Name: Ustalenie głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-12-16T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 39 s
Description: Poznaj metodę głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczurów do badań nad neurozapaleniem i stresem oksydacyjnym. Protokół obejmuje przygotowanie obwodów CPB, znieczulenie i kanulację.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Liang Zhangowi za pomoc w zebraniu danych wideo podczas eksperymentu. Badania te były wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (numer grantu: 82070479) oraz Fundusze Badań Podstawowych dla Uniwersytetów Centralnych (numer grantu: 3332022128).

Protokoły przeszły instytucjonalny przegląd i otrzymały zgodę od Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt, Szpitala Fuwai, Chińskiej Akademii Nauk Medycznych (FW-2021-0005). Wszystkie procedury doświadczalne zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych wydanym przez National Institutes of Health.
UWAGA: Samce szczurów rasy Sprague-Dawley (waga: 500-600 g, wiek: 12-14 tygodni) były trzymane w standardowych warunkach laboratoryjnych z swobodnym dostępem do jedzenia i wody. Szczury zostały losowo przydzielone do dwóch grup (n = 6, każda grupa): grupa DHCA i grupa CPB o normalnej temperaturze (grupa NtCPB).
1. Praca przygotowawcza
<ol>
	<li>Wysterylizuj narzędzia chirurgiczne (kleszcze, nożyczki, mikrokleszcze, elektrokoagulator, golarkę itp.) przed eksperymentem (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Upewnij się, że materiały eksploatacyjne są dostępne dla wszystkich materiałów eksploatacyjnych, w tym jedwab 2-0, kaniula 16 G (cewnik dotchawiczy), kaniula 22 G, domowej roboty kaniula 16 G (cewnik dożylny z wieloma otworami), strzykawki do wstrzykiwań, gaza i taśma. 
	UWAGA: W przypadku domowej kaniuli 16 G użyj skalpela, aby wyciąć dwa lub trzy otwory o średnicy 2 mm na końcu kaniuli, co pomoże usprawnić drenaż żylny.</li>
	<li>Zapewnij dostępność sewofluranu, 2% lidokainy, soli fizjologicznej, heparyny (5 j.m./ml, 250 j.m./ml), epinefryny (40 μg/ml), noradrenaliny (20 μg/ml), skrobi hydroksyetylowej i wodorowęglanu.</li>
	<li>Upewnij się, że obwody DHCA zawierają zbiornik (zmodyfikowany z zakraplacza Murphy'ego), pompę rolkową, wymiennik ciepła, natleniacz membranowy, rurki łączące i zbiornik na wodę (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2). Podłączyć obwód i zmieszać 12 ml skrobi hydroksyetylowej z 1 ml heparyny sodowej (250 j.m.) i 1 ml soli fizjologicznej. Zalać obwód 14 ml roztworu zalewającego z delikatnie obracającą się pompą rolkową (10-40 ml/min). 
	UWAGA: Zbiornik jest ponownie formowany z urządzenia do transfuzji krwi z zakraplaczem Murphy'ego. Część dożylna zakraplacza pozostaje na wysokości 10-15 cm, a część ujściowa żylna pozostaje na wysokości 10 cm.</li>
</ol>
2. Znieczulenie i kaniulacja
<ol>
	<li>Znieczulić szczury 2%-3% sewofluranem, a następnie przetestować na brak odruchu spojówkowego i rozluźnienie mięśni po utracie przytomności przez szczura. 
	UWAGA: Odruch spojówkowy odnosi się do natychmiastowego zamknięcia powieki za każdym razem, gdy dotyka się rogówki. Użyj bawełnianego wacika, aby lekko dotknąć rogówki. Gdy głębokość znieczulenia jest wystarczająca, powieki nie będą się zamykać.</li>
	<li>Intubację dotchawiczą należy wykonać kaniulą 16 G po ustąpieniu odruchu spojówkowego i braku oporu mięśniowego. Podłącz rurkę do respiratora i ustaw parametry, klikając przyciski na respiratorze (objętość oddechowa: 1,0-1,2 ml/100g, tętno: 80 uderzeń na minutę [bpm], I:E = 1:1, wdychana frakcja tlenu: 60%).</li>
	<li>Połóż elektryczny koc grzewczy pod szczurem i przymocuj szczura taśmą. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Ogol włosy w lewej okolicy pachwinowej, prawej okolicy szyjnej i ogonie za pomocą golarki. Następnie trzykrotnie zdezynfekuj skórę jodem i alkoholem.</li>
	<li>Sprawdź głębokość znieczulenia przed przejściem do kolejnych kroków. Jeśli częstość oddechów jest wyższa niż ustawiona przez respirator (80 uderzeń na minutę) lub jeśli występuje sztywność mięśni, należy zwiększyć stężenie wyjściowe sewofluranu. 
	UWAGA: Gdy głębokość znieczulenia jest odpowiednia, rytm oddechowy powinien być zsynchronizowany z respiratorem, a mięśnie powinny być całkowicie rozluźnione bez napięcia. Sprawdzaj głębokość znieczulenia co 30 minut, aby upewnić się, że szczur nie doświadcza powrotu przytomności przez cały czas trwania zabiegu.</li>
	<li>Za pomocą skalpela przeciąć skórę w lewej okolicy pachwinowej (około 1 cm) i delikatnie wyciąć mięsień i tkankę, aby odsłonić lewą żyłę udową i tętnicę. Ostrożnie oddziel tętnicę.</li>
	<li>Wprowadzić cewnik dożylny 22 G do lewej tętnicy udowej. Podwiązać tętnicę i cewnik jedwabiem 2-0 (w okolicy kaniulacji). Użyj heparyny zawierającej sól fizjologiczną (5 UI/ml) do przepłukania kaniuli, aby uniknąć krzepnięcia. Połącz cewnik z czujnikiem ciśnienia, aby monitorować ciśnienie krwi.</li>
	<li>Przetnij skórę ogona (około 1,5 cm), a następnie za pomocą skalpela przeciąć powierzchowną powięź tętnicy ogonowej, aby odsłonić tętnicę ogonową, która znajduje się w środku pola operacyjnego.</li>
	<li>Kankaniuj tętnicę ogonową za pomocą cewnika dożylnego 22 G. Podwiązać tętnicę i cewnik jedwabiem 2-0 (w okolicy kaniulacji). Użyj heparyny zawierającej sól fizjologiczną (5 UI/ml) do przepłukania cewnika, aby uniknąć zakrzepów. 
	UWAGA: Podczas kaniulacji cewnika dożylnego lewa ręka przytrzymuje tętnicę/żyłę kleszczami, a prawa ręka przebija tętnicę/żyłę igłą wewnątrz cewnika, a następnie wprowadza kaniulę do tętnicy.</li>
	<li>Przetnij skórę na prawej żyle szyjnej (około 2 cm), a następnie oddziel mięsień i tkankę, aby odsłonić żyłę. Wprowadzić domowy cewnik dożylny wielootworowy o sile 16 G do prawej zewnętrznej żyły szyjnej i ostrożnie umieścić go w prawej żyłie głównej dolnej lub prawym przedsionku. 
	UWAGA: Lewa żyła udowa i tętnica znajdują się pod powierzchnią lewej okolicy pachwinowej. Żyła jest grubsza niż tętnica, a kolor krwi tętnic jest jaskrawoczerwony. Prawa żyła szyjna znajduje się pośrodku prawej części szyjki macicy; Po przecięciu skóry i rozdzieleniu mięśni można zobaczyć żyłę (o szerokości około 0,3-0,4 cm). Gdy końcówka cewnika dotknie prawego przedsionka, fala ciśnienia krwi będzie się wahać. Następnie, po lekkim odciągnięciu cewnika, końcówka cewnika znajdzie się w żyle głównej górnej.</li>
	<li>Heparynę sodową (500 j.m./kg) podawać przez prawą żyłę zewnętrzną. Przykryj każdy kaniulowany obszar wilgotną gazą, aby uniknąć zanieczyszczenia. 
	UWAGA: Umieść pudełko pod stołem operacyjnym, aby podnieść je o około 40 cm.</li>
</ol>
3. Inicjacja DHCA
<ol>
	<li>Najpierw połącz obwód DHCA z cewnikiem w tętnicy ogonowej i utrzymuj natężenie przepływu pompy na poziomie 1-2 ml/min. Następnie połącz zbiornik z cewnikiem w prawej żyle szyjnej zewnętrznej. Upewnij się, że poziom krwi w zbiorniku zawsze wynosi około 1 cm.</li>
	<li>Włącz zbiornik na wodę i najpierw ustaw temperaturę wody na 37 °C.</li>
	<li>Po ustabilizowaniu się ciśnienia krwi delikatnie zwiększ przepływ pompy do 80-100 ml / kg / min, aby pompować krew.</li>
</ol>
4. Chłodzenie
<ol>
	<li>Ustaw temperaturę w pomieszczeniu na około 20 °C. Umieść kostki lodu w jednorazowych rękawiczkach, a następnie połóż je na głowie i bokach szczura. Dostosuj temperaturę zbiornika w czasie rzeczywistym do temperatury w odbycie szczurów.</li>
	<li>Zbierz 0,1 ml krwi z lewej tętnicy udowej i umieść ją na gazometrii w celu analizy gazometrii. Zmienić odpowiednie parametry respiratora odpowiednio zgodnie z wynikami analizy gazometrii krwi (np. PaCO2). 
	UWAGA: Tętno i ciśnienie krwi mogą ulec zmianie, a natężenie przepływu pompy należy odpowiednio dostosować. Gradient temperatury między zbiornikiem na wodę a szczurem musi być mniejszy niż 10 °C. Upewnij się, że temperaturę można obniżyć do 15-20 °C w ciągu 30 minut. Normalny zakres PaCO2 wynosi 35-45 mmHg. Jeśli wyniki gazometrii krwi wykazują niższy PaCO2, można zmniejszyć objętość oddechową i odwrotnie.</li>
</ol>
5. Głębokie hipotermiczne zatrzymanie krążenia
<ol>
	<li>Gdy temperatura w odbycie spadnie do 15-20 °C, zmień rękawiczki jednorazowe (zawierające lód), aby zapewnić utrzymanie głębokiej hipotermii podczas zatrzymania krążenia.</li>
	<li>Zatrzymaj pompę rolkową, utrzymuj zbiornik w kontakcie z otoczeniem i powoli spuszczaj krew z żyły szyjnej zewnętrznej do zbiornika.</li>
	<li>Zwróć uwagę na kształt fali ciśnienia krwi. Gdy ciśnienie krwi i częstość bicia serca wynoszą 0, zatrzymaj drenaż i trzymaj zbiornik zamknięty. Wyłącz wentylator. 
	UWAGA: Czas trwania zatrzymania krążenia różni się w zależności od celu eksperymentu.</li>
</ol>
6. Rozgrzewka i reperfuzja
<ol>
	<li>Zdejmij wszystkie jednorazowe rękawiczki i zwiększ temperaturę w pomieszczeniu do 25 °C. Przywróć wentylację natleniacza membranowego, zachowując jednocześnie zacisk rurki drenu żylnego. Włącz pompę rolkową, aby upewnić się, że krew w zbiorniku powoli wraca do ciała szczura.</li>
	<li>Włącz wentylator. Gdy poziom krwi w zbiorniku utrzyma się na poziomie 1 cm, poluzuj rurkę drenażową i powoli spuść krew z prawego przedsionka do zbiornika.</li>
	<li>Włącz lampę grzewczą, poduszkę grzewczą i zbiornik na wodę. Najpierw ustaw temperaturę zbiornika na wodę na 25 °C, a następnie dostosuj temperaturę na wylocie w odpowiednim czasie zgodnie z temperaturą w odbycie szczura. 
	UWAGA: Lampa grzewcza powinna być skierowana na duże naczynia krwionośne w jamie piersiowej szczura i powinna być trzymana w pewnej odległości, aby uniknąć poparzenia tkanek. Zwróć uwagę na różnicę temperatur między temperaturą wylotową a temperaturą w odbycie szczura (<10 °C). W razie potrzeby zbadaj gazometrię krwi, a następnie odpowiednio dostosuj parametry respiratora i podaj wodorowęglany, elektrolity itp.</li>
	<li>Wyjmij lampę grzewczą, gdy temperatura w odbycie powróci do 34 °C. 
	UWAGA: Ten krok, jako kontynuacja procesu szybkiego podgrzewania, powinien być powolny. Na tym etapie parametry wyposażenia parownika sewofluranu, wentylatora mechanicznego i pompy rolkowej mogą zostać przywrócone do poziomów z początku CPB.</li>
</ol>
7. Odzwyczajanie od CPB
<ol>
	<li>Powoli i stopniowo zmniejszaj natężenie przepływu pompy rolkowej i dostosuj prędkość drenażu żylnego, aż natężenie przepływu zmniejszy się do 1 ml/min. 
	UWAGA: Każdą regulację natężenia przepływu należy obserwować przez 3-5 minut.</li>
	<li>Utrzymuj zbiornik w kontakcie z otoczeniem (zdejmując korek zbiornika). Wlać pozostałą krew w obwodzie z szybkością przepływu 1 ml/min.</li>
	<li>Zatrzymaj natlenianie membrany i pompę rolkową.</li>
	<li>Poddaj szczura eutanazji po okresie wentylacji mechanicznej w głębokim znieczuleniu. 
	UWAGA: Jest to procedura terminalna. Czas między odstawieniem CPB a eutanazją różni się w zależności od różnych protokołów badania. Pamiętaj, aby zdezynfekować rany jodem i alkoholem, a następnie przykryć każdy kaniulowany obszar wilgotną gazą, aby uniknąć zanieczyszczenia przed eutanazją. Zwiększ stężenie wyjściowe sewofluranu, aby zwiększyć głębokość znieczulenia.</li>
</ol>

<ol><li>Lewis, F. J., Taufic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Closure+of+atrial+septal+defects+with+the+aid+of+hypothermia%3B+experimental+accomplishments+and+the+report+of+one+successful+case%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Closure of atrial septal defects with the aid of hypothermia; experimental accomplishments and the report of one successful case.</a> Surgery. 33 (1), 52-59 (1953).</li>
<li>Miler, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMiler%2C+RD+%22Miller%27s+Anesthesia.%2C+eighth+edition%22">Miller's Anesthesia., eighth edition</a>. , Saunders. Philadephia, US. (2015).</li>
<li>Gocoł, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+deep+hypothermia+in+cardiac+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Environmental+Research+and+Public+Health%22%5BJournal%5D)">The role of deep hypothermia in cardiac surgery.</a> International Journal of Environmental Research and Public Health. 18 (13), 7061(2021).</li>
<li>Zhu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+deep+hypothermic+circulatory+arrest+in+surgery+for+renal+or+adrenal+tumor+with+vena+cava+thrombus%3A+A+single-institution+experience%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiothoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">The role of deep hypothermic circulatory arrest in surgery for renal or adrenal tumor with vena cava thrombus: A single-institution experience.</a> Journal of Cardiothoracic Surgery. 13 (1), 85(2018).</li>
<li>Poon, S. S., Estrera, A., Oo, A., Field, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Is+moderate+hypothermic+circulatory+arrest+with+selective+antegrade+cerebral+perfusion+superior+to+deep+hypothermic+circulatory+arrest+in+elective+aortic+arch+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Interactive+Cardiovascular+and+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Is moderate hypothermic circulatory arrest with selective antegrade cerebral perfusion superior to deep hypothermic circulatory arrest in elective aortic arch surgery.</a> Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 23 (3), 462-468 (2016).</li>
<li>Giuliano, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+profile+in+a+canine+model+of+hypothermic+circulatory+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Inflammatory profile in a canine model of hypothermic circulatory arrest.</a> Journal of Surgical Research. 264, 260-273 (2021).</li>
<li>Wang, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperoxia+management+during+deep+hypothermia+for+cerebral+protection+in+circulatory+arrest+rabbit+model%5BTitle%5D)+AND+%22ASAIO+Journal%22%5BJournal%5D)">Hyperoxia management during deep hypothermia for cerebral protection in circulatory arrest rabbit model.</a> ASAIO Journal. 58 (4), 330-336 (2012).</li>
<li>Jungwirth, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurologic+outcome+after+cardiopulmonary+bypass+with+deep+hypothermic+circulatory+arrest+in+rats%3A+Description+of+a+new+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Neurologic outcome after cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest in rats: Description of a new model.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 131 (4), 805-812 (2006).</li>
<li>Engels, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+cardiopulmonary+bypass+with+deep+hypothermic+circulatory+arrest+rat+model+for+the+investigation+of+the+systemic+inflammation+response+and+induced+organ+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Inflammation%22%5BJournal%5D)">A cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest rat model for the investigation of the systemic inflammation response and induced organ damage.</a> Journal of Inflammation. 11, 26(2014).</li>
<li>Chen, Q., Sun, K. P., Huang, J. S., Wang, Z. C., Hong, Z. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resveratrol+attenuates+neuroinflammation+after+deep+hypothermia+with+circulatory+arrest+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Resveratrol attenuates neuroinflammation after deep hypothermia with circulatory arrest in rats.</a> Brain Research Bulletin. 155, 145-154 (2020).</li>
<li>Chen, Q., Lei, Y. Q., Liu, J. F., Wang, Z. C., Cao, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Triptolide+improves+neurobehavioral+functions%2C+inflammation%2C+and+oxidative+stress+in+rats+under+deep+hypothermic+circulatory+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Aging%22%5BJournal%5D)">Triptolide improves neurobehavioral functions, inflammation, and oxidative stress in rats under deep hypothermic circulatory arrest.</a> Aging. 13 (2), 3031-3044 (2021).</li>
<li>Liu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+target+to+reduce+microglial+inflammation+and+neuronal+damage+after+deep+hypothermic+circulatory+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">A novel target to reduce microglial inflammation and neuronal damage after deep hypothermic circulatory arrest.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 159 (6), 2431-2444 (2020).</li>
<li>Pinto, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+extracellular+isoform+of+superoxide+dismutase+has+a+significant+impact+on+cardiovascular+ischaemia+and+reperfusion+injury+during+cardiopulmonary+bypass%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cardio-Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">The extracellular isoform of superoxide dismutase has a significant impact on cardiovascular ischaemia and reperfusion injury during cardiopulmonary bypass.</a> European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 50 (6), 1035-1044 (2016).</li>
<li>Hirao, S., Masumoto, H., Itonaga, T., Minatoya, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+recovery+cardiopulmonary+bypass+model+without+transfusion+or+inotropic+agents+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (133), e56986(2018).</li>
<li>Ha, J. Y., Kim, J. S., Kim, S. E., Son, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+activation+of+mitophagy+and+autophagy+by+staurosporine+protects+against+dopaminergic+neuronal+cell+death%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Simultaneous activation of mitophagy and autophagy by staurosporine protects against dopaminergic neuronal cell death.</a> Neuroscience Letters. 561, 101-106 (2014).</li>
<li>Yamamoto, A., Yue, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagy+and+its+normal+and+pathogenic+states+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Autophagy and its normal and pathogenic states in the brain.</a> Annual Review of Neuroscience. 37, 55-78 (2014).</li>
<li>You, X. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+cardiopulmonary+bypass+model%3A+Application+of+a+miniature+extracorporeal+circuit+composed+of+asanguinous+prime%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Extra-Corporeal+Technology%22%5BJournal%5D)">Rat cardiopulmonary bypass model: Application of a miniature extracorporeal circuit composed of asanguinous prime.</a> Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (1), 60-65 (2005).</li>
<li>Chen, Q., Lei, Y. Q., Liu, J. F., Wang, Z. C., Cao, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beneficial+effects+of+chlorogenic+acid+treatment+on+neuroinflammation+after+deep+hypothermic+circulatory+arrest+may+be+mediated+through+CYLD%2FNF-%CE%BAB+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Beneficial effects of chlorogenic acid treatment on neuroinflammation after deep hypothermic circulatory arrest may be mediated through CYLD/NF-κB signaling.</a> Brain Research. 1767, 147572(2021).</li>
<li>Li, Y. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+expression+profiles+of+circular+RNAs+in+the+rat+hippocampus+after+deep+hypothermic+circulatory+arrest%5BTitle%5D)+AND+%22Artificial+Organs%22%5BJournal%5D)">Differential expression profiles of circular RNAs in the rat hippocampus after deep hypothermic circulatory arrest.</a> Artificial Organs. 45 (8), 866-880 (2021).</li>
<li>Linardi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+versus+fast+rewarming+after+hypothermic+circulatory+arrest%3A+effects+on+neuroinflammation+and+cerebral+oedema%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cardiothoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Slow versus fast rewarming after hypothermic circulatory arrest: effects on neuroinflammation and cerebral oedema.</a> European Journal of Cardiothoracic Surgery. 58 (4), 792-780 (2020).</li>
<li>Engelman, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Society+of+Thoracic+Surgeons%2C+The+Society+of+Cardiovascular+Anesthesiologists%2C+and+The+American+Society+of+ExtraCorporeal+Technology%3A+Clinical+practice+guidelines+for+cardiopulmonary+bypass--Temperature+management+during+cardiopulmonary+bypass%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">The Society of Thoracic Surgeons, The Society of Cardiovascular Anesthesiologists, and The American Society of ExtraCorporeal Technology: Clinical practice guidelines for cardiopulmonary bypass--Temperature management during cardiopulmonary bypass.</a> Annals of Thoracic Surgery. 100 (2), 748-757 (2015).</li>
<li>Jenke, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AdipoRon+attenuates+inflammation+and+impairment+of+cardiac+function+associated+with+cardiopulmonary+bypass-induced+systemic+inflammatory+response+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Heart+Association%22%5BJournal%5D)">AdipoRon attenuates inflammation and impairment of cardiac function associated with cardiopulmonary bypass-induced systemic inflammatory response syndrome.</a> Journal of the American Heart Association. 10 (6), 018097(2021).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Kaniulacja jest najbardziej podstawową procedurą ustalania DHCA u szczurów. Przed kaniulacją namoczenie tętnicy 0,5 ml 2% lidokainy ułatwi kaniulację. Po kannelacji konieczna jest heparynizacja 500 j.m./kg heparyny przez żyłę szyjną zewnętrzną, aby uniknąć tworzenia się mikroskrzeplin17. Wielokrotnie stwierdziliśmy, że ta dawka heparyny może osiągnąć cel, jakim jest czas krzepnięcia aktywowanego (ACT) >480 s. Najtrudniejszą częścią jest okres rozgrzewania. W naszym eksperymencie potrzeba ...

Głębokie hipotermiczne zatrzymanie krążenia (DHCA) jest stosowane w kardiochirurgii od 1953 roku1. DHCA polega na obniżeniu temperatury ciała pacjenta do poziomu głębokiej hipotermii (15-22 °C) przed globalnym przerwaniem przepływu krwi do organizmu2. Zatrzymanie krążenia może zapewnić stosunkowo bezkrwawe pole operacyjne. Głęboka hipotermia zmniejsza metabolizm, szczególnie w mózgu i mięśniu sercowym, co jest skuteczną metodą ochrony przed niedokrwieniem3. DHCA jest powszechnie stosowany podczas operacji złożonych wrodzonych wad serca, choroby łuku aorty, a nawet guzów nerki lub nadnerczy z zakrzepem żyły głównej4,5. W związku z tym ustanowienie modeli zwierzęcych DHCA stanowi ważny punkt odniesienia dla udoskonalenia procedury i zapobiegania powikłaniom w warunkach klinicznych.
Chociaż modele można tworzyć z psami6, króliki7, i innymi zwierzętami, lepiej jest używać szczurów ze względu na ich funkcjonalność i niski koszt. Model szczura DHCA został opisany po raz pierwszy w 2006 roku przez Jungwirth et al.8. Stwierdzono, że czas trwania zatrzymania krążenia miał wpływ na wyniki neurologiczne. Od tego czasu modele szczurów DHCA były szeroko badane. Wyjaśniono, że DHCA może wywołać zespół układowej odpowiedzi zapalnej (SIRS)9. W kolejnych badaniach farmakolodzy odkryli, że zapalenie nerwów związane z DHCA wywołane przez SIRS może być osłabione przez resweratrol10 i triptolide11. Nasz zespół odkrył również, że zapalenie nerwów związane z DHCA może być osłabione poprzez hamowanie indukowanego zimnem białka wiążącego RNA12. W układzie sercowo-naczyniowym dysmutaza ponadtlenkowa działa kardioprotekcyjnie na uszkodzenia niedokrwienne/reperfuzyjne (I/R) podczas DHCA13. Wyniki te poszerzyły wiedzę na temat procesów patofizjologicznych związanych z DHCA i zaoferowały nowe kierunki poprawy wyników DHCA. Jednak wyniki dotyczące endotoksemii, stresu oksydacyjnego i autofagii po DHCA są niejednoznaczne. DHCA wykorzystuje tę samą technologię operacyjną, co krążenie pozaustrojowe (CPB)14, ale jego strategia zarządzania jest inna, a kroki generowania DHCA różnią się w zależności od zespołu8,9,10,11. Niniejsze badanie ma na celu przedstawienie metody ustalania procedury DHCA u szczurów.

<table><tbody><tr><td>Wymiennik ciepła</td><td>Xi' an Xijing Medical Appliance Co., Ltd</td> Natleniacz membranowy <td>Animal-M</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Dongguan Kewei Medical Instrument Co., Ltd.</td><td>Monitor Micro-M</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Chengdu Techman Co., Ltd</td><td>BL-420s Pompa rolkowa</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Changzhou Prefluid Technology Co., Ltd</td><td>BL100</td><td></td></tr><tr><td>SD Rat</td><td>HFK Bioscience Co., Ltd.</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>Sevoflurane</td><td>Maruishi Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>H20150020</td><td></td></tr><tr><td>Golarka</td><td>Hangzhou Huayuan Pet Products Co., Ltd.</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>Waporyzator</td><td>SPACECABS/</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wentylator</td><td>Shanghai Alcott Biotech Co., Ltd</td><td>ALC-V8S</td><td></td></tr><tr><td>Zbiornik na wodę</td><td>Maquet Critical Care AB</td><td>Jostra HCU20-600</td><td></td></tr></tbody></table>

ustalenie głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczurów

Establishment of Deep Hypothermic Circulatory Arrest in Rats

Głębokie hipotermiczne zatrzymanie krążenia (DHCA) jest rutynowo stosowane podczas operacji złożonych wrodzonych wad serca i chorób łuku aorty. Niniejsze badanie ma na celu przedstawienie metody ustalania DHCA u szczurów. Aby ocenić wpływ procesu DHCA na parametry życiowe, jako kontrolę wykorzystano model szczura z pomostowaniem krążeniowo-oddechowym o normalnej temperaturze (CPB) bez zatrzymania krążenia. Zgodnie z oczekiwaniami, DHCA doprowadził do znacznego spadku temperatury ciała i średniego ciśnienia tętniczego krwi. Gazometria krwi wykazała, że DHCA zwiększył poziom kwasu mlekowego, ale nie wpłynął na pH krwi i stężenia hemoglobiny, hematokrytu, Na+, Cl−, K+ i glukozy. Ponadto, w porównaniu ze szczurami CPB o normalnej temperaturze, wyniki transmisyjnej mikroskopii elektronowej wykazały łagodny wzrost autofagosomów hipokampa u szczurów DHCA.

Jako grupa kontrolna, szczury poddane CPB w normalnej temperaturze (NtCPB) bez zatrzymania krążenia wykazały stabilne średnie ciśnienie tętnicze (MAP) oraz temperaturę ciała podczas całej procedury, podczas gdy MAP szczurów poddanych DHCA spadło podczas zatrzymania krążenia (p &lt; 0,01, Rysunek 3A). Temperatura szczurów DHCA gwałtownie spadła w fazie chłodzenia i stopniowo wzrosła w fazie ogrzewania. Po odłączeniu szczurów od układów DHCA, ich temperatura powróciła do normy (<stron...

Ten protokół przedstawia proces głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczurów, który może być stosowany do badania zespołu ogólnoustrojowej reakcji zapalnej, niedokrwienia/uszkodzenia reperfuzyjnego, stresu oksydacyjnego, zapalenia nerwów itp.

Ustalenie głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczurów

Deep hypothermic circulatory arrest (DHCA) is routinely applied during surgeries for complex congenital heart disease and aortic arch disease. The present ...

Ustalenie głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczura. Głębokie hipotermiczne zatrzymanie krążenia, DHCA jest rutynowo stosowane podczas operacji złożonych wrodzonych wad serca i choroby łuku aorty. Niniejsze badanie ma na celu przedstawienie metody ustalania DHCA u szczurów.Protokoły zostały poddane przeglądowi instytucjonalnemu i uzyskały aprobatę Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt, Szpitala Fuwai, Chińskiej Akademii Nauk Medycznych. Praca przygotowawcza. Upewnij się, że obwody CPB zawierają zbiornik zmodyfikowany z zakraplacza morfów, pompę rolkową, wymiennik ciepła, natleniacz membranowy, rurkę łączącą i zbiornik na wodę połączone z obwodem i wytwarzają 12 mililitrów hydroksyskrobi z jednym mililitrem heparyny sodowej i jednym mililitrem soli fizjologicznej, napełnić obwód 40 mililitrowym roztworem zalewowym, a pompa rolkowa delikatnie się obraca.Po drugie, znieczulenie i kaniulacja. Podłącz rurkę z wentylatorem i parametrami bocznymi. Połóż elektryczny koc grzewczy i prawy i skieruj się w prawo taśmą.Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Ogol włosy w prawej okolicy pachwinowej, prawej części szyjki macicy i ogonie za pomocą golarki. Następnie zdezynfekuj skórę aldehydem i alkoholem.Przeciąć skórę i lewą okolicę pachwinową i wyciąć miękką kość mięśniową i tkankową, aby odsłonić lewą żyłę udową i tętnicę. Ostrożnie oddziel tętnicę. Cewnik dożylny Cannulate 22 do lewej tętnicy udowej.Podwiązana tętnica i cewnik z jedwabiem. Użyj soli fizjologicznej zawierającej heparynę, aby przepłukać kaniulę, aby uniknąć krzepnięcia. Połącz cewnik z czujnikiem prasy, aby monitorować ciśnienie krwi.Przetnij skórę ogona, a następnie użyj skalpela, aby przeciąć powierzchowne szczegóły tętnicy ogonowej, aby odsłonić tętnicę ogonową, która znajduje się w środku pola operacyjnego. Kankaniuj tętnicę ogonową za pomocą cewnika dożylnego o rozmiarze 22. Podwiązać tętnicę i cewnik jedwabiem.Użyj soli fizjologicznej zawierającej heparynę, aby przepłukać cewnik, aby uniknąć zakrzepów. Przetnij skórę prawej żyły szyjnej, a następnie oddziel mięsień i tkankę, aby odsłonić żyłę. Wprowadź domowy cewnik dożylny o rozmiarze 16 G do prawej zewnętrznej żyły szyjnej i ostrożnie włóż go do prawej żyły głównej dolnej lub prawego przedsionka.Podawaj heparynę sodową w miejscu, w którym prawa żyła zewnętrzna pokrywa każdy kaniulowany obszar wilgotnymi kulkami, aby uniknąć zanieczyszczenia. Po trzecie, połącz obwód z cewnikiem w tętnicy ogonowej i utrzymuj pompę na niskim poziomie od jednego do dwóch mililitrów na minutę. Następnie połącz zbiornik z cewnikiem w prawej żyle szyjnej zewnętrznej.Upewnij się, że poziom krwi w zbiorniku zawsze wynosi około jednego centymetra. Włącz zbiornik na wodę i najpierw ustaw temperaturę wody na 37 stopni Celsjusza. Po ustabilizowaniu się ciśnienia krwi delikatnie zwiększ przepływ pompy do 80 do 100 mililitrów na minutę.Po czwarte, chłodzenie. Ustaw temperaturę w pomieszczeniu na około 20 stopni Celsjusza. Włóż kostki lodu do tych jednorazowych rękawiczek, a następnie połóż je na prawej głowie i bokach.Temperatura zbiornika została zasugerowana w czasie rzeczywistym zgodnie z temperaturą ryżu w odbycie. Zmienić odpowiednie parametry respiratora odpowiednio zgodnie z wynikami analizy gazometrii. Pięć, głęboka hipotermia, zatrzymanie krążenia.Następnie temperatura w odbycie spada do 15 do 20 stopni Celsjusza. Zmień okład z lodu i wyrzuć rękawice, aby zapewnić utrzymanie głębokiej hipotermii podczas zatrzymania krążenia. Zatrzymaj pompę rolkową.Utrzymuj zbiornik w kontakcie z otoczeniem i powoli spuszczaj krew z żyły szyjnej zewnętrznej do zbiornika. Zwróć uwagę na reformę ciśnienia krwi. Gdy nie ma ciśnienia krwi i bicia serca, zatrzymaj drenaż i trzymaj zbiornik zamknięty.Wyłącz wentylator. Szóstka, rozgrzewka i reperfuzja. Zdejmij wszystkie jednorazowe rękawiczki i zwiększ temperaturę w pomieszczeniu do 25 stopni Celsjusza.Przywróć pamięć wentylacji tlenowej interwencyjnej, zachowując przenikanie rurki drenu żylnego. Włącz pompę rolkową, aby upewnić się, że krew w zbiorniku powoli wraca do właściwego ciała. Włączyć respirator, gdy poziom krwi w zbiorniku pozostanie na poziomie jednego centymetra.Za pomocą rurki drenażowej powoli spuść krew z prawego przedsionka do zbiornika. Włącz lampę grzewczą, poduszkę grzewczą i zbiornik na wodę. Ustaw temperaturę zbiornika na wodę na 25 stopni Celsjusza.Następnie w odpowiednim czasie dostosuj go do lewej temperatury. Wyjmij lampę grzewczą, gdy temperatura w odbycie powróci do 34 stopni Celsjusza. Siedem, odzwyczajanie od CPB.Powoli i stopniowo zmniejszaj wałek natężenia przepływu pompy i dostosuj prędkość rodzaju żyły do natężenia przepływu zmniejszonego do jednego mililitra na minutę. Utrzymuj zbiornik w kontakcie z otoczeniem. Wlej pozostałą krew do obwodu z natężeniem przepływu jednego mililitra na minutę.Zatrzymaj natlenienie pamięci i pompę rolkową. Poddany eutanazji po okresie wentylacji mechanicznej i głębokiego znieczulenia. Reprezentatywne wyniki.Jako grupa kontrolna normalna temperatura CPB, NtCPB, szczur. Bez zatrzymania krążenia stwierdzono stabilne średnie ciśnienie tętnicze, MAP i temperaturę ciała podczas całego zabiegu. Podczas gdy MAP szczurów DHCA zmniejszył się podczas zatrzymania krążenia.Temperatura szczurów DHCA szybko spadała w fazie chłodzenia i stopniowo wracała do normy w fazie obrotowej. Po odstawieniu obwodu DHCA temperatura szczurów DHCA wróciła do normy. Powyższe dane wskazywały, że nasza procedura DHCA imitowała rzeczywiste zmiany temperatury i MAP pacjentów w klinikach.Wpływ procesora DHCA i wzrostu badano za pomocą analizy gazometrii. Po kontakcie krwi pełnej z roztworem pierwotnym stężenie hemoglobiny było wyższe niż sześć gramów na decylitter w obu grupach. Po odzwyczajeniu od powierzchni DHCA wzrosła do dziewięciu gramów na decylitr z powodu ponownego wlewania pozostałej krwi w obwodzie CPB do prawego miejsca.Hematokryt, HCT, wykazywał podobną tendencję do HB. Po reperfuzji DHCA kwas mleczanowy szybko się zwiększał, co było bardziej wyraźne w grupie DHCA. pH obniżyło się po zabiegu DHCA, co najprawdopodobniej było wynikiem nagromadzenia kwasu mleczanowego. Podczas całego eksperymentu stężenie jonów sodu, chlorku, potasu i glukozy nie wykazywało istotnych różnic w każdym z każdych 10 punktów.Wynik ten sugeruje, że DHCA indukował tylko wzrost kwasu mleczanowego, ale nie wpływał na pH krwi i stężenie hemoglobiny, hematokrytu, jonów sodu, jonów chlorkowych, jonów potasu i glukozy. Aby ocenić wpływ DHCA na autofagię neuronalną, użyliśmy elektromikroskopu transmisyjnego i zaskakująco znaleźliśmy i zwiększyliśmy liczbę autofagosomów w hipokampie szczurów DHCA. Powyższe dane wskazywały, że nasz model DHCA imitował rzeczywiste zmiany temperatury i MAP pacjentów w klinikach.Model ten można zastosować do badania zespołu ogólnoustrojowej odpowiedzi zapalnej, zapalenia nerwów i tak dalej.

establishment-of-deep-hypothermic-circulatory-arrest-in-rats

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Przedstawiono wydajny model ostrej niewydolności nerek związanej z okresem okołoperacyjnym i opieką krytyczną. Wykorzystując hipoperfuzję całego organizmu wywołaną zatrzymaniem krążenia, możliwe jest niemal całkowite odtworzenie zmian histologicznych i funkcjonalnych charakterystycznych dla klinicznego AKI.

Normotermiczne zatrzymanie krążenia i reanimacja krążeniowo-oddechowa: mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego wynikającego z niedokrwienia

Obustronna niedrożność tętnicy szyjnej w połączeniu z niedociśnieniem ogólnoustrojowym powoduje globalne niedokrwienie mózgu u szczura, powodując uszkodzenie hipokampa z powtarzalnym nasileniem. Zwierzęta są upośledzone z przewidywalnymi wzorcami uszkodzeń mózgu, szybko wracają do zdrowia, a wskaźniki śmiertelności są stosunkowo niskie.

Okluzja / niedociśnienie 2-naczyniowe: szczurzy model globalnego niedokrwienia mózgu

Zdalne warunkowanie niedokrwienne (RIP) to metoda kondycjonowania tkanek przed szkodliwym stresem. Ustaliliśmy metodę zdalnego niedokrwienia kończyny tylnej, poprzez napompowanie mankietu ciśnieniomierza na 5-10 minut. Zdolności neuroprotekcyjne RIP wykazano w modelu zwyrodnienia siatkówki u gryzoni.

Warunkowanie niedokrwienne kończyn na odległość: technika neuroprotekcyjna u gryzoni

Ten artykuł opisuje szczurzy model elektrycznie indukowanego migotania komór i resuscytacji poprzez ucisk klatki piersiowej, wentylację i dostarczanie wstrząsów elektrycznych, które symulują epizod nagłego zatrzymania krążenia i konwencjonalnej resuscytacji krążeniowo-oddechowej. Model umożliwia gromadzenie informacji na temat patofizjologii zatrzymania krążenia oraz badanie nowych strategii resuscytacji.

Szczurzy model migotania komór i resuscytacji konwencjonalną techniką zamkniętej klatki piersiowej

Ten artykuł opisuje, jak przeprowadzić obejście krążeniowo-oddechowe u myszy. Ten nowatorski model ułatwi badanie mechanizmów molekularnych związanych z uszkodzeniem narządów.

Obejście krążeniowo-oddechowe w modelu mysim: nowatorskie podejście

Tutaj prezentujemy protokół opisujący prosty model pomostowania krążeniowo-oddechowego bez transfuzji lub środków inotropowych u szczura. Model ten pozwala na badanie długoterminowych wielonarządowych następstw krążenia pozaustrojowego.

Regeneracyjny model krążenia pozaustrojowego bez transfuzji lub środków inotropowych u szczurów

Prezentowany tutaj jest protokół do ustalenia ostrego zawału mostu w modelu szczurzym za pomocą stymulacji elektrycznej za pomocą pojedynczego impulsu.

Ustalenie ostrego zawału mostu u szczurów za pomocą stymulacji elektrycznej

Ten artykuł opisuje dwie metody krótkotrwałej hipotermii całego ciała u szczurów. Pierwsza, szybka metoda indukcji, wykorzystuje aktywne chłodzenie za pomocą wentylatorów i rozpylonego etanolu w celu szybkiego spadku temperatury. Druga metoda to metoda stopniowego chłodzenia. Osiąga się to dzięki połączeniu znieczulenia izofluranem i redukcji ustawień temperatury na homeotermicznej macie grzewczej. Powoduje to stopniowy spadek temperatury głębokiej ciała bez użycia jakichkolwiek zewnętrznych...

Krótkotrwała indukcja hipotermii u szczurów przy użyciu modeli do badań oceniających znaczenie kliniczne i mechanizmy

Obecne badanie pokazuje ustanowienie trzech różnych modeli dawstwa płuc (dawstwo po śmierci mózgu, dawstwo po śmierci krążeniowej i dawstwo po wstrząsie krwotocznym). Porównuje procesy zapalne i zaburzenia patologiczne związane z tymi zdarzeniami.

Badanie eksperymentalnych modeli dawstwa narządów do przeszczepu płuc

Ten protokół opisuje pobieranie, zszywanie i monitorowanie płatów powięziowo-skórnych u szczurów, które pozwalają na dobrą wizualizację i manipulację przepływem krwi przez powierzchowne dolne naczynia nadbrzusza za pomocą zaciskania i podwiązywania naczyń udowych. Ma to kluczowe znaczenie dla badań obejmujących wstępne kondycjonowanie niedokrwienne.

Powierzchowny dolny płat osiowy tętnicy nadbrzusza do badania efektów kondycjonowania wstępnego niedokrwiennego w modelu szczurzym

Celem jest opracowanie nowego modelu perfuzji płuc ex vivo (EVLP) u szczurów, który może utrzymać stałą czynność płuc przez 4 godziny przez cały czas trwania EVLP i dostarczyć branży specyfiki implementacji, która zapewni solidną metodę stosowania EVLP na modelach gryzoni.

Opracowanie nowatorskiego systemu perfuzji płuc ex vivo dla płuc szczurów po śmierci krążeniowej

Poznaj metodę głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczurów do badań nad neurozapaleniem i stresem oksydacyjnym. Protokół obejmuje przygotowanie obwodów CPB, znieczulenie i kanulację.

Ustalenie głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczurów

Przeglądaj więcej filmów