Name: In vivo (in vivo) Metody oceny funkcji i struktury komórek zwojowych siatkówki oraz nerwu wzrokowego u dużych zwierząt (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-02-26T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 18 s
Description: Poznaj metody in vivo oceny funkcji nerwu wzrokowego u kóz i makaków rezus za pomocą FVEP, PERG i OCT. Techniki te umożliwiają badanie struktury i przekazywania sygnałów wzrokowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie zostało sfinansowane z następujących grantów: National Key R&D Program of China (2021YFA1101200); Medyczny projekt badawczy w Wenzhou (Y20170188), Krajowy Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Chin (2016YFC1101200); Chińska Narodowa Fundacja Nauk Przyrodniczych (81770926; 81800842); Kluczowy program badawczo-rozwojowy prowincji Zhejiang (2018C03G2090634); oraz kluczowy program badawczo-rozwojowy szpitala okulistycznego w Wenzhou (YNZD1201902). Sponsor lub organizacja finansująca nie odgrywała żadnej roli w projektowaniu lub prowadzeniu tego badania.

<ol><li>Benowitz, L., Yin, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rewiring+the+injured+CNS%3A+lessons+from+the+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Rewiring the injured CNS: lessons from the optic nerve.</a> Experimental Neurology. 209 (2), 389-398 (2008).</li>
<li>Park, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Promoting+axon+regeneration+in+the+adult+CNS+by+modulation+of+the+PTEN%2FmTOR+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Promoting axon regeneration in the adult CNS by modulation of the PTEN/mTOR pathway.</a> Science. 322 (5903), 963-966 (2008).</li>
<li>Duan, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subtype-specific+regeneration+of+retinal+ganglion+cells+following+axotomy%3A+effects+of+osteopontin+and+mTOR+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Subtype-specific regeneration of retinal ganglion cells following axotomy: effects of osteopontin and mTOR signaling.</a> Neuron. 85 (6), 1244-1256 (2015).</li>
<li>Bei, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restoration+of+visual+function+by+enhancing+conduction+in+regenerated+axons%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Restoration of visual function by enhancing conduction in regenerated axons.</a> Cell. 164 (1-2), 219-232 (2016).</li>
<li>He, Z., Jin, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrinsic+control+of+axon+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Intrinsic control of axon regeneration.</a> Neuron. 90 (3), 437-451 (2016).</li>
<li>Yang, S. -G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+to+promote+long-distance+optic+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cellular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Strategies to promote long-distance optic nerve regeneration.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 119(2020).</li>
<li>Foroozan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+treatments+for+nonarteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologic+Clinics%22%5BJournal%5D)">New treatments for nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy.</a> Neurologic Clinics. 35 (1), 1-15 (2017).</li>
<li>Singman, E. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indirect+traumatic+optic+neuropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Military+Medical+Research%22%5BJournal%5D)">Indirect traumatic optic neuropathy.</a> Military Medical Research. 3, 2(2016).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+evaluation+of+retinal+ganglion+cells+and+optic+nerve%27s+integrity+in+large+animals+by+multi-modality+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">In vivo evaluation of retinal ganglion cells and optic nerve's integrity in large animals by multi-modality analysis.</a> Experimental Eye Research. 197, 108117(2020).</li>
<li>Tolbert, W. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+Rhesus+macaque+to+human%3A+structural+evolutionary+pathways+for+immunoglobulin+G+subclasses%5BTitle%5D)+AND+%22mAbs%22%5BJournal%5D)">From Rhesus macaque to human: structural evolutionary pathways for immunoglobulin G subclasses.</a> mAbs. 11 (4), 709-724 (2019).</li>
<li>Preuss, T., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPreuss%2C+T+%22Specializations+of+the+human+visual+system%3A+the+monkey+model+meets+human+reality%22">Specializations of the human visual system: the monkey model meets human reality</a>. , CRC Press. Boca Raton, FL. 231-259 (2004).</li>
<li>Friedli, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pronounced+species+divergence+in+corticospinal+tract+reorganization+and+functional+recovery+after+lateralized+spinal+cord+injury+favors+primates%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Pronounced species divergence in corticospinal tract reorganization and functional recovery after lateralized spinal cord injury favors primates.</a> Science Translational Medicine. 7 (302), (2015).</li>
<li>Porciatti, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+assessment+of+retinal+ganglion+cell+function%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological assessment of retinal ganglion cell function.</a> Experimental Eye Research. 141, 164-170 (2015).</li>
<li>Smith, C. A., Vianna, J. R., Chauhan, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+retinal+ganglion+cell+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Eye%22%5BJournal%5D)">Assessing retinal ganglion cell damage.</a> Eye. 31 (2), 209-217 (2017).</li>
<li>Schuman, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+coherence+tomography+and+histologic+measurements+of+nerve+fiber+layer+thickness+in+normal+and+glaucomatous+monkey+eyes%5BTitle%5D)+AND+%22Investigative+Ophthalmology+%26+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Optical coherence tomography and histologic measurements of nerve fiber layer thickness in normal and glaucomatous monkey eyes.</a> Investigative Ophthalmology & Visual Science. 48 (8), 3645-3654 (2007).</li>
<li>You, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+reproducibility+of+VEP+recording+in+rats%3A+electrodes%2C+stimulus+source+and+peak+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Documenta+Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis.</a> Documenta Ophthalmologica. 123 (2), 109-119 (2011).</li>
<li>Odom, J. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ISCEV+standard+for+clinical+visual+evoked+potentials%3A+%282016+update%29%5BTitle%5D)+AND+%22Documenta+Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">ISCEV standard for clinical visual evoked potentials: (2016 update).</a> Documenta Ophthalmologica. 133 (1), 1-9 (2016).</li>
<li>Zhang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silicone+oil-induced+ocular+hypertension+and+glaucomatous+neurodegeneration+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Silicone oil-induced ocular hypertension and glaucomatous neurodegeneration in mouse.</a> eLife. 8, 45881(2019).</li>
<li>Seidman, S. H., Telford, L., Paige, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vertical%2C+horizontal%2C+and+torsional+eye+movement+responses+to+head+roll+in+the+squirrel+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Vertical, horizontal, and torsional eye movement responses to head roll in the squirrel monkey.</a> Experimental Brain Research. 104 (2), 218-226 (1995).</li>
<li>Porciatti, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mouse+pattern+electroretinogram%5BTitle%5D)+AND+%22Documenta+Ophthalmologica%22%5BJournal%5D)">The mouse pattern electroretinogram.</a> Documenta Ophthalmologica. 115 (3), 145-153 (2007).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów, które mogliby ujawnić.

W niniejszej pracy przedstawiono protokół VEP, PERG i OCT u kóz i makaków rezusów. Te metody in vivo mogą być stosowane w dużych modelach zwierzęcych różnych neuropatii nerwu wzrokowego, takich jak jaskra, niedokrwienna lub urazowa neuropatia nerwu wzrokowego i zapalenie nerwu wzrokowego9.
PVEP jest bardziej stabilny i czuły niż FVEP17; Jednak nie można go wywołać w Goat9. W związku z tym FVEP wykonuje się u kóz, ...

Nerw wzrokowy (ON), który składa się z aksonów z komórek zwojowych siatkówki (RGC), przekazuje sygnał wzrokowy z siatkówki do mózgu. Choroby ON, takie jak jaskra, pourazowa lub niedokrwienna neuropatia nerwu wzrokowego, często powodowały nieodwracalne zwyrodnienie ON/RGC i wyniszczającą utratę wzroku. Chociaż obecnie istnieje wiele przełomów w regeneracji ON i ochronie RGC w modelach gryzoni1,2,3,4,5,6, leczenie kliniczne większości chorób ON pozostało zasadniczo takie samo przez ostatnie pół wieku z niezadowalającymi wynikami7,8. Aby wypełnić lukę między badaniami podstawowymi a praktyką kliniczną, badania translacyjne z wykorzystaniem dużego modelu zwierzęcego chorób ON są często konieczne i korzystne ze względu na ich podobieństwo anatomiczne do ludzi niż do modeli gryzoni.
Makaki kozy i rezusy to dwa duże gatunki zwierząt używane w naszym laboratorium do modelowania choroby ON u człowieka. Rozmiar gałki ocznej kozy, ON, i przylegającej do niej struktury (jama oczodołowa i nosowa, podstawa czaszki itp.) jest podobny do rozmiaru człowieka na podstawie tomografii komputerowej czaszki scan9. W związku z tym model kozy daje możliwość oceny i udoskonalenia urządzeń terapeutycznych lub procedur chirurgicznych przed zastosowaniem u ludzi. Makak rezus, jako naczelny (NHP), ma unikalny system wzrokowy podobny do ludzkiego, który nie istnieje u innych gatunków10,11. Ponadto patofizjologiczne reakcje na urazy i leczenie w NHP są bardzo podobne do tych u ludzi12.
Testy in vivo oceniające strukturę i funkcję ON i RGC są ważne w badaniach na dużych zwierzętach. Do oceny funkcji RGC wykorzystano elektroretinogram wzorcowy (PERG). Potencjał wywołany w trybie wizualnym flash (FVEP) odzwierciedla integralność szlaku siatkówkowo-genikulologiczno-korowego w układzie wzrokowym. W ten sposób PERG w połączeniu z FVEP może odzwierciedlać funkcję ON9,13,14 . Obrazowanie koherentnej koherentnej koherencji wzrokowej siatkówki (OCT) może pokazać strukturę siatkówki z wysoką rozdzielczością czasową i przestrzenną, co umożliwia pomiar grubości kompleksu zwojowego siatkówki (GCC)9,15. W przypadku badań elektrofizjologicznych w tym badaniu kluczowe znaczenie ma monitorowanie parametrów życiowych (szybkość rui, szybkość naruszeń, ciśnienie krwi) i poziom saturacji tlenem (SpO2) przed badaniem, ponieważ parametry te mają silny wpływ na przepływ krwi w oku, a tym samym na funkcjonowanie układu wzrokowego. Jednak dla uproszczenia nie monitorowaliśmy parametrów życiowych podczas wykonywania obrazowania siatkówki OCT. Zgodnie z naszym poprzednim badaniem9, grubość GCC mierzona za pomocą obrazowania siatkówki OCT jest dość stabilna, ze współczynnikiem zmienności międzysesyjnej bliskim 3%. Te testy in vivo na kozach i makakach rezusach zostały szczegółowo opisane w naszym poprzednim badaniu9. Poniżej przedstawiamy te metody, które pomagają zwiększyć przejrzystość i odtwarzalność eksperymentu.

<table><tbody><tr><td>Monitory o wymiarach 47,6 x 26,8 cm firmy</td><td>DELL Inc.</td><td>E2216HV</td><td>Bodźce wizualne czarno-białych szakrownic z odwróceniem kontrastu były wyświetlane na ekranach</td></tr><tr><td>6,0 mm rurka tchawicy</td><td>Henan Tuoren Medical Device Co., Ltd</td><td>PVC 6.0</td> zapewnia <td></td></tr><tr><td>atropinę</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>atropiny atropiny</td> w drogach oddechowych <td>Guangdong Jieyang Longyang Animal pharmaceutical Co., Ltd.</td><td></td><td>zmniejszają wydzielanie oskrzeli i chronią serce przed aktywacją nerwu błędnego</td></tr><tr><td>Carbomer Eye Gel</td><td>Fabrik GmbH Spółka zależna Bausch & Lomb</td><td></td><td>zwilżyć rogówkę i ustabilizować elektrody nagrywające</td></tr><tr><td>ERG-Jet Elektrody nagrywające</td><td>Roland Consult Stasche& Finger GmbH</td><td>2300 La Chaux-De-Fonds</td><td>ERG nagrywanie</td></tr><tr><td>wziernika oka</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Device Co., Ltd</td><td>ZYD020</td><td>otwarta szczelina powiekowa</td></tr><tr><td>Heidelberg Spectralis OCT system Heidelberg</td><td>Engineering</td><td></td><td>OCT</td></tr><tr><td>Obrazowanie</td><td></td><td></td><td>( https://www.heidelbergengineering.com/media/e-learning/Totara-US/files/pdf-tutorials/2238-003_Spectralis-Training-Guide.pdf)</td></tr> <tr><td>izofluranu</td><td>RWD Life Science Co., Ltd</td><td>R510-22</td><td>znieczulenie izofluranem</td></tr><tr><td>samce kóz Saanen</td><td>Caimu Livestock Company, kraj (Hangzhou, Chiny)</td><td></td> <td>Samce kóz Saanen w wieku od 4 do 6 miesięcy o wadze 19 lat; Elektroda igłowa 23 kg</td></tr><tr><td></td><td>Roland Consult Stasche& Finger GmbH</td><td>U51-426-G-D</td><td>zastosowanie do elektrody uziemiającej FVEP i elektrod referencyjnych PERG</td></tr><tr><td>obwodowy cewnik żylny dożylnie</td><td>BD shanghai Medical Device Co., Ltd</td><td>383019</td><td>dożylny dostęp do atropiny i propofolu</td></tr><tr><td>propofol</td><td>Xian Lipont Enterprise Union Management Co., Ltd.</td><td></td><td>indukować znieczulenie izofluranem u kóz</td></tr><tr><td>Krople do oczu tropicamidu fenylefryny</td><td>SANTEN OY, Japonia</td><td></td><td>5% tropicamid i 5% chlorowodorek fenylefryny</td></tr><tr><td>urządzenie do elektrofizjologii wizualnej</td><td>Gotec Co., Ltd</td><td>GT-2008V-III</td><td>do stosowania w FVEP i PERG</td></tr><tr><td>ksylazyna</td><td>Huamu Animal Health Products Co., Ltd.</td><td></td><td>znieczulenie ksylazynowe: domięśniowe wstrzyknięcie ksylazyny 3 mg/kg</td></tr><tr><td>zoletil50</td><td>Virbac</td><td></td><td>indukuje znieczulenie izofluranem u małp</td></tr></tbody></table>

in vivo (in vivo) metody oceny funkcji i struktury komórek zwojowych siatkówki oraz nerwu wzrokowego u dużych zwierząt

In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals

Nerw wzrokowy zbiera sygnały aksonów z komórek zwojowych siatkówki i przekazuje sygnał wzrokowy do mózgu. Duże modele zwierzęce uszkodzenia nerwu wzrokowego są niezbędne do przełożenia nowych strategii terapeutycznych z modeli gryzoni do zastosowań klinicznych ze względu na ich bliższe podobieństwo do ludzi pod względem wielkości i anatomii. W tym miejscu opisujemy niektóre metody in vivo do oceny funkcji i struktury komórek zwojowych siatkówki (RGC) i nerwu wzrokowego (ON) u dużych zwierząt, w tym wzrokowy potencjał wywołany (VEP), elektroretinogram wzorcowy (PERG) i optyczna tomografia koherentna (OCT). W badaniu tym zatrudniono zarówno kozy, jak i naczelne. Przedstawiając te metody in vivo krok po kroku, mamy nadzieję zwiększyć odtwarzalność eksperymentalną w różnych laboratoriach i ułatwić wykorzystanie dużych modeli zwierzęcych neuropatii nerwu wzrokowego.

Rysunek 1A przedstawia reprezentatywne wyniki FVEP u kozy. Choć przebiegi fal przy tej samej intensywności błysku wykazują względne podobieństwo, zaleca się dwukrotną analizę przebiegów. Fale elektromagnetyczne generowane przez urządzenia elektroniczne zakłócają zbierane sygnały elektryczne, co skutkuje wysokim szumem linii bazowej i słabą powtarzalnością przebiegu. Dlatego podczas badania elektrofizjologicznego zaleca się upewnienie się, że w najbliższym otoczeniu nie znajdują się zbędne ur...

Tutaj demonstrujemy kilka testów in vivo (potencjał wywołany w trybie wizualnym flash, elektroretinogram wzorcowy i koherentna tomografia optyczna) u kóz i makaków rezusów, aby zrozumieć strukturę i funkcję nerwu wzrokowego i jego neuronów.

In vivo (in vivo) Metody oceny funkcji i struktury komórek zwojowych siatkówki oraz nerwu wzrokowego u dużych zwierząt

The optic nerve collects axons signals from the retinal ganglion cells and transmits visual signal to the brain. Large animal models of optic nerve injury ...

Cześć wszystkim. To Yikui Zhang ze szpitala okulistycznego w Wenzhou. Górny nerw nie ma eksksonów z komórek zwojowych oreksyny, a następnie przekazuje sygnał wzrokowy do mózgu.Większy model uszkodzenia górnego nerwu jest niezbędny, aby przełożyć nowatorskie leczenie z modelu robota na aplikację limfy. Tutaj opisujemy niektóre metody in vivo do oceny struktury i funkcji komórek zwojowych oreksyny w górnym nerwie u dużych zwierząt. Przedstawiając tę metodę krok po kroku, mamy nadzieję zwiększyć eksperymentalną niepełnosprawność reprodukcyjną i ułatwić stosowanie większych modeli nerwicy nerwu wzrokowego.Ogol się elektroniczną maszynką do golenia. I przygotuj go trzykrotnie z 70% alkoholem, aby oczyścić skórę i odsłonić żyłę podskórną. Wprowadzić dożylnie łóżeczko dożylne do żył obwodowych.Następnie wlej atropinę i propofol. Zaintubuj kozę sześciomilimetrową rurką dotchawiczą i podłącz do sztucznego respiratora. Znieczulenie utrzymywano za pomocą 3,5% izofluranu w tlenie przy stałym natężeniu przepływu wynoszącym dwa litry.Umieść czujnik temperatury pod językiem kozy. Przytnij szczelinę saturacji tlenem do bliższego końca ucha kozy. Przywiąż mankiet do pomiaru ciśnienia krwi u podstawy uda.Zacisk EKG rozszczepia się na kończynach w kolejności. Następnie możemy monitorować wskaźniki życiowe kozy. Ogol włosy i zdezynfekuj skórę betadyną i 70% alkoholem trzy razy w środek kości czołowej.Otwórz torbę sterylizatora zawierającą nożyczki i gwoździe. Wykonaj nacięcia skóry, aby odsłonić czaszkę nożyczkami. stalowe do wszczepiania w środku kości czołowej.Ogolić włosy i zdezynfekować skórę betadyną i 70% alkoholem trzy razy w środkowym punkcie dwojga uszu w kości potylicznej. Wykonaj nacięcia skóry. stalowe do wszczepiania w środkowym punkcie dwojga uszu w kości potylicznej.Uziemiającą elektrodę igłową wprowadza się podskórnie pod przednią czaszki. Elektroda czynna i elektroda referencyjna są połączone odpowiednio ze śrubą czołową i potyliczną za pomocą zacisków krokodylkowych w celu zmniejszenia impotencji elektrody. Załataj jedno oko.Nałóż krople do oczu do znieczulenia miejscowego na powierzchnię oka. Źrenice po obu stronach są rozszerzone za pomocą kropli do oczu na rozszerzenie źrenic. Umieść głowę kozła w wypełnionym gazem stymulatorze skierowanym do światła ambulatoryjnego.Połóż koc na stymulatorze i głowie kozy na pięć minut adaptacji. Wziernik powieki służy do pełnego odsłonięcia źrenicy. Sprawdź impotencję kontaktową elektrody z tkanką.Upewnij się, że impotencja jest mniejsza niż 10 kilometrów dla każdego, aby uniknąć zakłóceń elektromagnetycznych z innych urządzeń elektrycznych w tym samym pomieszczeniu. Sprawdź podstawowy poziom hałasu bez stymulacji światłem. Rozpocznij nagrywanie w formacie FVEP.Należy pamiętać, że nagrywanie FVEP przy każdym natężeniu światła jest wykonywane dwukrotnie. Należy pamiętać, że zwilż rogówkę sztuczną łzą, jeśli wydaje się sucha. Powtórz kroki dla przeciwległego oka.Rozpocznij nagrywanie FVEP kolejno przy różnym natężeniu światła. Dla każdego nagrania uśredniane są 64 ślady, aby uzyskać jedną formę fali. Pierwszy dodatni i aktywny pik w postaci fali FVEP został oznaczony jako P1 i N1. Wysterylizowaną elektrodę uziemiającą umieszcza się w płatku ucha.Wysterylizowane elektrody aktywne i referencyjne wprowadza się podskórnie wzdłuż linii środkowej oraz odpowiednio kości czołowej i potylicznej. Wziernik powieki służy do pełnego odsłonięcia źrenicy. Załataj jedno oko.Rejestruj kolejno wzorce odpowiedzi VEP drugiego oka na różnych częstotliwościach przestrzennych. Podłącz do elektrody uziemiającej za pomocą zacisku krokodylkowego. Dwie wysterylizowane elektrody referencyjne igłowe umieszcza się pod skórą jeden centymetr za boczną kantą po obu stronach.Wziernik powieki służy do pełnego odsłonięcia źrenicy. Dwie zdezynfekowane elektrody rejestrujące ERG są wyśrodkowane na obu rogówkach po miejscowym zastosowaniu sztucznego łzy. Przed każdym okiem umieszcza się dwa stymulatory w odległości oglądania 50 centymetrów.Upewnij się, że impotencja jest poniżej 10 kilometrów. Śledź podstawowy szum bez stymulacji światłem. Skieruj światło ambulansu.Rozpocznij rejestrację wzorca ERG z obu oczu jednocześnie na różnych częstotliwościach przestrzennych. Wreszcie powrót ekranu do nagrywania wzorca ERG bez stymulatorów wizualnych i aktywnej kontroli. Filtr pasmowoprzepustowy jest ustawiony na zakres od jednego do 75 Hz dla trzech wzorców CPD ERG.Filtr pasmowoprzepustowy ma częstotliwość od jednego do 50 Hz, aby wygładzić kształt bez wpływu na jego amplitudę. Pierwsze dodatnie i aktywne piki w postaci fali są oznaczone jako P1 i N1. Wzorzec amplitudy ERG mierzony od N1 do P1.To zmniejszyć impotencję elektrod, pod skórą czołową umieszcza się wysterylizowaną igłę odniesienia. A wysterylizowaną elektrodę referencyjną igłową umieszcza się pod skórą jeden centymetr za boczną kantą z jednej strony.Zdezynfekowaną elektrodę rejestrującą ERG umieszcza się na rogówce po miejscowym zastosowaniu sztucznego łzy. Załataj jedno oko. Wyświetlacz jest umieszczony w odległości oglądania 50 centymetrów.Wziernik powieki służy do pełnego odsłonięcia źrenicy. Następnie kozę umieszcza się na podbródku. Dopasuj kozę do aparatu, aby wysłać jej głowę nerwu wzrokowego na konfokalny obraz z oftalmoskopii laserowej, modyfikując jej pozycję głowy.Kliknij przycisk start, aby przejść do fazy końcowej wykrywania. Poczekaj, aż maszyna zakończy ładowanie. Naciśnij żółty przycisk start, aby rozpocząć formalne obrazowanie.Wyreguluj joystick, aby równomiernie oświetlić obraz w podczerwieni w celu poprawy jakości obrazu. Przesuń kamerę do przodu, aż na prawym górnym rogu ekranu pojawi się obraz OCT wyprostowanej siatkówki. Zmodyfikuj joystick tak, aby równomiernie tańczył w poziomym obrazie OCT siatkówki.Naciśnij przycisk na joysticku, aby automatycznie uchwycić obraz. Przytrzymaj ten joystick, aby utrzymać jakość obrazu na ekranie obrazu na żywo, aż do zakończenia wykonywania obrazu. Następnie naciśnij pobierz.Wybierz zdjęcie początkowe wysokiej jakości. Kliknij prawym przyciskiem myszy i wybierz ustaw odniesienie. Naciśnij przycisk monitujący, aby umożliwić programowi automatyczne dopasowanie bieżącego skanowania do skanowania linii bazowej.Po dopasowaniu naciśnij przycisk na joysticku, aby aktywować automatyczne śledzenie w czasie rzeczywistym. Kliknij przycisk pomiaru, aby wejść na platformę pomiarową. Wybierz gumkę, narzędzie i wytrzyj linię RFL, która jest automatycznie oznaczana przez maszynę.Wybierz narzędzie do rysowania linii, aby ręcznie obrysować granicę między IPL i INL. Pomiędzy czerwoną i niebieską linią znajduje się kompleks GCC. Obrazowanie zmienione w siatkówce u makaków rezus jest wykonywane przy użyciu tego samego sprzętu i procedury, co u kóz.Rysunek A przedstawia reprezentatywny FVEP u kóz. Rysunek B przedstawia reprezentatywny wzór kształtu fali ERG u kozy. Rysunek C przedstawia reprezentatywny wzór FVEP u makaków rezusów.Rysunek D przedstawia reprezentatywny wzór formy fali ERG u makaka rezusa. Rycina druga przedstawia reprezentatywne obrazy OCT siatkówki wokół głowy nerwu wzrokowego i grubość kompleksu GCC w różnych regionach obwodowych u kóz i makaków rezusów. Duży model zwierzęcy odgrywa ważną rolę w badaniach translacyjnych.W wielu przypadkach obiecujące efekty terapeutyczne w małych modelach zwierzęcych nie znalazły przełożenia na pacjentów. W niniejszej pracy przedstawiono protokół wideo FVEP, PERG i OCT u kóz i makaków rezusów. Ta metoda in vivo może być stosowana w większym modelu różnych nerwic nerwu wzrokowego, takich jak jaskra, neuropatia niedokrwienna lub urazowa nerwu wzrokowego oraz zapalenie nerwu wzrokowego.

in-vivo-methods-to-assess-retinal-ganglion-cell-optic-nerve-function

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Komórki zwojowe siatkówki przekazują informacje wizualne z oka do mózgu za pomocą sekwencji potencjałów czynnościowych. W niniejszym materiale demonstrujemy sposób rejestracji potencjałów czynnościowych pojedynczych komórek zwojowych in vivo u znieczulonych szczurów.

Rejestracja pojedynczych jednostek In vivo z skrzyżowania wzrokowego szczura

Ten film ilustruje metodę, przy użyciu klinicznego skanera 3 T, do obrazowania MR z kontrastem projekcji wzrokowej naiwnej myszy oraz do powtarzalnych i podłużnych badań in vivo zwyrodnienia nerwu wzrokowego związanego z ostrym uszkodzeniem nerwu wzrokowego i przewlekłym zwyrodnieniem nerwu wzrokowego u myszy z nokautem (p50KO).

In vivo (in vivo) Obrazowanie integralności włókien nerwu wzrokowego za pomocą rezonansu magnetycznego ze wzmocnieniem kontrastowym u myszy

Aktywacja mikrogleju i mikroglejoza są kluczowymi odpowiedziami na przewlekłą neurodegenerację. W tym miejscu przedstawiamy metody długoterminowej wizualizacji in vivo komórek mikrogleju CX3CR1-GFP+ siatkówki za pomocą oftalmoskopii konfokalnej oraz analiz progowych i morfometrycznych w celu identyfikacji i ilościowego określenia ich aktywacji. Monitorujemy zmiany mikrogleju we wczesnych stadiach jaskry związanej z wiekiem.

In vivo (in vivo)Dynamika aktywacji mikrogleju siatkówki podczas neurodegeneracji: konfokalne obrazowanie oftalmoskopowe i morfometria komórkowa w jaskrze myszy

Ex vivo ERG może być używany do rejestrowania aktywności elektrycznej komórek siatkówki bezpośrednio z izolowanych nienaruszonych siatkówk zwierząt lub ludzi. Pokazujemy tutaj, jak powszechne systemy ERG in vivo można dostosować do zapisów ERG ex vivo w celu zbadania aktywności elektrycznej komórek siatkówki.

Jednoczesne badanie funkcjonalne ex vivo dwóch siatkówk za pomocą systemu elektroretinogramu in vivo

Jaskra charakteryzuje się uszkodzeniem komórek zwojowych siatkówki. Indukowanie jaskry w modelach zwierzęcych może zapewnić wgląd w badania nad tą chorobą. W tym miejscu przedstawiamy procedurę, która indukuje utratę RGC w modelu szczura in vivo i demonstrujemy przygotowanie całych siatkówk do analizy.

Procedura indukująca jaskrę w modelu szczura in vivo i preparat siatkówki z pełnym mocowaniem

Ten manuskrypt opisuje protokół obrazowania in vivo siatkówki myszy za pomocą optycznej koherentnej tomografii spektralnej o wysokiej rozdzielczości (SD-OCT). Koncentruje się na komórkach zwojowych siatkówki (RGC) w okolicy okołobrodawkowatej, z opisanymi kilkoma podejściami do skanowania i kwantyfikacji.

Optyczna tomografia koherentna: obrazowanie komórek zwojowych siatkówki myszy in vivo

Ten protokół opisuje, jak techniki obrazowania o wysokiej rozdzielczości, takie jak optyczna koherentna tomografia w domenie spektralnej i skaningowa oftalmoskopia laserowa, mogą być wykorzystane u małych gryzoni, przy użyciu systemu platformy obrazowania okulistycznego, aby uzyskać informacje odpowiednio o grubości siatkówki i rozmieszczeniu komórek mikrogleju.

In vivo (in vivo) Obrazowanie myszy reporterowych Cx3cr1gfp/gfp z optyczną koherentną tomografią w domenie spektralnej i skaningową oftalmoskopią laserową

Tutaj opisujemy użycie optycznej koherentnej tomografii spektralnej (SD-OCT) do wizualizacji struktur siatkówki i oka in vivo w modelach zwyrodnienia siatkówki, jaskry, retinopatii cukrzycowej i krótkowzroczności.

Strukturalne oceny in vivo chorób oczu w modelach gryzoni przy użyciu optycznej koherentnej tomografii

Obrazowanie in vivo jest potężnym narzędziem do badania biologii w zdrowiu i chorobie. Protokół ten opisuje obrazowanie przezźrenicowe siatkówki myszy za pomocą standardowego mikroskopu dwufotonowego. Zademonstrowano również różne metody obrazowania in vivo, które umożliwiają fluorescencyjne znakowanie wielu kohort komórkowych siatkówki.

Przezźrenicowe dwufotonowe obrazowanie in vivo siatkówki myszy

Ten protokół przedstawia i opisuje etapy izolacji, sekcji, hodowli i barwienia eksplantatów siatkówki uzyskanych od dorosłej myszy. Metoda ta jest korzystna jako model ex vivo do badania różnych chorób nerwowo-naczyniowych siatkówki, takich jak retinopatia cukrzycowa.

Eksplantat siatkówki dorosłej myszy jako model ex vivo do badania chorób nerwowo-naczyniowych siatkówki

Poznaj metody in vivo oceny funkcji nerwu wzrokowego u kóz i makaków rezus za pomocą FVEP, PERG i OCT. Techniki te umożliwiają badanie struktury i przekazywania sygnałów wzrokowych.

In vivo (in vivo) Metody oceny funkcji i struktury komórek zwojowych siatkówki oraz nerwu wzrokowego u dużych zwierząt

Przeglądaj więcej filmów