Akwizycja danych z funkcjonalnego rezonansu magnetycznego w stanie spoczynku u szczura

Obrazowanie funkcjonalnego rezonansu magnetycznego w stanie spoczynku lub fMRI w stanie spoczynku staje się coraz bardziej popularną metodą badania funkcji mózgu w stanie spoczynku niezadaniowym. Postęp technologiczny pozwolił na zaadaptowanie fMRI w stanie spoczynku do stosowania w modelach gryzoni i może być wykorzystywane do odkrywania mechanizmów leżących u podstaw stanów chorobowych. Opisany tutaj protokół łączy niskie dawki izofluranu z niską dawką deksmedetomidyny, co pozwala na uzyskanie wysokiej jakości danych i zachowanie funkcji sieci mózgowej.

Metoda ta pozwala również na spontaniczne oddychanie i prawie normalną fizjologię przez okres do pięciu godzin. W tym filmie omawiamy monitorowanie fizjologii szczura podczas czterech odrębnych faz znieczulenia, indukcji i przygotowania zwierząt, konfiguracji zwierząt, akwizycji skanów anatomicznych i akwizycji skanów w stanie spoczynku, a następnie oceny jakości danych. Korzystając z systemu do dostarczania wziewnego środka znieczulającego, a także usuwania gazów odlotowych ze wszystkich potrzebnych obszarów, wywołaj znieczulenie 2,5% izofluranem w 30% powietrzu wzbogaconym w tlen.

Po znieczuleniu zwierzęcia należy je wyjąć z komory, zważyć zwierzę i umieścić w stożku nosowym na poduszce grzewczej w przestrzeni przygotowawczej, pozostawiając zawartość 2,5% izofluranu. Nałóż maść nawilżającą okulistyczną na każde oko, aby zapobiec wysuszeniu. Potwierdź głębokość znieczulenia przez brak reakcji na szczypanie palców, Użyj maszynki do strzyżenia, aby ogolić kwadratowy obszar o wymiarach dwa cale na dwa cale w dolnej części lędźwiowej grzbietu zwierzęcia bezpośrednio nad ogonem.

Podawać 0,015 miligrama na kilogram roztworu deksmedetomidyny we wstrzyknięciu dootrzewnowym w prawy dolny kwadrant brzucha za pomocą igły o rozmiarze 25G. Przełączyć przepływ izofluranu z miejsca przygotowania do kołyski dla zwierząt. Przenieś zwierzę do kołyski dla zwierząt.

Umieść przednie zęby szczura bezpiecznie nad i w drążku gryzowym. Dociśnij stożek nosowy do nosa, aby zapewnić ciasne dopasowanie. Jeśli stożek nosowy nie zakrywa dolnej szczęki, Parafilm może być użyty do delikatnego przytrzymania szczęki zamkniętej, jednocześnie uszczelniając wokół stożka nosowego.

Umieść wkładkę oddechową pod brzuchem zwierzęcia poniżej klatki piersiowej i zmień jej położenie, aż kształt fali oddechowej pokaże głębokie koryto wyśrodkowane na każdym oddechu. Przejdź do następnej fazy znieczulenia, gdy oddech jest mniejszy niż 40 oddechów na minutę. Włóż te nauszniki do kanału słuchowego, aby ustabilizować głowę szczura w kołysce dla zwierząt.

Po ustawieniu pociągnij do przodu drążek do zgryzu i upewnij się, że głowa się nie porusza. W razie potrzeby wyreguluj stożek nosowy i Parafilm. Włóż sondę temperatury do wstępnie nasmarowanej jednorazowej osłony sondy.

Delikatnie włóż sondę temperatury na około 1/2 cala do odbytnicy i przyklej ją do podstawy ogona taśmą medyczną. Umieść klips pulsoksymetru w okolicy śródstopia tylnej stopy, upewniając się, że źródło światła znajduje się na spodzie stopy. Obrót klipsa może wpływać na sygnał, dlatego stworzenie uchwytu, który utrzyma łapę i klips w pozycji pionowej, doprowadzi do większej stabilności.

Obliczyć szybkość infuzji dla 0,015 miligrama na kilogram na godzinę deksmedetomidyny. Ustawić pompę leku na obliczoną szybkość infuzji i napełnić linię infuzyjną. Za pomocą chusteczki nasączonej alkoholem oczyść ogolony obszar, aby usunąć wszelkie zabłąkane włosy.

Ściśnij skórę mniej więcej na szerokość dwóch palców powyżej podstawy ogona. Wprowadzić 1/3 igły z linii infuzyjnej do skóry namiotu. Przymocuj igłę do skóry za pomocą trzycalowego kawałka szerokiej taśmy medycznej.

Umieść drugi kawałek szerokiej taśmy medycznej na pierwszym w poprzek szczura i przymocuj po obu stronach kołyski dla zwierząt. Niezwykle ważne jest, aby igła ferromagnetyczna była dobrze zabezpieczona, aby zapobiec przesuwaniu się podczas skanowania. Rozpocząć infuzję podskórnej deksmedetomidyny.

Umieść kawałek gazy na grzbiecie nosa szczura, aby stworzyć równą powierzchnię dla cewki. Użyj taśmy papierowej, która nie zakłóca sygnału MRI, aby przymocować cewkę do głowy szczura, centrując ją nad mózgiem. Połóż ręczniki papierowe na zwierzęciu, przymocowując je do kołyski dla zwierząt za pomocą taśmy laboratoryjnej.

Jeśli korzystasz z systemu ogrzewania powietrznego, owiń plastikowy arkusz wokół całej kołyski, aby zatrzymać ciepłe powietrze. Przenieś zwierzę do otworu i dostrój magnes. Zmniejszenie stężenia izofluranu do 1,5%powoduje stały wzrost oddechu do około 45 do 50 oddechów na minutę.

Pozostań na tym poziomie przez cały czas trwania badania anatomicznego. Użyj skanowania lokalizatora FLASH, aby upewnić się, że mózg jest wyrównany z izocentrum magnesu. Zmień pozycję zwierzęcia i powtórz w razie potrzeby.

Uruchom skanowanie lokalizatora RARE o wyższej rozdzielczości i użyj tego wyniku, aby wyrównać 15 strzałkowych wycinków wyśrodkowanych w mózgu. Używając środkowego plastra strzałkowego, wyrównaj środkowy plasterek osiowy do dekuzji spoidła przedniego, które pojawia się jako ciemna plama. Zwróć uwagę na przesunięcie plasterka, które ma być używane później w skanowaniu w stanie spoczynku.

Uzyskaj 23 wycinki przy użyciu protokołów osiowych FLASH i RARE, aby pomóc w rejestracji we wspólnej przestrzeni podczas analizy po skanowaniu. Przesuń podkładkę w poprzek całego mózgu, używając sekwencji PRESS. Po wykonaniu skanów anatomicznych zmniejsz poziom izofluranu do 0,5 do 0,75%, dostosowując tak, aby oddech zwierzęcia wynosił od 60 do 65 oddechów na minutę.

Pozostań na tym poziomie przez co najmniej 10 minut przed rozpoczęciem skanowania w stanie spoczynku, aby zapewnić stabilność. Gdy fizjologia jest stabilna, należy wykonać 15-warstwowy skan EPI, używając tego samego przesunięcia warstwy, co anatomiczna seria osiowa. Po zakończeniu każdego skanowania w stanie spoczynku sprawdź jakość, korzystając z niezależnej analizy komponentów, aby zdekomponować dane na składniki przestrzenne i czasowe.

Uzyskaj co najmniej trzy wysokiej jakości skany stanu spoczynku. Po zakończeniu skanowania należy zwiększyć stężenie izofluranu do 2% i przerwać podawanie podskórne deksmedetomidyny. Wyjmij kołyskę dla zwierząt z otworu magnesu i umieść zwierzę z powrotem w przestrzeni przygotowawczej.

Wstrzyknąć 0,015 miligrama na kilogram rozcieńczonego roztworu atipamezolu w mięsień tylnej nogi szczura za pomocą igły o rozmiarze 25. Umieść szczura z powrotem w klatce domowej na poduszce grzewczej i monitoruj, aż zwierzę zacznie chodzić. Korzystając z niezależnej analizy komponentów, oceń stabilność po każdym skanowaniu stanu spoczynku.

Pokazany tutaj jest przykład bardzo wysokiej stabilności. Należy zauważyć, że przestrzennie komponenty mają wysoką regionalność. W przebiegu czasowym pokazanym na środkowym panelu sygnał jest stabilny i nieprzewidywalny, co wskazuje na prawdziwą aktywność mózgu.

Widmo mocy na dole pokazuje głównie niskie częstotliwości. Pokazany tutaj jest komponent szumu z tego samego skanowania. Zwróć uwagę na nieregionalność, przebieg czasowy wysokiej częstotliwości i pojedynczy szczyt wysokiej częstotliwości w widmie mocy.

Składowe szumu powinny być odszumione podczas analizy po skanowaniu. Wreszcie ten składnik pochodzi ze skanu, w którym znieczulenie nie było stabilne. Wyświetlany przebieg czasowy jest zmienny i nieregularny.

Kiedy tak się dzieje, konieczne są ulepszenia w protokole anestezjologicznym, zwykle w zakresie sufitu stożka nosowego i oczyszczania gazów odlotowych. Stabilność zwierzęcia, zarówno fizyczna, jak i fizjologiczna, jest kluczem do uzyskania wysokiej jakości danych dotyczących stanu spoczynku. Konieczne jest, aby zwierzę spełniało progi fizjologiczne ustalone przed przejściem do kolejnej fazy znieczulenia.

Zgodnie z tą techniką przeżycia, fMRI w stanie spoczynku może być stosowany w badaniach podłużnych, w połączeniu z manipulacjami eksperymentalnymi oraz do badania modeli chorób. Połączenie niskiej dawki izofluranu z deksmedetomidyną zastosowane w tym protokole pozwala na przeprowadzenie szerokiej gamy badań przedklinicznych dla badaczy zainteresowanych obrazowaniem mózgu gryzonia w stanie spoczynku.