Name: Głębokie obrazowanie naczyń krwionośnych w oku za pomocą ultradźwięków o zwiększonym przepływie (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-10-04T14:45:00.000+00:00
Duration: 7 min 29 s
Description: Poznaj technikę ultradźwięków o zwiększonym przepływie do nieinwazyjnego obrazowania naczyń krwionośnych oka w 3D bez kontrastu. Metoda umożliwia wizualizację głębokich struktur za barwnikiem siatkówki u ryb z jądrowatymi erytrocytami.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca została sfinansowana przez Fundację Carlsberg (CF17-0778; CF18-0658), Fundacja Lundbeck (R324-2019-1470; R346-2020-1210), Fundacji Velux (00022458), Fundacji A.P. Møllera na rzecz Rozwoju Nauk Medycznych, programu Unii Europejskiej w zakresie badań naukowych i innowacji Horyzont 2020 w ramach umowy o grant "Maria Skłodowska-Curie" (nr 754513) oraz Fundacji Badawczej Uniwersytetu w Aarhus.

Poniższy protokół został przeprowadzony za zgodą duńskiej Inspekcji ds. Eksperymentów na Zwierzętach przy duńskim Ministerstwie Żywności, Rolnictwa i Rybołówstwa, Duńskiej Administracji Weterynaryjnej i Żywności (numer zezwolenia 2016-15-0201-00835).
1. Znieczulenie i medium do badań ultrasonograficznych
<ol>
	<li>Zpodaj środek znieczulający zwierzęciu badawczemu. 
	UWAGA: Rodzaj i dawka odpowiedniej anestezji są w dużym stopniu zależne od gatunku. Ogólnie środki znieczulające stosowane poprzez zanurzenie, takie jak MS-222 (metanosulfonian etylu 3-aminobenzoesanu), benzokaina (etyl 4-aminobenzoesanu) i propofol (2,6-diizopropylofenol), są użyteczne u ryb i płazów, które łatwo wchłaniają anestetyk przez skrzela lub skórę (np. 0,05 mg·L-1 benzokainy u pstrąga tęczowego). Dla amniotów dostępny jest szereg rozpuszczalnych związków, które można podawać dożylnie, domięśniowo lub domięśniowo, podobnie jak środki znieczulające w formie gazowej. Alfaxalon podawany domięśniowo jest przydatny u gadów (np. 30 mg·kg-1 u jaszczurek), a izofluran podawany jako gaz jest użyteczny u ptaków (np. 2% w powietrzu dla gołębi). Pełny przegląd dostępnych środków znieczulających dla różnych gatunków znajduje się w literaturze przedmiotu30,31,32.</li>
	<li>Sprawdź odruchy zwierzęcia, aby potwierdzić optymalny poziom znieczulenia. Upewnij się, że zwierzę pozostaje całkowicie nieruchome podczas procedury, ponieważ badanie ultrasonograficzne z wzmocnionym przepływem jest wrażliwe na szum wywołany ruchem.
	<ol>
		<li>Zbyt głęboka narkoza może zmienić wzorce przepływu krwi, dlatego w fazie początkowej eksperymentu należy przeprowadzić miareczkowanie dawki.</li>
		<li>Zwiększaj dawkę środka znieczulającego stopniowo i obserwuj przepływ krwi w oku za pomocą ultrasonografii w prostym trybie jasnościowym (B-mode). 
		UWAGA: Optymalny poziom znieczulenia zostaje osiągnięty, gdy zwierzę jest nieruchome (z wyjątkiem oddychania), a przepływ krwi w oku jest widoczny.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Jeśli rodzaj lub dawka środka znieczulającego utrudnia ruchy oddechowe, należy zapewnić zwierzęciu odpowiednią wentylację, np. używając pompy powietrznej do natleniania wody w przypadku gatunków wodnych lub respiratora dla gatunków oddychających powietrzem.</li>
	<li>Ustaw zwierzę w pozycji umożliwiającej bezpośredni dostęp do oka od góry. 
	UWAGA: W zależności od gatunku może to być pozycja na plecach lub boczna. Przydatne może być zbudowanie prostego urządzenia mocującego z niewielkiego kawałka niereaktywnego metalu (np. stali nierdzewnej) i luźnych gumek recepturek (patrz Rysunek 1).</li>
	<li>Nanieś odpowiednie medium ultradźwiękowe na oko zwierzęcia. Jeśli oko jest przykryte łuskami na powiekach (nieprzepuszczalnymi dla ultradźwięków), należy je delikatnie odsunąć za pomocą patyczka higienicznego. 
	​UWAGA: W przypadku gatunków wodnych najlepszym medium ultradźwiękowym jest czysta woda z akwarium, w której zazwyczaj żyje zwierzę. Dla gatunków lądowych obfita ilość żelu ultradźwiękowego zapewnia swobodny ruch i obrazowanie głowicą ultradźwiękową (tzn. głowicą liniową) na całej powierzchni oka. W przypadku gatunków lądowych konieczne jest zastosowanie maści weterynaryjnej na przeciwległe oko.</li>
</ol>
2. Pozyskiwanie obrazów okulistycznego USG 2D i 3D
<ol>
	<li>Ustaw przetwornik ultradźwiękowy przyśrodkowo w stosunku do oka, w orientacji grzbietowo-brzusznej lub rostralno-kaudalnej, w zależności od pożądanej orientacji obrazu.</li>
	<li>W trybie B, przy maksymalnej głębokości pola widzenia, obrazuj przyśrodkową i najgłębszą część oka, upewniając się, że wszystkie interesujące struktury są widoczne w polu obrazowania. 
	UWAGA: U niektórych gatunków soczewka przejrzysta zajmuje stosunkowo dużą część ciała szklistego, które może absorbować ultradźwięki, szczególnie przy wyższych częstotliwościach.</li>
	<li>Powoli przesuwaj przetwornik na każdą stronę, obserwując obrazy w czasie rzeczywistym. Upewnij się, że wszystkie interesujące struktury są widoczne w polu obrazowania; w przeciwnym razie zmień przetwornik na taki o niższej częstotliwości i większej głębi przenikania. 
	UWAGA: Poniższe częstotliwości centralne zapewniają następującą maksymalną głębię ostrości: 21 MHz: 3 cm, 40 MHz: 1,5 cm, 50 MHz: 1 cm (patrz Tabela 1). Jednakże wartości te dla maksymalnej głębi ostrości mogą być znacznie niższe, jeśli w oku znajdują się zwapnienia lub inne struktury nieprzepuszczalne dla ultradźwięków.</li>
	<li>Dostosuj głębokość obrazowania, przesunięcie głębokości (odległość od górnej krawędzi obrazu do badanej struktury), szerokość obrazu oraz liczbę i położenie stref ogniskowania, aby objąć pożądany obszar zainteresowania w trzech wymiarach przestrzennych (np.., głębokość obrazu 1 cm, przesunięcie głębokości 2 mm, szerokość obrazu 1 cm, jedna strefa ogniskowania). 
	UWAGA: Choć nazwy konkretnych przycisków służących do regulacji tych parametrów mogą się różnić w zależności od systemu ultrasonograficznego, większość systemów posiada przyciski o logicznych nazwach odpowiadających tym regulacjom. Ustawienia parametrów obrazowania zazwyczaj wpływają na zakres możliwych rozdzielczości czasowych akwizycji obrazu USG.</li>
	<li>Ustaw częstotliwość klatek w zakresie 50-120 kl./s-1. 
	UWAGA: Rozdzielczość czasowa (tj. odstęp czasu między kolejnymi skanami B) musi być odpowiednia, aby zobrazować dużą zmienność intensywności pikseli w obrazowanych naczyniach krwionośnych, co oznacza, że rozdzielczość czasowa nie może być zbyt wysoka. Z drugiej strony, aby wykonać pełną rejestrację 3D oka w rozsądnym czasie, rozdzielczość czasowa nie może być zbyt niska. Rozdzielczość czasowa w zakresie 50–120 klatek/s-1 jest zazwyczaj wystarczająca dla procedury z wzmocnionym przepływem u większości gatunków. W niektórych systemach ultradźwiękowych pożądaną rozdzielczość czasową można uzyskać poprzez przełączanie między trybem „obrazowania ogólnego” (wysoka rozdzielczość przestrzenna/niska rozdzielczość czasowa) a trybem „kardiologicznym” (niska rozdzielczość przestrzenna/wysoka rozdzielczość czasowa).</li>
	<li>Ustaw wzmocnienie 2D na poziomie ok. 5 dB, tak aby struktury anatomiczne były ledwo widoczne podczas akwizycji w trybie B, w celu zwiększenia stosunku sygnału do szumu w późniejszej rekonstrukcji z wzmocnieniem przepływu.</li>
	<li>Aby uzyskać obraz 2D z wzmocnieniem przepływu w pojedynczej pozycji przekroju, przesuń przetwornik do tej pozycji i kontynuuj od kroku 3.1.</li>
	<li>Aby uzyskać trójwymiarowy zapis całego obszaru zainteresowania, np. siatkówki, przesuń przetwornik do jednej z krawędzi tego obszaru.
	<ol>
		<li>Aby określić dokładną pozycję skrajnego końca obszaru zainteresowania, należy krótko zwiększyć wzmocnienie 2D.</li>
		<li>Po prawidłowym umieszczeniu przetwornika należy zmniejszyć wzmocnienie 2D przed rozpoczęciem rejestracji, aby zapewnić maksymalny stosunek sygnału do szumu w późniejszej rekonstrukcji z wzmocnieniem przepływu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dla każdego kroku (przekroju) w rejestracji 3D należy pozyskać ≥100 klatek (optymalnie ≥1000 klatek).</li>
	<li>Używając mikromanipulatora lub wbudowanego silnika przetwornika, przesuń przetwornik przez cały obszar zainteresowania w krokach wynoszących np. 25 µm lub 50 µm (należy odnotować wielkość kroku) i powtórzyć akwizycję ≥100 klatek dla każdego kroku.</li>
	<li>Uśmierć zwierzę badawcze zgodnie z wytycznymi dotyczącymi opieki nad zwierzętami obowiązującymi w danej instytucji.</li>
</ol>
3. Rekonstrukcja obrazu wspomagana przepływem
<ol>
	<li>Eksportuj nagrania do formatu plików Digital Imaging and Communications in Medicine (DICOM) (little-endian).</li>
	<li>Aby uzyskać pojedynczy obraz z wzmocnionym przepływem na podstawie nagrania cine składającego się z ≥100 klatek (T), oblicz odchylenie standardowe na poziomie piksela (STD(x,y)) korzystając ze wzoru: 
	<img alt="Równanie odchylenia standardowego dla przetwarzania obrazu, formuła statystyczna, diagram edukacyjny" src="/files/ftp_upload/62986/62986eq01.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Równanie 1"> 
	Gdzie It(x,y) to intensywność piksela o współrzędnych (x,y) w czasie t, a Īt(x,y) to wartość średniej arytmetycznej I w czasie.</li>
	<li>Powtórz krok 3.2 dla każdego przekroju w nagraniu 3D.</li>
	<li>Aby zautomatyzować proces obliczania STD i rekonstrukcji obrazu dla wielu przekrojów w nagraniu 3D, wykonaj tę operację w trybie wsadowym, używając np. programu ImageJ i dodatkowego skryptu makro (Supplementary File 1).</li>
	<li>Połącz wszystkie zrekonstruowane przekroje w jeden stos obrazów (polecenie Images to Stack w programie ImageJ).</li>
	<li>Określ grubość przekroju na podstawie rozmiaru kroku użytego podczas akwizycji (polecenie Properties w programie ImageJ).</li>
	<li>Zapisz stos obrazów jako plik TIF 3D. 
	UWAGA: Trójwymiarowe nagrania naczyń krwionośnych oka z uwzględnieniem przepływu mogą być następnie wykorzystane do tworzenia renderowania wolumetrycznego oraz budowy cyfrowych i fizycznych modeli anatomicznych struktur naczyniowych oka. Te opcje przetwarzania obrazu wykraczają poza zakres niniejszego protokołu; szczegółowe informacje znajdują się w wcześniej opublikowanych artykułach33,34,35.</li>
</ol>

<ol><li>Yu, C. Q., Schwab, I. R., Dubielzig, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feeding+the+vertebrate+retina+from+the+Cambrian+to+the+Tertiary%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Zoology%22%5BJournal%5D)">Feeding the vertebrate retina from the Cambrian to the Tertiary.</a> Journal of Zoology. 278 (4), 259-269 (2009).</li>
<li>Yu, D. Y., Cringle, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+distribution+and+consumption+within+the+retina+in+vascularised+and+avascular+retinas+and+in+animal+models+of+retinal+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Retinal+and+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Oxygen distribution and consumption within the retina in vascularised and avascular retinas and in animal models of retinal disease.</a> Progress in Retinal and Eye Research. 20 (2), 175-208 (2001).</li>
<li>Country, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+metabolism%3A+A+comparative+look+at+energetics+in+the+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Retinal metabolism: A comparative look at energetics in the retina.</a> Brain Research. 1672, 50-57 (2017).</li>
<li>Damsgaard, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+oxygen+supply+shaped+the+functional+evolution+of+the+vertebrate+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Retinal oxygen supply shaped the functional evolution of the vertebrate eye.</a> Elife. , 8(2019).</li>
<li>Buttery, R. G., Hinrichsen, C. F. L., Weller, W. L., Haight, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+thick+should+a+retina+be%3F+A+comparative+study+of+mammalian+species+with+and+without+intraretinal+vasculature%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Research%22%5BJournal%5D)">How thick should a retina be? A comparative study of mammalian species with and without intraretinal vasculature.</a> Vision Research. 31 (2), 169-187 (1991).</li>
<li>Ames, A., Li, Y., Heher, E., Kimble, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Energy+metabolism+of+rabbit+retina+as+related+to+function%3A+high+cost+of+Na%2B+transport%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Energy metabolism of rabbit retina as related to function: high cost of Na+ transport.</a> The Journal of Neuroscience. 12 (3), 840-853 (1992).</li>
<li>Chase, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Evolution+of+retinal+vascularization+in+mammals%3A+A+comparison+of+vascular+and+avascular+retinae%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">The Evolution of retinal vascularization in mammals: A comparison of vascular and avascular retinae.</a> Ophthalmology. 89 (12), 1518-1525 (1982).</li>
<li>Johnson, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ophthalmoscopic+studies+on+the+eyes+of+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Philosophical+Transactions+of+the+Royal+Society+of+London.+Series+B%2C+Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Ophthalmoscopic studies on the eyes of mammals.</a> Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 254 (794), 207-220 (1968).</li>
<li>Johnson, G. L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contributions+to+the+comparative+anatomy+of+the+mammalian+eye%2C+chiefly+based+on+ophthalmoscopic+examination%5BTitle%5D)+AND+%22Philosophical+Transactions+of+the+Royal+Society+of+London.+Series+B%2C+Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Contributions to the comparative anatomy of the mammalian eye, chiefly based on ophthalmoscopic examination.</a> Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 194 (194-206), 1-82 (1901).</li>
<li>Rodriguez-Ramos Fernandez, J., Dubielzig, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ocular+comparative+anatomy+of+the+family+Rodentia%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Ocular comparative anatomy of the family Rodentia.</a> Veterinary Ophthalmology. 16, 94-99 (2013).</li>
<li>Copeland, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+vascularization+of+the+teleost+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Topics+in+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Functional vascularization of the teleost eye.</a> Current Topics in Eye Research. 3, 219-280 (1980).</li>
<li>Meyer, D. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMeyer%2C+DB+%22The+Visual+System+in+Vertebrates.+Handbook+of+Sensory+Physiology%22">The Visual System in Vertebrates. Handbook of Sensory Physiology</a>. Crescitelli, F. 7, Springer. Berlin, Heidelberg. (1977).</li>
<li>Potier, S., Mitkus, M., Kelber, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+adaptations+of+diurnal+and+nocturnal+raptors%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Cell+%26+Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Visual adaptations of diurnal and nocturnal raptors.</a> Seminars in Cell & Developmental Biology. 106, 116-126 (2020).</li>
<li>Wittenberg, J. B., Wittenberg, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+secretion+of+oxygen+into+the+eye+of+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Active secretion of oxygen into the eye of fish.</a> Nature. 194, 106-107 (1962).</li>
<li>Damsgaard, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiology+and+evolution+of+oxygen+secreting+mechanism+in+the+fisheye%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Physiology and evolution of oxygen secreting mechanism in the fisheye.</a> Comparative Biochemistry and Physiology. 252, 110840(2021).</li>
<li>Damsgaard, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+acidification+mechanism+for+greatly+enhanced+oxygen+supply+to+the+fish+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">A novel acidification mechanism for greatly enhanced oxygen supply to the fish retina.</a> Elife. 9, (2020).</li>
<li>Wittenberg, J. B., Haedrich, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+choroid+rete+mirabile+of+the+fish+eye.+II.+Distribution+and+relation+to+the+pseudobranch+and+to+the+swimbladder+rete+mirabile%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Bulletin%22%5BJournal%5D)">The choroid rete mirabile of the fish eye. II. Distribution and relation to the pseudobranch and to the swimbladder rete mirabile.</a> Biological Bulletin. 146 (1), 137-156 (1974).</li>
<li>Wittenberg, J. B., Wittenberg, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+choroid+rete+mirabile+of+the+fish+eye.+I.+Oxygen+secretion+and+structure%3A+comparison+with+the+swimbladder+rete+mirabile%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Bulletin%22%5BJournal%5D)">The choroid rete mirabile of the fish eye. I. Oxygen secretion and structure: comparison with the swimbladder rete mirabile.</a> Biological Bulletin. 146 (1), 116-136 (1974).</li>
<li>Berenbrink, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Historical+reconstructions+of+evolving+physiological+complexity%3A+O2+secretion+in+the+eye+and+swimbladder+of+fishes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Historical reconstructions of evolving physiological complexity: O2 secretion in the eye and swimbladder of fishes.</a> Journal of Experimental Biology. 210, Pt 9 1641-1652 (2007).</li>
<li>Berenbrink, M., Koldkjaer, P., Kepp, O., Cossins, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+oxygen+secretion+in+fishes+and+the+emergence+of+a+complex+physiological+system%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Evolution of oxygen secretion in fishes and the emergence of a complex physiological system.</a> Science. 307 (5716), 1752-1757 (2005).</li>
<li>Keane, P. A., Sadda, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+imaging+in+the+twenty-first+century%3A+State+of+the+art+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Retinal imaging in the twenty-first century: State of the art and future directions.</a> Ophthalmology. 121 (12), 2489-2500 (2014).</li>
<li>Yung, M., Klufas, M. A., Sarraf, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+applications+of+fundus+autofluorescence+in+retinal+disease%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Retina+and+Vitreous%22%5BJournal%5D)">Clinical applications of fundus autofluorescence in retinal disease.</a> International Journal of Retina and Vitreous. 2 (1), 12(2016).</li>
<li>Ang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+coherence+tomography+angiography%3A+a+review+of+current+and+future+clinical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Graefe%27s+Archive+for+Clinical+and+Experimental+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Optical coherence tomography angiography: a review of current and future clinical applications.</a> Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 256 (2), 237-245 (2018).</li>
<li>Spaide, R. F., Koizumi, H., Pozonni, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+depth+imaging+spectral-domain+optical+coherence+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Ophthalmology%22%5BJournal%5D)">Enhanced depth imaging spectral-domain optical coherence tomography.</a> American Journal of Ophthalmology. 146 (4), 496-500 (2008).</li>
<li>Shen, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+imaging+of+tissue+and+vascular+layers+in+the+cat+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Magnetic+Resonance+Imaging%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance imaging of tissue and vascular layers in the cat retina.</a> Journal of Magnetic Resonance Imaging. 23 (4), 465-472 (2006).</li>
<li>Tan, G. X., Jamil, M., Tee, N. G., Zhong, L., Yap, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+reconstruction+of+chick+embryo+vascular+geometries+using+non-invasive+high-frequency+ultrasound+for+computational+fluid+dynamics+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">3D reconstruction of chick embryo vascular geometries using non-invasive high-frequency ultrasound for computational fluid dynamics studies.</a> Annals of Biomedical Engineering. 43 (11), 2780-2793 (2015).</li>
<li>Ho, S., Tan, G. X. Y., Foo, T. J., Phan-Thien, N., Yap, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organ+dynamics+and+fluid+dynamics+of+the+HH25+chick+embryonic+cardiac+ventricle+as+revealed+by+a+novel+4D+high-frequency+ultrasound+imaging+technique+and+computational+flow+simulations%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Organ dynamics and fluid dynamics of the HH25 chick embryonic cardiac ventricle as revealed by a novel 4D high-frequency ultrasound imaging technique and computational flow simulations.</a> Annals of Biomedical Engineering. 45 (10), 2309-2323 (2017).</li>
<li>Dittrich, A., Thygesen, M. M., Lauridsen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((2D+and+3D+echocardiography+in+the+Axolotl+%28Ambystoma+Mexicanum%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">2D and 3D echocardiography in the Axolotl (Ambystoma Mexicanum).</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (141), e57089(2018).</li>
<li>Jia, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Split-spectrum+amplitude-decorrelation+angiography+with+optical+coherence+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Split-spectrum amplitude-decorrelation angiography with optical coherence tomography.</a> Optics Express. 20 (4), 4710-4725 (2012).</li>
<li>Clarke, K. W., Trim, C. M., Trim, C. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aClarke%2C+KW+%22Veterinary+Anaesthesia+E-Book%22">Veterinary Anaesthesia E-Book</a>. , Elsevier Health Sciences. (2013).</li>
<li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+P+%22Laboratory+Animal+Anaesthesia%22">Laboratory Animal Anaesthesia</a>. , Elsevier Science & Technology. (2015).</li>
<li>West, G., Heard, D., Caulkett, N. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWest%2C+G+%22Zoo+Animal+and+Wildlife+Immobilization+and+Anesthesia%22">Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia</a>. , John Wiley & Sons, Inc. (2014).</li>
<li>Lauridsen, H., Hansen, K., Nørgård, M. Ø, Wang, T., Pedersen, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+tissue+to+silicon+to+plastic%3A+three-dimensional+printing+in+comparative+anatomy+and+physiology%5BTitle%5D)+AND+%22Royal+Society+Open+Science%22%5BJournal%5D)">From tissue to silicon to plastic: three-dimensional printing in comparative anatomy and physiology.</a> Royal Society Open Science. 3 (3), 150643(2016).</li>
<li>Lauridsen, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inside+out%3A+Modern+imaging+techniques+to+reveal+animal+anatomy%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Inside out: Modern imaging techniques to reveal animal anatomy.</a> PLoS One. 6 (3), 17879(2011).</li>
<li>Ruthensteiner, B., Heß, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embedding+3D+models+of+biological+specimens+in+PDF+publications%5BTitle%5D)+AND+%22Microscopy+Research+and+Technique%22%5BJournal%5D)">Embedding 3D models of biological specimens in PDF publications.</a> Microscopy Research and Technique. 71 (11), 778-786 (2008).</li>
<li>Damsgaard, C., Lauridsen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+vascular+imaging+in+the+eye+with+flow-enhanced+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Deep vascular imaging in the eye with flow-enhanced ultrasound.</a> bioRxiv. , 447055(2021).</li>
<li>Mueller, R. L., Ryan Gregory, T., Gregory, S. M., Hsieh, A., Boore, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+size%2C+cell+size%2C+and+the+evolution+of+enucleated+erythrocytes+in+attenuate+salamanders%5BTitle%5D)+AND+%22Zoology%22%5BJournal%5D)">Genome size, cell size, and the evolution of enucleated erythrocytes in attenuate salamanders.</a> Zoology. 111 (3), 218-230 (2008).</li>
<li>Greis, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+evaluation+of+microvascular+blood+flow+by+contrast-enhanced+ultrasound+%28CEUS%29%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Hemorheology+and+Microcirculation%22%5BJournal%5D)">Quantitative evaluation of microvascular blood flow by contrast-enhanced ultrasound (CEUS).</a> Clinical Hemorheology and Microcirculation. 49, 137-149 (2011).</li>
<li>Urs, R., Ketterling, J. A., Tezel, G., Silverman, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contrast-enhanced+plane-wave+ultrasound+imaging+of+the+rat+eye%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Eye+Research%22%5BJournal%5D)">Contrast-enhanced plane-wave ultrasound imaging of the rat eye.</a> Experimental Eye Research. 193, 107986(2020).</li>
<li>Walls, G. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWalls%2C+GL+%22The+vertebrate+eye+and+its+adaptive+radiation%22">The vertebrate eye and its adaptive radiation</a>. , Cranbrook Institute of Science. Michigan. (1942).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie istnieją żadne uzupełniające interesy.

Obrazowanie naczyniowe za pomocą ultradźwięków ze wzmocnieniem przepływu zapewnia nową metodę nieinwazyjnego obrazowania naczyń krwionośnych oka, która ma kilka zalet w porównaniu z obecnymi technikami, ale ma swoje wewnętrzne ograniczenia. Podstawową zaletą ultrasonografii ze wzmocnieniem przepływu jest możliwość generowania angiografii ocznej o głębi ostrości przekraczającej nabłonek barwnikowy siatkówki, co ogranicza głębię ostrości w technikach optycznych. W obrazowaniu ultradźwiękowym rozdzielczość przestrzenna i gł...

Wysoki metabolizm siatkówki kręgowców wymusza nieodłączny kompromis między dwiema przeciwstawnymi potrzebami; wysokie tempo przepływu krwi i ścieżka światła pozbawiona naczyń krwionośnych. Aby uniknąć zaburzeń wizualnych związanych z perfuzją czerwonych krwinek, siatkówka wszystkich kręgowców otrzymuje tlen i składniki odżywcze przez arkusz naczyń włosowatych za fotoreceptorami, kosmówka włosowata1,2,3. Jednak to pojedyncze źródło składników odżywczych i tlenu nakłada ograniczenie dyfuzji na grubość siatkówki4,5, więc wiele wizualnie aktywnych gatunków posiada wiele skomplikowanych sieci naczyniowych, aby zapewnić dodatkowe ukrwienie tego metabolicznie aktywnego narządu6. Te łożyska naczyniowe obejmują naczynia krwionośne przenikające wewnętrzne warstwy siatkówki u ssaków i niektórych ryb4,7,8,9,10, naczynia krwionośne po wewnętrznej (skierowanej w światło) stronie siatkówki występujące u wielu ryb, i ptaków4,11,12,13, oraz przeciwprądowe układy naczyniowe naczyniówki ryby, naczyniówki rete mirabile, które pozwalają na generowanie ciśnienia parcjalnego tlenu w atmosferze14,15,16,17,18,19,20. Pomimo tego, że te dodatkowe nienaczyniówkowe ścieżki dostarczania składników odżywczych do siatkówki odgrywają istotną rolę w zaspokajaniu wymagań metabolicznych lepszego widzenia4, trójwymiarowa anatomia tych struktur naczyniowych jest słabo poznana, co ogranicza nasze zrozumienie ewolucji morfologicznej oka kręgowców.
Tradycyjnie, ukrwienie siatkówki było badane za pomocą technik optycznych, takich jak ftalmoskopia dna oka. Ta kategoria technik dostarcza wysokoprzepustowych, nieniszczących informacji na temat anatomii naczyń krwionośnych nienaczyniówkowych w wysokiej rozdzielczości21 i dlatego jest chętnie stosowana w klinicznej diagnostyce nieprawidłowości w strukturze naczyń siatkówki22. Jednak nabłonek barwnikowy siatkówki pochłania przechodzące światło i ogranicza głębię widzenia w tych technikach optycznych, dostarczając ograniczonych informacji o strukturze i funkcji naczyniówki bez użycia środka kontrastowego21. Podobne ograniczenia głębokości występują w optycznej tomografii koherentnej (OCT). Technika ta może generować angiografie dna oka o wysokiej rozdzielczości przy użyciu fal świetlnych kosztem technicznym penetracji głębokości23, podczas gdy OCT o rozszerzonej głębokości może wizualizować naczyniówkę kosztem jakości obrazowania siatkówki24. Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego pokonuje ograniczenia optyczne oftalmoskopii i OCT i może mapować warstwy naczyniowe w siatkówce, choć w niskiej rozdzielczości25. Histologia i tomografia mikrokomputerowa (μCT) utrzymują wysoką rozdzielczość technik optycznych i dostarczają informacji na temat morfologii naczyń krwionośnych całego oka4, ale obie techniki wymagają pobrania próbek z oka i dlatego nie są możliwe w klinice lub u rzadkich lub zagrożonych gatunków. Aby przezwyciężyć niektóre z ograniczeń tych uznanych technik obrazowania siatkówki, w niniejszym badaniu przedstawiono protokół ultrasonograficzny na znieczulonych zwierzętach, w którym ruch krwi jest mapowany in silico na serii równomiernie rozmieszczonych dwuwymiarowych skanów ultrasonograficznych obejmujących całe oko przy zastosowaniu porównywalnej techniki, jak opisano wcześniej dla obrazowania embrionalnego i sercowo-naczyniowego26,27, 28 oraz w angiografii OCT29. Takie podejście pozwala na generowanie nieinwazyjnych trójwymiarowych głębokich angiografii ocznych bez użycia środka kontrastowego i otwiera nowe możliwości mapowania rozkładu przepływu krwi w oku u różnych gatunków.

<table><tbody><tr><td>MS-222</td><td></td><td>Sigma E10521-50G</td><td></td></tr><tr><td>Benzokaina</td><td>Sigma</td><td>E-1501</td><td></td></tr><tr><td>Propofol</td><td>B Braun</td><td> 12260470_0320</td><td></td></tr><tr><td>Alfaxalon</td><td>Jurox</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Zoetis</td><td>50019100</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasonograf</td><td>VisualSonics</td><td>Vevo 2100</td><td></td></tr></tbody></table>

głębokie obrazowanie naczyń krwionośnych w oku za pomocą ultradźwięków o zwiększonym przepływie

Deep Vascular Imaging in the Eye with Flow-Enhanced Ultrasound

Siatkówka w oku jest jedną z najbardziej energochłonnych tkanek w ciele i dlatego wymaga wysokich wskaźników dostarczania tlenu z bogatego źródła krwi. Blaszka kapilarna naczyniówki wyściela zewnętrzną powierzchnię siatkówki i jest dominującym źródłem tlenu w większości siatkówk kręgowców. Jednak to łożysko naczyniowe jest trudne do zobrazowania za pomocą tradycyjnych technik optycznych ze względu na jego położenie za siatkówką o wysokim stopniu pochłaniania światła. W tym miejscu opisujemy technikę ultrasonograficzną o wysokiej częstotliwości z późniejszym wzmocnieniem przepływu w celu zobrazowania głębokich łożysk naczyniowych (0,5-3 cm) oka z wysoką rozdzielczością czasoprzestrzenną. Ta nieinwazyjna metoda dobrze sprawdza się u gatunków z jądrzastymi czerwonymi krwinkami (modele zwierzęce niessaków i płodów). Pozwala na generowanie nieinwazyjnych trójwymiarowych angiografii bez użycia środków kontrastowych i jest niezależna od kątów przepływu krwi z większą czułością niż techniki obrazowania ultrasonograficznego opartego na Dopplerze.

Technika ultrasonografii z wzmocnieniem przepływu, służąca do obrazowania naczyń krwionośnych oka, może być stosowana u wielu gatunków i została dotychczas wykorzystana u 46 różnych gatunków kręgowców (Rysunek 1, Tabela 1). Obecność jądrastych erytrocytów u kręgowców innych niż dorosłe ssaki zapewnia pozytywny kontrast płynącej krwi w stosunku do tkanki statycznej w zapisach cine (Plik uzupełniający 2). Jednakże, przy analizie klatka po klatce, wyraźne rozró...

Prezentujemy nieinwazyjną technikę ultradźwiękową do generowania trójwymiarowych angiografii w oku bez użycia środków kontrastowych.

Głębokie obrazowanie naczyń krwionośnych w oku za pomocą ultradźwięków o zwiększonym przepływie

The retina within the eye is one of the most energy-demanding tissues in the body and thus requires high rates of oxygen delivery from a rich blood ...

Technika Flow-Enhanced Ultrasound pozwala na zobrazowanie układu naczyniowego oka w trzech wymiarach, bez użycia środków kontrastowych. Główną zaletą tej techniki jest jej stabilność w obrazowaniu powłoki, za pigmentowaną siatkówką, co jest wyzwaniem w przypadku kilku technik obrazowania optycznego. Demonstrujemy tę technikę na złotych rybkach, ale można ją zastosować do wszystkich gatunków z jądrzastymi czerwonymi krwinkami, co pozwala naukowcom uzyskać wgląd w ewolucję funkcjonalną oczu.Technika ta może być stosowana przez naukowców z podstawowym przeszkoleniem w zakresie obrazowania ultradźwiękowego i obchodzenia się ze zwierzętami. Po potwierdzeniu optymalnego poziomu znieczulenia ułóż zwierzę w pozycji, która umożliwia bezpośredni dostęp z góry, do oka. Umieść odpowiednie podłoże ultradźwiękowe na oku zwierzęcia.Jeśli łuskowate powieki zakrywają oko, delikatnie przesuń je wacikiem. W przypadku zwierząt wodnych woda dobrze sprawdza się jako medium ultradźwiękowe, Następnie ustaw przetwornik ultradźwiękowy, przyśrodkowo do oka, w orientacji grzbietowo-brzusznej lub rostralnej ogonowej, w zależności od pożądanej orientacji obrazu. W trybie B, przy maksymalnej głębi ostrości, zobrazuj przyśrodkową i najgłębszą część oka, aby upewnić się, że wszystkie interesujące nas struktury są widoczne w polu obrazu.Powoli przesuwaj przetwornik w każdą stronę, jednocześnie sprawdzając obrazy w czasie rzeczywistym. Upewnij się, że wszystkie interesujące Cię struktury są widoczne w polu obrazu. Jeśli nie, przełącz się na przetwornik o niższej częstotliwości i większej głębi ostrości.Dostosuj głębię obrazu, przesunięcie głębi, szerokość obrazu i liczbę położeń stref ogniskowych, aby pokryć żądany obszar zainteresowania we wszystkich trzech wymiarach przestrzennych. Następnie ustaw liczbę klatek na sekundę w zakresie od 50 do 120 klatek na sekundę. Następnie dostosuj wzmocnienie 2D do takiego poziomu, aby struktury anatomiczne były widoczne tylko w akwizycji w trybie B, aby zwiększyć stosunek sygnału do szumu w późniejszej rekonstrukcji wzmocnionej przepływem.Aby uzyskać obraz 2D ze wzmocnionym przepływem w pojedynczej pozycji wycinka, przesuń przetwornik do tej pozycji i przejdź do rekonstrukcji obrazu ze wzmocnieniem przepływu. Aby uzyskać zapis 3D całego obszaru zainteresowania, przesuń przetwornik na jedną skrajność obszaru zainteresowania. Aby określić dokładne położenie skrajnego końca, zwiększ na krótko wzmocnienie 2D.Po prawidłowym umieszczeniu przetwornika należy zmniejszyć wzmocnienie 2D przed nagrywaniem, aby zapewnić maksymalny stosunek sygnału do szumu w późniejszej rekonstrukcji ze wzmocnionym przepływem. Dla każdego kroku lub wycinka w nagraniu 3D należy uzyskać więcej niż 100 klatek. Następnie, za pomocą mikromanipulatora lub wbudowanego silnika przetwornika, przesuń przetwornik w całym obszarze zainteresowania, w krokach co 25 lub 50 mikrometrów i powtórz akwizycję ponad 100 klatek dla każdego kroku.W przypadku konstrukcji zobrazowań ze zwiększonym przepływem należy wyeksportować nagrania do formatu pliku DICOM. Aby uzyskać pojedynczy obraz ze wzmocnionym przepływem na podstawie nagrania sceny większej niż 100 klatek, oblicz odchylenie standardowe na poziomie pikseli za pomocą tego wzoru i powtórz obliczenia dla każdego wycinka w nagraniu 3D. Aby zautomatyzować proces obliczania odchylenia standardowego i rekonstrukcji obrazu dla wielu przekrojów w nagraniu 3D, należy przeprowadzić tę operację w trybie wsadowym przy użyciu ImageJ i skryptu makra dostarczonego w manuskrypcie tekstowym.Połącz wszystkie zrekonstruowane obrazy w jeden stos obrazów za pomocą polecenia Obrazy do stosu w ImageJ. Następnie, za pomocą polecenia Właściwości, określa grubość przekroju na podstawie rozmiaru kroku używanego podczas akwizycji i zapisuje stos obrazów jako plik TIFF 3D. Obecność jądrzastych krwinek czerwonych u dorosłych kręgowców ssaków niebędących w wieku niezwiązanym z AD zapewnia pozytywny kontrast płynącej krwi w porównaniu z tkanką statyczną w nagraniach scen.Jednak, gdy teraz analizuje się klatkę po klatce, wyraźne rozróżnienie między krwią a otaczającą tkanką jest mniej oczywiste. Ta procedura poprawy przepływu krwi zasadniczo kompiluje zapis wielu punktów czasowych w przestrzeni 2D w pojedynczy obraz, gdzie w nieodłącznym sygnale fluktuacja wartości pikseli, umieszczonych w przepływającej krwi, uzyskuje wyższe odchylenie standardowe niż otaczająca tkanka statyczna, tworząc dodatni kontrast. W akwizycjach 3D wiele równoległych warstw ze znanymi odstępami można połączyć w dane obrazu 3D.Może być używany do trójwymiarowego renderowania objętości i modelowania anatomicznego. Obrazowanie ultrasonograficzne oparte na Dopplerze zapewnia również możliwość specyficznego obrazowania przepływu krwi, jednak z mniejszą czułością niż ta metoda. Ta procedura ultrasonograficzna ze wzmocnionym przepływem pozwala na obrazowanie przepływu krwi u wielu gatunków z jądrzastymi czerwonymi krwinkami.Głębokie łożyska naczyniowe oka, takie jak naczyniówka rete mirabile u niektórych ryb, można obrazować, jeśli są obecne u gatunku. Metoda jest ograniczona przez brak jądrzastych krwinek czerwonych u ssaków, u których procedura zwiększenia przepływu wytwarza pewien stopień kontrastu przepływu krwi, ale nie tak wyraźny, jak u gatunków z jądrzastymi krwinkami czerwonymi. Ultradźwięki o zwiększonym przepływie są wrażliwe na szum ruchu.Ruchy oddechowe mogą powodować rozmycie obrazu i artefakty, takie jak uwydatnienie granic tkanek. Bramkowanie prospektywne lub retrospektywne może być używane do regulacji hałasu ruchu. Zarówno w przypadku akwizycji 2D, jak i 3D kluczowe znaczenie ma ograniczenie artefaktów ruchowych spowodowanych poruszaniem się zwierzęcia, ze względu na nieodpowiednie znieczulenie w przypadku niestabilnej konfiguracji przetwornika.Opracowanie tej techniki utorowało drogę do nieinwazyjnego badania in vivo głębokich sieci naczyniowych w oku zdecydowanej większości kręgowców, które posiadają jądrzaste erytrocyty.

deep-vascular-imaging-in-the-eye-with-flow-enhanced-ultrasound

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Całkowity przepływ krwi w siatkówce jest pomiarowany za pomocą optycznej koherentnej tomografii Dopplera oraz oprogramowania do półautomatycznej oceny.

Dopplerowska optyczna koherentna tomografia krążenia siatkówki

W tym artykule przedstawiamy metodę analizy mikronaczyń guza in vivo za pomocą dynamicznej wideomikroskopii fluorescencyjnej wzmocnionej kontrastem. Uzyskano dwa parametry ilościowe: funkcjonalną gęstość naczyń włosowatych odzwierciedlającą unaczynienie guza oraz nieszczelność wskaźnika odzwierciedlającą nieszczelność ściany śródbłonka.

In vivo (in vivo) Obrazowanie angiogenezy guza za pomocą fluorescencyjnej wideomikroskopii konfokalnej

Mikroskopia przyżyciowe może być używana u zwierząt do wizualizacji i pomiaru średnic naczyń krwionośnych siatkówki, prędkości przepływu krwi i całkowitego przepływu krwi w siatkówce.

Przyżyciowe pomiary wideomikroskopii przepływu krwi w siatkówce u myszy

Obecna praca opisuje nowy protokół do wykonywania nieinwazyjnych ultradźwięków o wysokiej częstotliwości i obrazowania fotoakustycznego na mózgu szczura, aby efektywnie wizualizować głębokie obszary podkorowe i ich wzorce naczyniowe poprzez kierowanie sygnałów na otwór czaszki naturalnie występujący na zwierzęcej czaszce.

Nieinwazyjne miąższowe, naczyniowe i metaboliczne ultrasonografie wysokiej częstotliwości i fotoakustyczne obrazowanie głębokiego mózgu szczura

Ten protokół pokazuje, jak zastosować ultraszybkie obrazowanie dopplerowskie ultrasonograficzne do ilościowego określenia przepływów krwi. Po akwizycji trwającej 1 s eksperymentator ma dostęp do filmu z pełnym polem widzenia z wartościami prędkości osiowej dla każdego piksela co ≈0,3 ms (w zależności od czasu lotu ultradźwięków).

Obrazowanie przepływu krwi za pomocą ultraszybkiego Dopplera

Ten protokół opisuje procedury chirurgiczne i techniczne, które umożliwiają w czasie rzeczywistym wielofotonowe obrazowanie fluorescencyjne mózgu gryzonia podczas skoncentrowanych ultradźwięków i zabiegów mikropęcherzykowych w celu zwiększenia przepuszczalności bariery krew-mózg.

Mikroskopia wielofotonowa w czasie rzeczywistym w celu wizualizacji skoncentrowanych ultradźwięków i zabiegów mikropęcherzyków w celu zwiększenia przepuszczalności bariery krew-mózg

Ultraszybkie ultrasonografie dopplerowskie (UFUS) o wysokiej rozdzielczości przestrzennej (100 μm) i czułości stanowi odpowiednią nieinwazyjną metodę obrazowania w celu uzyskania kompleksowego jakościowego przeglądu naczyń wątrobowych. UFUS ułatwia również ilościowe pomiary mikrokrążenia, mając na celu pogłębienie naszej wiedzy na temat mechanizmów chorób naczyniowych.

Obrazowanie i kwantyfikacja unaczynienia wątroby myszy za pomocą ultraszybkich ultradźwięków dopplerowskich

Tutaj opisujemy protokół mikroskopii lokalizacji ultradźwięków (ULM), który osiąga rozdzielczość przestrzenną 12,5 μm do obrazowania mikrokrążenia mózgu u szczurów. Umożliwia szczegółową wizualizację kierunku i prędkości przepływu krwi, oferując potężne narzędzie do zaawansowanych badań nad krążeniem mózgowym i zaburzeniami naczyniowymi.

Dwuwymiarowa wizualizacja mikrokrążenia mózgu szczura w superrozdzielczości za pomocą mikroskopii lokalizacji ultradźwiękowej

Ultrasonograficzna mikroskopia lokalizacyjna (ULM) to niedawno opracowana technika, która pozwala na niespotykany dotąd poziom rozdzielczości obrazowania mikronaczyń in vivo. W niniejszej pracy szczegółowo opisujemy, jak uzyskać superrozdzielcze obrazy mikronaczyniowej mikronaczyniowej mózgu u gryzoni, wykorzystując standaryzowaną funkcjonalną platformę ultradźwiękową zaprojektowaną do badań przedklinicznych.

Mikroskopia lokalizacyjna ultrasonograficzna do superrozdzielczego mapowania mikronaczynia mózgu gryzoni

W celu oceny nowych terapii komórkami macierzystymi istotne jest nieinwazyjne śledzenie wstrzykniętych komórek in vivo. W tym filmie dowiedzą się Państwo, jak znakować ludzkie mezenchymalne i embrionalne komórki macierzyste za pomocą środków kontrastowych opartych na tlenku żelaza w celu późniejszego obrazowania MR in vivo.

Znakowanie hESC i hMSC nanocząsteczkami tlenku żelaza w celu nieinwazyjnego śledzenia in vivo za pomocą obrazowania MR

Poznaj technikę ultradźwięków o zwiększonym przepływie do nieinwazyjnego obrazowania naczyń krwionośnych oka w 3D bez kontrastu. Metoda umożliwia wizualizację głębokich struktur za barwnikiem siatkówki u ryb z jądrowatymi erytrocytami.

Głębokie obrazowanie naczyń krwionośnych w oku za pomocą ultradźwięków o zwiększonym przepływie

Przeglądaj więcej filmów