Name: Wykorzystanie zmian w transmisji liści do zbadania ruchu chloroplastów u Arabidopsis thaliana (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 45 s
Description: Poznaj metodę pomiaru ruchu chloroplastów w liściach Arabidopsis thaliana za pomocą zmian transmisji światła. To proste i półautomatyczne urządzenie umożliwia ilościową analizę dynamiki chloroplastów, uzupełniając badania mikroskopowe.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Finansowanie zostało zapewnione przez Fiske Award i Wellesley College Faculty Award.

1. Przygotowanie liści do biegu
<ol>
	<li>Umieść 8 roślin A. thaliana w ciemności na noc (> 6 godzin działa dla większości gatunków), aby upewnić się, że chloroplasty przesuną się do ciemnej pozycji. Wszystkie repliki startują z porównywalnymi wartościami transmisji.</li>
	<li>Alternatywnie, umieść 8 całych liści na szalce Petriego z wilgotną bibułą filtracyjną na dole, zamknij szalkę Petriego i owiń ją folią aluminiową.</li>
</ol>
2. Sprawdzanie, czy urządzenie transmisyjne działa
<ol>
	<li>Podłącz urządzenie transmisyjne do stabilnego źródła zasilania i naciśnij wyłącznik zasilania (przycisk ON/OFF) urządzenia, aby zresetować przyrząd (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1A,B).</li>
	<li>Podłącz iPada do stabilnego źródła zasilania, naciśnij przycisk ekranu głównego, aby aktywować ekran, i wprowadź hasło, aby się zalogować.</li>
	<li>Naciśnij ikonę Ustawienia, naciśnij ikonę Wyświetlacz i jasność, naciśnij Automatyczna blokada i wybierz Nigdy, naciskając tę opcję, aby upewnić się, że ekran pozostanie włączony na stałe. W przeciwnym razie program przestanie działać, gdy ekran przejdzie w stan uśpienia. Naciśnij przycisk ekranu głównego, aby powrócić do ekranu głównego.</li>
	<li>Naciśnij dwukrotnie przycisk ekranu głównego, aby zobaczyć, które aplikacje są otwarte, i zamknij je wszystkie, przesuwając je w kierunku górnej części ekranu. Naciśnij przycisk ekranu głównego, aby powrócić do ekranu głównego.
	<ol>
		<li>Znajdź aplikację LeafSensor na ekranie głównym lub przesuwając palcem w lewo lub w prawo. Naciśnij ikonę aplikacji, aby ją otworzyć (patrz Plik uzupełniający). Pojawi się zielony ekran z tekstem i białymi polami, aby wprowadzić informacje.</li>
		<li>Upewnij się, że w dolnej części ekranu widoczne jest słowo Połączono, ponieważ wskazuje, że aplikacja komunikuje się z urządzeniem transmisyjnym. Jeśli pojawi się komunikat "Nie znaleziono Adafruit", sprawdź, czy urządzenie jest podłączone i ponownie naciśnij przycisk start na urządzeniu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wypełnij pierwsze 4 pola na stronie aplikacji, aby nazwać eksperyment i skonfigurować warunki dla krótkiego przebiegu testowego bez liści i z otwartymi klipsami liści:
	<ol>
		<li>Nazwij eksperyment (użyj 8 lub mniej wielkich liter lub cyfr), np. wpisując TEST w polu o nazwie Expt Name.</li>
		<li>Wybierz, ile różnych intensywności światła niebieskiego zostanie użytych w eksperymencie, np. wpisując 3 w polu o nazwie # Natężenia światła.</li>
		<li>Wybierz natężenie światła niebieskiego dla tego przebiegu (wybierz liczbę całkowitą z zakresu od 0 do 3000 i oddziel każdą liczbę od następnej przecinkiem; zobacz Plik uzupełniający, aby dowiedzieć się, jak przeliczyć te liczby na rzeczywiste natężenia światła niebieskiego diod LED), np. wpisując 0,100,1000 w polu o nazwie Intensywność niebieskiego.</li>
		<li>Wybierz czas, przez jaki każde natężenie niebieskiego światła będzie świecić na liść (oddziel każdą cyfrę od następnej przecinkiem), np. wpisując 2,2,2 w polu o nazwie Niebieski czas trwania (minuty).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Naciśnij przycisk Rozpocznij eksperyment w środkowej części ekranu. W dolnej części ekranu pojawi się 8 myślników i komunikat Starting Experiment.
	<ol>
		<li>Upewnij się, że przez pierwsze dwie minuty z diod LED nie jest emitowane żadne światło, następnie emitowane jest słabe niebieskie światło, a po 2 minutach intensywność niebieskiego światła wzrasta.</li>
		<li>Upewnij się, że intensywne czerwone światło jest emitowane z diod LED raz na minutę podczas pomiarów. 
		UWAGA: W trakcie trwania eksperymentu na stronie aplikacji pojawią się liczby dla każdego z ośmiu czujników, a dane będą aktualizowane raz na minutę. Upewnij się, że numery wyjściowe z fotodiod wynoszą około 1000-1023 (jeśli pomieszczenie jest ciemne). Aktualizacja w lewym dolnym rogu pokazuje, ile pomiarów wykonano do tej pory, np. Wykonano 1 z 6 pomiarów (jeden pomiar co minutę).</li>
		<li>Po zakończeniu eksperymentu sprawdź, czy w lewym dolnym rogu strony aplikacji znajduje się komunikat Eksperyment zakończony. Teraz instrument jest gotowy do biegu z liśćmi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Naciśnij dwukrotnie przycisk ekranu głównego, przesuń palcem poza aplikację i otwórz ją ponownie. Naciśnij przycisk ON/OFF na instrumencie, aby go zresetować.</li>
</ol>
3. Ustawianie liści w klipsach do liści
UWAGA: Ten krok musi być wykonany w ciemności z zielonym źródłem światła (np. umieść zielony filtr przed żarówką), aby uniknąć wywoływania ruchu chloroplastów. Alternatywnie, użyj bardzo słabego białego światła i przedłużonego okresu ciemności w klipsach do liści. Pamiętaj, że jedna część klipsa liściowego utrzymuje diodę LED (większy otwór), podczas gdy druga trzyma fototranzystor (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C).
<ol>
	<li>Jeśli rośliny są w całości przystosowane do ciemności, zbierz 8 liści wystarczająco szerokich, aby zakryć diody LED. W przeciwnym razie usuń liście z szalki Petriego. Przygotuj 8 pasków bibuły filtracyjnej o długości klipsa do liści i z otworem wybitym u góry, aby nie zakrywać diody LED.
	<ol>
		<li>Zwilż bibułę filtracyjną i umieść ją na części klipsa do liści, która przytrzymuje diodę LED. Powtórz to dla każdego z ośmiu klipsów na liściach.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść każdy liść na mokrej bibule filtracyjnej klipsa do liści. Upewnij się, że właściwa strona skrzydła jest skierowana w stronę diody LED (zwykle eksperymenty wykonuje się z przyosiową powierzchnią skrzydła skierowaną w stronę diody LED).
	<ol>
		<li>Unikaj umieszczania żeber liścia na diodach LED, a aby uzyskać bardziej spójne wyniki, umieść podobne części każdego liścia (np. Najszerszą część liścia) nad diodą LED.</li>
		<li>Umieść drugą część klipsa liściowego z fototranzystorem na górze. W razie potrzeby użyj gumki, aby przytrzymać dwie części klipsa do liści razem (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 1C, D).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść każdy klips do liści w jego "łódce" i napełnij zbiorniki wodą za pomocą pipety. Upewnij się, że liść lub przynajmniej bibuła filtracyjna dotyka wody, aby uniknąć odwodnienia liści podczas biegu (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1D).</li>
</ol>
4. Przeprowadzanie biegu
UWAGA: Dla standardowego przebiegu eksploracyjnego, zacznij od 4 godzin ciemności (0 μmol foton m-2 s-1), następnie 7 godzin niskiego niebieskiego światła (2 μmol foton m-2 s-1), a następnie po 60 minut po 5, 10, 30, 40, 50, 60, 90, 100 μmol fotonu m-2 s-1 niebieskiego światła. Spowoduje to, że liście będą wykazywać ciemną transmisję, indukować ruch chloroplastów do maksymalnej akumulacji i wykazywać różne stopnie reakcji unikania.
<ol>
	<li>Skonfiguruj aplikację LeafSensor na iPadzie, wykonując czynności opisane poniżej.
	<ol>
		<li>Wpisz EXPLORA1 w polu o nazwie Nazwa wyrażenia.</li>
		<li>Wpisz 10 w polu o nazwie # Natężenie światła.</li>
		<li>Wpisz 0,1,60,160,550,750,950,1150,1350,1950 w polu o nazwie Niebieskie intensywności.</li>
		<li>Wpisz 240,420,60,60,60,60,60,60,60,60 w polu o nazwie Niebieski czas trwania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Naciśnij przycisk Rozpocznij eksperyment. Po pierwszej minucie na ekranie pojawią się wartości wyjściowe (zwykle od 990 do 820). Jeśli wartości są dalekie, sprawdź, czy liście zostały prawidłowo umieszczone w klipsach na liście.</li>
	<li>Po zakończeniu uruchamiania upewnij się, że w lewym dolnym rogu ekranu pojawia się komunikat Eksperyment zakończony. Dane zostaną zapisane automatycznie.
	<ol>
		<li>Ustaw ekran w pozycji pionowej (nie poziomej). Na ekranie pojawią się dwie nowe opcje, a mianowicie Zapisz i Narzędzia.</li>
		<li>Naciśnij Narzędzia, a pojawi się lista zapisanych plików. Wybierz interesujący Cię plik, w tym przypadku EXPLORA1.</li>
		<li>Poniżej listy plików poszukaj Selected Expt: EXPLORA1. Naciśnij przycisk E-mail, wprowadź adres e-mail, a plik danych zostanie automatycznie dołączony do wiadomości. Naciśnij Send. 
		UWAGA: Jeśli do nadejścia plików nastąpi duże opóźnienie, uruchom ponownie aplikację i wyślij plik ponownie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Jeśli przebieg został przerwany, ale dane do tego momentu są interesujące, naciśnij Zapisz przed wybraniem opcji Narzędzia. Po kilku uruchomieniach wyczyść miejsce w pamięci: Naciśnij Narzędzia, wybierz jeden plik na raz, przesuń palcem w lewo obok pliku i naciśnij Usuń, aby usunąć plik.</li>
	<li>Naciśnij przycisk Wstecz, aby uruchomić kolejny eksperyment lub, jeśli to zrobisz, naciśnij przycisk ekranu głównego, przesuń palcem do ekranu głównego, naciśnij Ustawienia, naciśnij Wyświetlacz i jasność, naciśnij Auto-Lock i naciśnij 2 minuty.</li>
</ol>
5. Analiza danych
<ol>
	<li>Pobierz plik EXPLORA1 z wiadomości e-mail, dodaj rozszerzenie .csv do pliku, kliknij dwukrotnie na plik. Dane zostaną posortowane w arkuszu kalkulacyjnym, a dane z ośmiu różnych czujników zostaną posortowane w osobnych kolumnach. Ostatnia kolumna pokazuje czas (w sekundach), w którym dane zostały zebrane. Usuń pierwszy wiersz pod nagłówkami (Sensor1-8), jeśli zawiera dane bezsensowne.</li>
	<li>Skonfiguruj arkusz danych podstawowych, który będzie zawierał wyniki dla każdego czujnika w osobnym arkuszu i który przeliczy wartości wyjściowe na % wartości transmisji przy użyciu równań uzyskanych z kalibracji każdego klipsa do liści i czujnika (patrz plik uzupełniający).
	<ol>
		<li>Skopiuj każdy zestaw danych do osobnego arkusza danych (np. kolumna A zawiera czas, a kolumna C zawiera dane czujnika Sensor1).</li>
		<li>Skonfiguruj kolumnę B tak, aby konwertowała czas z sekund na minuty. Ustaw kolumnę D tak, aby zawierała wzór na konwersję napięcia na % transmisji przy użyciu równania z kalibracji.</li>
		<li>Skonfiguruj podobny arkusz danych dla każdego czujnika i pamiętaj, że wzór używany do przeliczania napięcia wyjściowego na % wartości transmisji może być różny dla każdego czujnika.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykres % transmisji (T) w funkcji czasu, min (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
	<li>Zapisz arkusz danych pod nową nazwą, aby można było ponownie użyć arkusza danych podstawowych.</li>
	<li>Aby dokładniej przeanalizować dane (<silna klasa="xfig">Rysunek 2), oblicz akumulację ΔT (%) (np. zmiana T przy maksymalnej akumulacji w porównaniu do T po zmroku), unikanie ΔT (%) (np. zmiana T przy maksymalnym unikaniu w porównaniu do T po zmroku) lub dT/dt (%/h) (np. zmiana T podczas najszybszej części reakcji akumulacji lub unikania). Aby uzyskać więcej informacji, zobacz 8.</li>
</ol>

<ol><li>Senn, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSenn%2C+G+%22Die+Gestalts-+und+Lagever%C3%A4nderung+der+Pflanzenchromatophoren%22">Die Gestalts- und Lageveränderung der Pflanzenchromatophoren</a>. , Wilhelm Engelmann. Leipzig, Germany. (1908).</li>
<li>Zurzycki, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+chloroplast+displacements+on+the+optical+properties+of+leaves%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Societatis+Botanicorum+Poloniae%22%5BJournal%5D)">The influence of chloroplast displacements on the optical properties of leaves.</a> Acta Societatis Botanicorum Poloniae. 30, 503-527 (1961).</li>
<li>Wada, M., Kagawa, T., Sato, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloroplast+movement%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Plant+Biology%22%5BJournal%5D)">Chloroplast movement.</a> Annual Review of Plant Biology. 54, 455-468 (2003).</li>
<li>Wada, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloroplast+movement%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Science%22%5BJournal%5D)">Chloroplast movement.</a> Plant Science. 210, 177-182 (2013).</li>
<li>Kasahara, M., Kagawa, T., Oikawa, K., Suetsugu, N., Miyao, M., Wada, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloroplast+avoidance+movement+reduces+photodamage+in+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Chloroplast avoidance movement reduces photodamage in plants.</a> Nature. 420, 829-832 (2002).</li>
<li>Davis, P. A., Hangarter, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloroplast+movement+provides+photoprotection+to+plants+by+redistributing+PSII+damage+within+leaves%5BTitle%5D)+AND+%22Photosynthesis+Research%22%5BJournal%5D)">Chloroplast movement provides photoprotection to plants by redistributing PSII damage within leaves.</a> Photosynthesis Research. 112, 153-161 (2012).</li>
<li>Howard, M. M., Bae, A., Königer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+importance+of+chloroplast+movement%2C+nonphotochemical+quenching%2C+and+electron+transport+rates+in+light+acclimation+and+tolerance+to+high+light+in+Arabidopsis+thaliana%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Botany%22%5BJournal%5D)">The importance of chloroplast movement, nonphotochemical quenching, and electron transport rates in light acclimation and tolerance to high light in Arabidopsis thaliana.</a> American Journal of Botany. 106 (11), 1-10 (2019).</li>
<li>Gotoh, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloroplast+accumulation+response+enhances+leaf+photosynthesis+and+plant+biomass+production%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Chloroplast accumulation response enhances leaf photosynthesis and plant biomass production.</a> Plant Physiology. 178, 1358-1369 (2018).</li>
<li>Howard, M. M., Bae, A., Pirani, Z., Van, N., Königer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impairment+of+chloroplast+movement+reduces+growth+and+delays+reproduction+of+Arabidopsis+thaliana+in+natural+and+controlled+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Botany%22%5BJournal%5D)">Impairment of chloroplast movement reduces growth and delays reproduction of Arabidopsis thaliana in natural and controlled conditions.</a> American Journal of Botany. 107 (9), 1309-1318 (2020).</li>
<li>Trojan, A., Gabryś, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloroplast+distribution+in+Arabidopsis+thaliana+%28L.%29+depends+on+light+conditions+during+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Chloroplast distribution in Arabidopsis thaliana (L.) depends on light conditions during growth.</a> Plant Physiology. 111, 419-425 (1996).</li>
<li>Oikawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloroplast+unusual+positioning+is+essential+for+proper+chloroplast+positioning%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Chloroplast unusual positioning is essential for proper chloroplast positioning.</a> The Plant Cell. 15, 2805-2815 (2003).</li>
<li>Königer, M., Bollinger, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloroplast+movement+behavior+varies+widely+among+species+and+does+not+correlate+with+high+light+stress+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22Planta%22%5BJournal%5D)">Chloroplast movement behavior varies widely among species and does not correlate with high light stress tolerance.</a> Planta. 236, 411-426 (2012).</li>
<li>Kagawa, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arabidopsis+NPL1%3A+a+phototropin+homolog+controlling+the+chloroplast+high-light+avoidance+response%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Arabidopsis NPL1: a phototropin homolog controlling the chloroplast high-light avoidance response.</a> Science. 291, 2138-2141 (2001).</li>
<li>Berg, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+low-cost+microcontroller-based+photometric+instrument+for+monitoring+chloroplast+movement%5BTitle%5D)+AND+%22Photosynthesis+Research%22%5BJournal%5D)">A simple low-cost microcontroller-based photometric instrument for monitoring chloroplast movement.</a> Photosynthesis Research. 87, 303-311 (2006).</li>
<li>Johansson, H., Zeidler, M. Automatic chloroplast movement analysis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJohansson%2C+H+%22Molecular+Biology%22">Molecular Biology</a>. 1398, Springer. Germany. 29-35 (2016).</li>
<li>Briggs, W. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+phototropin+family+of+photoreceptors%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">The phototropin family of photoreceptors.</a> Plant Cell. 13, 993-997 (2001).</li>
<li>Jarillo, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phototropin-related+NPL1+controls+chloroplast+relocation+induced+by+blue+light%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Phototropin-related NPL1 controls chloroplast relocation induced by blue light.</a> Nature. 410, 952-954 (2001).</li>
<li>Sakai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arabidopsis+nph1+and+npl1%3A+blue+light+receptors+that+mediate+both+phototropism+and+chloroplast+relocation%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%2C+USA%22%5BJournal%5D)">Arabidopsis nph1 and npl1: blue light receptors that mediate both phototropism and chloroplast relocation.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences, USA. 98 (12), 6969-6974 (2001).</li>
<li>Wada, M., Kong, S. -G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Actin-mediated+movement+of+chloroplasts%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">Actin-mediated movement of chloroplasts.</a> Journal of Cell Science. 131, 1-8 (2018).</li>
<li>Wen, F., Xing, D., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogen+peroxide+is+involved+in+high+blue+light-induced+chloroplast+avoidance+movements+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Botany%22%5BJournal%5D)">Hydrogen peroxide is involved in high blue light-induced chloroplast avoidance movements in Arabidopsis.</a> Journal of Experimental Botany. 59 (10), 2891-2901 (2008).</li>
<li>Tlalka, M., Fricker, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+calcium+in+blue-light+dependent+chloroplast+movement+in+Lemna+trisulca+L%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Journal%22%5BJournal%5D)">The role of calcium in blue-light dependent chloroplast movement in Lemna trisulca L.</a> The Plant Journal. 20, 461-473 (1999).</li>
<li>Königer, M., Bollinger, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloroplast+movement+behavior+varies+widely+among+species+and+does+not+correlate+with+high+light+stress+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22Planta%22%5BJournal%5D)">Chloroplast movement behavior varies widely among species and does not correlate with high light stress tolerance.</a> Planta. 236, 411-426 (2012).</li>
<li>Higa, T., Wada, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloroplast+avoidance+movement+is+not+functional+in+plants+grown+under+strong+sunlight%5BTitle%5D)+AND+%22Plant%2C+Cell+and+Environment%22%5BJournal%5D)">Chloroplast avoidance movement is not functional in plants grown under strong sunlight.</a> Plant, Cell and Environment. 39, 871-882 (2016).</li>
<li>Arduino. Arduino.cc. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.arduino.cc">https://www.arduino.cc</a> (2021).</li>
<li>Königer, M., Delamaide, J. A., Marlow, E. D., Harris, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C.+thaliana+leaves+with+altered+chloroplast+numbers+and+chloroplast+movement+exhibit+impaired+adjustments+to+both+low+and+high+light%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Botany%22%5BJournal%5D)">C. thaliana leaves with altered chloroplast numbers and chloroplast movement exhibit impaired adjustments to both low and high light.</a> Journal of Experimental Botany. 59, 2285-2297 (2008).</li>
</ol>

Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów.

Urządzenie jest niezwykle łatwe w użyciu, ale niezwykle ważne jest, aby niezależnie skalibrować każdą konfigurację klipsa do liścia urządzenia transmisyjnego, ponieważ rozmieszczenie diod LED i fototranzystorów może się nieznacznie różnić w zależności od klipsa liściowego. Upewnij się, że diody LED i fototranzystory są włożone stabilnie i ponownie sprawdź kalibrację, jeśli dane wydają się nieprawidłowe. Unikaj dostania się wody do urządzenia. Liście w klipsach na liście są umieszczane w "łodziach" wypełnionych wodą, aby ...

Światło jest niezbędne do fotosyntezy, wzrostu i rozwoju roślin. Jest to jeden z najbardziej dynamicznych czynników abiotycznych, ponieważ natężenie światła zmienia się nie tylko w ciągu pory roku lub dnia, ale także szybko i w nieprzewidywalny sposób w zależności od zachmurzenia. Na poziomie liści na natężenie światła wpływa również gęstość i charakter otaczającej roślinności oraz własny baldachim rośliny. Jednym z ważnych mechanizmów, który pozwala roślinom optymalizować przechwytywanie światła w zmiennych warunkach oświetleniowych, jest zdolność chloroplastów do poruszania się w odpowiedzi na bodźce światła niebieskiegoxref"1,2. W warunkach słabego oświetlenia chloroplasty rozprzestrzeniają się prostopadle do światła (wzdłuż ścian komórkowych peryklinalnych) w tak zwanej odpowiedzi akumulacji, maksymalizując przechwytywanie światła, a tym samym fotosyntezę. W warunkach silnego oświetlenia chloroplasty przemieszczają się w kierunku antyklinalnej ściany komórkowej w tak zwanej reakcji unikania, minimalizując przechwytywanie światła i niebezpieczeństwo fotoinhibicji. U wielu gatunków chloroplasty przyjmują również specyficzną ciemną pozycję, która różni się od pozycji akumulacji i unikania i często pośrednia między tymi dwoma3,4. Różne badania wykazały, że ruch chloroplastów jest ważny nie tylko dla krótkoterminowej tolerancji liści na stres5,6,7, ale także dla wzrostu i sukcesu reprodukcyjnego roślin, zwłaszcza w zmiennych warunkach oświetleniowych8,9.
Ruch chloroplastów można łatwo zaobserwować w czasie rzeczywistym u niektórych żywych okazów (np. glonów lub roślin o cienkich liściach, takich jak Elodea) za pomocą mikroskopii świetlnej1. Badanie ruchu chloroplastów w większości liści wymaga jednak wstępnej obróbki w celu wywołania ruchu chloroplastów, chemicznego utrwalenia i przygotowania przekrojów poprzecznych przed obejrzeniem próbek pod mikroskopem świetlnym10. Wraz z wprowadzeniem konfokalnej mikroskopii laserowej możliwe stało się również obrazowanie trójwymiarowego układu chloroplastów w nienaruszonych lub nieruchomych liściach4,11,12. Te techniki obrazowania znacznie pomagają w zrozumieniu ruchu chloroplastów, dostarczając ważnych informacji jakościowych. Kwantyfikacja pozycjonowania chloroplastów (np. jako procent chloroplastów w pozycjach peryklinalnych lub antyklinalnych na tych obrazach lub procent powierzchni pokrytej chloroplastami na całkowitą powierzchnię komórki) jest również możliwa, ale dość czasochłonna, zwłaszcza jeśli jest prowadzona w odstępach czasu niezbędnych do uchwycenia szybkich zmian w pozycjonowaniu10,8. Najprostszym sposobem pokazania, czy przystosowane do ciemności liście określonego gatunku lub mutanty są zdolne do przemieszczania się chloroplastów w reakcję unikania, jest pokrycie większości obszaru liścia, aby utrzymać chloroplasty w ciemności, jednocześnie wystawiając pasek liścia na działanie silnego światła. Po co najmniej 20 minutach ekspozycji na wysokie światło chloroplasty w odsłoniętym obszarze przesuną się do pozycji unikania, a odsłonięty pasek będzie widocznie jaśniejszy niż reszta liścia. Dotyczy to dzikiego typu A. thaliana, ale nie niektórych mutantów ruchu chloroplastów, opisanych bardziej szczegółowo w dalszej części 13. Ta metoda i jej modyfikacje (np. odwrócenie, które części liścia są odsłonięte, zmiana natężenia światła) są przydatne do badania przesiewowego dużej liczby mutantów i identyfikacji mutantów zerowych, które nie mają zdolności do wykazywania reakcji unikania lub akumulacji, lub obu. Nie dostarcza jednak informacji o dynamicznych zmianach w ruchu chloroplastów.
Dla kontrastu, opisana tutaj metoda pozwala na ilościowe określenie ruchu chloroplastów w nienaruszonych liściach przy użyciu zmian w transmisji światła przez liść jako wskaźnika dla ogólnego ruchu chloroplastów: w warunkach, gdy chloroplasty są rozproszone w komórkach mezofilu w odpowiedzi akumulacji, mniej światła jest przepuszczane przez liść niż gdy wiele chloroplastów jest w reakcji unikania, ustawiając się wzdłuż antyklinalnych ścian komórkowych. W związku z tym zmiany w transmisji mogą być używane jako wskaźnik zastępczy dla ogólnego ruchu chloroplastów w liściach14. Szczegóły dotyczące instrumentu są opisane w innym miejscu (patrz Plik Uzupełniający), ale zasadniczo instrument wykorzystuje niebieskie światło do wyzwalania ruchu chloroplastów i mierzy, ile czerwonego światła jest przepuszczane przez ten liść w określonych odstępach czasu. Niedawno opisano modyfikację tego systemu, która wykorzystuje zmodyfikowany 96-dołkowy czytnik mikropłytek, niebieską diodę LED, komputer i inkubator z kontrolowaną temperaturą<klasa SUP="xref">15.
Opcja użycia kombinacji metod, w tym optycznej oceny liści do badań przesiewowych, a następnie pomiaru dynamicznych zmian w transmisji i użycia mikroskopii, znacznie pomogła nam zrozumieć zarówno podstawowe mechanizmy, jak i fizjologiczne/ekologiczne znaczenie ruchu chloroplastów. Na przykład doprowadziło to do odkrycia i scharakteryzowania różnych mutantów, które są upośledzone w określonych aspektach swoich ruchów. Na przykład mutanty A. thaliana phot 1 nie mają zdolności do gromadzenia swoich chloroplastów w słabym świetle, podczas gdy mutanty phot 2 nie mają zdolności do przeprowadzania reakcji unikania. Te fenotypy są spowodowane upośledzeniem dwóch odpowiednich receptorów światła niebieskiego16,17,18. W przeciwieństwie do tego, mutanty chup1 nie mają zdolności do tworzenia odpowiednich włókien aktynowych wokół chloroplastów, które są niezbędne do przeniesienia chloroplastów do pożądanej pozycji w komórce11,19. Oprócz badań nad mutantami, naukowcy ocenili wpływ różnych inhibitorów na ruch chloroplastów, aby wyjaśnić mechanistyczne aspekty tego procesu. Na przykład substancje chemiczne, takie jakH2O2i różne przeciwutleniacze, zostały użyte do zbadania wpływu tej cząsteczki sygnałowej na ruch chloroplastów20. Zastosowano różne inhibitory, aby wyjaśnić rolę wapnia w ruchu chloroplastów21. Oprócz pomocy w odkryciu mechanizmów ruchu chloroplastów, metody te mogą być wykorzystane do porównania ruchu chloroplastów u różnych gatunków lub mutantów hodowanych w różnych warunkach w celu zrozumienia ekologicznego i ewolucyjnego kontekstu tego zachowania. Na przykład wykazano, że zakres skutków różnych mutacji w szlaku ruchu chloroplastów zależy od warunków wzrostu7,9, oraz że rośliny przystosowane do słońca nie wydają się zbytnio poruszać swoimi chloroplastami. Z kolei ruch jest bardzo ważny w przypadku roślin zacieniających10,22,23.
Ten artykuł o metodach, skupiający się na modelowej roślinie A. thaliana, opisuje, jak korzystać z urządzenia transmisyjnego, które jest zaktualizowaną wersją wcześniej opracowanego instrumentu9. Chociaż instrument ten nie jest dostępny na rynku, osoby z podstawową wiedzą na temat elektroniki lub pomocą kolegów i studentów z dziedziny inżynierii lub fizyki będą w stanie zbudować instrument przy użyciu niedrogich części i postępując zgodnie ze szczegółowymi instrukcjami (patrz Plik uzupełniający). Platforma open-source użyta do zbudowania instrumentu ma szerokie wsparcie internetowe i forum społecznościowe, które oferuje pomoc w przypadku wystąpienia problemów24.
Protokół skupia się na tym, jak używać instrumentu do określania zmian w transmisji liści w standardowym przebiegu eksploracyjnym, który wystawia liść na szeroki zakres warunków świetlnych i rejestruje reakcje ciemności, akumulacji i unikania A. thaliana. Przebiegi te mogą być modyfikowane w zależności od celu eksperymentu i mogą być stosowane w przypadku większości gatunków roślin. W artykule przedstawiono przykłady danych transmisyjnych dzikiego typu A. thaliana i kilku mutantów oraz pokazano, jak można dalej analizować dane.

<table><tbody><tr><td>Folia</td><td></td><td></td><td></td>aluminiowa</tr><tr><td>Ciemne przystosowane liście</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Papier</td><td></td><td></td><td></td>filtracyjny</tr><tr><td>iPad z zainstalowanym czujnikiem LeafSensor app (patrz informacje dodatkowe)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipeta</td><td>Dowolna</td><td></td><td></td></tr><tr><td>szalka Petriego</td><td>Dowolne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>urządzenie transmisyjne (patrz Informacje uzupełniające)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Woda</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

wykorzystanie zmian w transmisji liści do zbadania ruchu chloroplastów u arabidopsis thaliana

Using Changes in Leaf Transmission to Investigate Chloroplast Movement in Arabidopsis thaliana

Wykazano, że ruch chloroplastów w liściach pomaga zminimalizować fotoinhibicję i zwiększyć wzrost w pewnych warunkach. Wiele można się dowiedzieć o ruchu chloroplastów, badając położenie chloroplastów w liściach za pomocą np. konfokalnej mikroskopii fluorescencyjnej, ale dostęp do tego typu mikroskopii jest ograniczony. Protokół ten opisuje metodę, która wykorzystuje zmiany w transmisji liści jako wskaźnik zastępczy dla ruchu chloroplastów. Jeśli chloroplasty zostaną rozłożone w celu maksymalizacji przechwytywania światła, transmisja będzie niska. Jeśli chloroplasty przemieszczają się w kierunku antyklinalnych ścian komórkowych, aby uniknąć światła, transmisja będzie wyższa. Protokół ten opisuje, jak używać prostego, zbudowanego w domu instrumentu do wystawiania liści na działanie różnych intensywności światła niebieskiego i ilościowego określania dynamicznych zmian w transmisji liści. Takie podejście pozwala naukowcom na ilościowe opisanie ruchu chloroplastów u różnych gatunków i mutantów, zbadanie wpływu na niego substancji chemicznych i czynników środowiskowych lub przeprowadzenie badań przesiewowych w poszukiwaniu nowych mutantów, np. w celu zidentyfikowania brakujących składników w procesie, który prowadzi od percepcji światła do ruchu chloroplastów.

poszczególne elementy urządzenia transmisyjnego przedstawiono na rycinie 1. Mikrokontroler stanowi jednostkę sterującą urządzenia; kontroluje on warunki oświetlenia, jakim poddawane są liście zamocowane w czarnych klipsach do liści, oraz przechowuje otrzymywane dane dotyczące transmisji światła (rycina 1A,B). Zbliżenie jednostki sterującej instrumentu ukazuje przycisk ON/OFF, kartę SD umożliwiającą przechowywanie danych, moduł Bluetooth (który ...

Wiele gatunków roślin zmienia położenie chloroplastów, aby zoptymalizować absorpcję światła. Protokół ten opisuje, jak używać prostego, zbudowanego w domu instrumentu do badania ruchu chloroplastów w liściach Arabidopsis thaliana przy użyciu zmian w transmisji światła przez liść jako proxy.

Wykorzystanie zmian w transmisji liści do zbadania ruchu chloroplastów u Arabidopsis thaliana

Chloroplast movement in leaves has been shown to help minimize photoinhibition and increase growth under certain conditions. Much can be learned about ...

Metoda ta mierzy zmiany w przepuszczalności światła liści jako wskaźnik zastępczy dla ruchu chloroplastów, który wpływa na absorpcję światła przez liście w różnym stopniu w zależności od gatunku, środowiska i mutacji. To niedrogie, domowe urządzenie umożliwia ilościowe określenie dynamicznych zmian w ruchu chloroplastów w prosty i półautomatyczny sposób. Dane te uzupełniają badania mikroskopowe.Ważne jest, aby ściśle przestrzegać instrukcji i obchodzić się z instrumentem ostrożnie. Aby rozpocząć, podłącz urządzenie transmisyjne do stabilnego źródła zasilania i naciśnij wyłącznik zasilania urządzenia, aby zresetować instrument. Następnie podłącz iPada do stabilnego źródła zasilania.Naciśnij przycisk ekranu głównego, aby aktywować ekran i wprowadź hasło, aby się zalogować. Naciśnij ikonę ustawień, a następnie ikonę wyświetlacza i jasności. Następnie naciśnij automatyczną blokadę i wybierz nigdy, aby upewnić się, że ekran pozostanie włączony na stałe, aby program działał bez żadnych przerw.Następnie naciśnij przycisk ekranu głównego, aby powrócić do ekranu głównego. Po zamknięciu wszystkich aplikacji znajdź i otwórz aplikację LeafSensor i wprowadź informacje na zielonym ekranie, który pokazuje tekst i białe pola. Upewnij się, że w dolnej części ekranu widnieje słowo połączono, co oznacza, że aplikacja komunikuje się z urządzeniem transmisyjnym.Jeśli pojawi się komunikat Adafruit NOT Found, sprawdź, czy urządzenie jest podłączone i ponownie naciśnij przycisk start na urządzeniu. Wypełnij pierwsze cztery pola na stronie aplikacji, aby ustawić warunki do krótkiego uruchomienia testowego z otwartymi klipsami na liście bez żadnych liści. Zacznij od nazwania eksperymentu w polu o nazwie nazwa eksperymentu, następnie wybierz, ile różnych intensywności światła niebieskiego zostanie użytych w eksperymencie, wpisując liczbę w polu o nazwie liczba natężeń światła, a następnie wpisz natężenie światła niebieskiego, które ma być używane, wybierając liczbę całkowitą z zakresu od 0 do 3 000 i oddziel każdą intensywność od następnej przecinkiem w polu o nazwie intensywność niebieskiego.Wpisz czas dla każdego natężenia niebieskiego światła w polu o nazwie niebieski czas trwania. Naciśnij przycisk Rozpocznij eksperyment w środkowej części ekranu. W dolnej części ekranu pojawi się osiem łączników z komunikatem Rozpocznij eksperyment.Eksperyment będzie trwał do momentu pojawienia się pierwszych danych. Po upewnieniu się, że przez pierwsze dwie minuty z diody LED nie jest emitowane światło, obserwuj emisję słabego niebieskiego światła przez dwie minuty, a następnie emisję silnego niebieskiego światła przez kolejne dwie minuty. Obserwuj również intensywne czerwone światło emitowane na krótko z diody LED raz na minutę podczas całej tej sekwencji.Sprawdź, czy stan Eksperyment jest wskazywany przez komunikat Eksperyment zakończony w lewym dolnym rogu strony aplikacji, a następnie naciśnij dwukrotnie przycisk na ekranie głównym. Przesuń palcem poza aplikację i otwórz ją ponownie. Zresetuj instrument, naciskając przycisk włączania/wyłączania, aby przygotować instrument do biegu z liśćmi.W ciemności, używając tylko bardzo słabego białego lub zielonego światła, wybierz jeden szeroki liść z rośliny przystosowanej do ciemności, aby pokryć diodę LED. Przygotuj pasek bibuły filtracyjnej o długości mniej więcej klipsa do liści. Następnie przebij otwór w górnej części paska bibuły filtracyjnej, aby zapobiec zasłanianiu diody LED.Umieść zwilżoną bibułę filtracyjną na części klipsa do liści, która przytrzymuje diodę LED. Usuń dostosowany do ciemności klips na liście z szalki Petriego, a następnie umieść liść na mokrej bibule filtracyjnej klipsa do liści, upewniając się, że powierzchnia liścia adaksjalnego jest skierowana w stronę diody LED. Następnie umieść drugą część klipsa liściowego z tranzystorem fotograficznym na górze.W razie potrzeby użyj gumowej opaski, aby przytrzymać razem dwie części klipsa do liści. Umieść klips do liści w odpowiedniej łodzi i za pomocą pipety napełnij zbiorniki wodą, upewniając się, że liść lub przynajmniej bibuła filtracyjna dotykają wody, aby uniknąć odwodnienia liści podczas biegu. Skonfiguruj aplikację LeafSensor na iPadzie i wpisz EXPLORA1 w polu o nazwie experiment name.Wpisz 10 w pole o nazwie liczba natężeń światła. Następnie wprowadź liczby w polu o nazwie niebieskie intensywności i niebieski czas trwania. Naciśnij przycisk Rozpocznij eksperyment.Po pierwszej minucie obserwuj pojawiające się wartości wyjściowe. Jeśli wartości są dalekie, sprawdź, czy liście zostały prawidłowo umieszczone w klipsach na liście. Po zakończeniu przebiegu dane zostaną automatycznie zapisane.Po obróceniu ekranu w pozycji pionowej na ekranie pojawią się dwie opcje, zapisz i narzędzia. Naciśnij Narzędzia, a następnie z listy zapisanych plików wybierz plik EXPLORA1. Pod listą plików pojawią się teraz EXPLORA1 w wybranym eksperymencie.Następnie naciśnij E-mail. Wprowadź adres e-mail, a plik EXPLORA1 zostanie automatycznie dołączony do wiadomości, a następnie naciśnij Wyślij. Dane dotyczące procentowej transmisji zostały wykreślone w czasie, które pokazują, że transmisja Arabidopsis thaliana zmniejszyła się przy niskim natężeniu światła, podczas gdy reakcja unikania została wywołana, gdy natężenie światła jeszcze wzrosło.Pokazano średnie wartości procentowe transmisji liści Arabidopsis thaliana typu dzikiego i zmutowanego podczas 19-godzinnych biegów. Kiedy liście były wystawione na działanie słabego niebieskiego światła zarówno w mutantach typu dzikiego, jak i fotot2, po początkowym szybkim spadku transmisji nastąpił powolny spadek, co wskazuje, że chloroplasty przemieszczały się w odpowiedź akumulacji. W porównaniu z typem dzikim, fot1 wykazywał zmniejszoną odpowiedź akumulacji.Gdy intensywność niebieskiego światła zwiększa się stopniowo po 11 godzinach, procentowa transmisja wzrasta, a chloroplasty przechodzą w reakcję unikania. Stopnie zmian procentowej transmisji w stosunku do wartości ciemnej, zwanej również Delta T, zależały od dokładnego natężenia światła niebieskiego. Wartości ujemne wskazują, że liście wykazały reakcję akumulacji, podczas gdy wartości dodatnie wskazują na reakcję unikania.Prędkość zmiany transmisji oblicza się jako nachylenie zmiany transmisji wraz ze wzrostem światła. W reprezentatywnym przykładzie prędkość transmisji zmieniała się podczas początkowych reakcji, gdy unikanie było wyzwalane wraz ze wzrostem intensywności niebieskiego światła. Badając zmiany transmisji u niescharakteryzowanego mutanta lub gatunku, potwierdź, w jaki sposób wartości transmisji i pozycje chloroplastów korelują z badaniem mikroskopowym.

using-changes-leaf-transmission-to-investigate-chloroplast-movement

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Molekularne podstawy przestrzennie specyficznych odpowiedzi fitochromów są badane z wykorzystaniem roślin transgenicznych wykazujących deficyty fitochromów specyficzne dla tkanek i organów. W celu zidentyfikowania genów zaangażowanych w przestrzennie specyficzne odpowiedzi fitochromów stosuje się izolację konkretnych komórek wykazujących indukowane wyczerpanie chromoforu fitochromu za pomocą sortowania komórek aktywowane fluorescencją (FACS), a następnie analizy mikromacierzy.

Badanie odpowiedzi fitochromów specyficznych dla tkanek i organów z wykorzystaniem profilowania ekspresji specyficznej dla typów komórek wspomaganego przez FACS u Arabidopsis thaliana

Opracowaliśmy prosty i powtarzalny protokół badania odpowiedzi aparatów szparkowych na żywe bakterie. Metoda ta minimalizuje uszkadzanie i manipulację liściem w porównaniu do wcześniej opisanego zastosowania preparatów z naskórka liści.

Ocena reakcji aparatów szparkowych na żywe komórki bakteryjne z wykorzystaniem obrazowania całych liści

Opisujemy zastosowanie perfluorodekaliny jako infiltracyjnego medium montażowego. Jest to prosta metoda poprawiająca głębokość obrazowania w tkance liścia Arabidopsis thaliana przy minimalnym wpływie fizjologicznym.

Prosta metoda obrazowania liści Arabidopsis z wykorzystaniem perfluorodekaliny jako infiltrującego medium obrazującego

Metoda otrzymywania protoplastów z liści Arabidopsis kompatybilna z fluorescencyjnym sortowaniem komórek (FACS), umożliwiająca badania specyficznych populacji komórkowych. Metoda ta jest zgodna z każdą linią Arabidopsis wykazującą ekspresję GFP w podzbiorze komórek.

Analiza specyficzna dla komórek liści Arabidopsis z wykorzystaniem sortowania komórek aktywowanego fluorescencją

Ca2+ reguluje różnorodne procesy biologiczne w roślinach. W tym miejscu przedstawiamy podejścia do monitorowania przestrzennych i czasowych sygnałów Ca2 + wywołanych stresem abiotycznym w komórkach i tkankach rzodkiewnika przy użyciu genetycznie kodowanych wskaźników Ca2 + Aequorin lub Case12.

Pomiar przestrzennych i czasowych sygnałów Ca2+ u rzodkiewnika

Celem tego protokołu jest pokazanie, jak monitorować dynamikę białek znakowanych fluorescencyjnie na powierzchni komórek roślinnych za pomocą mikroskopii epifluorescencyjnej o zmiennym kącie, pokazując kropki PATROL1 oznaczonej GFP, białka transportującego błonę, w korze komórkowej kompleksu szparkowego u Arabidopsis thaliana.

Obrazowanie w czasie rzeczywistym dynamiki powierzchni komórek roślinnych za pomocą mikroskopii epifluorescencyjnej o zmiennym kącie

Przedstawiamy prostą i wszechstronną metodę wykonywania fluorescencyjnego obrazowania na żywo liści Arabidopsis thaliana przez dłuższy okres czasu. Używamy transgenicznej rośliny Arabidopsis wykazującej ekspresję fluorescencyjnego genu reporterowego pod kontrolą promotora związanego z odpornością jako przykładu uzyskania czasoprzestrzennego zrozumienia odpowiedzi immunologicznych roślin.

Uniwersalna metoda montażu liści Arabidopsis do przyżyciowego obrazowania poklatkowego

Celem tego protokołu jest pokazanie, jak załadować CFDA do różnych miejsc w dolnych częściach Arabidopsis. Następnie przedstawiamy wynikowy wzór rozmieszczenia mukowiscydozy w pędach.

Ruch w kierunku strzału smugi CFDA załadowanej do tkanek dennego zlewu Arabidopsis

Opisujemy nowe techniczne podejście do badania reakcji fotosyntezy u wyższych roślin, obejmujące jednoczesne pomiary fluorescencji chlorofilu a i reflektancji liści za pomocą PAM i radiometru spektralnego do wykrywania sygnałów z tego samego obszaru liści u Arabidopsis.

Ocena zachowań fotosyntetycznych poprzez jednoczesne pomiary współczynnika odbicia liści i analizy fluorescencji chlorofilu

Kilka powszechnie stosowanych metod jest tutaj wprowadzanych do badania zdarzeń transportu błonowego kinazy receptora błony komórkowej. Manuskrypt ten opisuje szczegółowe protokoły, w tym przygotowanie materiału roślinnego, leczenie farmakologiczne i konfokalną.

Oparte na obrazie metody badania zdarzeń transportu błonowego w komórkach linii szparkowej

Ten proces wykorzystuje mikroskopi konfokalną w połączeniu z fluorescencyjnie oznaczoną linią jądra i markerem chromatyny w Arabidopsis thaliana, aby jednocześnie rejestrować dynamikę jądra i chromatyny w korzeniach Arabidopsis oraz badać zmiany w tej dynamice w odpowiedzi na wskazówki rozwojowe i środowiskowe.

Ilościowa obrazowanie komórek Arabidopsis thaliana in vivo w czasie rzeczywistym w celu analizy kształtu jądra komórkowego oraz dynamiki chromatyny podczas rozwoju i stresu środowiskowego korzeni

Poznaj metodę pomiaru ruchu chloroplastów w liściach Arabidopsis thaliana za pomocą zmian transmisji światła. To proste i półautomatyczne urządzenie umożliwia ilościową analizę dynamiki chloroplastów, uzupełniając badania mikroskopowe.

Wykorzystanie zmian w transmisji liści do zbadania ruchu chloroplastów u Arabidopsis thaliana

Przeglądaj więcej filmów