6 maja 2022
Niniejsze badanie opisuje proces zarządzania danymi metylacji DNA uzyskanymi za pomocą technologii mikromacierzy. Protokół przedstawia kroki od przygotowania próbki do analizy danych. Wszystkie procedury są szczegółowo opisane, a film pokazuje istotne kroki.
Technologie omiczne na dużą skalę są coraz częściej wykorzystywane w badaniach skoncentrowanych na otyłości. Epigenetyka może być ogniwem łączącym narażenie z wynikami zdrowotnymi. Tego typu badania generują ogromną ilość danych.
Biorąc to pod uwagę, ważne jest, aby ustandaryzować protokoły, aby dane były technicznie porównywalne. W tym badaniu zamierzamy zaproponować potok w celu uzyskania i analizy danych dotyczących metylacji DNA. Ten sam protokół można zastosować zarówno w wersji 400K, jak i epickiej.
Dzień pierwszy: Leczenie wodorosiarczynem. Zacznij od denaturacji genomowego DNA, a następnie dodaj odczynniki konwersyjne. Konieczne jest przestrzeganie zaleceń zestawu.
I potraktuj denaturowane DNA bisfosforanem. Następnie należy inkubować próbki w termocyklerze. Wykonaj kroki mycia za pomocą bufora myjącego.
Dzień drugi: Amplifikacja po teście metylacji, protokół ręczny. Rozgrzej piekarnik do hybrydyzacji do 37 stopni Celsjusza i pozwól temperaturze się zrównoważyć. Rozproszyć 20 mikrolitrów MA1 w dołkach płytki.
Przenieś cztery mikrolitry DNA do odpowiednich studzienek na płytce. Rozproszyć cztery mikrolitry roztworu wodorotlenku sodu w studzienkach płytkowych. Uszczelnij płytę plastikową uszczelką.
Zwirować płytkę, aby wymieszać odczynniki z próbkami. Inkubować przez 10 minut w temperaturze pokojowej. Rozproszyć 68 mikrolitrów RPM w każdym dołku, a następnie 75 mikrolitrów MSM bez usuwania poprzedniego roztworu.
Użyj nowej uszczelki, aby zakryć płytę. Obracaj płytkę przez minutę. Inkubować w piecu do hybrydyzacji przez 20 do 24 godzin w temperaturze 37 stopni Celsjusza.
Dzień trzeci: Hybrydyzacja po teście metylacji, protokół ręczny. Rozgrzej blok, wkładając płytkę w temperaturze 37 stopni Celsjusza. Ostrożnie wyjmij płytkę z pieca do hybrydyzacji.
Pulsacyjnie odwirować płytkę. Usuń uszczelkę z płyty. Dodać 50 mikrolitrów FMS do każdego pojemnika na próbkę.
Obracaj płytkę przez minutę. Odwiruj płytkę, której potrzebuje. Następnie umieść szczelną płytkę na bloku grzewczym w temperaturze 37 stopni Celsjusza na godzinę.
Dodaj 100 mikrolitrów PM1 do każdej studzienki zawierającej próbki. Ponownie uszczelnij płytkę. Obracaj płytkę przez minutę.
Inkubować w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez pięć minut. Następnie pulsuj w wirówce przez jedną minutę, a następnie dodaj 300 mikrolitrów 100% 2-propanolu do każdej studzienki z próbką. Ponownie uszczelnij płytkę.
Wymieszaj całą zawartość, odwracając talerz co najmniej 10 razy. Inkubować w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez 30 minut, a następnie wirować w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez 20 minut. Usuń uszczelkę z płyty.
Szybko odwróć płytkę w odpowiednim miejscu, odrzucając supernatant. Stuknij mocno kilka razy, aż zauważysz, że wszystkie studzienki są wolne od płynu. W temperaturze pokojowej pozostaw talerz do góry nogami i odkryty na godzinę.
Po wysuszeniu całej cieczy należy zobaczyć niebieskie palety na dnie studzienek. Następnie dodaj 46 mikrolitrów RA1 do każdej studzienki. Nałóż uszczelkę termiczną na płytę.
Trzymaj mocno, aby równomiernie wykonać uszczelnienie. Włóż talerz do piekarnika do hybrydyzacji w temperaturze 48 stopni Celsjusza na godzinę, a następnie wiruj przez minutę. Pulsacyjnie w wirówce i podgrzewać płytkę w temperaturze 95 stopni Celsjusza przez godzinę.
Przygotuj razem komory BeadChip Hyb. W następnym kroku rozproszyj 400 mikrolitrów PB2 w zbiornikach w komorach Hyb. Po napełnieniu zbiorników Hyb Chamber PB2 należy natychmiast założyć pokrywę.
Ostrożnie załadować każdą próbkę z płytki do wejścia próbki w mikroukładzie. Załaduj wkładki Hyb Chamber zawierające mikromatryce do Hyb Chamber. Zamknij komorę Hyb na krzyż, aby uniknąć możliwego przesunięcia komory Hyb.
Dzień czwarty: Barwienie po teście metylacji, protokół ręczny. Po nocnej inkubacji usuń wszystkie mikromacierze z wkładek. I umyj mikromacierze powoli i delikatnie, w sumie 10 razy, w górę iw dół.
Przenieś mikromacierze do pojemnika PB1 numer dwa i powtórz 10 razy, w górę i w dół. Umieść ramki komory przepływowej we właściwej pozycji, a następnie każdą mikromacierz. Użyj przezroczystej podkładki dystansowej na górze każdego z nich.
Pasek wyrównujący musi być umieszczony na akcesorium do wyrównywania. Na wierzchu przekładki należy umieścić szklaną tylną płytę. Następnie przymocuj metalowe zaciski do komór przepływowych.
Użyj nożyczek, aby przyciąć końce przekładek Flow Chamber. Umieść komorę przepływową z mikromacierzą w stojaku komory. Odpipetować 150 mikrolitrów RA1.
Inkubować przez 30 minut i powtórzyć pięć razy. Odpipetować 450 mikrolitrów XC1 i inkubować przez 10 minut. Odpipetować 450 mikrolitrów XC2 i inkubować przez 10 minut.
Odpipetować 200 mikrolitrów TEM. Inkubować przez 15 minut. Odpipetować 450 mikrolitrów 95% formamidu.
Inkubować przez minutę, powtarzając dwukrotnie. Inkubować przez pięć minut. Pipeta 450 mikrolitrów XC3.
Inkubować przez minutę i powtórzyć. Na tym etapie zostaną dozowane następujące odczynniki: 250 mikrolitrów STM, 450 mikrolitrów XC3 i 250 mikrolitrów ATM. Wykonaj następujący schemat powtórzeń.
Po wszystkich powtórzeniach i inkubacjach umieść mikromacierze na stojącym stojaku i zanurz je w pojemniku do mycia. Poruszając się powoli i lekko ruchami w górę iw dół, 10 razy. Suszyć mikromacierze za pomocą eksykatora próżniowego przez 50 do 55 minut.
Po wysuszeniu mikromacierzy przystąp do obrazowania mikromacierzy za pomocą skanowania. Na tym obrazie możemy zobaczyć wszystkie użyte protokoły, od wyboru uczestników po przetwarzanie plików IDAT uzyskanych w ostatnim dniu eksperymentu metylacji. Pliki zostały przeniesione do komputera, na którym przeprowadzono analizę bioinformatyczną.
Analizy przeprowadzono przy użyciu programu R Studio i pakietu Bioconductor ChAMP. Upewnij się, że masz co najmniej osiem gigabajtów pamięci RAM w swoim komputerze. Przeprowadzono inne analizy bioinformatyczne, takie jak wzbogacanie genów, aby lepiej zaprezentować dane czytelnikowi.
W tej tabeli możemy zaobserwować dwie grupy wykorzystane w tym badaniu, osoby otyłe i nieotyłe. Stwierdzono różnicę między grupami pod względem zmiennych, wskaźnika masy ciała, obwodu brzucha, masy tkanki tłuszczowej w kilogramach i masy tkanki tłuszczowej w procentach. Obserwując schemat przedstawiony na tym rysunku, byliśmy w stanie zrozumieć, że proponowany protokół był odpowiedni dla naszych danych.
A po analizie bioinformatycznej po wykonaniu filtra zaprezentowano łącznie 409 887 sond. Wykres gęstości ujawnił, że wszystkie próbki miały podobne gęstości rozkładu beta. Na podstawie tych analiz nie wykluczono żadnych próbek.
Analiza dekompozycji wartości osobliwych znormalizowanych danych wykazała, że BMI, podwójne C i FM znacząco wpłynęły na zmienność danych dotyczących metylacji DNA. Oszacowanie typu komórek wykazało, że zarówno komórki NK jak i limfocyty B były wyższe u otyłych kobiet. Poziomy metylacji DNA między kobietami otyłymi i nieotyłymi były różne przed i po korekcji typu komórki.
Przed korektą zaobserwowano 43 463 różne pozycje metylacji. A potem pozostało 3 329 CPG. W sumie 162 CPG było hipometylowanych, a 576 było hipermetylowanych u osób otyłych w porównaniu z osobami bez otyłości.
Dane są dostępne w bazie danych GEO pod kodem rejestracyjnym GSE166611. Przedstawiamy miejsca CPG, które były powiązane ze specyficznymi cechami uczestników, które zaobserwowano w SVD. W przypadku masy tłuszczowej znaleziono 13 222 miejsc CPG.
Było 6 159 CPG związanych z masą tłuszczową w regionie promotora. 470 hipometylowanych i 94 hipermetylowanych. Odpowiednie geny powiązanych miejsc zostały wzbogacone i są teraz pokazane.
Zaobserwowaliśmy, że proponowany protokół jest w stanie zidentyfikować w twoich wzorcach metylacji i ma prawo odnosić się do twoich metylacji. Nasze wyniki potwierdzają, że otyły styl życia może sprzyjać zmianom epigenetycznym w ludzkim DNA.
To badanie przedstawia szczegółowy proces zarządzania danymi o metylacji DNA uzyskanymi za pomocą technologii mikroarray. Opisuje cały proces od przygotowania próbek do analizy danych, zapewniając standaryzację protokołów dla porównywalności technicznej.
Standardized DNA methylation protocols enable reliable detection of epigenetic changes linked to obesity, supporting target validation in metabolic disease research. The workflow provides quantitative, reproducible data for de-risking hypotheses about adipogenesis and lipid storage mechanisms. This positions the method as a scalable tool for early discovery and biomarker alignment in preclinical obesity programs.
The method integrates into discovery biology through hypothesis-driven epigenetic profiling, connects to screening via standardized microarray preparation, and supports translational research through pathway enrichment analysis.