10 sierpnia 2021
Tutaj prezentujemy szczegółowy protokół rekonstytucji aktywności ekstrakcji Msp1 z w pełni oczyszczonymi składnikami w zdefiniowanych proteoliposomach.
Zastosowanie AAA-ATPaz do usuwania białek z dwuwarstwy lipidowej jest częstym tematem w kontroli jakości białek. Mechanistyczne zrozumienie tego istotnego procesu wymaga zrekonstruowanego systemu. Wcześniejsze rekonstytucje za pomocą AAA-ATPaz były złożone i niejednorodne.
Nasz system jest prosty i w pełni zdefiniowany. To pozwala nam manipulować AAA-ATPazą Msp1, substratem i środowiskiem lipidowym. Na początek dodaj wcześniej przygotowany bufor do rozpuszczenia, oczyszczone białka Msp1 i TA oraz liposomy w probówce PCR, a następnie inkubuj mieszaninę na lodzie przez 10 minut.
Podczas inkubacji przyciąć końcówkę końcówki pipety P200 do średnicy około 1/8 cala. Następnie dokładnie zmieszaj probówkę zawierającą BioBeads, aby uzyskać jednolitą mieszankę. Następnie szybko zdejmij pokrywkę i za pomocą przeciętej końcówki pipety P200 przenieś odpowiednią objętość kulek do pustej probówki PCR.
Po zakończeniu 10-minutowej inkubacji w celu rozpuszczenia, za pomocą nieodciętej końcówki pipety, usuń cały płyn z BioBeads. Następnie przenieś 100 mikrolitrów rozpuszczonej substancji do probówki z BioBeads i pozwól jej obracać się na kole przez 16 godzin. Następnego dnia odwiruj probówkę w PicoFuge, aby granulować kulki, a następnie przenieś odtworzony materiał do czystej probówki do PCR i trzymaj probówkę na lodzie.
W celu usunięcia białek, które nie uległy rekonstytucji w liposomach, należy zrównoważyć kolumny wirowe glutationu buforem ekstrakcyjnym, co zwykle obejmuje trzy rundy przemywania 400 mikrolitrami buforu, a następnie odwirowanie w celu usunięcia buforu. Następnie dodaj pięć mikromoli każdego białka opiekuńczego do odtworzonego materiału, a następnie 100 mikrolitrów buforu ekstrakcyjnego, zwiększając objętość do 200 mikrolitrów. Dodaj tę mieszaninę do zrównoważonych kolumn wirujących glutationu, a następnie zatkaj kolumny wirujące i obracaj je przez 30 minut, pozwalając opiekuńczym związać się z żywicą.
Po obróceniu krótko obróć kolumny. Zebrać przepływ, który jest wstępnie oczyszczonym materiałem pozbawionym zagregowanych białek. Umieść go na lodzie i bezpośrednio przejdź do testu ekstrakcji.
Przygotuj probówki do analizy SDS-PAGE. Dodaj 45 mikrolitrów podwójnie destylowanej wody do rurki wejściowej, 40 mikrolitrów wody do rurki przepływowej i 16,6 mikrolitrów bufora ładującego 4X SDS-PAGE do każdej probówki. Do testu ekstrakcji należy przygotować reakcję ekstrakcji i zwiększyć końcową objętość do 200 mikrolitrów za pomocą buforu ekstrakcyjnego.
Następnie podgrzej test ekstrakcyjny w bloku grzewczym o temperaturze 30 stopni Celsjusza przez dwie minuty. Aby rozpocząć test, dodaj ATP do końcowego stężenia dwóch milimoli. Obracaj probówkę przez pięć sekund w PicoFuge i inkubuj ją w temperaturze 30 stopni Celsjusza przez 30 minut.
Podczas inkubacji należy pobrać pięciomikrolitrową próbkę reakcji i dodać ją do probówki wejściowej. Należy również zrównoważyć jedną kolumnę wirową glutationu dla każdej próbki w teście ekstrakcji, jak wykazano wcześniej. Po zakończeniu 30-minutowej inkubacji dodaj 200 mikrolitrów buforu ekstrakcyjnego do probówki, zwiększając całkowitą objętość do 400 mikrolitrów.
Następnie dodaj tę reakcję do zrównoważonej żywicy glutationowej i pozwól jej obracać się przez 30 minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Po obróceniu obróć kolumny, aby zebrać przepływ, a następnie pobierz 10-mikrolitrową próbkę do rurki przepływowej. Przemyć żywicę dwukrotnie 400 mikrolitrami buforu ekstrakcyjnego, odrzucając przepływ po każdym płukaniu.
Po trzecim praniu utrzymuj przepływ i pobierz próbkę o pojemności 50 mikrolitrów do rurki myjącej. Następnie przygotuj pięć mililitrów buforu elucyjnego, dodając zredukowany glutation do końcowego stężenia pięciu milimoli w buforze ekstrakcyjnym. Dodać 200 mikrolitrów buforu elucyjnego do kolumny wirowej i inkubować przez pięć minut.
Następnie odwirować kolumnę i zebrać przepływ. Powtórz etap elucji jeszcze raz. Po drugiej elucji pobrać 50-mikrolitrową porcję z próbki elucji i dodać ją do probówki elucyjnej.
Po uruchomieniu western blot wydajność ekstrakcji można określić, porównując ilość substratu we frakcji eluowanej z frakcją wejściową. Sygnał w przepływie wykazuje pewną zmienność, ale jest na ogół podobny do frakcji wejściowej, a we frakcji płuczącej nie ma sygnału. Zazwyczaj skuteczność ekstrakcji wynosi około 10% w przypadku kontroli dodatniej i od 1 do 2% skuteczności ekstrakcji w przypadku kontroli ujemnej.
Gdy warunki rekonstytucji nie są zoptymalizowane, poziomy ekstrakcji są porównywalne między próbkami dodatnimi i ujemnymi. Technika ta pozwoliła naszemu laboratorium przetestować właściwości biofizyczne substratu wpływającego na rozpoznawanie przez Msp1.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Ten artykuł przedstawia szczegółowy protokół dotyczący rekonstytucji aktywności ekstrakcji Msp1 przy użyciu w pełni oczyszczonych komponentów w zdefiniowanych proteoliposomalach. Badanie ma na celu uproszczenie procesu rekonstytucji AAA-ATPaz, które są kluczowe dla kontroli jakości białek.
This protocol enables mechanistic de-risking of AAA-ATPase-mediated protein extraction, a conserved quality control pathway relevant to mitochondrial proteostasis. By providing a fully defined, reconstituted system with purified components, it supports target validation and assay development for diseases linked to mitochondrial dysfunction, including neurodegeneration and cancer. The approach enhances predictive confidence in early discovery by isolating variables that influence substrate recognition and extraction efficiency.
This method fits within the early discovery continuum, enabling target validation through mechanistic dissection of protein extraction, which informs assay development for screening cascades and supports go/no-go decisions based on target engagement and pathway modulation.