8 czerwca 2022
Ten artykuł przedstawia podstawowe metody standaryzacji ważnych czynników, takich jak gęstość, dostępność paszy, źródło nawodnienia i kontrola środowiska dla długoterminowej hodowli laboratoryjnych jadalnego świerszcza, Gryllus bimaculatus.
Techniki te przedstawiają praktyczne i sprawdzone metody hodowli Gryllus bimaculatus, kluczowego gatunku mini zwierząt gospodarskich hodowanego na paszę dla zwierząt i żywność dla ludzi oraz coraz ważniejszy alternatywny organizm modelowy. Te laboratoryjne metody hodowli Gryllus bimaculatus wywodzą się z technik powszechnych w całym przemyśle hodowli świerszczy w Ameryce Północnej i reprezentują laboratoryjną kopię operacji hodowli świerszczy. Na początek wytaruj czysty pojemnik na wadze i zważ masę suchego włókna kokosowego mniej więcej wielkości ludzkiej pięści.
Następnie umieść włókno kokosowe w zamykanym, czystym pojemniku, który może pomieścić rozszerzanie się do sześciokrotności pierwotnej objętości. Czystymi rękami delikatnie rozbij grudki włókna kokosowego z kawałka wyjętego z większego bloku. Następnie, używając 250-mililitrowego cylindra z podziałką, zmierz odpowiednią objętość wody dejonizowanej, aby uzyskać stosunek pięciu do jednego masowo pięciu części wody na jedną część suchego włókna kokosowego i powoli dodawaj odmierzoną wodę dejonizowaną, równomiernie nawadniając wszystkie cząstki włókna kokosowego.
Następnie ręcznie zmaceruj grudki, aby zapewnić równomierne nawodnienie, i ponownie staruj pojemnik, w którym wcześniej ważono włókno kokosowe. Odważ 75 gramów zwilżonego włókna kokosowego i przenieś je na szalkę Petriego o wymiarach 100 na 15 milimetrów za pomocą czystej, plastikowej łyżki, aby upewnić się, że włókno kokosowe jest równomiernie rozprowadzone na dnie naczynia i że nie ma grudek. Następnie oznacz bok szalki Petriego taśmą laboratoryjną z etykietą oznaczającą kolonię urodzeniową i datę pobrania jaj.
Odmierz dodatkowe 45 mililitrów wody dejonizowanej do cylindra z podziałką i równomiernie dodaj wodę na powierzchni upakowanego włókna kokosowego na szalce Petriego, aby zapewnić równomierne nawodnienie. Po zapakowaniu szalki Petriego zamknij pozostałe zwilżone włókno kokosowe w hermetycznym naczyniu do przechowywania w temperaturze minus 20 stopni Celsjusza. Uwodniony substrat do składania jaj należy umieścić w klatkach zawierających pożądane stada rodzicielskie świerszczy jak najdalej od paszy i udokumentować datę i godzinę.
Następnie umieść mały, autoklawowalny pojemnik na śmieci na powierzchni roboczej. Następnie umieść czystą, pustą plastikową klatkę o pojemności 29,3 litra na ławce obok pojemnika na śmieci. Umieść kolejną klatkę o pojemności 29,3 litra zawierającą rodzicielskie zapasy świerszczy i podłoże do składania jaj po przeciwnej stronie pojemnika na śmieci niż pusta klatka.
Po 24 godzinach usuń podłoże do składania jaj z macierzystej klatki do krykieta i umieść je nad autoklawowalnym naczyniem na odpady. Sprawdź, czy górna część podłoża do składania jaj nie ma żadnych cząstek wiórów lub paszy, które świerszcze mogły kopnąć na powierzchnię włókna kokosowego. Następnie usuń zanieczyszczenia z włókna kokosowego do naczynia na odpady za pomocą czystej łyżki Scoopula lub plastikowej łyżki i umieść plastikową łyżkę w pojemniku na odpady.
Następnie oczyszczone podłoże do składania jaj umieść w czystej klatce o pojemności 29,3 litra. Następnie umieść klatkę w inkubatorze ustawionym na 27 stopni Celsjusza przy 60% wilgotności względnej na 12-godzinnym ciemnym, 12-godzinnym fotoperiodze światła. Umieść klatkę zawierającą stado hodowlane w pierwotnym miejscu i usuń wszystkie przedmioty z powierzchni roboczej.
Następnie umieść pojemnik na odpady w zamrażarce przeznaczonej do przechowywania przedmiotów potencjalnie skażonych jajami świerszczy. Następnie zdezynfekuj powierzchnię roboczą 10% roztworem wybielacza i pozostaw na 60 sekund. Wytrzyj powierzchnię roboczą do sucha czystym ręcznikiem papierowym.
Po otwarciu zamrażarki wyrzuć ręcznik papierowy do pojemnika na odpady. Wybierz dwie nieużywane komercyjne płaskie kartony na jajka o wymiarach 30,8 cm na 30,8 cm. Za pomocą noża uniwersalnego lub mocnych nożyc pokrój je na sześć oddzielnych pasków o szerokości 10,1 cm i jednakowej wielkości.
Następnie zetrzyj przycięte krawędzie rękami, aby usunąć zwisające cząstki tektury. Następnie umieść sześć pojedynczych kawałków kartonu o wymiarach 10,1 cm na 30,8 cm pionowo na dnie klatki, tak aby dłuższa oś kartonu obejmowała węższą oś poziomą klatki o pojemności 29,3 litra. Umieść siódmy kawałek kartonu płasko na górze sześciu pionowych kawałków.
Po wybraniu trzech kawałków szorstkiego, brązowego ręcznika papierowego o wymiarach około 25 centymetrów na 25 centymetrów, złóż każdy na pół. Następnie umieść dwa tak, aby zakrywały górną część bliższej strony struktury kartonu, a jeden umieść nad stosem kartonów po dystalnej stronie. W 11 dniu po złożeniu jaj przenieś podłoże do składania jaj do bliższego prawego rogu klatki.
Po zaobserwowaniu włazu spryskaj ręczniki papierowe umieszczone na wierzchu kartonów, aż zostaną zwilżone, ale nie będą aktywnie wylewać wody. Następnie dokładnie przetrzyj obie strony 100-milimetrowej pokrywki Petriego 70% etanolem i pozostaw do wyschnięcia. Następnie zgarnij 50 gramów paszy do 60-watowego blendera na jedną porcję i miel z prędkością 10 000 obr./min przez jedną minutę.
Po odmierzeniu jednego grama karmy, wstrząśnij nią na pokrywie szalki Petriego w klatce. Używając czystej końcówki łyżki lub Scoopula, rozprowadź karmę tak równomiernie, jak to możliwe na dnie naczynia. Następnie wymieniaj paszę co dwa dni.
Wyrzuć starą paszę do pojemnika na odpady, który można sterylizować w autoklawie. Monitoruj rozwój pleśni na paszy. A jeśli pasza zacznie wydawać się biała lub zielonkawa, wyrzuć szalkę Petriego i natychmiast nakarm.
Po 14 dniach od złożenia jaj użyj pędzla o średnicy 2,54 cm, aby usunąć świerszcze przylegające do podłoża z włókna kokosowego, szczotkując wszystkie świerszcze z powierzchni włókna kokosowego i boków szalki Petriego do klatki. Następnie umieść usunięty substrat do składania jaj w pojemniku na odpady, który można sterylizować w autoklawie i przechowywać w zamrażarce do czasu autoklawowania. Następnie zastąp podłoże natalne świeżym naczyniem z włókna kokosowego w celu nawodnienia.
Używając butelki do mycia wodą dejonizowaną, dolewaj wody, aż powierzchnia włókna kokosowego będzie błyszczeć, ale nie będzie się gromadzić. Świerszcze pochodziły z populacji o średniej masie 21 miligramów. Pod koniec eksperymentu średnia masa wszystkich łącznych młodych i dorosłych świerszczy wynosiła 0,724 grama.
W wieku 65 dni, kiedy eksperyment się zakończył, obecnych było 30 dorosłych samców, a średnia masa wynosiła 0,721 grama, podczas gdy dla 58 dorosłych samic średnia masa wynosiła 0,841 grama. Przeżywalność między zarybianiem a zbiorem wynosiła 89% i była mierzona co tydzień za pomocą całkowitej liczby wszystkich pojedynczych świerszczy we wszystkich klatkach. W 65 dniu około 68% wszystkich świerszczy dotarło do dorosłego stadium rozwojowego.
Unikaj tworzenia się kropel wody na dnie obudowy podczas podlewania lub zamgławiania. Umieszczenie ręcznika papierowego nad refugią pozwala na uzyskanie gradientu wilgotności i pochłania kropelki wody z zaparowania. Procedura ta służy jako szablon dla naukowców z wielu dziedzin nauk przyrodniczych do wyhodowania Gryllus bimaculatus jako organizmu modelowego.
Do tej pory opublikowano niewiele formalnych protokołów hodowli Gryllus bimaculatus lub jakiegokolwiek innego paurometabolicznego organizmu modelowego. Kodyfikacja i standaryzacja metod chowu owadów stosowanych w hodowli owadów pozwoli na lepsze porównanie wyników między grupami badawczymi.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Niniejsza praca opisuje zestandaryzowane metody długoterminowej hodowli Gryllus bimaculatus, który stanowi istotny organizm modelowy oraz źródło pożywienia. Przedstawione podejścia opierają się na praktykach powszechnie stosowanych w północnoamerykańskim przemyśle hodowlanym świerszczów.
Ustandaryzowany chów Gryllus bimaculatus zapewnia niezawodny model bezkręgowca do badań mechanistycznych w zakresie fizjologii, żywienia i zachowania owadów, wspierając walidację celów w procesach rozwoju alternatywnych białek oraz biotechnologii rolniczej. Protokół ten umożliwia powtarzalny screening fenotypowy i opracowanie testów poprzez kontrolę zmiennych środowiskowych i żywieniowych wpływających na wzrost, dojrzewanie i przeżywalność. Pozycjonuje to model w przepływach pracy wczesnego etapu odkryć, gdzie pewność prognostyczna w zakresie odpowiedzi biologicznych jest kluczowa dla decyzji o kontynuacji lub przerwaniu badań.
Metoda ta wpisuje się w kontinuum od etapu odkryć do badań przedklinicznych, umożliwiając testowanie hipotez w zakresie żywienia i fizjologii owadów, wspierając identyfikację kluczowych czynników optymalizacji pasz oraz zapewniając ciągłość przedkliniczną dzięki standaryzowanym wskaźnikom wzrostu i dojrzewania.