Name: Stałe okno do badania przerzutów raka do płuc (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 6 s
Description: Poznaj metodę implantacji stałego okna optycznego w klatce piersiowej myszy do obrazowania przerzutów raka płuc in vivo. Technika umożliwia obserwację kolonizacji komórek nowotworowych w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez następujące granty: CA216248, CA013330, Montefiore's Ruth L. Kirschstein T32 Training Grant CA200561, METAvivor Early Career Award, Gruss-Lipper Biophotonics Center and its Integrated Imaging Program, oraz Jane A. and Myles P. Dempsey. Chcielibyśmy podziękować Analytical Imaging Facility (AIF) w Einstein College of Medicine za wsparcie w zakresie obrazowania.

Wszystkie procedury opisane w tym protokole zostały wykonane zgodnie z wytycznymi i przepisami dotyczącymi wykorzystania kręgowców, w tym z uprzednią zgodą Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Albert Einstein College of Medicine.
1. Pasywacja okien
<ol>
	<li>Przepłukać ramy okien optycznych (rysunek uzupełniający 2) 1% (w/v) roztworem enzymatycznie aktywnego detergentu.</li>
	<li>Wewnątrz szklanego słoika zanurzyć ramy okien optycznych w 5% (m/v) roztworze wodorotlenku sodu na 30 minut w temperaturze 70 °C.</li>
	<li>Zdejmij i umyj ramy okienne wodą dejonizowaną.</li>
	<li>Wewnątrz nowego szklanego słoika zanurzyć ramy okien optycznych w 7% (m/v) roztworze kwasu cytrynowego na 10 minut w temperaturze 55 °C.</li>
	<li>Ponownie zdejmij i umyj ramy okienne wodą dejonizowaną.</li>
	<li>Powtórz krok 1.2, a następnie zdejmij i umyj ramy okienne wodą dejonizowaną.</li>
</ol>
2. Przygotowanie do operacji
<ol>
	<li>Operację należy przeprowadzić w komorze z kapturem lub w komorze z przepływem laminarnym. Aby uniknąć zanieczyszczenia pola operacyjnego, należy zapewnić odrębne, oddzielone obszary odpowiednio do przygotowania, operacji i rekonwalescencji.</li>
	<li>Przed zabiegiem należy wysterylizować wszystkie narzędzia chirurgiczne w autoklawie. Jeśli planowane są kolejne zabiegi, należy ponownie wysterylizować narzędzia za pomocą sterylizatora z gorącymi kulkami. Do tego zabiegu chirurgicznego stosuje się technikę opartą tylko na końcówkach. </li>
	<li>Włącz podgrzewany chirurgiczny sterylizator kulek i koralików.</li>
	<li>Znieczulić mysz 5% izofluranem w komorze anestezjologicznej.</li>
	<li>Aby usunąć włosy, obficie nałóż krem do depilacji na miejsce nacięcia w lewym górnym rogu klatki piersiowej. Po nie dłużej niż 20 sekundach mocno zetrzyj włosy i krem do depilacji za pomocą zwilżonej bibuły. Powtórz w razie potrzeby, aby usunąć wszystkie włosy z pola operacyjnego.</li>
	<li>Używając jedwabnego szwu 2-0, zawiąż węzeł u podstawy cewnika 22 G, pozostawiając ogony o długości 2 cali (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1A).</li>
</ol>
3. Chirurgia okien płuc
<ol>
	<li>Umyj ręce mydłem antyseptycznym.</li>
	<li>Przed każdym nowym zabiegiem należy założyć nowe sterylne rękawiczki.</li>
	<li>Aby zapobiec wysuszeniu rogówki i uszkodzeniu oczu myszy, nałóż maść okulistyczną na oba oczy.</li>
	<li>Rozcieńczyć 10 μl (0,1 mg/kg) buprenorfiny w 90 μl sterylnego PBS, a następnie wstrzyknąć podskórnie, aby zapewnić przedoperacyjne działanie przeciwbólowe.</li>
	<li>Zaintubuj mysz za pomocą jedwabnego cewnika 22 G15. Używając żarówki do pompowania, potwierdź udaną intubację, zauważając obustronne uniesienie klatki piersiowej po ściśnięciu bańki.</li>
	<li>Zabezpiecz cewnik do intubacji, zawiązując jedwabny szew 2-0 wokół pyska myszy (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1B).</li>
	<li>Umieść mysz na podgrzewanym stanowisku chirurgicznym i umieść ją w prawym bocznym odleżynie, aby odsłonić lewą klatkę piersiową.</li>
	<li>Podłączyć respirator do cewnika intubacyjnego.</li>
	<li>Zapewnić kontrolowaną, stabilną wentylację wentylatora, a następnie obniżyć poziom izofluoranu do 3%. Na początku zabiegu i okresowo przez cały czas trwania zabiegu należy ocenić adekwatność znieczulenia, wykonując test szczypania palca u nogi.</li>
	<li>Za pomocą taśmy papierowej przymocuj czaszkowo i doogonowo odpowiednio kończyny przednie i tylne do rozgrzanej sceny chirurgicznej. Umieść kolejny kawałek taśmy wzdłuż grzbietu myszy, aby zmaksymalizować ekspozycję na pole operacyjne (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1C).</li>
	<li>Otwórz wszystkie narzędzia chirurgiczne pod maską, aby zachować sterylność.</li>
	<li>Wysterylizuj miejsce operowane poprzez obfite nałożenie środka antyseptycznego na skórę myszy.</li>
	<li>Za pomocą kleszczy podnieś skórę i wykonaj okrągłe nacięcie ~10 mm, ~7 mm na lewo od mostka i ~7 mm powyżej brzegu podżebrowego (<silna klasa = "xfig">Ryc. 1D).</li>
	<li>Dokładnie zidentyfikuj wszystkie główne statki. Jeśli konieczne jest podzielenie naczyń, kauteryzuj na obu końcach za pomocą pióra do elektrokoagulacji, aby utrzymać hemostazę.</li>
	<li>Wytnij tkankę miękką pokrywającą żebra.</li>
	<li>Podnieś 6. lub 7. żebro za pomocą kleszczy. Używając pojedynczego ostrza nożyczek do mikropreparacji, zaokrągloną stroną w kierunku płuca, ostrożnie przebij mięsień międzyżebrowy między 6. a 7. żebrem, aby wejść do przestrzeni wewnątrz klatki piersiowej (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1E).</li>
	<li>Delikatnie wypuścić kanister ze sprężonym powietrzem w miejscu ubytku, aby zapadnąć płuco i oddzielić je od ściany klatki piersiowej. Wystrzeliwuj sprężone powietrze w krótkich seriach, aby zapobiec jatrogennemu uszkodzeniu płuc.</li>
	<li>Umieść stempel do biopsji na narzędziu tnącym (Rysunek uzupełniający 1) i ostrożnie manewruj podstawą narzędzia tnącego przez nacięcie międzyżebrowe (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1F).</li>
	<li>Ustaw podstawę narzędzia tnącego tak, aby była równoległa do ściany klatki piersiowej. Przebij okrągły otwór o średnicy 5 mm przez klatkę piersiową (<silna klasa="xfig">Rysunek 1G). 
	UWAGA: Upewnij się, że odsłonięta tkanka płucna jest różowa, bez śladów uszkodzenia.</li>
	<li>Używając jedwabnego szwu 5-0, utwórz ścieg torebkowo-sznurkowy ~1 mm od otworu, obwodowo, przeplatając się z żebrami (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1H).</li>
	<li>Ustaw ramę okienną tak, aby krawędzie okrągłej wady pokrywały się z rowkiem okna (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1I).</li>
	<li>Bezpiecznie zablokuj wszczepione okno, mocno zawiązując jedwabny szew 5-0.</li>
	<li>Do strzykawki o pojemności 1 ml należy załadować 100 μl kleju w żelu cyjanoakrylowym.</li>
	<li>Osusz płuca, stosując stały, delikatny strumień sprężonego powietrza przez ~10-20 s (<silna klasa="xfig">Rysunek 1J).</li>
	<li>Za pomocą kleszczy chwycić ramę okienną za jej zewnętrzną krawędź, delikatnie podnieś, aby zapewnić oddzielenie płuca od spodu ramy okiennej.</li>
	<li>Nałóż cienką warstwę kleju cyjanoakrylowego wzdłuż spodniej powierzchni ramy okna optycznego (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1K).</li>
	<li>Zwiększ dodatnie ciśnienie końcowo-wydechowe (PEEP) w respiratorze, aby napełnić płuca.</li>
	<li>Przytrzymując przez 10-20 s, delikatnie ale mocno dociśnij, aby przymocować ramkę okienka optycznego do tkanki płucnej (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1L).</li>
	<li>Naniec 5 mm kropli pozostałego kleju w żelu cyjanoakrylowym na prostokątne szkiełko nakrywkowe.</li>
	<li>Podnieś szkiełko nakrywkowe o średnicy 5 mm za pomocą przetworników próżniowych. Zanurz spodnią powierzchnię szkiełka nakrywkowego w kleju, a następnie zeskrob nadmiar kleju trzykrotnie o bok prostokątnego szkiełka nakrywkowego, tak aby pozostała tylko bardzo cienka warstwa (<silna klasa="xfig">Rysunek 1M).</li>
	<li>Ostrożnie umieść szkiełko nakrywkowe tak, aby pasowało do wgłębienia pośrodku ramy okienka optycznego i było trzymane nad tkanką płucną pod kątem. Na krótko zaciśnij respirator, aby wytworzyć nadciśnienie, nadmiernie napompowując płuca. Wykonując ruchy obrotowe, ustaw szkiełko nakrywkowe równolegle do tkanki płucnej, aby uzyskać bezpośrednie połączenie między powierzchnią płuca a spodnią powierzchnią szkiełka nakrywkowego. Utrzymuj delikatny nacisk, pozwalając klejowi cyjanoakrylowemu zastygnąć (~25 s).</li>
	<li>Użyj kleszczyków, aby oddzielić szkiełko nakrywkowe od przetworników próżniowych (<silna klasa="xfig">Rysunek 1N).</li>
	<li>Używając jedwabnego szwu 5-0, ponownie utwórz ścieg sznurkowy torebki, tym razem <1 mm obwodu od krawędzi cięcia skóry. Wsuń nadmiar skóry pod zewnętrzną krawędź ramy okiennej, a następnie mocno ją zwiąż węzłami blokującymi.</li>
	<li>Aby zapewnić hermetyczne uszczelnienie między szkiełkiem nakrywkowym a ramą okienną, należy dozować niewielką ilość ciekłego cyjanoakrylanu na granicy metalowo-szklanej powierzchni styku (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1O).</li>
	<li>Przymocuj sterylną igłę do strzykawki insulinowej o pojemności 1 ml. Włóż igłę poniżej wyrostka mieczykowatego, przesuwając się w kierunku lewego ramienia, wchodząc do klatki piersiowej przez przeponę. Delikatnie odciągnąć strzykawkę, aby usunąć resztki powietrza z jamy klatki piersiowej (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1P).</li>
	<li>Usuń taśmę z myszy.</li>
	<li>Wyłącz izofluran.</li>
	<li>Kontynuuj wentylację 100% tlenem, aż mysz będzie gotowa do przebudzenia.</li>
	<li>Ostrożnie odetnij jedwabny szew 2-0 wokół pyska myszy i ekstubuj mysz.</li>
	<li>Przenieś mysz do czystej klatki i monitoruj, aż w pełni wyzdrowieje. Poddaj mysz eutanazji, jeśli występują oznaki trudności w oddychaniu.</li>
	<li>Zapewnij anargezję pooperacyjną poprzez podskórne wstrzyknięcie 10 μl (0,1 mg/kg) buprenorfiny rozcieńczonej w 90 μl sterylnego roztworu buforowanego fosforanem (PBS).</li>
</ol>

<ol><li>Mehlen, P., Puisieux, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metastasis%3A+a+question+of+life+or+death%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Cancer%22%5BJournal%5D)">Metastasis: a question of life or death.</a> Nature Reviews Cancer. 6 (6), 449-458 (2006).</li>
<li>Lee, Y. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breast+carcinoma%3A+pattern+of+metastasis+at+autopsy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Breast carcinoma: pattern of metastasis at autopsy.</a> Journal of Surgical Oncology. 23 (3), 175-180 (1983).</li>
<li>Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissemination+and+growth+of+cancer+cells+in+metastatic+sites%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Cancer%22%5BJournal%5D)">Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites.</a> Nature Reviews Cancer. 2 (8), 563-572 (2002).</li>
<li>Coste, A., Oktay, M. H., Condeelis, J. S., Entenberg, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+imaging+techniques+for+biomedical+and+clinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+Part+A%22%5BJournal%5D)">Intravital imaging techniques for biomedical and clinical research.</a> Cytometry Part A. 95 (5), 448-457 (2019).</li>
<li>DeClerck, Y. A., Pienta, K. J., Woodhouse, E. C., Singer, D. S., Mohla, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+tumor+microenvironment+at+a+turning+point+knowledge+gained+over+the+last+decade%2C+and+challenges+and+opportunities+ahead%3A+A+white+paper+from+the+NCI+TME+network%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">The tumor microenvironment at a turning point knowledge gained over the last decade, and challenges and opportunities ahead: A white paper from the NCI TME network.</a> Cancer Research. 77 (5), 1051-1059 (2017).</li>
<li>Borriello, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+the+tumor+microenvironment+in+tumor+cell+intravasation+and+dissemination%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">The role of the tumor microenvironment in tumor cell intravasation and dissemination.</a> European Journal of Cell Biology. 99 (6), 151098(2020).</li>
<li>Hosseini, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+dissemination+seeds+metastasis+in+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Early dissemination seeds metastasis in breast cancer.</a> Nature. 540 (7634), 552-558 (2016).</li>
<li>Harper, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+of+early+dissemination+and+metastasis+in+Her2%28%2B%29+mammary+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Mechanism of early dissemination and metastasis in Her2(+) mammary cancer.</a> Nature. 540, 589-612 (2016).</li>
<li>Risson, E., Nobre, A. R., Maguer-Satta, V., Aguirre-Ghiso, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+current+paradigm+and+challenges+ahead+for+the+dormancy+of+disseminated+tumor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Cancer%22%5BJournal%5D)">The current paradigm and challenges ahead for the dormancy of disseminated tumor cells.</a> Nature Cancer. 1 (7), 672-680 (2020).</li>
<li>Qian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+distinct+macrophage+population+mediates+metastatic+breast+cancer+cell+extravasation%2C+establishment+and+growth%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A distinct macrophage population mediates metastatic breast cancer cell extravasation, establishment and growth.</a> PLoS One. 4 (8), 6562(2009).</li>
<li>Qian, B. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CCL2+recruits+inflammatory+monocytes+to+facilitate+breast-tumour+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">CCL2 recruits inflammatory monocytes to facilitate breast-tumour metastasis.</a> Nature. 475 (7355), 222-225 (2011).</li>
<li>Miyao, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Various+adhesion+molecules+impair+microvascular+leukocyte+kinetics+in+ventilator-induced+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Various adhesion molecules impair microvascular leukocyte kinetics in ventilator-induced lung injury.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 290 (6), 1059-1068 (2006).</li>
<li>Bernal, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitric-oxide-mediated+zinc+release+contributes+to+hypoxic+regulation+of+pulmonary+vascular+tone%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Nitric-oxide-mediated zinc release contributes to hypoxic regulation of pulmonary vascular tone.</a> Circulation Research. 102 (12), 1575-1583 (2008).</li>
<li>Entenberg, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+subcellular+resolution+optical+imaging+in+the+lung+reveals+early+metastatic+proliferation+and+motility%5BTitle%5D)+AND+%22IntraVital%22%5BJournal%5D)">In vivo subcellular resolution optical imaging in the lung reveals early metastatic proliferation and motility.</a> IntraVital. 4 (3), 1-11 (2015).</li>
<li>Rodriguez-Tirado, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+High-Resolution+Intravital+Microscopy+in+the+Lung+with+a+Vacuum+Stabilized+Imaging+Window%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Long-term High-Resolution Intravital Microscopy in the Lung with a Vacuum Stabilized Imaging Window.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54603(2016).</li>
<li>Looney, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stabilized+imaging+of+immune+surveillance+in+the+mouse+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung.</a> Nature Methods. 8 (1), 91-96 (2011).</li>
<li>Entenberg, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+permanent+window+for+the+murine+lung+enables+high-resolution+imaging+of+cancer+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">A permanent window for the murine lung enables high-resolution imaging of cancer metastasis.</a> Nature Methods. 15 (1), 73-80 (2018).</li>
<li>Dunphy, M. P., Entenberg, D., Toledo-Crow, R., Larson, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+microcartography+and+subcellular+imaging+of+tumor+angiogenesis%3A+a+novel+platform+for+translational+angiogenesis+research%5BTitle%5D)+AND+%22Microvascular+Research%22%5BJournal%5D)">In vivo microcartography and subcellular imaging of tumor angiogenesis: a novel platform for translational angiogenesis research.</a> Microvascular Research. 78 (1), 51-56 (2009).</li>
<li>Harney, A. S., Wang, Y., Condeelis, J. S., Entenberg, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extended+time-lapse+intravital+imaging+of+real-time+multicellular+dynamics+in+the+tumor+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Extended time-lapse intravital imaging of real-time multicellular dynamics in the tumor microenvironment.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54042(2016).</li>
<li>Seynhaeve, A. L. B., Ten Hagen, T. L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+microscopy+of+tumor-associated+vasculature+using+advanced+dorsal+skinfold+window+chambers+on+transgenic+fluorescent+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Intravital microscopy of tumor-associated vasculature using advanced dorsal skinfold window chambers on transgenic fluorescent mice.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (131), e55115(2018).</li>
<li>Entenbery, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-lapsed%2C+large-volume%2C+high-resolution+intravital+imaging+for+tissue-wide+analysis+of+single+cell+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Time-lapsed, large-volume, high-resolution intravital imaging for tissue-wide analysis of single cell dynamics.</a> Methods. 128, 65-77 (2017).</li>
<li>Ueki, H., Wang, I. H., Zhao, D., Gunzer, M., Kawaoka, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multicolor+two-photon+imaging+of+in+vivo+cellular+pathophysiology+upon+influenza+virus+infection+using+the+two-photon+IMPRESS%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Multicolor two-photon imaging of in vivo cellular pathophysiology upon influenza virus infection using the two-photon IMPRESS.</a> Nature Protocols. 15 (3), 1041-1065 (2020).</li>
<li>Ritsma, L., Ponsioen, B., van Rheenen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+imaging+of+cell+signaling+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22IntraVital%22%5BJournal%5D)">Intravital imaging of cell signaling in mice.</a> IntraVital. 1 (1), 2-10 (2012).</li>
<li>Kedrin, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+imaging+of+metastatic+behavior+through+a+mammary+imaging+window%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Intravital imaging of metastatic behavior through a mammary imaging window.</a> Nature Methods. 5 (12), 1019-1021 (2008).</li>
<li>Harney, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+imaging+reveals+local%2C+transient+vascular+permeability%2C+and+tumor+cell+intravasation+stimulated+by+TIE2hi+macrophage-derived+VEGFA%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Discovery%22%5BJournal%5D)">Real-time imaging reveals local, transient vascular permeability, and tumor cell intravasation stimulated by TIE2hi macrophage-derived VEGFA.</a> Cancer Discovery. 5 (9), 932-943 (2015).</li>
<li>Karagiannis, G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+tumor+microenvironment+of+metastasis+doorway-mediated+vascular+permeability+associated+with+cancer+cell+dissemination+using+intravital+imaging+and+fixed+tissue+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Assessing tumor microenvironment of metastasis doorway-mediated vascular permeability associated with cancer cell dissemination using intravital imaging and fixed tissue analysis.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59633(2019).</li>
<li>Karagiannis, G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neoadjuvant+chemotherapy+induces+breast+cancer+metastasis+through+a+TMEM-mediated+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Neoadjuvant chemotherapy induces breast cancer metastasis through a TMEM-mediated mechanism.</a> Science Translational Medicine. 9 (397), (2017).</li>
<li>Dreher, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+vascular+permeability%2C+accumulation%2C+and+penetration+of+macromolecular+drug+carriers%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+National+Cancer+Institute%22%5BJournal%5D)">Tumor vascular permeability, accumulation, and penetration of macromolecular drug carriers.</a> Journal of the National Cancer Institute. 98 (5), 335-344 (2006).</li>
<li>Rizzo, V., Kim, D., Duran, W. N., DeFouw, D. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ontogeny+of+microvascular+permeability+to+macromolecules+in+the+chick+chorioallantoic+membrane+during+normal+angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Microvascular+Research%22%5BJournal%5D)">Ontogeny of microvascular permeability to macromolecules in the chick chorioallantoic membrane during normal angiogenesis.</a> Microvascular Research. 49 (1), 49-63 (1995).</li>
<li>Hoshino, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumour+exosome+integrins+determine+organotropic+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis.</a> Nature. 527 (7578), 329-335 (2015).</li>
<li>Ueki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+the+pathophysiological+changes+and+neutrophil+dynamics+in+influenza+virus-infected+mouse+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of the pathophysiological changes and neutrophil dynamics in influenza virus-infected mouse lungs.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 6622-6629 (2018).</li>
<li>Kornfield, T. E., Newman, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+retinal+blood+flow+using+fluorescently+labeled+red+blood+cells%5BTitle%5D)+AND+%22eNeuro%22%5BJournal%5D)">Measurement of retinal blood flow using fluorescently labeled red blood cells.</a> eNeuro. 2 (2), (2015).</li>
<li>Dasari, S., Weber, P., Makhloufi, C., Lopez, E., Forestier, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+microscopy+imaging+of+the+liver+following+leishmania+infection%3A+An+assessment+of+hepatic+hemodynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Intravital microscopy imaging of the liver following leishmania infection: An assessment of hepatic hemodynamics.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (101), e52303(2015).</li>
<li>Chaigneau, E., Roche, M., Charpak, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unbiased+analysis+method+for+measurement+of+red+blood+cell+size+and+velocity+with+laser+scanning+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Unbiased analysis method for measurement of red blood cell size and velocity with laser scanning microscopy.</a> Frontiers in Neuroscience. 13, 644(2019).</li>
<li>Kim, T. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Line-scanning+particle+image+velocimetry%3A+an+optical+approach+for+quantifying+a+wide+range+of+blood+flow+speeds+in+live+animals%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Line-scanning particle image velocimetry: an optical approach for quantifying a wide range of blood flow speeds in live animals.</a> PLoS One. 7 (6), 38590(2012).</li>
<li>Presson, R. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+imaging+within+the+murine+thorax+without+respiratory+and+cardiac+motion+artifact%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Two-photon imaging within the murine thorax without respiratory and cardiac motion artifact.</a> American Journal of Pathology. 179 (1), 75-82 (2011).</li>
<li>Tabuchi, A., Mertens, M., Kuppe, H., Pries, A. R., Kuebler, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+microscopy+of+the+murine+pulmonary+microcirculation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Intravital microscopy of the murine pulmonary microcirculation.</a> Journal of Applied Physiology. 104 (2), 338-346 (2008).</li>
<li>Travis, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Classification+of+lung+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Roentgenology%22%5BJournal%5D)">Classification of lung cancer.</a> Seminars in Roentgenology. 46 (3), 178-186 (2011).</li>
<li>Scholten, E. T., Kreel, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distribution+of+lung+metastases+in+the+axial+plane.+A+combined+radiological-pathological+study%5BTitle%5D)+AND+%22Radiologica+Clinica+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">Distribution of lung metastases in the axial plane. A combined radiological-pathological study.</a> Radiologica Clinica (Basel). 46 (4), 248-265 (1977).</li>
<li>Braman, S. S., Whitcomb, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endobronchial+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Internal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Endobronchial metastasis.</a> Archives of Internal Medicine. 135 (4), 543-547 (1975).</li>
<li>Herold, C. J., Bankier, A. A., Fleischmann, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+metastases%5BTitle%5D)+AND+%22European+Radiology%22%5BJournal%5D)">Lung metastases.</a> European Radiology. 6 (5), 596-606 (1996).</li>
<li>Kimura, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+imaging+of+single+cancer-cell+dynamics+of+lung+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cellular+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Real-time imaging of single cancer-cell dynamics of lung metastasis.</a> Journal of Cellular Biochemistry. 109 (1), 58-64 (2010).</li>
<li>Thevenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pyramid+approach+to+subpixel+registration+based+on+intensity%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Image+Processing%3A+A+Publication+of+the+IEEE+Signal+Processing+Society%22%5BJournal%5D)">A pyramid approach to subpixel registration based on intensity.</a> IEEE Transactions on Image Processing: A Publication of the IEEE Signal Processing Society. 7 (1), 27-41 (1998).</li>
<li>Sharma, V. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ImageJ+plugin+HyperStackReg+V5.6%5BTitle%5D)+AND+%22Zenodo%22%5BJournal%5D)">ImageJ plugin HyperStackReg V5.6.</a> Zenodo. , (2018).</li>
</ol>

Autorzy nie ujawniają konfliktu interesów.

W miejscach odległych przerzutów, takich jak płuca, obrazowanie optyczne o wysokiej rozdzielczości zapewnia wgląd w skomplikowaną dynamikę przerzutów komórek nowotworowych. Umożliwiając wizualizację in vivo pojedynczych komórek nowotworowych i ich interakcji z tkanką gospodarza, obrazowanie przyżyciowe o wysokiej rozdzielczości okazało się pomocne w zrozumieniu mechanizmów leżących u podstaw przerzutów.
Opisano tutaj ulepszony protokół chirurgiczny do trwałej implantacji klatki piersi...

odpowiedzialne za ~90% zgonów, przerzuty są główną przyczyną śmiertelności związanej z rakiem1. Wśród głównych miejsc klinicznie obserwowanych przerzutów (kości, wątroba, płuco, mózg)2, płuco okazało się szczególnie trudne do obrazowania in vivo za pomocą mikroskopii przyżyciowej. Dzieje się tak, ponieważ płuca są delikatnym narządem w wiecznym ruchu. Ciągły ruch płuc, dodatkowo spotęgowany przez ruch serca w klatce piersiowej, stanowi istotną barierę dla dokładnego obrazowania. W związku z tym, ze względu na względną niedostępność metod obrazowania optycznego o wysokiej rozdzielczości, wzrost raka w płucach jest często uważany za proces utajony3.
W warunkach klinicznych, technologie obrazowania, takie jak tomografia komputerowa (CT), pozytonowa tomografia emisyjna (PET) i rezonans magnetyczny (MRI) umożliwiają wizualizację głęboko w nienaruszonych ważnych narządach, takich jak płuca4. Jednakże, chociaż te metody zapewniają doskonały widok dużego narządu (często nawet ujawniając patologię przed wystąpieniem objawów klinicznych), mają niewystarczającą rozdzielczość, aby wykryć poszczególne rozsiane komórki nowotworowe w miarę ich postępu we wczesnych stadiach przerzutów. W rezultacie, zanim wyżej wymienione metody dostarczą jakichkolwiek wskazówek dotyczących przerzutów do płuc, ogniska przerzutowe są już dobrze ugruntowane i proliferują. Ponieważ mikrośrodowisko guza odgrywa kluczową rolę w progresji raka i tworzeniu przerzutów5,6, istnieje duże zainteresowanie badaniem najwcześniejszych etapów siewu przerzutowego in vivo. Zainteresowanie to jest dodatkowo podsycane przez coraz większe zrozumienie, że komórki rakowe rozprzestrzeniają się jeszcze przed wykryciem guza pierwotnego7,8 oraz coraz liczniejsze dowody na to, że przeżywają jako pojedyncze komórki i w stanie uśpienia przez lata lub dekady, zanim przerosną do makroprzerzutów9.
Poprzednio, obrazowanie płuc w rozdzielczości pojedynczej komórki wymagało koniecznie przygotowań ex vivo lub eksplantacji10,11,12,13, ograniczając analizy do pojedynczych punktów czasowych. Chociaż preparaty te dostarczają użytecznych informacji, nie dają żadnego wglądu w dynamikę komórek nowotworowych w narządzie połączonym z nienaruszonym układem krążenia.
Najnowsze osiągnięcia technologiczne w obrazowaniu umożliwiły przyżyciowe wizualizację nienaruszonego płuca w rozdzielczości pojedynczej komórki przez okres do 12 h14,15,16. Udało się to osiągnąć w modelu mysim przy użyciu protokołu, który obejmował wentylację mechaniczną, resekcję klatki piersiowej i unieruchomienie płuc wspomagane podciśnieniem. Jednak pomimo zaoferowania pierwszych obrazów w rozdzielczości pojedynczej komórki fizjologicznie nienaruszonego płuca, technika ta jest wysoce inwazyjna i terminalna, co wyklucza dalsze sesje obrazowania poza procedurą wskaźnikową. To ograniczenie uniemożliwia zatem zastosowanie go do badania etapów przerzutów, które trwają dłużej niż 12 godzin, takich jak spoczynek i ponowna inicjacja wzrostu14,15,16. Co więcej, wzorce zachowań komórkowych obserwowane przy użyciu tego podejścia do obrazowania muszą być ostrożnie interpretowane, biorąc pod uwagę, że różnice ciśnień wywołane próżnią mogą powodować zmiany w przepływie krwi.
Aby przezwyciężyć te ograniczenia, niedawno opracowano minimalnie inwazyjne Okno do Obrazowania Płuc w Wysokiej Rozdzielczości (WHRIL), umożliwiające seryjne obrazowanie przez dłuższy okres od dni do tygodni, bez potrzeby wentylacji mechanicznej17. Technika ta polega na stworzeniu "przezroczystej klatki piersiowej" z uszczelnioną jamą piersiową w celu zachowania prawidłowej funkcji płuc. Procedura jest dobrze tolerowana, co pozwala myszy na regenerację bez znaczących zmian w podstawowej aktywności i funkcji. Aby wiarygodnie zlokalizować dokładnie ten sam obszar płuc podczas każdej sesji obrazowania, do tego window18 zastosowano technikę znaną jako mikrokartografia. Przez to okno można było uchwycić obrazy komórek, które docierają do łożyska naczyniowego płuc, przekraczają śródbłonek, przechodzą podział komórek i rosną w mikroprzerzuty.
Tutaj badanie przedstawia szczegółowy opis ulepszonego protokołu chirurgicznego implantacji WHRIL, który upraszcza operację, jednocześnie zwiększając jej powtarzalność i jakość. Chociaż protokół ten został zaprojektowany, aby umożliwić badanie dynamicznych procesów leżących u podstaw przerzutów, technika ta może być alternatywnie stosowana do badań nad licznymi procesami biologii i patologii płuc.

<table><tbody><tr><td>1% (w/v) roztwór detergentu enzymatycznego</td><td>Alconox Inc</td><td>N/A</td><td>&nbsp; Skoncentrowany, anionowy detergent z enzymem proteazą do mycia ręcznego i ultradźwiękowego</td></tr><tr><td>2 &MICRO; m mikrosfery fluorescencyjne</td><td>Invitrogen</td><td>F8827</td><td></td></tr><tr><td>5 mm szkiełko nakrywkowe</td><td>Mikroskopia elektronowa Sciences</td><td>72296-05</td><td></td></tr><tr><td>5% (w/v) roztwór wodorotlenku sodu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8045</td><td></td></tr><tr><td>5% Isoflurane</td><td>Henry Schein, Inc</td><td>29405</td><td></td></tr><tr><td>5-0 pleciony jedwab z igłą tnącą RB-1</td><td>Ethicon, Inc.</td><td>774B</td><td></td></tr><tr><td>7% (w/v) roztwór kwasu cytrynowego</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>251275</td><td></td></tr><tr><td>8 mm rama okienna ze stali nierdzewnej</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Wykonana na zamówienie, <mocny>Rysunek uzupełniający 2</mocny></td></tr><tr><td>9 cm 2-0 jedwabny krawat</td><td>Ethicon, Inc.</td><td>LA55G</td><td></td></tr><tr><td>Jednorazowy dziurkacz do biopsji 5 mm</td><td>Integra</td><td>&nbsp; 33-35-SH</td><td></td></tr><tr><td>nożyczki do mikropreparacji</td><td>Roboz</td><td>RS-5980</td><td></td></tr><tr><td>Mosiężny uchwyt narzędziowy</td><td>do okien N/A</td><td>N/A</td><td>Wykonane na zamówienie, Rysunek uzupełniający 3</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Hospira</td><td>0409-2012-32</td><td></td></tr><tr><td>Długopis kauteryczny</td><td>Braintree Scientific</td><td>GEM 5917</td><td></td></tr><tr><td>Glukonian chlorheksydyny</td><td>&nbsp; Becton, Dickinson and Company</td><td>260100</td><td>ChloraPrep Pojedynczy wacik 1,75 ml</td></tr><tr><td>Kanister ze sprężonym powietrzem</td><td>Falcon</td><td>DPSJB-12</td><td></td></tr><tr><td>Klej cyjanoakrylowy</td><td>Henkel Adhesives</td><td>LOC1363589</td><td></td></tr><tr><td>Oświetlacz światłowodowy</td><td>O.C. White Company</td><td>FL3000</td><td></td></tr><tr><td>Sterylizator koralików</td><td>CellPoint Scientific</td><td>GER&nbsp; 5287-120V</td><td>Germinator 500</td></tr><tr><td>Kleszcze Graefe</td><td>Roboz</td><td>RS-5135</td><td></td></tr><tr><td>Lampa grzewcza na podczerwień</td><td>Braintree Scientific</td><td>HL-1</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawki insulinowe</td><td>Waporyzator Becton Dickinson</td><td>329424</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>SurgiVet</td><td>VCT302</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na igłę Jacobson z zamkiem</td><td>Kalson Surgical</td><td>T1-140</td><td></td></tr><tr><td>Długie aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>Medline Industries</td><td>MDS202055</td><td></td></tr><tr><td>Nair</td><td>Church & Dwight Co., Inc.</td><td></td><td></td>40002957</tr><tr><td>Neomycyna/polimyksyna B/bacytracyna</td><td>Johnson & Johnson</td><td>501373005</td><td>Maść antybiotykowa</td></tr><tr><td>Maść okulistyczna</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Taśma papierowa</td><td>Fisher Scientific</td><td>S68702</td><td></td></tr><tr><td>Respirator mysi</td><td>Kent Scientific</td><td>PS-02</td><td>PhysioSuite</td></tr><tr><td>Prostokątna osłona szklana</td><td>Corning</td><td>2980-225</td><td></td></tr><tr><td>Stojak</td> <td>do intubacji gryzoniBraintree Scientific</td><td>RIS 100</td><td></td></tr><tr><td>Żarówka do napełniania płuc dla małych zwierząt</td><td>Aparat Harvard</td><td>72-9083</td><td></td></tr><tr><td>Narzędzie tnące ze stali nierdzewnej</td><td>NIE</td><td>DOTYCZY NIE DOTYCZY</td><td>Wykonane na zamówienie, <mocne>Rysunek uzupełniający 1</mocny></td></tr><tr><td>Sulfametoksazol i trimetoprim doustny antybiotyk</td><td>Hi-Tech Pharmacal Co.</td><td>50383-823-16</td><td></td></tr><tr><td>Wielofunkcyjna platforma chirurgiczna SurgiSuite dla myszy, z ociepleniem</td><td>Kent Scientific</td><td>SURGI-M02</td><td>Podgrzewana platforma chirurgiczna</td></tr><tr><td>Cewnik dotchawiczy</td><td>Exelint International</td><td>26746</td><td>Cewnik 22 G</td></tr><tr><td>System próżniowy metalowa</td><td>sonda Ted Pella, Inc.</td><td>528-112</td><td></td></tr></tbody></table>

stałe okno do badania przerzutów raka do płuc

A Permanent Window for Investigating Cancer Metastasis to the Lung

Przerzuty, stanowiące ~90% śmiertelności związanej z rakiem, obejmują ogólnoustrojowe rozprzestrzenianie się komórek rakowych z guzów pierwotnych do miejsc wtórnych, takich jak kości, mózg i płuca. Chociaż proces ten jest szeroko badany, szczegóły mechanistyczne tego procesu pozostają słabo poznane. Podczas gdy powszechne metody obrazowania, w tym tomografia komputerowa (CT), pozytonowa tomografia emisyjna (PET) i obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI), oferują różne stopnie ogólnej wizualizacji, każdej z nich brakuje rozdzielczości czasowej i przestrzennej niezbędnej do wykrycia dynamiki poszczególnych komórek nowotworowych. Aby rozwiązać ten problem, opisano liczne techniki obrazowania przyżyciowego powszechnych miejsc przerzutów. Spośród tych miejsc płuca okazały się szczególnie trudne do uzyskania dostępu do obrazowania przyżyciowego ze względu na jego delikatność i kluczową rolę w podtrzymywaniu życia. Chociaż wcześniej opisano kilka podejść do obrazowania przyżyciowego pojedynczych komórek nienaruszonego płuca, wszystkie obejmują wysoce inwazyjne i terminalne procedury, ograniczające maksymalny możliwy czas obrazowania do 6-12 godzin. Opisano tutaj ulepszoną technikę trwałego wszczepienia minimalnie inwazyjnego okna optycznego klatki piersiowej do obrazowania płuc w wysokiej rozdzielczości (WHRIL). W połączeniu z dostosowanym podejściem do mikrokartografii, innowacyjne okno optyczne ułatwia seryjne obrazowanie przyżyciowe nienaruszonego płuca w rozdzielczości pojedynczej komórki podczas wielu sesji obrazowania i obejmujących wiele tygodni. Biorąc pod uwagę bezprecedensowy czas, w którym można gromadzić dane obrazowe, projekt WHRIL może ułatwić szybsze odkrywanie dynamicznych mechanizmów leżących u podstaw progresji przerzutów i licznych dodatkowych procesów biologicznych w płucach.

Etapy procedury chirurgicznej opisanej w niniejszym protokole zostały podsumowane i zilustrowane na Rysunku 1. W skrócie, przed operacją myszy zostają poddane znieczuleniu, a włosy w okolicy lewej części klatki piersiowej zostają usunięte. Myszy są intubowane i wentylowane mechanicznie, aby umożliwić przeżycie po otwarciu jamy klatki piersiowej. Wycięto tkankę miękką pokrywającą żebra i wykonano niewielki okrągły otwór, obejmujący 6th i 7th żebro. Ramka okna optycznego ...

Tutaj prezentujemy protokół chirurgicznego wszczepienia na stałe stałego okna optycznego dla mysiej klatki piersiowej, który umożliwia wysokorozdzielcze, przyżyciowe obrazowanie płuc. Trwałość okienka sprawia, że dobrze nadaje się ono do badania dynamicznych procesów komórkowych w płucach, zwłaszcza tych, które powoli ewoluują, takich jak progresja przerzutowa rozsianych komórek nowotworowych.

Stałe okno do badania przerzutów raka do płuc

Metastasis, accounting for ~90% of cancer-related mortality, involves the systemic spread of cancer cells from primary tumors to secondary sites such as ...

Protokół ten pozwolił odpowiedzieć na ważne pytanie w dziedzinie przerzutów nowotworowych. W tym, w jaki sposób komórki nowotworowe kolonizują płuca? Jak komórki nowotworowe pozostają uśpione?I co skłania je do wyjścia ze stanu uśpienia i ostatecznie do powstania przerzutów. Główną zaletą tego protokołu jest to, że dynamiczny proces przerzutowy może być bezpośrednio badany in vivo, w czasie rzeczywistym, w rzeczywistym mikrośrodowisku. Metoda ta może dostarczyć informacji na temat kilku chorób płuc, ale jest szczególnie przydatna do zrozumienia zachowania poszczególnych komórek nowotworowych rozprzestrzeniających się do płuc, które są częstym miejscem przerzutów.Na początek użyj jedwabnego szwu 2-0, aby zawiązać węzeł u podstawy cewnika o rozmiarze 22, pozostawiając ogony o długości 2 cali. Gdy mysz zostanie całkowicie znieczulona, przenieś ją na stół operacyjny, zaintubuj mysz, a następnie zabezpiecz cewnik do intubacji, zawiązując jedwabny szew 2-0 wokół pyska myszy. Podłączyć respirator do cewnika intubacyjnego.Za pomocą taśmy papierowej przymocuj przednią czaszkę i tylne kończyny doogonowo do rozgrzanego etapu chirurgicznego. Umieść taśmę papierową wzdłuż grzbietu myszy, aby zm

a-permanent-window-for-investigating-cancer-metastasis-to-the-lung

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

Niniejszy artykuł opisuje procedury eksperymentalnego testu przerzutowania, który jest wykorzystywany do określania potencjału metastatycznego ludzkich linii komórkowych raka.

Test eksperymentalny przerzutowania

Nowy protokół opisany w niniejszym badaniu umożliwia selekcyjne wykrywanie przerzutów do płuc z rozdzielczością pojedynczych komórek u myszy poprzez połączenie perfuzji i fiksacji płuc in-situ oraz barwienia X-Gal komórek nowotworowych znakowanych genem lacZ.

Ulepszona wizualizacja przerzutów do płuc w rozdzielczości pojedynczych komórek u myszy poprzez połączoną perfuzję in-situ tkanki płucnej i barwienie X-Gal komórek nowotworowych znakowanych lacZ

Przedstawiono metodę pomiaru prędkości przepływu krwi mikrokrążącej w raku płuc z przerzutami do powierzchni opłucnej u szczurów w sposób zautomatyzowany, przy użyciu mikroskopii przyżyciowej płuc z zamkniętą klatką piersiową. Model ten ma potencjał do wykorzystania jako szeroko rozpowszechnione narzędzie do prowadzenia badań fizjologicznych nad przerzutami do płuc u gryzoni.

Zautomatyzowany pomiar prędkości przepływu krwi w mikrokrążeniu w przerzutach do płuc szczurów

Opisujemy stosunkowo prostą metodę obrazowania na żywo ex vivo interakcji komórka nowotworowa - zrąb w obrębie przerzutów do płuc, wykorzystując fluorescencyjne reportery u myszy. Wykorzystując mikroskopię konfokalną z wirującym dyskiem, technika ta umożliwia wizualizację żywych komórek przez co najmniej 4 godziny i może być dostosowana do badania innych stanów zapalnych płuc.

Ex vivo Obrazowanie na żywo przerzutów do płuc i ich mikrośrodowiska

Ten protokół opisuje użycie mikroskopii wielofotonowej do wykonywania długoterminowego, wysokorozdzielczego, jednokomórkowego obrazowania nienaruszonego płuca w czasie rzeczywistym przy użyciu stabilizowanego próżniowo okna obrazowania.

Długotrwała mikroskopia przyżyciowa o wysokiej rozdzielczości w płucach z okienkiem obrazowania stabilizowanym podciśnieniowo

Celem tego artykułu jest dostarczenie szczegółowego opisu protokołu testu przerzutów do płuc (PuMA). Model ten pozwala naukowcom badać wzrost komórek kostniakomięsaka z przerzutami (OS) w tkance płucnej za pomocą szerokokątnego mikroskopu fluorescencyjnego lub konfokalnego skaningowego mikroskopu laserowego.

Praktyczne rozważania w badaniu przerzutowej kolonizacji płuc w kostniakomięsaku przy użyciu testu przerzutów do płuc

Model zwierzęcy jest potrzebny do rozszyfrowania roli krążących komórek nowotworowych (CTC) w promowaniu kolonizacji płuc podczas przerzutów raka. W tym miejscu opracowaliśmy i z powodzeniem przeprowadziliśmy test in vivo, aby przetestować wymóg składania polimerycznej fibronektyny (polyFN) na CTC w celu kolonizacji płuc.

Opracowanie testu kolonizacji płuc do wizualizacji krążących komórek nowotworowych w tkankach płuc

Tutaj prezentujemy protokół dla modelu raka płuc ex vivo, który naśladuje etapy progresji guza i pomaga wyizolować guz pierwotny, krążące komórki nowotworowe i zmiany przerzutowe.

Bezkomórkowy i komórkowy model płuc do badania przerzutów nowotworowych

Dożylne wstrzykiwanie komórek rakowych jest często stosowane w badaniach nad przerzutami, ale obciążenie guzem przerzutowym może być trudne do analizy. W tym artykule demonstrujemy model przerzutów do iniekcji żyły ogonowej i uwzględniamy nowatorskie podejście do analizy wynikającego z przerzutowego obciążenia guzem płuc.

Analiza patologiczna przerzutów do płuc po bocznym wstrzyknięciu komórek nowotworowych do żyły ogonowej

Manuskrypt opisuje metodologię ustalania oraz monitorowania wzrostu podłużnego spontanicznych przerzutów do płuc z ortotopowo wstrzykiwanych guzów piersi, które mogą być interwencyjne na wszystkich etapach kaskady przerzutowej.

In vivo (in vivo) Obrazowanie w celu pomiaru spontanicznych przerzutów do płuc komórek guza piersi wstrzykniętych ortotopowo

Prezentujemy metodę badania redystrybucji komórek nowotworowych z przerzutów do płuc z wykorzystaniem protokołu chirurgicznego selektywnej fotokonwersji przerzutów do płuc, a następnie identyfikacji zaczerwienionych komórek nowotworowych w narządach trzeciego rzędu.

Śledzenie rozsiewu komórek nowotworowych z przerzutów do płuc za pomocą fotokonwersji

Poznaj metodę implantacji stałego okna optycznego w klatce piersiowej myszy do obrazowania przerzutów raka płuc in vivo. Technika umożliwia obserwację kolonizacji komórek nowotworowych w czasie rzeczywistym.

Stałe okno do badania przerzutów raka do płuc

Przeglądaj więcej filmów