Name: Regulowany system obrazowania w wysokiej rozdzielczości do badań behawioralnych dorosłych Drosophila (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-08T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 47 s
Description: Poznaj metodę obrazowania zachowań i morfologii dorosłych Drosophila melanogaster przy użyciu mikroskopu stereoskopowego. Protokół umożliwia rejestrację wysokiej jakości zdjęć i filmów z różnych perspektyw.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy profesorowi Li Xiangdongowi i fotografowi panu Cheng Jingowi za pomocne dyskusje i sugestie. Prace te były wspierane przez Projekt Eksploracyjny (20200101) Centrum Demonstracyjnego Nauczania Eksperymentalnego Nauk Przyrodniczych Chińskiego Uniwersytetu Rolniczego.

1. Budowa systemu obserwacyjno-dokumentującego
UWAGA: Materiały potrzebne do skonstruowania systemu obserwacji/dokumentowania zachowania muchy są pokazane w Rysunek 1, a ukończony system jest pokazany w Rysunek 2. Protokół budowy systemu i sposób jego użycia są opisane poniżej.
<ol>
	<li>Spraw, aby fly behavior observation chamber (FBOC).
	<ol>
		<li>Zaopatrz się w mały, półprzezroczysty (nieprzezroczysty) pojemnik, aby wykonać FBOC o średnicy (Ø) 15 mm x 20 mm. Użyj półprzezroczystej plastikowej nakrętki do butelki o wymiarach ~Ø17 mm x 22 mm, aby wykonać FBOC, lub wytnij odcinek ~17 mm od grubego końca końcówki pipety 5 ml, aby uzyskać FBOC.</li>
		<li>Wlej 1% agaru do FBOC, aby dostosować jego głębokość. Jeśli żywność musi zostać umieszczona w FBOC (patrz metoda przygotowania żywności), wlej agar do uzyskania głębokości 12 mm. Jeśli jedzenie nie musi być umieszczane w FBOC, wlej agar na głębokość 5 mm, aby łatwiej śledzić miejsce pobytu muszek owocowych.</li>
		<li>Jeśli do wykonania FBOC używana jest końcówka do pipety, należy umieścić odciętą końcówkę pipety na szalce Petriego o średnicy Ø35 mm lub Ø60 mm. Wlej 1% żel agarowy na szalkę Petriego o grubości ~5 mm, poczekaj, aż agar zastygnie i uszczelnij spód FBOC. Następnie wlej żel agarowy do FBOC do żądanej grubości.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj podstawę FBOC, wiercąc otwór o głębokości ~10 mm w środku kawałka arkusza pianki etyloaminowej o wymiarach 60 mm x 60 mm x 15 mm o tej samej średnicy co FBOC. Włóż FBOC do otworu. 
	UWAGA: Baza FBOC utrzymuje FBOC stabilnie i zapobiega jego przewróceniu się oraz ułatwia ruch FBOC w celu śledzenia much podczas obserwacji i filmowania.</li>
	<li>Przygotuj pokarm dla much, jeśli to konieczne, z pożywką dla drożdży2, sztuczną dietą3, lub czystą sacharozą/glukozą (użyj 1% agaru jako środka żelującego), w zależności od celu obserwacji.
	<ol>
		<li>Aby wizualnie określić, czy muchy żerują i zwiększyć kontrast między muchami a ich otoczeniem, dodaj barwniki spożywcze (patrz Tabela materiałów) do żywności do końcowego stężenia 12,5 mg/100 ml. 
		UWAGA: Odwłoki much zmieniają kolor natychmiast po karmieniu.</li>
		<li>Wlej przygotowane jedzenie na szalkę Petriego na wysokość 8 mm. Po zestaleniu użyj żyletki, aby wyciąć kawałek jedzenia o wymiarach 8 mm x 4 mm x 8 mm i połóż go na kawałku plastiku (takim jak opakowanie po cukierkach).</li>
		<li>Pokrój jedzenie w czworokątną piramidę lub czworokątną piramidę frustum, jak pokazano na Rysunek 3, aby umożliwić obserwację i rejestrację zachowania much pod różnymi kątami, gdy muchy losowo lądują na jedzeniu. Użyj plastiku pod żywnością, aby zapobiec dyfuzji barwnika zawartego w żywności do agaru w FBOC. Użyj pęsety, aby umieścić żywność na środku FBOC.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W niektórych obserwacjach behawioralnych upewnij się, że muchy są wcześniej zagłodzone. Wlej 1% żel agarowy (1 g agaru/100 ml wody, 600 μl kwasu propionowego) do czystej pustej butelki na grubość 1-2 cm i umieść w temperaturze pokojowej na 1-2 godziny. Przenieść muchy do butelki i umieścić w temperaturze 25 °C na ≥36 h. 
	UWAGA: Muchy mogą wchłaniać wodę z żelu agarowego, więc nie ma potrzeby dodawania wody od czasu do czasu4,5.</li>
	<li>Przenieś jedną lub więcej much do FBOC za pomocą aspiratora. Jeśli korzystanie z aspiratora jest trudne, schłodź i dezaktywuj muchy w kruszonym lodzie, posortuj je na opakowaniu z lodem i przenieś do FBOC zgodnie z wcześniejszym opisem6. 
	UWAGA: Zastosowanie zamrażania znacznie ułatwia przenoszenie much; schłodzone muchy mogą odzyskać przytomność w ciągu 1 minuty, znacznie szybciej niż te znieczuloneCO2. Chociaż chłodzenie może mieć szkodliwy wpływ na zachowanie much, np. zwiększone opóźnienie kopulacji much z 5 min7 do 40 min8, nie zmienia zachowania muchy (takiego jak zachowanie godowe). W związku z tym metoda schładzania może być stosowana do przenoszenia much w celu ogólnej obserwacji (np. eksperymentów dydaktycznych) i filmowania. Jeśli jednak obserwacje mają być wykorzystane w raporcie naukowym, zdecydowanie zaleca się, aby nie wystawiać much na działanie jakiegokolwiek znieczulenia.</li>
	<li>Po przeniesieniu much do FBOC, przykryj je filtrem UV/przezroczystym 30-40 mm, aby kamera utworzyła kompleks FBOC (<silna klasa = "xfig">Rysunek 4). Umieść kompleks FBOC pod mikroskopem stereoskopowym w celu obserwacji. 
	UWAGA: Aby uzyskać wyraźne i ostre obrazy, zdecydowanie zaleca się stosowanie wysokiej jakości filtra UV/przezroczystego o wysokiej przepuszczalności światła (>98%) i zredukowanych odblaskach. Zapoznaj się z kilkoma sugestiami opisanymi wcześniej9,10; chociaż nie ma potrzeby kupowania drogich filtrów, unikaj przykrywania FBOC szkłem, takim jak pokrywka szalki Petriego.</li>
	<li>Oświetl FBOC. Zamontuj lampy wideo mini LED, aby migać stojakami do montażu gorącej stopki i umieść je po lewej i prawej stronie FBOC (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2). Włącz diody LED i ustaw jasność na 100%, a temperaturę barwową na 5000-5600 K. 
	UWAGA: Lampy wideo mini LED ze ściemnialnym światłem, temperaturą barwową 5600 K mogą zapewnić jednolite, jasne, prawie bezcieniowe oświetlenie. Korzystanie z górnego źródła światła, które jest dostarczane z mikroskopem stereoskopowym, oświetlacza LED Ring Light lub oświetlacza światłowodowego nie przyniosło zadowalających rezultatów. Do lamp wideo LED najlepiej stosować zasilacze ciągłe (transformatory).</li>
	<li>Obserwacja i filmowanie zachowania much
	<ol>
		<li>Włącz lampy wideo LED i wyreguluj mikroskop stereo z zoomem, aż krawędź FBOC będzie wyraźnie widoczna gołym okiem. Przesuń FBOC na środek pola widzenia.</li>
		<li>Przymocuj zacisk adaptera uniwersalnego teleskopu cyfrowego do okularu mikroskopu stereoskopowego, a następnie bezpiecznie przymocuj kompaktowy aparat cyfrowy do adaptera, naprzemiennie obracając mocującą kamerę i mocującą kamerę (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
		<li>Włącz aparat cyfrowy i obracaj pokrętłami dostrajania w poziomie/pionie, aż krawędź FBOC wyraźnie pojawi się na środku jasnego okrągłego pola widzenia na ekranie LCD aparatu. Obróć pokrętło trybu pracy do pozycji Tryb automatyczny z preselekcją przysłony, naciśnij przycisk ostrości na wybieraku wielofunkcyjnym, wybierz opcję Makro zbliżenie, a następnie naciśnij przycisk OK. Przesuń przełącznik zoomu od końca szerokokątnego do końca teleobiektywu i powiększ okrągły obraz, aż jego środkowa część wypełni cały ekran LCD. Naciśnij przycisk nagrywania filmu, aby rozpocząć nagrywanie (naciśnij przycisk ponownie, aby zakończyć nagrywanie). 
		UWAGA: Jeśli obraz jest zbyt ciemny lub zbyt jasny, naciśnij bok pokrętła sterującego blisko ikony kompensacji ekspozycji (<silna klasa="xfig">Rysunek 1) i obróć pokrętło, aby zmienić wartość ekspozycji (EV) sugerowaną przez aparat, aby uzyskać pożądany efekt. Dodatnie wartości elektryczne sprawiają, że obraz jest jaśniejszy, a ujemne wartości elektryczne sprawiają, że obraz jest ciemniejszy. Obraz musi być jednolity, jasny, bez winietowania.</li>
		<li>Przekręć pokrętło ostrości mikroskopu, aż muchy w FBOC będą wyraźnie widoczne. Wybierz interesujące Cię zachowanie muchy do obserwacji lub nagrywania wideo. Obróć pokrętło zoomu, aby przybliżyć lub pomniejszyć, aby uzyskać żądane powiększenie do obserwacji lub nagrywania wideo. 
		UWAGA: Ta metoda wykonywania zdjęć pod mikroskopem przez okulary ma zastosowanie do każdego mikroskopu z okularami. Aby zrobić zdjęcia wyników eksperymentu, użyj aparatu, który może robić zdjęcia w formacie RAW, ponieważ pliki obrazów RAW są lepsze niż JPEG. Użyj ekranu LCD aparatu jako wyświetlacza, aby obserwować zachowanie muszek owocowych i upewnij się, że mikroskop stereoskopowy z zoomem ma co najmniej 5-50-krotny zoom.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Protokoły obserwacji i filmowania zachowania much
<ol>
	<li>Przygotowanie much
	<ol>
		<li>Hodować muchy na pożywce z mąki kukurydzianej w temperaturze 25 °C przy wilgotności 60% i 12-godzinnym cyklu światło/ciemność. Zbieraj muchy w ciągu 6 dni od wyklucia w celu obserwacji (z wyjątkiem zalotów i zachowań bojowych). 
		UWAGA: Tutaj podłoże składało się z 1000 ml wody, 105 g mąki kukurydzianej, 75 g sacharozy, 15 g agaru, 40 g drożdży w proszku, 28 ml 10% metyloparabenu (w/v w 95% etanolu) i 6,25 ml kwasu propionowego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Odzyskanie przytomności po znieczuleniu poprzez schładzanie
	<ol>
		<li>Schłodź muchy zgodnie z wcześniejszym opisem. 6 Przenieś Drosophila z pojemnika na lód do FBOC za pomocą pęsety. Nagraj na wideo proces muchy od bezczynności do normalnej postawy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Latanie spać, karmienie, wydalanie i zachowania społeczne
	<ol>
		<li>Głodzić muchy przez 36 godzin. Przenieś 4-6 muszek owocowych do FBOC z poplamionym pokarmem. Obserwuj i nagrywaj zachowanie muchy na video. 
		UWAGA: Muchy, które pozostają w bezruchu przez ponad 5 minut, wykazują zachowanie podczas snu11. Drosophila może spać na pożywieniu lub na pionowej ścianie FBOC (ciało jest prostopadłe do ściany komory obserwacyjnej). Chociaż ciało nie porusza się podczas snu, można zauważyć, że brzuch jest pofałdowany. Zachowania żywieniowe objawiają się, gdy mucha rozciąga trąbkę, porusza się po pokarmie podczas ciągłego ssania, a jej brzuch zmienia kolor na niebieski. Podczas karmienia grupowego lub innych czynności muszki owocowe rozciągają stopy, aby w przyjazny sposób dotknąć ciał innych muszek owocowych. Jest to zachowanie społeczne.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zachowanie związane z pielęgnacją much
	<ol>
		<li>Schłodź muchy zgodnie z opisem6. Wrzuć zamrożone muchy do proszku agarowego i zwiń, aby pokryć je proszkiem agarowym. Przenieś muchy do FBOC. Obserwuj i rejestruj zachowania związane z pielęgnacją. 
		UWAGA: Kiedy muszka owocowa odzyska przytomność po zamrożeniu, szybko strząśnie proszek agarowy ze swojego ciała i oczyści każdą część swojego ciała nogami12,13. Zachowania pielęgnacyjne można również zaobserwować podczas karmienia, zalotów i innych zachowań.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Lataj zaloty i zachowania bojowe
	<ol>
		<li>Zbieraj samice i samce much, jak opisano wcześniej7. Aby zaobserwować zachowanie much, umieść samicę muchy i samca muchy w FBOC, aby obserwować i rejestrować 6 zachowań związanych z zalotami (udanych i nieudanych).</li>
		<li>Aby obserwować zachowanie bojowe much, umieść dwa samce w FBOC. Obserwuj i nagrywaj ich zachowanie polegające na popychaniu i popychaniu się nawzajem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zachowanie muchy podczas składania jaj
	<ol>
		<li>Przygotuj samice muchy zgodnie z wcześniejszym opisem5. Przenieś 4 samice much do FBOC z jedzeniem.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Chyb, S., Gompel, N. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aChyb%2C+S+%22Atlas+of+Drosophila+morphology%3A+Wild-type+and+classical+mutants%22">Atlas of Drosophila morphology: Wild-type and classical mutants</a>. , Academic Press. (2013).</li>
<li>Yang, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carnivory+in+the+larvae+of+Drosophila+melanogaster+and+other+Drosophila+species%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Carnivory in the larvae of Drosophila melanogaster and other Drosophila species.</a> Scientific Reports. 8, 15484(2018).</li>
<li>Piper, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+holidic+medium+for+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">A holidic medium for Drosophila melanogaster.</a> Nature Methods. 11, 100-105 (2014).</li>
<li>Shiraiwa, T., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proboscis+extension+response+%28PER%29+assay+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Proboscis extension response (PER) assay in Drosophila.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. (3), e193(2007).</li>
<li>Yang, C. -H., Belawat, P., Hafen, E., Jan, L. Y., Jan, Y. -N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+egg-laying+site+selection+as+a+system+to+study+simple+decision-making+processes%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Drosophila egg-laying site selection as a system to study simple decision-making processes.</a> Science. 319 (5870), 1679-1683 (2008).</li>
<li>Yang, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+homemade+tools+to+handle+fruit+flies-Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Simple homemade tools to handle fruit flies-Drosophila melanogaster.</a> Journal Of Visualized Experiments: JoVE. (149), e59613(2019).</li>
<li>Nichols, C. D., Becnel, J., Pandey, U. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+to+assay+Drosophila+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Methods to assay Drosophila behavior.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (61), e3795(2012).</li>
<li>Barron, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthetizing+Drosophila+for+behavioural+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Anesthetizing Drosophila for behavioural studies.</a> Journal of Insect Physiology. 46 (4), 439-442 (2000).</li>
<li>Cicala, R. My not quite complete protective filter article. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.lensrentals.com/blog/2017/06/the-comprehensive-ranking-of-the-major-uv-filters-on-the-market">https://www.lensrentals.com/blog/2017/06/the-comprehensive-ranking-of-the-major-uv-filters-on-the-market</a> (2017).</li>
<li>Carnathan, B. UV and clear lens protection filters review. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.the-digital-picture.com/Reviews/UV-and-Clear-Lens-Protection-Filters.aspx">https://www.the-digital-picture.com/Reviews/UV-and-Clear-Lens-Protection-Filters.aspx</a> (2013).</li>
<li>Shaw, P. J., Cirelli, C., Greenspan, R. J., Tononi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlates+of+sleep+and+waking+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Correlates of sleep and waking in Drosophila melanogaster.</a> Science. 287 (5459), 1834-1837 (2000).</li>
<li>Barradale, F., Sinha, K., Lebestky, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+Drosophila+grooming+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Quantification of Drosophila grooming behavior.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (125), e55231(2017).</li>
<li>Szebenyi, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cleaning+behaviour+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behaviour%22%5BJournal%5D)">Cleaning behaviour in Drosophila melanogaster.</a> Animal Behaviour. 17 (4), 641-651 (1969).</li>
<li>Arkema Inc. Plexiglas : optical and transmission characteristics. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.plexiglas.com/export/sites/plexiglas/.content/medias/downloads/sheet-docs/plexiglas-optical-and-transmission-characteristics.pdf">https://www.plexiglas.com/export/sites/plexiglas/.content/medias/downloads/sheet-docs/plexiglas-optical-and-transmission-characteristics.pdf</a> (2000).</li>
<li>Fluegel, A. Calculation of the light reflection and transmission. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.glassproperties.com/reflection/">https://www.glassproperties.com/reflection/</a> (2007).</li>
<li>Hunter, F., Biver, S., Fuqua, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHunter%2C+F+%22Light+science+%26+magic%3A+an+introduction+to+photographic+Lighting%22">Light science & magic: an introduction to photographic Lighting</a>. , Routledge. (2015).</li>
<li>Hendricks, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rest+in+Drosophila+is+a+sleep-like+state%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Rest in Drosophila is a sleep-like state.</a> Neuron. 25 (1), 129-138 (2000).</li>
<li>Rieger, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+fruit+fly+Drosophila+melangaster+favors+dim+light+and+times+its+activity+peaks+to+early+dawn+and+late+dusk%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Rhythms%22%5BJournal%5D)">The fruit fly Drosophila melangaster favors dim light and times its activity peaks to early dawn and late dusk.</a> Journal of Biological Rhythms. 22 (5), 387-399 (2007).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Światło jest sercem fotografii i wideografii i jest czynnikiem decydującym o uzyskiwaniu wysokiej jakości obrazów16. W tym przypadku jako oświetlacze użyto dwóch lamp wideo LED o regulowanej jasności i temperaturze barwowej, a do wykonania FBOC wybrano półprzezroczysty materiał. Panele świetlne LED po obu stronach zapewniały wystarczającą jasność, a półprzezroczysty materiał zmiękczał i rozpraszał światło, ostatecznie wytwarzając jednolite, miękkie i jasne światło, aby oświetlić muchy w FBOC, bez ...

Drosophila melanogaster jest wybitnym modelem w badaniach biologicznych; jednak jest to zły model do fotografii lub filmowania, ponieważ jest za mały dla aparatu fotograficznego lub kamery i zbyt duży dla mikroskopu złożonego1. Pomimo doskonałych badań opisanych w literaturze, większość badań dostarczyła jedynie rozmytych, niewyraźnych obrazów, a nie wyraźnych i ostrych zdjęć z wyraźnymi szczegółami, które ilustrują opisywane zachowanie muchy. Co więcej, chociaż zachowania much były szeroko badane (np. zaloty i walki), większość z tych prac wykorzystywała ilustracje, aby wyjaśnić czytelnikom swoje badania.
Ten artykuł opisuje proste i ekonomiczne podejście. Za pomocą tej metody można nie tylko zaobserwować różne zachowania Drosophila, ale także wszystkie szczegóły, które można zaobserwować pod mikroskopem stereoskopowym, można zarejestrować wyraźnie i ostro. Oczywiście metoda ta może być również stosowana do rejestrowania morfologii much, ponieważ gdy wchodzą one w stan uśpienia lub półsnu, model stacjonarny pozwala użytkownikowi na zrobienie zdjęcia lub stosu zdjęć z różnymi płaszczyznami ogniskowymi, aby uzyskać zdjęcie o rozszerzonej głębi ostrości. Metody te można zrealizować bez skomplikowanej technologii i drogiego sprzętu, a nawet doskonałych zdolności manualnych.
Komponent wideo tego artykułu pokazuje filmy przedstawiające kilka typowych zachowań much. Cel pokazywania tych filmów jest dwojaki: po pierwsze, uświadomienie widzom, co można uchwycić i zaprezentowanie jakości obrazu uzyskanej przy użyciu tej metody; Drugim jest umożliwienie nowym studentom, którzy są zainteresowani Drosophila, ale do tej pory nie mieli okazji faktycznie obserwować zachowania much, zrozumienia zachowania much (takiego jak zaloty, walki) poprzez te wyraźne filmy, a nie ilustracje lub zamazane obrazy.
Dodatkowe wideo: Zachowanie muszki owocowej: <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/62533/fly behavior.mp4" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.</a>

<table><tbody><tr><td>aparat kompaktowy, Nikon P310</td><td>Nikon</td><td></td><td>3-5-krotny zoom optyczny, nagrywanie kamery 1080 P HD wideo</td></tr><tr><td>pianka</td><td></td><td></td> etyloaminowa <td>60 mm x 60 mm x 15 mm</td></tr><tr><td>Food Blue No 1</td><td></td><td>CAS 3844-45-9</td><td></td></tr><tr><td>mini lampy LED i transformator</td><td>GODOX</td><td>LED-P120</td><td>mają mały pojemnik o temperaturze barwowej 5000-5600 K</td></tr><tr><td>(np. nakrętka do butelki)</td><td></td><td></td><td>o firmie &Oslash; Filtr UV / Clear 15 mm x 20 mm</td></tr><tr><td></td><td>wysokiej jakości filtr UV/Clear o wysokiej przepuszczalności,</td>mikroskop stereoskopowy z zoomem 30-40 mm Zoom 5-50x <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

regulowany system obrazowania w wysokiej rozdzielczości do badań behawioralnych dorosłych drosophila

An Adjustable High-Definition Imaging System for Behavioral Studies of Drosophila Adults

Drosophila melanogaster jest bardzo potężnym modelem w badaniach biologicznych, ale kiepskim modelem do fotografii czy wideografii. W artykule opisano prostą, ale skuteczną metodę obserwacji i dokumentowania zachowania lub morfologii much. Muchy umieszczano w półprzezroczystej komorze obserwacyjnej o wymiarach ok. Ø15 x 5 mm (brak jedzenia w środku) lub Ø15 x 12 mm (z kawałkiem pokarmu o wysokości 8 mm w środku). Po pokryciu filtrem ultrafioletowym (UV) / przezroczystym o wysokiej przepuszczalności światła, komorę umieszczono pod mikroskopem stereoskopowym z 5-50-krotnym zoomem, a po obu stronach mikroskopu umieszczono mini lampy wideo z diodami elektroluminescencyjnymi (LED), aby oświetlić komorę w celu uzyskania jednolitego, miękkiego, jasnego i prawie bezcieniowego światła. Następnie kompaktowy aparat cyfrowy z 3-5-krotnym zoomem optycznym, który może nagrywać wideo w wysokiej rozdzielczości 1080 P lub wyższej rozdzielczości (z szybkością ≥30 kl./s), był podłączany do okularu mikroskopu za pomocą wspornika, a zdjęcia lub filmy były wykonywane przez okular. Regulując pokrętło zoomu mikroskopu stereoskopowego z zoomem, bardzo łatwo było śledzić muchy i w razie potrzeby robić panoramiczne lub szczegółowe zdjęcia z bliska, podczas gdy kamera rejestrowała wszystko pod mikroskopem. Ponieważ muchy mogą przebywać w dowolnej pozycji w komorze, można je obserwować i rejestrować ze wszystkich kierunków. Zrobione zdjęcia lub filmy są dobrej jakości obrazu. Metoda ta może być stosowana zarówno do badań naukowych, jak i nauczania.

Wykorzystanie filtra UV w celu uzyskania wyraźnych i ostrych obrazów 
Przeprowadź prosty eksperyment, aby zaobserwować różnicę między filtrem UV a zwykłym szkłem w warunkach laboratoryjnych. Weź fiolkę z kulturą much, usuń korek, umieść ją pod stereomikroskopem i przykryj (naprzemiennie) filtrem UV oraz pokrywką od szalki Petriego. Fotografie wykonane w tych dwóch przypadkach przedstawiono na Rysunku 5. Fotografia wykonana przez filtr UV jest wyraźna i ostra, bardzo podob...

Ten protokół opisuje, jak stworzyć prostą komorę obserwacyjną zachowania dorosłego Drosophila i jak robić zdjęcia/filmy w wysokiej rozdzielczości morfologii lub zachowania różnych typów muszek owocowych w komorze obserwacyjnej za pomocą stosunkowo prostych i niedrogich metod.

Regulowany system obrazowania w wysokiej rozdzielczości do badań behawioralnych dorosłych Drosophila

Drosophila melanogaster is a very powerful model in biological research, but a bad model for photography or videography. This paper describes a simple but ...

Ze względu na swój niewygodny rozmiar Drosophila jest trudna do zobrazowania. Metoda ta demonstruje obrazowanie zachowania i morfologii much za pomocą mikroskopu stereoskopowego. Protokół ten może być stosowany zarówno do badań naukowych, jak i nauczania.Procedurę zademonstrują Ms.Li Tong i Pani Weng Yujia, studenci odbywający szkolenia badawcze pod moim kierunkiem. Na początek wykonaj komorę obserwacyjną zachowania much lub FBOC, używając półprzezroczystej plastikowej nakrętki butelki o wymiarach około 17 na 22 milimetry lub wycinając odcinek 17 milimetrów od grubego końca pięciomililitrowej końcówki pipety. Wlej 1% agar do FBOC, aby dostosować jego głębokość.Jeśli żywność musi zostać umieszczona w FBOC, wlej agar na głębokość 12 milimetrów. Jeśli jedzenie nie musi być umieszczane w FBOC, wlej agar na głębokość pięciu milimetrów, aby łatwiej śledzić miejsce pobytu muszek owocowych. Jeśli używasz końcówki do pipety do wykonania FBOC, umieść odciętą końcówkę pipety na szalce Petriego o średnicy 35 lub 60 milimetrów.Wlej 1% żel agarowy na szalkę Petriego na grubość około pięciu milimetrów i poczekaj, aż agar zastygnie i uszczelni dno FBOC. Następnie wlej żel agarowy do FBOC do żądanej grubości. Wykonaj podstawę FBOC, wiercąc otwór o głębokości 10 milimetrów w środku kawałka arkusza pianki etyloaminowej o tej samej średnicy co FBOC.Włóż FBOC do otworu. W razie potrzeby przygotuj pokarm dla much z pożywką drożdżową, sztuczną dietą lub czystą sacharozą lub glukozą, w zależności od celu obserwacji. Aby wizualnie określić, czy muchy żerują, dodaj barwniki spożywcze do żywności do końcowego stężenia 12,5 miligrama na 100 mililitrów.Wlej przygotowane jedzenie na szalkę Petriego na wysokość ośmiu milimetrów. Po zestaleniu umieść jedzenie na prostokątnym rysunku na papierze i odpowiednio pokrój jedzenie, a następnie umieść je na kawałku plastiku i pokrój w czworokątną piramidę lub czworokątną piramidę frustum, aby umożliwić rejestrację zachowania much pod różnymi kątami, gdy muchy lądują na jedzeniu. Wytnij kawałek plastiku i użyj pęsety, aby umieścić plastik i jedzenie na środku FBOC.Wlej 1% żel agarowy do czystej pustej butelki o grubości 1-2 centymetrów i umieść w temperaturze pokojowej na 1-2 godziny. Przenieś muchy do butelki i umieść ją w temperaturze 25 stopni Celsjusza na 36 godzin lub dłużej. Schłodź i dezaktywuj muchy w kruszonym lodzie, posortuj je na opakowaniu z lodem i przenieś do FBOC, jak opisano wcześniej.Po przeniesieniu much do FBOC przykryj je 30-40 milimetrami UV lub przezroczystym filtrem, aby kamera utworzyła kompleks FBOC. Umieść kompleks FBOC pod mikroskopem stereoskopowym w celu obserwacji. Oświetl FBOC.Zamontuj lampy wideo mini LED, aby migać stojakami do montażu gorącej stopki i umieść światła po lewej i prawej stronie FBOC. Włącz światła i ustaw temperaturę barwową na 5 000 do 5 600 kelwinów, a jasność na 100%Włącz lampy wideo LED i dostosuj mikroskop stereo z zoomem, aż krawędź FBOC będzie wyraźnie widoczna gołym okiem. Przesuń FBOC na środek pola widzenia.Przymocuj zacisk adaptera uniwersalnego teleskopu do aparatu cyfrowego do okularu mikroskopu stereoskopowego. Następnie bezpiecznie przymocuj kompaktowy aparat cyfrowy do adaptera, naprzemiennie obracając mocującą kamerę i mocującą kamerę. Włącz aparat cyfrowy i obracaj pokrętłami dostrajania w poziomie/pionie, aż krawędź FBOC wyraźnie pojawi się w środku jasnego okrągłego pola view na ekranie LCD aparatu.Obróć pokrętło trybu, aby ustawić priorytet przysłony w trybie automatycznym. Naciśnij tryb ostrości na wybieraku wielofunkcyjnym, wybierz zbliżenie makro, a następnie naciśnij przycisk OK. Przesuń przełącznik zoomu z końca szerokokątnego na koniec teleobiektywu i powiększ okrągły obraz, aż jego środkowa część wypełni cały ekran LCD.Naciśnij przycisk nagrywania filmu i rozpocznij nagrywanie zachowania w locie. Przekręć pokrętło ostrości mikroskopu, aż muchy w FBOC będą wyraźnie widoczne. Wybierz interesujące Cię zachowanie muchy do obserwacji lub nagrywania wideo.Obróć pokrętło zoomu, aby przybliżyć lub pomniejszyć, aby uzyskać żądane powiększenie do obserwacji lub nagrywania wideo. Reprezentatywne zdjęcie wykonane przez filtr UV jest wyraźne i ostre, bardzo podobne do zdjęcia wykonanego, gdy fiolka z kulturą nie jest zakryta. Jakość zdjęcia wykonanego przez szkło szalki Petriego jest bardzo słaba i częściowo rozmyta.Zdjęcie wykonane z nagrania wideo, pokazujące szczegóły każdej części ciała muchy, jest pokazane tutaj. Ponieważ aparat jest podłączony do mikroskopu stereoskopowego z zoomem, bardzo łatwo jest fotografować od ujęć panoramicznych do zbliżeń za pomocą systemu zoomu. Korzystając z tego protokołu, można obserwować i dokumentować zachowanie muchy pod wieloma kątami widzenia.Na przykład samica muchy stale pociera pokładełko tylnymi nogami podczas składania jaj. Ten szczegół zachowania podczas składania jaj nie jest wyraźnie widoczny z boku. Korzystając z tej prostej i ekonomicznej metody, możemy wykonać panoramiczne lub zbliżenie zachowania i morfologii much i uzyskać dobrej jakości film lub zdjęcie.

an-adjustable-high-definition-imaging-system-for-behavioral-studies

Research

JoVE Journal

Behavior

Zachowanie

Badanie złożonych zachowań lokomocyjnych u Drosophila melanogaster zależy od możliwości ilościowego określenia zmian w ruchu danej muchy. Niniejszy artykuł demonstruje, jak przeprowadzić ten proces przy użyciu wysokorozdzielczego systemu śledzenia.

Wysokorozdzielcze śledzenie wideo lokomocji u dorosłych osobników Drosophila melanogaster

Drosophila hemocyty rozprzestrzeniają się po całym rozwijającym się embrionie. Niniejszy protokół demonstruje sposób montowania i obrazowania tych migracji z wykorzystaniem embrionów z hemocytami znakowanymi fluorescencyjnie.

Obrazowanie na żywo migracji hemocytów embrionalnych Drosophila melanogaster

Tutaj opisujemy prostą i powszechnie dostępną technikę mikroskopową, która pozwala uzyskać wysokiej jakości cyfrowe wideo z fenotypami dorosłych i larw zmutowanych Drosophila z perspektywy bocznej.

Akwizycja wysokiej jakości cyfrowego wideo larw Drosophila i zachowań dorosłych z perspektywy bocznej

Ten protokół przedstawia skuteczną metodę obrazowania żywego nabłonka oka poczwarki Drosophila. Metoda ta kompensuje ruch tkanek i nierówną topologię, poprawia wizualizację granic komórek dzięki zastosowaniu wielu białek połączeniowych znakowanych GFP i wykorzystuje łatwe w montażu urządzenie do obrazowania.

Obrazowanie na żywo oka poczwarki Drosophila

Ten protokół opisuje test o wysokiej przepustowości do testowania preferencji składania jaj przez Drosophila melanogaster w rozdzielczości pojedynczego zwierzęcia.  Ten test zapewnia prostą, wydajną i skalowalną platformę do identyfikacji genów i składników obwodów, które kontrolują prosty proces podejmowania decyzji.

Wysokoprzepustowy test do badania preferencji składania jaj u poszczególnych Drosophila melanogaster

Przedstawiono protokół, który pozwala na wizualizację nienaruszonego Drosophila melanogaster na dowolnym etapie rozwoju za pomocą tomografii mikrokomputerowej.

Obrazowanie całego zwierzęcia Drosophila melanogaster za pomocą tomografii mikrokomputerowej

Prezentowany tutaj jest protokół mikroiniekcji i jednoczesnego obrazowania wielu zarodków Drosophila podczas rozwoju embrionalnego za pomocą obrazowania o wysokiej zawartości na płytce.

Przygotowanie zarodków Drosophila i mikroiniekcja do mikroskopii żywych komórek wykonana przy użyciu automatycznego analizatora o wysokiej zawartości

Prezentujemy metodę specjalnie dostosowaną do obrazowania całego mózgu dorosłego Drosophila podczas zachowania i w odpowiedzi na bodźce. Głowa jest ustawiona tak, aby umożliwić optyczny dostęp do całego mózgu, podczas gdy mucha może poruszać nogami i czułkami, czubkiem trąbki, a oczy mogą odbierać bodźce czuciowe.

Przygotowanie dorosłego osobnika Drosophila melanogaster do obrazowania całego mózgu podczas reakcji na zachowanie i bodźce

Tutaj udostępniamy szczegółowy protokół do wykonywania na żywo obrazowania asymetrycznego podziału komórek macierzystych linii zarodkowej (GSC) w niszy jajnikowej Drosophila. Używamy linii transgenicznej, która wszechobecnie ulega ekspresji fuzji białka zielonej fluorescencji (GFP) białka spektrosomu Par-1.

Rozszerzone obrazowanie na żywo nisz komórek macierzystych linii zarodkowej Drosophila melanogaster

Tutaj prezentujemy szybki, tani proces obrazowania w wysokiej rozdzielczości oczu dorosłego Drosophila w celu ilościowego określenia wzorców i wad wzrostu. Opisujemy nasz protokół przygotowania próbek poprzez montaż punktowy, akwizycję obrazu w wysokiej rozdzielczości i analizę obrazu.

Szybki i prosty proces oznaczania ilościowego zewnętrznych struktur dorosłego osobnika Drosophila

Poznaj metodę obrazowania zachowań i morfologii dorosłych Drosophila melanogaster przy użyciu mikroskopu stereoskopowego. Protokół umożliwia rejestrację wysokiej jakości zdjęć i filmów z różnych perspektyw.

Regulowany system obrazowania w wysokiej rozdzielczości do badań behawioralnych dorosłych Drosophila

Przeglądaj więcej filmów