Name: Stereotaktyczne podejście chirurgiczne do mikroiniekcji ogonowego pnia mózgu i górnego odcinka szyjnego rdzenia kręgowego za pośrednictwem Cisterna magna u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-01-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 7 s
Description: Poznaj stereotaktyczną mikroiniekcję przez cisterna magna u myszy, umożliwiającą precyzyjne docieranie do ogonowego pnia mózgu i górnego odcinka szyjnego rdzenia kręgowego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez HL095491 R01 NS079623, P01 HL149630 i P01.

Autor oświadcza, że protokół jest zgodny z wytycznymi Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Beth Israel Deaconess Medical Center.
1. Przygotowanie narzędzi chirurgicznych i ramy stereotaktycznej
UWAGA: Operacja jest przeprowadzana w warunkach aseptycznych. Sterylność jest utrzymywana przy użyciu techniki sterylnej końcówki.
<ol>
	<li>Zamontuj ramię stereotaktyczne z mikropipetą lub strzykawką wypełnioną wybranym środkiem do wstrzykiwań (wirus związany z adenowirusem (AAV) lub konwencjonalnym znacznikiem) na ramie stereotaktycznej i przygotuj adapter myszy (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A).</li>
	<li>Przygotuj autoklawizowane narzędzia chirurgiczne (tabela materiałów) i umieść je na sterylnej powierzchni.</li>
</ol>
2. Indukcja znieczulenia i przygotowanie myszy
<ol>
	<li>Włącz O2 przy 0,5 l/min i ustaw parownik izofluranu na 4,0, upewniając się, że przepływ O2 jest do skrzynki indukcyjnej. 
	UWAGA: Upewnij się, że pojemnik indukcyjny izofluranu jest umieszczony w kapturze i że izofluran jest usuwany z dala od pola operacyjnego.</li>
	<li>Umieść mysz (10-tygodniowy samiec C57BL/6J) w komorze indukcyjnej.</li>
	<li>Gdy oddech zwolni, otwórz komorę indukcyjną i lekko unieś mysz. Użyj maszynki do strzyżenia, aby usunąć włosy od głowy do ramion.</li>
</ol>
3. Umiejscowienie myszy w ramce stereotaktycznej
<ol>
	<li>Przesuń mysz do ramki stereotaktycznej i umieść nos w elastycznym stożku nosowym. Na tym etapie upewnij się, że przepływ O2 jest teraz skierowany do stożka nosowego.</li>
	<li>Umieść mysz w ramce stereotaktycznej tylko za pomocą nauszników. 
	UWAGA: Upewnij się, że nauszniki są równe, a głowa wypoziomowana.</li>
	<li>Anteroflex głowę myszy pod kątem 90°, ręcznie prowadząc nos. Aby zabezpieczyć tę pozycję, umieść plastikową barierę między słupkami paska nausznego adaptera myszy, równolegle do słupków. Płaska część czaszki służy jako punkt odniesienia, podobnie jak podejście płaskiej czaszki w konwencjonalnej chirurgii stereotaktycznej. 
	UWAGA: Nie należy nadmiernie zginać głowy (tj. poza kąt 90° między płaszczyzną przedniej kości czaszki a płaszczyzną powierzchni stołu), ponieważ utrudnia to przepływ powietrza przez górne drogi oddechowe. Jeśli przepływ powietrza jest utrudniony, zmień położenie myszy, upewniając się, że ciało jest podparte pod tułowiem, a plastikowa karta jest ustawiona pod kątem 90° między płaszczyzną przedniej kości czaszki a płaszczyzną powierzchni stołu, jak opisano w <silna klasa = "xfig">Rysunek 2A,C.</li>
	<li>Umieść poduszkę grzewczą pod myszką, a następnie upewnij się, że szyja i reszta ciała są ustawione na tym samym poziomie (tj. pod kątem około 180° lub równolegle do stołu). Skrzynka narzędziowa, w której znajdują się nożyczki sprężynowe, może być użyta do podniesienia ciała do tej pozycji. 
	UWAGA: Ten krok jest ważny, ponieważ ogonowy pień mózgu i górny rdzeń szyjny poruszają się w zależności od pozycji, w przeciwieństwie do bardziej rostralnych części OUN, które są utrzymywane na miejscu przez czaszkę.</li>
	<li>Wstrzyknąć pojedynczą dawkę 4 mg/kg meloksykamu o spowolnionym uwalnianiu (SR) podskórnie (s.c.) o objętości 2 μl/g masy ciała i nałożyć lubrykant na oczy.</li>
	<li>Najpierw oczyść miejsce nacięcia chirurgicznego wacikiem nasączonym 70% alkoholem, następnie padem betadynowym, a następnie ponownie padem nasączonym alkoholem i pozostaw do wyschnięcia.</li>
	<li>Umieść zasłonę pod ciałem.</li>
	<li>Zdezynfekuj ręce i załóż sterylne rękawiczki.</li>
	<li>Umieść serwetę w miejscu operacji.</li>
</ol>
4. Operacja dostępu do cisterna magna
<ol>
	<li>Upewnij się, że mysz jest odpowiednio znieczulona, szczypiąc palce u nóg lub sprawdzając odruch rogówkowy.</li>
	<li>Zmniejszyć stężenie izofluranu do poziomu podtrzymującego (2.0).</li>
	<li>Wykonaj 1-1,2 cm nacięcie ostrzem chirurgicznym #10 od krawędzi kości potylicznej w kierunku ramion jednym płynnym ruchem.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w szwie linii środkowej mięśnia czworobocznego. To odsłania sparowane mięśnie długie główki. 
	UWAGA: U myszy mięsień czworoboczny jest bardzo cienkim, prawie przezroczystym mięśniem. Upewnij się, że pozostajesz w linii środkowej i nie wcinaj się w leżące poniżej mięśnie, ponieważ spowoduje to niepotrzebne krwawienie.</li>
	<li>Umieść oba haki zwijacza pomiędzy sparowanymi mięśniami longus capitis, jeden zorientowany w lewo, a drugi w prawo. Ciężar hemostatów zapewnia napięcie haków zwijacza, które można modyfikować poprzez ponowne dostosowanie położenia hemostatów.</li>
	<li>Ustaw mikroskop chirurgiczny na miejscu, aby lepiej uwidocznić pole operacyjne.</li>
	<li>Użyj kleszczy do laminektomii, aby oddzielić lewy i prawy brzuch sparowanego mięśnia długiego główki, zaczynając od potylicy, gdzie linia środkowa jest dobrze widoczna. Poprowadź kleszcze przez kość potylicy w linii środkowej w dół do miejsca, w którym styka się z oponą twardą cisterny, a następnie kontynuuj przez oponę twardą do atlasu. 
	UWAGA: Nie ma potrzeby przecinania sparowanych mięśni longus capitis, ponieważ nic nie trzyma ich razem w linii środkowej; Spowoduje to niepotrzebne krwawienie.</li>
	<li>Zmień położenie retraktorów i wyreguluj napięcie, zmieniając położenie hemostatów, otwierając view cisterna magna.</li>
	<li>Użyj kleszczy do laminektomii, aby oddzielić mięśnie dalej w linii środkowej, aby uzyskać dobre okno obserwacyjne pnia mózgu i móżdżku.</li>
	<li>W razie potrzeby powtarzaj kroki 4.7-4.9, aż móżdżek i pień mózgu pojawią się poniżej opony twardej.</li>
	<li>Za pomocą kleszczy do laminektomii oczyść oponę twardą z małych pasm tkanki łącznej, przesuwając kleszcze od linii środkowej w kierunku bocznym, aż do uzyskania wyraźnego widoku pnia mózgu i stworzenia większej przestrzeni bocznej, zgodnie z potrzebami celu.</li>
</ol>
5. Otwarcie błony cysternalnej
<ol>
	<li>Użyj ustawionych pod kątem kleszczy Dumonta (#4/45), aby chwycić oponę twardą, która rozciąga się od kości potylicznej do atlasu. Chwyć oponę twardą w pobliżu kości potylicznej i użyj nożyczek sprężynowych, aby zrobić mały otwór (~0,5 do 1,5 mm) w oponie twardej. 
	UWAGA: W tym rostralnym miejscu przestrzeń między pniem mózgu a leżącą nad nią oponą twardą jest najszersza, zapewniając wystarczająco dużo miejsca na bezpieczną manipulację oponą twardą.</li>
	<li>Użyj nożyczek sprężynowych, aby podnieść oponę twardą i dalej ją otworzyć. Rozmiar okna zależy od celu. 
	UWAGA: Większe okno będzie potrzebne podczas wykonywania wielu wstrzyknięć wzdłużnych lub wstrzyknięć dwustronnych; Małe okienko będzie wystarczające przy wykonywaniu pojedynczych wstrzyknięć jednostronnych lub w linii środkowej.</li>
	<li>Po otwarciu opony twardej spuść nadmiar płynu mózgowo-rdzeniowego za pomocą sterylnej końcówki wskazującej.</li>
</ol>
6. Identyfikacja punktów orientacyjnych i punktu zerowego
<ol>
	<li>Zobacz grzbietową powierzchnię pnia mózgu ze szczegółowymi punktami orientacyjnymi przez otwartą oponę twardą. Niedosuwka, punkt, w którym kanał centralny otwiera się do komory dożylnej, jest standardowym przednio-tylnym i przyśrodkowym punktem zerowym.</li>
</ol>
7. Współrzędne celu
UWAGA: Dla różnych celów dołączyliśmy listę standardowych współrzędnych z przednimi tylnymi (AP) i przyśrodkowymi (ML) współrzędnymi względem punktu zerowego bregma i współrzędnymi cisterna magna ze współrzędnymi AP i ML względem węzła punktu zerowego, aby ułatwić przejście między metodologiami (Tabela 1). Współrzędne grzbietowo-brzuszne (DV) są względne w stosunku do powierzchni mózgu lub móżdżku (podejście standardowe) lub powierzchni pnia mózgu lub górnego rdzenia szyjnego (podejście cisterna magna) w punkcie wejścia AP i ML. Planowanie powinno być wykonane przed zabiegiem.
<ol>
	<li>Użyj trzech zestawów współrzędnych, aby określić cel: AP, ML i DV. Ze względu na pozycję głowy, względna orientacja struktur pnia mózgu różni się w zależności od lokalizacji.
	<ol>
		<li>Dla odległości docelowej >0,4 mm od ogona do zasuwki (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B, zielony) wykonaj następujące czynności.
		<ol>
			<li>AP: Użyj dowolnego standardowego stereotaktycznego atlasu referencyjnego (np. Paxinos i Franklin atlas2) lub serii tkanek wyciętych w płaszczyźnie poprzecznej, aby oszacować odległość AP między zasuwką a celem.</li>
			<li>ML: Użyj dowolnego standardowego stereotaktycznego atlasu referencyjnego lub serii tkanek wyciętych w płaszczyźnie poprzecznej, aby oszacować odległość ML między zasuwką a celem.</li>
			<li>DV: Oszacuj współrzędne względem powierzchni mózgu lub móżdżku w punkcie docelowym AP i ML. Użyj dowolnego standardowego stereotaktycznego atlasu referencyjnego lub serii tkanek wyciętych w płaszczyźnie poprzecznej, aby oszacować odległość między powierzchnią pnia mózgu o żądanych współrzędnych AP i ML a celem.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Dla odległości docelowej <0,4 mm od ogona do obsuwy (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B, pomarańczowy) wykonaj następujące czynności.
		<ol>
			<li>AP: Dostosuj współrzędne, aby uwzględnić przednio-zgięcie pnia mózgu. W przypadku współrzędnych brzusznych i rostralnych punkt wejścia do pnia mózgu AP będzie bardziej ogonowy w stosunku do docelowej współrzędnej AP w płaszczyźnie standardowej.</li>
			<li>ML: Wyznacz współrzędne celu ze standardowego stereotaktycznego atlasu referencyjnego lub serii tkanek wyciętych w płaszczyźnie poprzecznej. Współrzędne będą względne w stosunku do wizualizowanej linii środkowej na docelowym poziomie AP.</li>
			<li>DV: Oszacuj współrzędne względem powierzchni pnia mózgu w punkcie docelowym AP i ML. Dostosuj DV, aby uwzględnić przednio-zgięcie pnia mózgu. W przypadku współrzędnych brzusznych i rostralnych współrzędne DV będą większe niż odległość od grzbietowej powierzchni pnia mózgu w płaszczyźnie standardowej.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
8. Wstrzyknięcie celu
<ol>
	<li>Opuścić pipetę lub strzykawkę do celu za pomocą ramienia stereotaktycznego i wstrzyknąć roztwór, jak w przypadku standardowych podejść stereotaktycznych. Pozostawić na miejscu na 1-5 minut po wstrzyknięciu, aby uniknąć śladu igły w przypadku stosowania objętości od 3 do 50 nL. Następnie podnieść pipetę lub strzykawkę za pomocą ramienia stereotaktycznego.</li>
	<li>Powtórz krok 8.1. dla wielu celów.</li>
</ol>
9. Zamknięcie pola operacyjnego
<ol>
	<li>Ostrożnie usuń haczyki z pola operacyjnego. Sparowane mięśnie longus capitis opadną z powrotem do pozycji neutralnej, całkowicie zakrywając cisterna magna. Nie zamykaj mięśnia czworobocznego i opony twardej w linii środkowej, ponieważ są one zbyt delikatne, aby utrzymać szwy.</li>
	<li>Zamknij skórę trzema szwami nylonowymi lub polipropylenowymi (5-0 lub 6-0).</li>
</ol>
10. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Wyłącz izofluran i wyjmij mysz z ramki stereotaktycznej. Umieść mysz w czystej klatce na poduszce grzewczej i obserwuj, aż się obudzi i zacznie się poruszać.</li>
	<li>Monitoruj stan zdrowia, wagę i szwy w dniach pooperacyjnych 1-3. Usuń szwy w 10 dniu, jeśli nie zostały jeszcze usunięte.</li>
</ol>

<ol><li>JoVE. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+Stereotaxic+Surgery%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE+Science+Education+Database%22%5BJournal%5D)">Rodent Stereotaxic Surgery.</a> JoVE Science Education Database. , Neuroscience (2021).</li>
<li>Paxinos, G., Franklin, K. B. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Mouse+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press. (2001).</li>
<li>Lein, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-wide+atlas+of+gene+expression+in+the+adult+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Genome-wide atlas of gene expression in the adult mouse brain.</a> Nature. 445 (7124), 168-176 (2007).</li>
<li>Rangarajan, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-based+in+vivo+assessment+of+targeting+accuracy+of+stereotactic+brain+surgery+in+experimental+rodent+models%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Image-based in vivo assessment of targeting accuracy of stereotactic brain surgery in experimental rodent models.</a> Scientific Reports. 6 (1), 38058(2016).</li>
<li>Blasiak, T., Czubak, W., Ignaciak, A., Lewandowski, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+approach+to+detection+of+the+bregma+point+on+the+rat+skull%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A new approach to detection of the bregma point on the rat skull.</a> Journal of Neuroscience Methods. 185 (2), 199-203 (2010).</li>
<li>Popesko, P., Rajtova, V., Horak, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPopesko%2C+P+%22A+Colour+Atlas+of+the+Anatomy+of+Small+Laboratory+Animals%2C+Volume+2%3A+Rat%2C+Mouse+and+Golden+Hamster%22">A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals, Volume 2: Rat, Mouse and Golden Hamster</a>. 2, Wolfe Publishing Ltd. (1992).</li>
<li>Allen Mouse Brain Atlas. Allen Institute for Brain Science. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://mouse.brain-map.org/experiment/thumbnails/100042147?image_type=atlas">https://mouse.brain-map.org/experiment/thumbnails/100042147?image_type=atlas</a> (2004).</li>
<li>Vanderhorst, V. G. J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nucleus+retroambiguus-spinal+pathway+in+the+mouse%3A+Localization%2C+gender+differences%2C+and+effects+of+estrogen+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Nucleus retroambiguus-spinal pathway in the mouse: Localization, gender differences, and effects of estrogen treatment.</a> The Journal of Comparative Neurology. 488 (2), 180-200 (2005).</li>
<li>Yokota, S., Kaur, S., VanderHorst, V. G., Saper, C. B., Chamberlin, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory-related+outputs+of+glutamatergic%2C+hypercapnia-responsive+parabrachial+neurons+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Respiratory-related outputs of glutamatergic, hypercapnia-responsive parabrachial neurons in mice.</a> Journal of Comparative Neurology. 523 (6), 907-920 (2015).</li>
<li>Anselmi, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasonographic+anatomy+of+the+atlanto-occipital+region+and+ultrasound-guided+cerebrospinal+fluid+collection+in+rabbits+%28Oryctolagus+cuniculus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Radiology+%26+Ultrasound%22%5BJournal%5D)">Ultrasonographic anatomy of the atlanto-occipital region and ultrasound-guided cerebrospinal fluid collection in rabbits (Oryctolagus cuniculus).</a> Veterinary Radiology & Ultrasound. 59 (2), 188-197 (2018).</li>
<li>Herbert, H., Moga, M. M., Saper, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Connections+of+the+parabrachial+nucleus+with+the+nucleus+of+the+solitary+tract+and+the+medullary+reticular+formation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Connections of the parabrachial nucleus with the nucleus of the solitary tract and the medullary reticular formation in the rat.</a> The Journal of Comparative Neurology. 293 (4), 540-580 (1990).</li>
<li>Vanderhorst, V. G., Holstege, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caudal+medullary+pathways+to+lumbosacral+motoneuronal+cell+groups+in+the+cat%3A+evidence+for+direct+projections+possibly+representing+the+final+common+pathway+for+lordosis%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Caudal medullary pathways to lumbosacral motoneuronal cell groups in the cat: evidence for direct projections possibly representing the final common pathway for lordosis.</a> The Journal of Comparative Neurology. 359 (3), 457-475 (1995).</li>
<li>Vanderhorst, V. G., Terasawa, E., Ralston, H. J., Holstege, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monosynaptic+projections+from+the+nucleus+retroambiguus+to+motoneurons+supplying+the+abdominal+wall%2C+axial%2C+hindlimb%2C+and+pelvic+floor+muscles+in+the+female+rhesus+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Monosynaptic projections from the nucleus retroambiguus to motoneurons supplying the abdominal wall, axial, hindlimb, and pelvic floor muscles in the female rhesus monkey.</a> The Journal of Comparative Neurology. 424 (2), 233-250 (2000).</li>
<li>Wall, N. R., Wickersham, I. R., Cetin, A., De La Parra, M., Callaway, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monosynaptic+circuit+tracing+in+vivo+through+Cre-dependent+targeting+and+complementation+of+modified+rabies+virus%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Monosynaptic circuit tracing in vivo through Cre-dependent targeting and complementation of modified rabies virus.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (50), 21848-21853 (2010).</li>
<li>Krashes, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid%2C+reversible+activation+of+AgRP+neurons+drives+feeding+behavior+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Rapid, reversible activation of AgRP neurons drives feeding behavior in mice.</a> The Journal of Clinical Investigation. 121 (4), 1424-1428 (2011).</li>
<li>Ganchrow, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nucleus+of+the+solitary+tract+in+the+C57BL%2F6J+mouse%3A+Subnuclear+parcellation%2C+chorda+tympani+nerve+projections%2C+and+brainstem+connections%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Comparative+Neurology%22%5BJournal%5D)">Nucleus of the solitary tract in the C57BL/6J mouse: Subnuclear parcellation, chorda tympani nerve projections, and brainstem connections.</a> The Journal of Comparative Neurology. 522 (7), 1565-1596 (2014).</li>
<li>Ung, K., Arenkiel, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiber-optic+implantation+for+chronic+optogenetic+stimulation+of+brain+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Fiber-optic implantation for chronic optogenetic stimulation of brain tissue.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (68), e50004(2012).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Standardowa chirurgia stereotaktyczna zwykle opiera się na punktach orientacyjnych czaszki w celu obliczenia współrzędnych miejsc docelowych w OUN1. Dostęp do miejsc docelowych jest następnie możliwy przez otwory w zadziorach, które są wiercone w czaszce1. Metoda ta nie jest idealna dla ogonowego pnia mózgu, ponieważ miejsca docelowe znajdują się daleko od punktów orientacyjnych czaszki w płaszczyźnie przednio-tylnej i grzbietowo-brzusznej2,...

Standardowa operacja stereotaktyczna celująca w miejsca mózgu u myszy1 zwykle polega na unieruchomieniu czaszki za pomocą zestawu pasków do uszu i paska do ust. Współrzędne są następnie szacowane na podstawie atlasów referencyjnych2,3 oraz punktów orientacyjnych czaszki, a mianowicie bregma (punkt, w którym stykają się szwy kości czołowej i ciemieniowej) lub lambda (punkt, w którym łączą się szwy kości ciemieniowej i potylicznej; <silna klasa="xfig">Rysunek 1A,B). Przez otwór w czaszce powyżej szacowanego celu, można następnie dotrzeć do obszaru docelowego, w celu wykonania mikroiniekcji lub oprzyrządowania za pomocą kaniul lub światłowodów. Ze względu na różnice w anatomii tych szwów i błędy w lokalizacji bregma lub lambda4,5, położenie punktów zerowych w stosunku do mózgu różni się w zależności od zwierzęcia. Podczas gdy małe błędy w celowaniu, które wynikają z tej zmienności, nie stanowią problemu dla dużych lub pobliskich celów, ich wpływ jest większy w przypadku mniejszych obszarów zainteresowania, które są oddalone od punktów zerowych w płaszczyźnie przednio-tylnej lub grzbietowo-brzusznej i/lub podczas badania zwierząt o różnej wielkości ze względu na wiek, szczep i/lub płeć. Istnieje kilka dodatkowych wyzwań, które są unikalne dla rdzenia przedłużonego i górnego rdzenia szyjnego. Po pierwsze, niewielkie zmiany we współrzędnych przednio-tylnych są związane ze znaczącymi zmianami współrzędnych grzbietowo-brzusznych względem opony twardej, ze względu na położenie i kształt móżdżku (<silna klasa="xfig">Rysunek 1Bi)2,6,7. Po drugie, górny rdzeń szyjny nie jest zawarty w skull2. Po trzecie, pochyłe położenie kości potylicznej i leżąca nad nią warstwa mięśni szyi2 sprawia, że standardowe podejście stereotaktyczne jest jeszcze trudniejsze dla struktur znajdujących się w pobliżu przejścia między pniem mózgu a rdzeniem kręgowym (<silna klasa="xfig">Rysunek 1Bi). Wreszcie, wiele interesujących celów w ogonowym pniu mózgu i rdzeniu szyjnym jest małych2, wymagających precyzyjnych i powtarzalnych iniekcji8,9.
Alternatywne podejście poprzez cisterna magna pozwala obejść te problemy. Cisterna magna to duża przestrzeń, która rozciąga się od kości potylicznej do atlasu (<silna klasa="xfig">Ryc. 1A, tj. druga kość kręgowa)10. Jest wypełniony płynem mózgowo-rdzeniowym i pokryty oponą twardą class<="xref">10. Ta przestrzeń między kością potyliczną a atlasem otwiera się podczas przednio-zgięcia głowy. Dostęp do niego można uzyskać, poruszając się między leżącymi nad nim sparowanymi brzuchami długiego mięśnia główki, odsłaniając grzbietową powierzchnię ogonowego pnia mózgu. Obszary zainteresowania mogą być następnie wybierane na podstawie punktów orientacyjnych samych tych regionów, jeśli znajdują się one w pobliżu powierzchni grzbietowej; lub używając obsuwki, punktu, w którym kanał centralny otwiera się do komory dożylnej, jako punktu zerowego dla współrzędnych, aby dotrzeć do głębszych struktur. Podejście to zostało z powodzeniem zastosowane u różnych gatunków, w tym u szczurów11, cat12, mouse8,9 i naczelnych innych niż ludzie13 w celu celowania w brzuszną grupę oddechową, rdzeniastą przyśrodkową siatkowatą formację, jądro samotnego odcinka, obszar postrema lub jądro podjęzykowe. Jednak to podejście nie jest powszechnie stosowane, ponieważ wymaga znajomości anatomii, specjalistycznego zestawu narzędzi i bardziej zaawansowanych umiejętności chirurgicznych w porównaniu ze standardowym podejściem stereotaktycznym.
Tutaj opisujemy krok po kroku chirurgiczne podejście, aby dotrzeć do pnia mózgu i górnej części rdzenia szyjnego przez cisterna magna, wizualizować punkty orientacyjne, ustawiać punkt zerowy (<silna klasa="xfig">Rysunek 2) oraz szacować i optymalizować współrzędne docelowe dla stereotaktycznego dostarczania mikroiniekcji do dyskretnych obszarów zainteresowania pnia mózgu i rdzenia kręgowego (Rysunek 3). Następnie omawiamy zalety i wady związane z tym podejściem.

<table><tbody><tr><td>Podkładka nasączona alkoholem</td><td>Med-Vet International</td><td>SKU: MDS090735Z</td><td>preparat skórny do zapobiegania zakażeniom miejsca operowanego</td></tr><tr><td>Kleszcze kątowe, Dumont #5/45</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td>tylko do chwytania podkładki Dura</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Med-Vet International</td><td>SKU:PVP-PAD</td><td>preparat skórny do zapobiegania zakażeniom miejsca operowanego</td></tr><tr><td>Podjednostka b, koniugat Alexa Fluor 488/594</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>488: C34775, 594: C22842</td><td>Fluorescencyjne</td></tr><tr><td>maszynki do strzyżenia</td><td>Wahl</td><td>Model MC3, 28915-10</td><td>do golenia futra w miejscu operacyjnym</td></tr><tr><td>Uchwyt elektrody z zaciskiem narożnym</td><td>Kopf</td><td>1770</td><td>do trzymania szklanej pipety</td></tr><tr><td>Przepływomierz</td><td>Gilmont</td><td>instrumenty model # 65 MM</td><td>do regulacji przepływu izofluranu i tlenu do myszy na płaszczyźnie operacyjnej</td></tr><tr><td>Mikrosfery fluorescencyjne, polistyren</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>F13080</td><td>Znacznik fluorescencyjny</td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza</td><td>Stoelting</td><td>53800M</td><td>termoregulacja</td></tr><tr><td>Komora indukcyjna z zestawem do podłączenia portu</td><td>Midmark Inc</td><td>93805107 92800131</td><td>komora zapewniająca wstępne znieczulenie</td></tr><tr><td>Strzykawka insulinowa</td><td>Exelint International</td><td>26028</td><td>do podawania soli fizjologicznej i przeciwbólowej</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Med-Vet International</td><td>SKU:RXISO-250</td><td>wziewny środek znieczulający</td></tr><tr><td>Waporyzator Isoflurane Matrix VIP 3000</td><td>Midmark Inc</td><td>91305430</td><td>aparat do podawania wziewnego środka znieczulającego</td></tr><tr><td>Kleszcze do laminektomii, Dumont #2</td><td>FST</td><td>11223-20</td><td>tylko do czyszczenia opony twardej</td></tr><tr><td>Powietrze medyczne, sprężone</td><td>Linde</td><td>UN 1002</td><td>używany ze stymulatorem i PicoPump do dostarczania powietrza do precyzyjnego wstrzykiwania roztworu</td></tr><tr><td>Meloxicam SR</td><td>Zoo Pharm LLC</td><td>Lot # MSR2-211201</td><td>przeciwbólowa</td></tr><tr><td>mikrohematokryt szkło borokrzemianowe wstępnie skalibrowana rurka kapilarna</td><td>Globe Scientific Inc</td><td>51628</td><td>do transfekcji materiału do wyznaczonych współrzędnych</td></tr><tr><td>Adapter myszy</td><td>Stoelting</td><td>0051625</td><td>&nbsp; Adaptacja ramy stereotaktycznej szczura do chirurgii myszy</td></tr><tr><td>Uchwyt na igłę, Student Halsted- Mosquito Hemostats</td><td>FST</td><td>91308-12</td><td>do szycia</td></tr><tr><td>Regulator tlenu</td><td>Produkty do podtrzymywania życia</td><td>S / N 909328, dużo 092109</td><td>regulować poziom tlenu ze zbiornika tlenu</td></tr><tr><td>Butla tlenu, sprężona</td><td>Linde</td><td>USP UN 1072</td><td>dostarczana wraz ze znieczuleniem izofluranem</td></tr><tr><td>Karta plastikowa</td><td>nie Dotyczy</td><td>Nie dotyczy</td><td>dowolna twarda karta plastikowa, przycięta tak, aby pasowała do ramy stereotaktycznej (np. dowód osobisty)</td></tr><tr><td>Pneumatyczna pompa PicoPump (lub podobna)</td><td>World Precision Instruments (WPI)</td><td>SYS-PV820</td><td>Do precyzyjnego wstrzykiwania roztworu</td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna, sterylna</td><td>Sprzęt medyczny na zboczu góry</td><td>H04888-10</td><td>do uzupełnienia płynów ustrojowych utraconych podczas operacji</td></tr><tr><td>Rękojeść skalpela, #3</td><td>FST</td><td>10003-12</td><td>do trzymaj skalpel</td></tr><tr><td>Nożyczki, Wagner</td><td>FST</td><td>14070-12</td><td>do cięcia szwów polipropylenowych</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe, Vannas 2,5 mm z dołączonym pudełkiem</td><td>FST</td><td>15002-08</td><td>nożyczki tylko do otwierania opony twardej, pudełko do podnoszenia ciała</td></tr><tr><td>Stereotaktyczny mikromanipulator</td><td>Kopf</td><td>1760-61</td><td>przymocowany do uchwytu elektrody w celu regulacji pozycji na podstawie współrzędnych</td></tr><tr><td>Stereotaktyczny zespół ramy "U" i wewnątrzkomórkowa płyta podstawy</td><td>Rama Kopf</td><td>1730-B, 1711</td><td>do operacji</td></tr><tr><td>Sterylne aplikatory z bawełnianą końcówką</td><td>Puritan</td><td>25-806 10WC</td><td>wchłaniające krew z pola operacyjnego</td></tr><tr><td>Sterylne obłożenia bez okien</td> Henry <td>Schein</td><td>9004686</td><td>do sterylnego pola operacyjnego</td></tr><tr><td>Sterylna maść okulistyczna</td><td>Puralube</td><td>P1490</td><td>do okularu </td></tr><tr><td>stymulator smaru i Rurki</td><td>Trawa Instrumenty medyczne</td><td>S44</td><td>zapewniające kontrolowane powietrze do precyzyjnego wstrzykiwania roztworu</td></tr><tr><td>Ostrze chirurgiczne #10</td><td>Med-Vet International</td><td>SKU: 10SS</td><td>do nacięcia skóry</td></tr><tr><td>Kleszcze chirurgiczne, bardzo cienkie Graefe</td><td>FST</td><td>11153-10</td><td>do przytrzymywania skóry</td></tr><tr><td>Rękawice chirurgiczne</td><td>Med-Vet International</td><td>MSG2280Z</td><td>do chirurgii</td></tr> <tr><td>sceptykówMikroskop chirurgiczny</td><td>Leica</td><td>Model M320 / F12</td><td>do powiększenia pola operacyjnego 5X-40X</td></tr><tr><td>Szew 5-0 polipropylen</td><td>Oasis</td><td>MV-8661</td><td>do zamknięcia skóry</td></tr><tr><td>Tegaderm</td><td>3M</td><td>3M ID 70200749250</td><td>zapewnia sterylną barierę</td></tr><tr><td>Uniwersalny zacisk i słupek</td><td>stojący Kopf</td><td>1725</td><td>przymocowany do stereotaktycznej ramy U i wewnątrzkomórkowej płyty podstawy</td></tr><tr><td>Hak do nawijania z hemostatyki hartmana</td><td>FST</td><td>18200-09, 13003-10</td><td>do oddzielenia mięśni i zapewnienia okna operacyjnego</td></tr></tbody></table>

stereotaktyczne podejście chirurgiczne do mikroiniekcji ogonowego pnia mózgu i górnego odcinka szyjnego rdzenia kręgowego za pośrednictwem cisterna magna u myszy

Stereotaxic Surgical Approach to Microinject the Caudal Brainstem and Upper Cervical Spinal Cord via the Cisterna Magna in Mice

Stereotaktyczny zabieg chirurgiczny ukierunkowany na miejsca w mózgu u myszy jest zwykle kierowany przez punkty orientacyjne czaszki. Dostęp uzyskuje się następnie przez otwory w kształcie zadziorów wywiercone w czaszce. To standardowe podejście może być trudne dla celów w ogonowym pniu mózgu i górnym rdzeniu szyjnym ze względu na specyficzne wyzwania anatomiczne, ponieważ miejsca te są oddalone od punktów orientacyjnych czaszki, co prowadzi do niedokładności. Poniżej przedstawiamy alternatywne podejście stereotaktyczne za pomocą cisterna magna, które zostało użyte do celowania w dyskretne obszary zainteresowania w ogonowym pniu mózgu i górnym rdzeniu szyjnym. Cisterna magna rozciąga się od kości potylicznej do atlasu (tj. drugiej kości kręgu), jest wypełniona płynem mózgowo-rdzeniowym i jest pokryta oponą twardą. Takie podejście zapewnia powtarzalną drogę dostępu do wybranych struktur ośrodkowego układu nerwowego (OUN), do których w przeciwnym razie trudno byłoby dotrzeć ze względu na bariery anatomiczne. Co więcej, pozwala na bezpośrednią wizualizację punktów orientacyjnych pnia mózgu w bliskiej odległości od miejsc docelowych, zwiększając dokładność podczas dostarczania małych objętości iniekcji do ograniczonych obszarów zainteresowania w ogonowym pniu mózgu i górnym rdzeniu szyjnym. Wreszcie, takie podejście daje możliwość uniknięcia móżdżku, co może być ważne dla badań motorycznych i sensomotorycznych.

Dostęp przez cysternę wielką (cisterna magna) umożliwia dotarcie do struktury kaudalnego pnia mózgu i górnego odcinka rdzenia szyjnego, które są trudnodostępne poprzez standardowe podejścia stereotaktyczne lub wykazują niespójność w celowaniu. Operacja umożliwiająca dostęp do cysterny wielkiej wymaga nacięcia skóry, cienkiej warstwy mięśnia czworobocznego oraz otwarcia opony twardej, dzięki czemu jest ona dobrze tolerowana przez myszy. Jest ona szczególnie efektywna i mniej inwazyjna przy targetowaniu wielu miej...

Stereotaktyczna operacja celowania w miejsca mózgu u myszy zwykle obejmuje dostęp przez kości czaszki i jest prowadzona przez punkty orientacyjne czaszki. Poniżej przedstawiamy alternatywne podejście stereotaktyczne do celowania w ogonowy pień mózgu i górny odcinek szyjny rdzenia kręgowego za pomocą cisterna magna, które opiera się na bezpośredniej wizualizacji punktów orientacyjnych pnia mózgu.

Stereotaktyczne podejście chirurgiczne do mikroiniekcji ogonowego pnia mózgu i górnego odcinka szyjnego rdzenia kręgowego za pośrednictwem Cisterna magna u myszy

Stereotaxic surgery to target brain sites in mice is commonly guided by skull landmarks. Access is then obtained via burr holes drilled through the skull. ...

Protokół ten zawiera wytyczne krok po kroku dotyczące powtarzalnej drogi dostępu do obszarów zainteresowania w ogonowym pniu mózgu i górnym rdzeniu szyjnym. Technika ta zwiększa precyzję podczas dostarczania małych objętości iniekcji do ograniczonych obszarów zainteresowania w ogonowym pniu mózgu i górnym rdzeniu szyjnym. Technika ta była i może być stosowana do innych modeli zwierzęcych.Dr Veronique VanderHorst, profesor nadzwyczajny neurologii i główny badacz Laboratorium VanderHorst, zademonstruje tę procedurę. Upewnij się, że przepływ tlenu jest skierowany do stożka nosowego. Przesuń mysz do ramki stereotaktycznej i umieść nos w elastycznym stożku nosowym.Umieść mysz w ramce stereotaktycznej tylko za pomocą pasków na uszy. Nałóż lubrykant na oczy. Anteroflex głowę myszy pod kątem 90 stopni, ręcznie prowadząc nos.Aby zabezpieczyć tę pozycję, umieść plastikową barierę między słupkami paska nausznego adaptera myszy równolegle do słupków, tak aby płaska część czaszki służyła jako odniesienie. Umieść poduszkę grzewczą pod myszą i upewnij się, że szyja i reszta ciała są ustawione równolegle do stołu, podnosząc korpus za pomocą małego pudełka. Umieść zasłonę pod ciałem.Wstrzyknąć pojedynczą dawkę czterech miligramów na kilogram meloksykamu o powolnym uwalnianiu podskórnie w objętości dwóch mikrolitrów na gram masy ciała. Oczyść miejsce nacięcia chirurgicznego najpierw podkładką do przygotowywania 70% alkoholu, następnie podkładką z betainą, a następnie ponownie wacikiem nasączonym alkoholem i pozostaw do wyschnięcia. Zdezynfekuj ręce i załóż sterylne rękawiczki, a następnie umieść serwetę w miejscu operacji.Upewnij się, że mysz jest odpowiednio znieczulona, ściskając palce u nóg lub sprawdzając odruch rogówkowy. Zmniejsz poziom izofluranu, aby utrzymać jego poziom na poziomie 2,0. Wykonaj nacięcie od jednego do 1,2 centymetra za pomocą chirurgicznego ostrza 10 od krawędzi kości potylicznej w kierunku ramion jednym płynnym ruchem.Ostrożnie wykonaj nacięcie w szwie linii środkowej mięśnia czworobocznego, odsłaniając sparowane mięśnie długie główki. Umieść oba haki zwijacza między sparowanymi mięśniami longus capitis, jeden zorientowany w lewo, a drugi w prawo. Użyj kleszczy laminektomijnych, aby oddzielić lewy i prawy brzuch sparowanego długiego mięśnia główki, zaczynając od potylicy, gdzie linia środkowa jest dobrze widoczna.Poprowadź kleszcze przez kość potylicy w linii środkowej w dół do miejsca, w którym styka się z oponą twardą cisterny, a następnie kontynuuj przez oponę twardą do atlasu. Zmień położenie retraktorów i wyreguluj napięcie, zmieniając położenie hemostatów. Użyj kleszczy do laminektomii, aby oddzielić mięśnie dalej w linii środkowej, aby uzyskać dobry widok pnia mózgu i móżdżku.W razie potrzeby powtarzaj powyższą procedurę, aż móżdżek i pień mózgu pojawią się poniżej opony twardej. Za pomocą kleszczyków do laminektomii oczyść oponę twardą z małych pasm tkanki łącznej, przesuwając kleszcze od linii środkowej w kierunku bocznym, aż uzyskasz wyraźny widok pnia mózgu, tworząc więcej przestrzeni bocznej. Zobacz grzbietową powierzchnię pnia mózgu ze szczegółowymi punktami orientacyjnymi przez otwartą oponę twardą.Użyj kątowych kleszczy, aby chwycić oponę twardą rozciągającą się od kości potylicznej do atlasu, a następnie użyj nożyczek sprężynowych, aby zrobić mały otwór o długości około 0,5 do 1,5 milimetra w oponie twardej. Po otwarciu opony twardej spuść nadmiar płynu mózgowo-rdzeniowego za pomocą sterylnej końcówki higienicznej. Zasuwka, punkt, w którym kanał centralny otwiera się do czwartej komory, jest standardowym przednio-tylnym i przyśrodkowym punktem zerowym.Ustawić pipetę lub strzykawkę w kierunku celu za pomocą ramienia stereotaktycznego. Opuść ramię grzbietu na powierzchnię grzbietową, która tworzy się z grzbietowo-brzusznego punktu zerowego. Następnie opuść pipetę na pień mózgu i wstrzyknij roztwór.Pozostawić igłę na miejscu przez jedną do pięciu minut po wstrzyknięciu, aby uniknąć śladu igły w przypadku stosowania objętości od trzech do 50 nanolitrów. Następnie podnieś pipetę lub strzykawkę za pomocą ramienia stereotaktycznego i powtórz tę czynność dla wielu celów. Ostrożnie usuń haczyki z pola operacyjnego.Sparowane mięśnie długie główki opadną z powrotem do neutralnej pozycji, całkowicie zakrywając cisterna magna. Nie zamykaj mięśnia czworobocznego i opony twardej w linii środkowej, ponieważ są one zbyt delikatne, aby utrzymać szwy. Zamknij skórę za pomocą 3 szwów nylonowych lub polipropylenowych.Podejście cisterna magna umożliwia celowanie w ogonowe struktury pnia mózgu i górnego odcinka szyjnego rdzenia szyjnego, które w przeciwnym razie są trudno dostępne za pomocą standardowych podejść stereotaktycznych lub są podatne na niespójne celowanie. U myszy struktury takie jak jądro podjęzykowe, brzuszna grupa oddechowa i przylegająca siatkowata formacja w ogonowym pniu mózgu były rutynowo celowane przy użyciu podejścia cisterna magna, jak pokazano tutaj dla jądra podjęzykowego i rdzenia brzuszno-przyśrodkowego. W celu określenia dokładności podejścia cisterna magna w porównaniu z podejściem standardowym, zmierzono odległość między zamierzonymi i rzeczywistymi miejscami docelowymi w płaszczyźnie przednio-tylnej, przyśrodkowej i grzbietowo-brzusznej dla obszarów brzusznych i grzbietowych.Wyniki wskazują na znacznie mniejsze błędy w płaszczyźnie przednio-tylnej, przyśrodkowej i grzbietowo-brzusznej w porównaniu z podejściem standardowym, podkreślając zwiększoną dokładność podejścia cisterna magna dla tych celów. Podczas próby tego protokołu ważne jest, aby upewnić się, że przednio-zgięcie głowy i uniesienie ciała jest wykonywane zgodnie z opisem. Następnie ważne jest, aby rozpoznać kluczowe punkty orientacyjne przed manipulowaniem mięśniem lub oponą twardą.Jeśli te punkty orientacyjne nie zostaną rozpoznane lub zostaną utracone, trudno będzie zachować orientację i wykonać procedurę zgodnie z przeznaczeniem. Technika ta pomogła odpowiedzieć na pytania koncepcyjne związane z funkcjonalną organizacją anatomiczną w obrębie ogonowego pnia mózgu i górnego odcinka szyjnego rdzenia szyjnego.

stereotaxic-surgical-approach-to-microinject-caudal-brainstem-upper

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Źródło: Joshi, K., et al. Stereotaktyczne podejście chirurgiczne do mikroiniekcji ogonowego pnia mózgu i górnego odcinka szyjnego rdzenia kręgowego za pośrednictwem Cisterna magna u myszy. J. Vis. Exp. (2022)Ten film demonstruje stereotaktyczne podejście cisterna magna do ukierunkowanego dostarczania do pnia mózgu i górnego rdzenia kręgowego. Dzięki dostępowi do cisterna magna wypełnionego płynem mózgowo-rdzeniowym, podejście to umożliwia precyzyjne wstrzykiwanie w miejsca, do których trudno...

Stereotaktyczne podejście Cisterna Magna do dostarczania terapeutycznego w modelu mysim

Źródło: Porlan, E., et al. Stabilna i wydajna modyfikacja genetyczna komórek u dorosłej myszy V-SVZ do analizy autonomicznych i nieautonomicznych efektów neuronalnych komórek macierzystych. J. Vis. Exp. (2016)Ten film pokazuje stabilną modyfikację genetyczną nerwowych komórek macierzystych (NSC) w strefie komorowo-podkomorowej (V-SVZ) poprzez stereotaktyczne wstrzyknięcie genu terapeutycznego przenoszącego wirusa w modelu mysim. Wirus wnika do NSC, ulega odwrotnej transkrypcji, integruje się z...

Stereotaktyczne wstrzykiwanie wirusów w celu stabilnej modyfikacji genetycznej w modelu mysim

Źródło: Zamboni, M., et al., Indukcja modyfikacji komórek opon mózgowo-rdzeniowych poprzez wstrzyknięcie do wnętrzełka. J. Vis. Exp. (2020)Ten film pokazuje procedurę dostarczania induktora leku do cisterna magna znieczulonej myszy. Wstrzyknięcie selektywnie indukuje ekspresję markerów fluorescencyjnych w komórkach powierzchni mózgu dostępnych za pośrednictwem płynu mózgowo-rdzeniowego, co potwierdza obrazowanie fluorescencyjne.

Celowane dostarczanie leków w modelu mysim za pomocą iniekcji Cisterna Magna

Źródło: Xavier, A. L. R., et al. Implantacja kaniuli do Cisterna Magna gryzoni. J. Vis. Exp. (2018)Ten film pokazuje procedurę wszczepiania kaniuli do cisterna magna znieczulonej myszy. Technika polega na przeprowadzeniu kaniuli zamontowanej na igle przez oponę twardą do odwróconego trójkątnego cisterna magna i zabezpieczeniu jej w celu ukierunkowanego dostarczenia do płynu mózgowo-rdzeniowego.

Implantacja kaniuli do Cisterna Magna w modelu mysim

W tym filmie opisujemy procedurę dostarczania komórek nowotworowych pochodzenia ludzkiego do cisterna magna mózgu myszy. Ortotopowy model myszy może być wykorzystany do badania przerzutowego rozprzestrzeniania się raka do opon mózgowo-rdzeniowych.

Chirurgiczne wstrzyknięcie Cisterna Magna: metoda podawania komórek nowotworowych bezpośrednio do ośrodkowego układu nerwowego modelu mysiego

Źródło: Fricano-Kugler, C. J., et al. Projektowanie, pakowanie i dostarczanie wysokomianowych CRISPR Retro i lentiwirusów poprzez iniekcję stereotaktyczną. J. Vis. Exp. (2016)Ten film demonstruje stereotaktyczne wstrzyknięcie wirusa w celu precyzyjnej edycji genów neuronalnych w mózgu myszy. Protokół zapewnia dokładne dostarczanie wirusa do zakrętu zębatego, umożliwiając znakowanie fluorescencyjne i nokaut genów za pośrednictwem CRISPR w celu badania obwodów neuronalnych, funkcji genów i...

Stereotaktyczne wstrzyknięcie wirusa do celowanej edycji genów neuronalnych w mózgu myszy

Wektory wirusowe pozwalają na celową manipulację genami. Demonstrujemy metodę warunkowej ekspresji genów lub ablacji w rdzeniu kręgowym myszy, wykorzystując stereotaktyczne wstrzyknięcie wektora wirusowego do rogu grzbietowego, widocznego miejsca kontaktu synaptycznego między pierwotnymi aferentami somatosensorycznymi a neuronami ośrodkowego układu nerwowego.

Stereotaktyczne wstrzyknięcie wektora wirusowego w celu warunkowej manipulacji genami w rdzeniu kręgowym myszy

Tutaj opisujemy protokół wykonywania kaniulacji cisterna magna (CMc), minimalnie inwazyjnego sposobu dostarczania znaczników, substratów i cząsteczek sygnałowych do płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF). W połączeniu z różnymi metodami obrazowania, CMc umożliwia ocenę dynamiki układu limfatycznego i płynu mózgowo-rdzeniowego, a także dostarczanie różnych związków do mózgu.

Implantacja kaniuli do Cisterna Magna gryzoni

Miniskopowe obrazowanie wapnia in vivo to potężna technika do badania dynamiki neuronów i mikroobwodów u swobodnie zachowujących się myszy. Protokół ten opisuje wykonywanie operacji mózgu w celu uzyskania dobrego obrazowania wapnia in vivo za pomocą miniskopu.

Stereotaktyczne wstrzyknięcie wirusa i implantacja soczewek o indeksie gradientowym w celu obrazowania głębokiego mózgu in vivo wapnia

Obecny protokół opisuje praktyczną strategię przyspieszenia etapu weryfikacji współrzędnych iniekcji stereotaktycznej przed przeprowadzeniem śledzenia wirusa za pomocą barwników i zamrożonych skrawków.

Wstępna walidacja współrzędnych iniekcji stereotaktycznej za pomocą kriosekcji

Protokół opisuje metodę wstrzykiwania komórek nowotworowych drogą przezskórnego nakłucia do cisterna magna, która silnie indukuje przerzuty opon mózgowo-rdzeniowych u myszy, zmniejszając uraz i obciążenie guzem pozaczaszkowym.

Minimalnie inwazyjny model iniekcji Cisterna Magna do badań przerzutów opon mózgowo-rdzeniowych u myszy

Poznaj stereotaktyczną mikroiniekcję przez cisterna magna u myszy, umożliwiającą precyzyjne docieranie do ogonowego pnia mózgu i górnego odcinka szyjnego rdzenia kręgowego.

Stereotaktyczne podejście chirurgiczne do mikroiniekcji ogonowego pnia mózgu i górnego odcinka szyjnego rdzenia kręgowego za pośrednictwem Cisterna magna u myszy (Wideo) | JoVE Journal

Stereotaktyczne podejście chirurgiczne do mikroiniekcji ogonowego pnia mózgu i górnego odcinka szyjnego rdzenia kręgowego za pośrednictwem Cisterna magna u myszy

Przeglądaj więcej filmów