., Seo, K. D., Kim, D. W., Kim, B. C., Dong, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+engineering+microparticles+and+their+nascent+utilization+in+biomedical+delivery+and+diagnostic+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+On+A+Chip%22%5BJournal%5D)">Recent advances in engineering microparticles and their nascent utilization in biomedical delivery and diagnostic applications.</a> Lab On A Chip. 17 (4), 591-613 (2017).</li>
<li>Liu, T., Pang, Y., Zhou, Z., Yao, R., Sun, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+integrated+cell+printing+system+for+the+construction+of+heterogeneous+tissue+models%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">An integrated cell printing system for the construction of heterogeneous tissue models.</a> Acta Biomaterialia. 95, 245-257 (2019).</li>
<li>Hassan, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+inks+and+extrusion-based+3D+printing+of+2D+materials%3A+a+review+of+current+research+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22NANOSCALE%22%5BJournal%5D)">Functional inks and extrusion-based 3D printing of 2D materials: a review of current research and applications.</a> NANOSCALE. 12, 19007-19042 (2020).</li>
<li>Vithani, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+overview+of+3D+printing+technologies+for+soft+materials+and+potential+opportunities+for+lipid-based+drug+delivery+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutical+Research%22%5BJournal%5D)">An overview of 3D printing technologies for soft materials and potential opportunities for lipid-based drug delivery systems.</a> Pharmaceutical Research. 36, (2019).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisany tutaj protokół zawiera instrukcje dotyczące przygotowania wielu rodzajów mikronośników hydrożelowych i późniejszego wysiewu komórek. W porównaniu z mikroprzepływowymi metodami druku chipowego i atramentowego, podejście AVIFJ do konstruowania mikronośników zapewnia większą elastyczność i biokompatybilność. Niezależna dysza umożliwia stosowanie w tych systemach drukowania szerokiej gamy lekkich dysz, w tym mikropipet szklanych. Wysoce kontrolowane przetwarzanie umożliwia swobodną regulację parametrów, takich jak ob...

Mikronośniki to kulki o średnicy 60-250 μm i dużej powierzchni właściwej, które są powszechnie używane do hodowli komórek na dużą skalę1,2. Ich zewnętrzna powierzchnia zapewnia liczne miejsca wzrostu komórek, a wnętrze zapewnia strukturę podporową dla proliferacji przestrzennej. Kulista struktura zapewnia również wygodę w monitorowaniu i kontrolowaniu parametrów, w tym pH,O2 oraz stężenia składników odżywczych i metabolitów. W połączeniu z bioreaktorami zbiornikowymi z mieszadłem, mikronośniki mogą osiągnąć większą gęstość komórek w stosunkowo małej objętości w porównaniu z konwencjonalnymi hodowlami, zapewniając w ten sposób opłacalny sposób na osiągnięcie kultur na dużą skalę3. Technologia hodowli mikronośników stała się jedną z głównych technik w badaniach cytologicznych i poczyniono znaczne postępy w dziedzinie ekspansji komórek macierzystych, hepatocytów, chondrocytów, fibroblastów i innych struktur na dużą skalę4. Stwierdzono również, że są one idealnymi środkami dostarczania leków i jednostkami oddolnymi, dzięki czemu odgrywają coraz ważniejszą rolę w klinicznych badaniach przesiewowych leków i naprawie inżynierii tkankowej in vitro5.
Aby spełnić wymagania dotyczące właściwości mechanicznych w różnych scenariuszach, opracowano wiele rodzajów materiałów hydrożelowych do wykorzystania w budowie mikronośników6,7,8,9,10,11. Hydrożele alginianowe i kwasu hialuronowego (HA) to dwa z najczęściej używanych materiałów mikronośnikowych ze względu na ich dobrą biokompatybilność i możliwość usieciowania12,13. Alginian może być łatwo sieciowany przez chlorek wapnia, a jego właściwości mechaniczne można modulować poprzez zmianę czasu sieciowania. HA sprzężony z tyraminą jest usieciowany przez utleniające sprzężenie ugrupowań tyraminy katalizowane przez nadtlenek wodoru i peroksydazę chrzanową14. Kolagen, ze względu na swoją unikalną spiralną strukturę i usieciowaną sieć włókien, jest często używany jako adiuwant do mieszania z mikronośnikami, aby jeszcze bardziej promować przyczepianie komórek15,16.
Obecne metody przygotowania mikronośników obejmują chipy mikroprzepływowe, druk atramentowy i elektrospray17,18,19,20,21,22,23. Udowodniono, że chipy mikroprzepływowe są szybkie i wydajne w produkcji mikronośników o jednolitych rozmiarach24. Jednak ta technologia opiera się na złożonym procesie projektowania i produkcji kanałów przepływowych25. Wysoka temperatura lub nadmierne siły wytłaczania podczas druku atramentowego, a także intensywne pola elektryczne w podejściu elektronatryskowym, mogą niekorzystnie wpływać na właściwości materiału, zwłaszcza na jego aktywność biologiczną19. Poza tym, w przypadku zastosowania do różnych biomateriałów i średnic, niestandardowe dysze stosowane w tych metodach skutkują ograniczoną złożonością przetwarzania, wysokimi kosztami i niską elastycznością.
Aby zapewnić wygodną metodę przygotowania mikronośników, do budowy hydrożelowych mikronośników zastosowano technikę druku 3D zwaną natryskiwaniem zmiennymi siłami lepko-inercyjnymi (AVIFJ). Technika ta wykorzystuje siły napędowe skierowane w dół i ciśnienie statyczne wytwarzane podczas wibracji pionowych, aby przezwyciężyć napięcie powierzchniowe końcówki dyszy, a tym samym utworzyć kropelki. Zamiast silnych sił i warunków termicznych, małe szybkie przemieszczenia działają bezpośrednio na dyszę podczas drukowania, powodując niewielki wpływ na właściwości fizykochemiczne biotuszu i stanowiąc dużą atrakcyjność dla materiałów bioaktywnych. Metodą AVIFJ udało się uformować mikronośniki wielu biomateriałów o średnicach 100-300 μm. Ponadto udowodniono, że mikronośniki dobrze wiążą komórki i zapewniają odpowiednie środowisko wzrostu dla przylegających komórek.

<table><tbody><tr><td>Komórki A549</td><td>ATCC</td><td>CCL-185</td><td>Linia komórkowa ludzkiego niedrobnokomórkowego raka płuc</td></tr><tr><td>Mikroskop jasnego pola</td><td>Olympus</td><td>DP70</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop konfokalny</td><td>Nikon</td><td>TI-FL</td><td></td></tr><tr><td>Surowica bydlęca płodu, FBS</td><td>BI</td><td>04-001-1ACS</td><td></td></tr><tr><td>Żelatyna</td><td>SIGMA</td><td>G1890</td><td></td></tr><tr><td>Mikropipety szklane</td><td>sutter Instrument</td><td>b150-110-10</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX</td><td>GIBCO</td><td>35050-061</td><td></td></tr><tr><td>H-DMEM</td><td>GIBCO</td><td>11960-044</td><td>Zmodyfikowane podłoże orła firmy Dulbecco</td></tr><tr><td>Peroksydaza chrzanowa w proszku</td><td>SIGMA</td><td>P6782</td><td></td></tr><tr><td>Środek hydrofobowy</td><td>3M</td><td>PN7026</td><td>Postępuj zgodnie z instrukcjami producenta i używaj po rozcieńczeniu</td></tr><tr><td>Urządzenie do mikrokucia</td><td>narishige</td><td>MF-900</td><td></td></tr><tr><td>Aminokwasy endogenne, NEAA</td><td>GIBCO</td><td>11140-050</td><td>aminokwasy endogenne</td></tr><tr><td>Penicylina G i streptomycyna</td><td>GIBCO</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>szalka Petriego</td><td>SIGMA</td><td>P5731-500EA</td><td></td></tr><tr><td>Ściągacz</td><td></td> do dyszy <td>P-1000</td><td></td></tr><tr><td>Alginian sodu</td><td>SIGMA</td><td>A0682</td><td></td></tr><tr><td>Trypsyna</td><td>GIBCO</td><td>25200-056</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór kolagenu typu I z ogona szczura</td><td>SIGMA</td><td>C3867</td><td></td></tr></tbody></table>

druk 3d mikronośników hydrożelowych in vitro metodą natryskiwania naprzemienną siłą lepko-inepunktualną

3D Printing of In Vitro Hydrogel Microcarriers by Alternating Viscous-Inertial Force Jetting

Mikronośniki to kulki o średnicy 60-250 μm i dużej powierzchni właściwej, które są powszechnie używane jako nośniki dla hodowli komórkowych na dużą skalę. Technologia hodowli mikronośników stała się jedną z głównych technik w badaniach cytologicznych i jest powszechnie stosowana w dziedzinie ekspansji komórek na dużą skalę. Wykazano również, że mikronośniki odgrywają coraz ważniejszą rolę w inżynierii tkankowej in vitro, budowie i klinicznych badaniach przesiewowych leków. Obecne metody przygotowania mikronośników obejmują chipy mikroprzepływowe i druk atramentowy, które często opierają się na złożonej konstrukcji kanału przepływowego, niekompatybilnym interfejsie dwufazowym i stałym kształcie dyszy. Metody te stawiają czoła wyzwaniom związanym ze złożonym przetwarzaniem dysz, niewygodną wymianą dysz i nadmiernymi siłami wytłaczania po zastosowaniu do wielu biotuszów. W niniejszej pracy zastosowano technikę druku 3D, zwaną natryskiwaniem naprzemienną lepkościowo-inercyjną, aby umożliwić budowę mikronośników hydrożelowych o średnicy 100-300 μm. Komórki zostały następnie umieszczone na mikronośnikach w celu utworzenia modułów inżynierii tkankowej. W porównaniu z istniejącymi metodami, metoda ta oferuje swobodną średnicę końcówki dyszy, elastyczne przełączanie dysz, swobodną kontrolę parametrów drukowania i łagodne warunki drukowania dla szerokiej gamy materiałów bioaktywnych.

W celu umożliwienia drukowania wielu rodzajów materiałów wykonano głowice drukujące o różnych stopniach zbieżności i średnicach. Dysze uzyskane przy zastosowaniu zwiększającej się siły rozciągania przedstawiono na Rysunku 1B. Dysze podzielono na trzy obszary: zbiornik (III), zwężenie (II) oraz głowicę drukującą (I). Zbiornik stanowił nieobrobioną część dyszy, w której ciecz zapewniała ciśnienie statyczne i dopływ bioatramentu do procesu drukowania. Obszar zwężenia był głównym elementem gener...

Prezentowana tutaj jest łagodna technika druku 3D napędzana zmiennymi siłami lepko-inercyjnymi, aby umożliwić budowę mikronośników hydrożelowych. Dysze domowej roboty oferują elastyczność, umożliwiając łatwą wymianę dla różnych materiałów i średnic. Można uzyskać mikronośniki wiążące komórki o średnicy 50-500 μm i pobrać je do dalszej hodowli.

Druk 3D mikronośników hydrożelowych in vitro metodą natryskiwania naprzemienną siłą lepko-inepunktualną

Microcarriers are beads with a diameter of 60-250 &#181;m and a large specific surface area, which are commonly used as carriers for large-scale cell ...

Oferujemy łagodny proces biodruku do przygotowania mikronośników o dobrej sterowalności i biokompatybilności. Po enkapsulacji przez komórki, nośniki mogą być również wykorzystywane w ekspansji komórek in vitro i funkcjonalnej budowie mikrotkanek. Ograniczone przemieszczenie, a nie silne siły w podobnych warunkach, działają na dyszę podczas procesu drukowania, zachowując w maksymalnym stopniu pierwotne właściwości fizyczne/chemiczne biotuszu.Oprócz konwencjonalnych mikronośników, jednostki z wewnętrznym rozkładem komórek lub strukturami kapsułkowymi otoczonymi trytozyną mogą być konstruowane i stosowane do składania różnych struktur tkankowych. W celu przygotowania dyszy należy załadować szklane mikropipety na ściągacz zgodnie z instrukcją producenta i ustawić parametry ciągnięcia dla ściągacza. Za pomocą mikrokuźni odciąć dyszę o wyznaczonej średnicy, aby uzyskać określoną średnicę końcówki do eksperymentu, a następnie sterylizować dyszę w alkoholu przez pięć minut.Następnie trzykrotnie przepłucz dyszę sterylną wodą, aby usunąć resztki alkoholu. Aby przygotować hydrożelowy biotusz, rozcieńczyć wysterylizowany 4% roztwór podstawowy alginianu sodu w 0,9% chlorku sodu w stężeniach wagowych 0,5, 1, 1,5 i 2%. W celu utworzenia mikrokropelek załaduj pięć mililitrów biotuszu do jednorazowej sterylnej strzykawki i zainstaluj strzykawkę na pompie strzykawkowej.Za pomocą węża o średnicy wewnętrznej jednego milimetra połącz strzykawkę i dyszę drukarską. Dokręć mocującą, aby zamocować dyszę na miejscu i szybko wciśnij pompę strzykawkową, aby załadować biotusz do dyszy. Ustaw parametry generatora sygnału i ustaw ścieżkę ruchu i tryb wyzwalania wibracji, aby spadały na żądanie.Następnie wydrukuj kropelki zgodnie z wcześniej zaprojektowanymi wzorami. W celu utworzenia mikronośników dodaj pięć mililitrów roztworu sieciującego do szalki Petriego i umieść naczynie pod dyszą drukującą jako podłoże. Po wydrukowaniu należy usieciować mikronośniki przez trzy minuty przed przeniesieniem zawiesiny mikronośnika do probówki wirówkowej.Następnie należy wzbogacić mikronośniki przez odwirowanie i ponownie zawiesić je w odpowiedniej pożywce hodowlanej w ilości około 600 mikronośników na mililitr. Przed ich inokulacją zastąp supernatant hodowli komórkowej A549 pięcioma mililitrami pożywki bez surowicy uzupełnionej 10-mikromolowym zielonym barwnikiem CMFDA do śledzenia komórek na 30-minutową inkubację w inkubatorze do hodowli komórkowych. Pod koniec inkubacji zastąp roztwór barwnika świeżą pożywką i ponownie zawieś komórki o gęstości 1,6 razy 10 do sześciu komórek na mililitr pożywki.Dodaj jeden mililitr zawiesiny mikronośnika do komórek i jeden mililitr komórek A549 do każdej studzienki sześciodołkowej płytki hodowlanej o niskiej przyczepności. Umieścić płytkę na wytrząsarce w inkubatorze do hodowli komórkowych z prędkością 30 obrotów na minutę. Pod koniec inkubacji wyjąć płytkę z wytrząsarki i pozostawić mikronośniki do osiadania na 30 minut przed obserwacją i pomiarem dyszy drukującej, szalek Petriego i komórek zaszczepionych mikronośnikami za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej w jasnym polu i konfokalnej.Za pomocą dyszy z końcówką o długości 30 mikrometrów można stabilnie drukować na szalkach Petriego wiele rodzajów biotuszu, w tym PBS, 1,5% alginian i 1,5% żelatynę. Wraz ze wzrostem lepkości farb proces drukowania staje się coraz trudniejszy i potrzebne są większe siły napędowe do uzyskania większych kropel. Parametry drukowania można ustawić tak, aby drukowały kropelki w określonych układach 2D, jak zaobserwowano w tym eksperymencie drukowania.Średnica końcówki dyszy ma bezpośredni wpływ na wielkość mikronośnika, który można wydrukować. Jak zaobserwowano na tych obrazach jasnego pola i konfokalnych, komórki A549 przylegają do mikronośników alginianowo-kolagenowych po dwóch dniach hodowli. Po sześciu dniach komórki A549 prawie całkowicie pokrywają powierzchnię mikronośnika.Po tej procedurze pokryliśmy powierzchnię mikronośnika chitozanem i użyliśmy glukonianu do rozpuszczenia żelu alginianowego, aby utworzyć torbielowatą strukturę, którą można zastosować do budowy pustych struktur, takich jak pęcherzyki płucne. Proces drukowania mikronośników jest dość delikatny, dlatego metoda ta może być szeroko stosowana do drukowania mikronośników zawierających komórki.

3d-printing-vitro-hydrogel-microcarriers-alternating-viscous-inertial

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Bioprinter został użyty do stworzenia wzorzystych hydrożeli na bazie formy ofiarnej.  Formę poloksamerową zasypano drugim hydrożelem, a następnie wymywano, pozostawiając puste przestrzenie, które wypełniono trzecim hydrożelem. Metoda ta wykorzystuje szybką elucję i dobrą drukowność poloksamera do generowania złożonych architektur z biopolimerów.

Drukowanie termoczułych form odwróconych do tworzenia wzorzystych dwuskładnikowych hydrożeli do hodowli komórkowych 3D

Trójwymiarowe (3D) mikrostrukturalne wiązki kompozytowe są wytwarzane poprzez ukierunkowaną i zlokalizowaną infiltrację nanokompozytów do porowatych sieci mikroprzepływowych 3D. Elastyczność tej metody produkcji umożliwia wykorzystanie różnych materiałów termoutwardzalnych i nanowypełniaczy w celu uzyskania różnorodnych funkcjonalnych makroskopowych produktów nanokompozytowych wzmocnionych 3D.

Wytwarzanie trójwymiarowych mikrostrukturalnych nanokompozytów metodą infiltracji mikroprzepływowej

Ten protokół opisuje wytwarzanie elastycznych makroporowatych mikrokriożeli 3D poprzez integrację mikrofabrykacji z technologią kriożelacji. Po załadowaniu komórkami generowane są mikrotkanki 3D, które można łatwo wstrzyknąć in vivo w celu ułatwienia terapii regeneracyjnej lub złożyć w matryce do wysokoprzepustowych badań przesiewowych leków in vitro.

Mikrotkanki 3D do iniekcyjnej terapii regeneracyjnej i wysokoprzepustowych badań przesiewowych leków

Opracowano strategię wytwarzania przyrostowego do przetwarzania hydrożeli sieciowanych UV. Strategia ta pozwala na montaż warstwa po warstwie mikroprefabrykowanych struktur hydrożelowych, a także na montaż niezależnych komponentów, co pozwala na uzyskanie zintegrowanych urządzeń zawierających ruchome elementy, które reagują na aktywację magnetyczną.

Technika wytwarzania przyrostowego do łatwego i szybkiego wytwarzania mikromaszyn na bazie hydrożelu z komponentami reagującymi magnetycznie

Opracowaliśmy heterogeniczny model raka piersi składający się z unieśmiertelnionych komórek guza i fibroblastów osadzonych w biodrukowalnym biotuszu alginian/żelatyna. Model podsumowuje mikrośrodowisko guza in vivo i ułatwia tworzenie wielokomórkowych sferoid guza, dostarczając informacji na temat mechanizmów napędzających nowotworzenie nowotworów.

Biodrukowalny hydrożel alginianowo-żelatynowy 3D Systemy modelowe in vitro indukują tworzenie sferoidów komórkowych

Przedstawiona tutaj jest metoda biodruku 3D żelatyny metakryloilo.

Protokoły biodruku 3D biotuszy na bazie żelatyny i hydrożelu metakryloylowego

Tutaj opracowaliśmy nową, wielowarstwową, zmodyfikowaną strategię dla płynnych biotuszy (żelatyna metakryloyl o niskiej lepkości), aby zapobiec sedymentacji zamkniętych komórek.

Zastosowanie wielowarstwowego biotuszu hydrożelowego w trójwymiarowym biodruku w celu jednorodnego rozmieszczenia komórek

Zaprojektowane klapy wymagają wbudowanej funkcjonalnej sieci naczyniowej. W tym protokole przedstawiamy metodę wytwarzania wydrukowanego w 3D płata tkankowego zawierającego hierarchiczną sieć naczyniową i jej bezpośrednie zespolenia mikrochirurgiczne z tętnicą udową szczura.

Wytwarzanie zaprojektowanych płatów naczyniowych przy użyciu technologii druku 3D

Przetwarzanie ścinaniem podczas tworzenia hydrożelu powoduje produkcję zawiesin mikrożelowych, które są cienkie jak ścinanie, ale szybko się restrukturyzują po usunięciu sił ścinających. Materiały te zostały wykorzystane jako matryca nośna do biodruku złożonych, obciążonych komórkami struktur. W tym miejscu opisano metody stosowane do produkcji łoża nośnego oraz kompatybilne biotusze.

Płynne żele agarozowe utworzone przez obróbkę ścinającą podczas żelowania do zawieszonego biodruku 3D

Praca ta opisuje protokół dla swobodnego osadzonego druku 3D komórek macierzystych nerwowych wewnątrz samonaprawiającego, wyżarniającego się układu cząstek i matrycy zewnątrzkomórkowej. Protokół umożliwia programowalne wzorcowanie połączonych konstrukcjonów tkanek nerwowych ludzkich z wysoką dokładnością.

Wsparcie dla mikrożel-macierzy zewnętrznej dla wbudowanego drukowania 3D ludzkich konstrukcji nerwowych

To badanie wprowadza nowatorską sub-mikrożelową kąpiel zawiesinową κ-karagenową, wykazującą niezwykłe właściwości odwracalnego przejścia między zakleszczeniem a odblokowaniem. Atrybuty te przyczyniają się do budowy biomimetycznych tkanek i narządów w osadzonym biodruku 3D. Udane drukowanie tkanek przypominających serce/przełyk o wysokiej rozdzielczości i wzroście komórek świadczy o wysokiej jakości biodruku i zastosowaniach inżynierii tkankowej.

Osadzony biodruk struktur tkankopodobnych przy użyciu submikrożelowej pożywki κ-karagenowej

Poznaj łagodną metodę bioprintingu mikronośników hydrożelowych o średnicy 50-500 µm z zachowaniem biokompatybilności. Technika naprzemiennych sił lepko-inercyjnych umożliwia hodowlę komórek in vitro i inżynierię tkanek.

Druk 3D mikronośników hydrożelowych in vitro metodą natryskiwania naprzemienną siłą lepko-inepunktualną

Przeglądaj więcej filmów