Ustalenie głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczurów
December 16th, 2022
Ten protokół przedstawia proces głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczurów, który może być stosowany do badania zespołu ogólnoustrojowej reakcji zapalnej, niedokrwienia/uszkodzenia reperfuzyjnego, stresu oksydacyjnego, zapalenia nerwów itp.
Ustalenie głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczura. Głębokie hipotermiczne zatrzymanie krążenia, DHCA jest rutynowo stosowane podczas operacji złożonych wrodzonych wad serca i choroby łuku aorty. Niniejsze badanie ma na celu przedstawienie metody ustalania DHCA u szczurów.
Protokoły zostały poddane przeglądowi instytucjonalnemu i uzyskały aprobatę Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt, Szpitala Fuwai, Chińskiej Akademii Nauk Medycznych. Praca przygotowawcza. Upewnij się, że obwody CPB zawierają zbiornik zmodyfikowany z zakraplacza morfów, pompę rolkową, wymiennik ciepła, natleniacz membranowy, rurkę łączącą i zbiornik na wodę połączone z obwodem i wytwarzają 12 mililitrów hydroksyskrobi z jednym mililitrem heparyny sodowej i jednym mililitrem soli fizjologicznej, napełnić obwód 40 mililitrowym roztworem zalewowym, a pompa rolkowa delikatnie się obraca.
Po drugie, znieczulenie i kaniulacja. Podłącz rurkę z wentylatorem i parametrami bocznymi. Połóż elektryczny koc grzewczy i prawy i skieruj się w prawo taśmą.
Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Ogol włosy w prawej okolicy pachwinowej, prawej części szyjki macicy i ogonie za pomocą golarki. Następnie zdezynfekuj skórę aldehydem i alkoholem.
Przeciąć skórę i lewą okolicę pachwinową i wyciąć miękką kość mięśniową i tkankową, aby odsłonić lewą żyłę udową i tętnicę. Ostrożnie oddziel tętnicę. Cewnik dożylny Cannulate 22 do lewej tętnicy udowej.
Podwiązana tętnica i cewnik z jedwabiem. Użyj soli fizjologicznej zawierającej heparynę, aby przepłukać kaniulę, aby uniknąć krzepnięcia. Połącz cewnik z czujnikiem prasy, aby monitorować ciśnienie krwi.
Przetnij skórę ogona, a następnie użyj skalpela, aby przeciąć powierzchowne szczegóły tętnicy ogonowej, aby odsłonić tętnicę ogonową, która znajduje się w środku pola operacyjnego. Kankaniuj tętnicę ogonową za pomocą cewnika dożylnego o rozmiarze 22. Podwiązać tętnicę i cewnik jedwabiem.
Użyj soli fizjologicznej zawierającej heparynę, aby przepłukać cewnik, aby uniknąć zakrzepów. Przetnij skórę prawej żyły szyjnej, a następnie oddziel mięsień i tkankę, aby odsłonić żyłę. Wprowadź domowy cewnik dożylny o rozmiarze 16 G do prawej zewnętrznej żyły szyjnej i ostrożnie włóż go do prawej żyły głównej dolnej lub prawego przedsionka.
Podawaj heparynę sodową w miejscu, w którym prawa żyła zewnętrzna pokrywa każdy kaniulowany obszar wilgotnymi kulkami, aby uniknąć zanieczyszczenia. Po trzecie, połącz obwód z cewnikiem w tętnicy ogonowej i utrzymuj pompę na niskim poziomie od jednego do dwóch mililitrów na minutę. Następnie połącz zbiornik z cewnikiem w prawej żyle szyjnej zewnętrznej.
Upewnij się, że poziom krwi w zbiorniku zawsze wynosi około jednego centymetra. Włącz zbiornik na wodę i najpierw ustaw temperaturę wody na 37 stopni Celsjusza. Po ustabilizowaniu się ciśnienia krwi delikatnie zwiększ przepływ pompy do 80 do 100 mililitrów na minutę.
Po czwarte, chłodzenie. Ustaw temperaturę w pomieszczeniu na około 20 stopni Celsjusza. Włóż kostki lodu do tych jednorazowych rękawiczek, a następnie połóż je na prawej głowie i bokach.
Temperatura zbiornika została zasugerowana w czasie rzeczywistym zgodnie z temperaturą ryżu w odbycie. Zmienić odpowiednie parametry respiratora odpowiednio zgodnie z wynikami analizy gazometrii. Pięć, głęboka hipotermia, zatrzymanie krążenia.
Następnie temperatura w odbycie spada do 15 do 20 stopni Celsjusza. Zmień okład z lodu i wyrzuć rękawice, aby zapewnić utrzymanie głębokiej hipotermii podczas zatrzymania krążenia. Zatrzymaj pompę rolkową.
Utrzymuj zbiornik w kontakcie z otoczeniem i powoli spuszczaj krew z żyły szyjnej zewnętrznej do zbiornika. Zwróć uwagę na reformę ciśnienia krwi. Gdy nie ma ciśnienia krwi i bicia serca, zatrzymaj drenaż i trzymaj zbiornik zamknięty
.Wyłącz wentylator. Szóstka, rozgrzewka i reperfuzja. Zdejmij wszystkie jednorazowe rękawiczki i zwiększ temperaturę w pomieszczeniu do 25 stopni Celsjusza.
Przywróć pamięć wentylacji tlenowej interwencyjnej, zachowując przenikanie rurki drenu żylnego. Włącz pompę rolkową, aby upewnić się, że krew w zbiorniku powoli wraca do właściwego ciała. Włączyć respirator, gdy poziom krwi w zbiorniku pozostanie na poziomie jednego centymetra.
Za pomocą rurki drenażowej powoli spuść krew z prawego przedsionka do zbiornika. Włącz lampę grzewczą, poduszkę grzewczą i zbiornik na wodę. Ustaw temperaturę zbiornika na wodę na 25 stopni Celsjusza.
Następnie w odpowiednim czasie dostosuj go do lewej temperatury. Wyjmij lampę grzewczą, gdy temperatura w odbycie powróci do 34 stopni Celsjusza. Siedem, odzwyczajanie od CPB.
Powoli i stopniowo zmniejszaj wałek natężenia przepływu pompy i dostosuj prędkość rodzaju żyły do natężenia przepływu zmniejszonego do jednego mililitra na minutę. Utrzymuj zbiornik w kontakcie z otoczeniem. Wlej pozostałą krew do obwodu z natężeniem przepływu jednego mililitra na minutę.
Zatrzymaj natlenienie pamięci i pompę rolkową. Poddany eutanazji po okresie wentylacji mechanicznej i głębokiego znieczulenia. Reprezentatywne wyniki.
Jako grupa kontrolna normalna temperatura CPB, NtCPB, szczur. Bez zatrzymania krążenia stwierdzono stabilne średnie ciśnienie tętnicze, MAP i temperaturę ciała podczas całego zabiegu. Podczas gdy MAP szczurów DHCA zmniejszył się podczas zatrzymania krążenia.
Temperatura szczurów DHCA szybko spadała w fazie chłodzenia i stopniowo wracała do normy w fazie obrotowej. Po odstawieniu obwodu DHCA temperatura szczurów DHCA wróciła do normy. Powyższe dane wskazywały, że nasza procedura DHCA imitowała rzeczywiste zmiany temperatury i MAP pacjentów w klinikach.
Wpływ procesora DHCA i wzrostu badano za pomocą analizy gazometrii. Po kontakcie krwi pełnej z roztworem pierwotnym stężenie hemoglobiny było wyższe niż sześć gramów na decylitter w obu grupach. Po odzwyczajeniu od powierzchni DHCA wzrosła do dziewięciu gramów na decylitr z powodu ponownego wlewania pozostałej krwi w obwodzie CPB do prawego miejsca.
Hematokryt, HCT, wykazywał podobną tendencję do HB. Po reperfuzji DHCA kwas mleczanowy szybko się zwiększał, co było bardziej wyraźne w grupie DHCA. pH obniżyło się po zabiegu DHCA, co najprawdopodobniej było wynikiem nagromadzenia kwasu mleczanowego. Podczas całego eksperymentu stężenie jonów sodu, chlorku, potasu i glukozy nie wykazywało istotnych różnic w każdym z każdych 10 punktów.
Wynik ten sugeruje, że DHCA indukował tylko wzrost kwasu mleczanowego, ale nie wpływał na pH krwi i stężenie hemoglobiny, hematokrytu, jonów sodu, jonów chlorkowych, jonów potasu i glukozy. Aby ocenić wpływ DHCA na autofagię neuronalną, użyliśmy elektromikroskopu transmisyjnego i zaskakująco znaleźliśmy i zwiększyliśmy liczbę autofagosomów w hipokampie szczurów DHCA. Powyższe dane wskazywały, że nasz model DHCA imitował rzeczywiste zmiany temperatury i MAP pacjentów w klinikach.
Model ten można zastosować do badania zespołu ogólnoustrojowej odpowiedzi zapalnej, zapalenia nerwów i tak dalej.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Przegląd
Ten protokół przedstawia ustanowienie głębokiej hipotermicznej zatrzymania krążenia (DHCA) u szczurów, metodę stosowaną do badania różnych reakcji fizjologicznych. Badanie opisuje niezbędne przygotowania i zatwierdzenia instytucjonalne do przeprowadzenia procedury.
Kluczowe elementy badania
Obszar nauki
- Neuronauki
- Fizjologia układu krążenia
- Modele zwierzęce
Tło
- Głęboka hipotermiczna zatrzymania krążenia jest powszechnie stosowana w operacjach skomplikowanych wad wrodzonych serca.
- Rozumienie DHCA może pomóc w badaniu zespołu ogólnoustrojowej reakcji zapalnej i uszkodzenia okołoischematycznego/reperfuzyjnego.
- Metoda wymaga starannego przygotowania obwodów CBP i zatwierdzenia ze strony komitetów etycznych.
- Badania nad DHCA mogą dostarczyć wglądu w neuroinflamację i stres oksydacyjny.
Cel badania
- Ustanowienie niezawodnej metody DHCA u szczurów.
- Ułatwienie badań nad wpływem hipotermii na reakcje ogólnoustrojowe.
- Dostarczenie ram dla przyszłych badań nad powiązanymi stanami fizjologicznymi.
Stosowane metody
- Przygotowanie obwodów CBP ze specyficznymi komponentami.
- Zastosowanie hydroksyamidu skrobi, heparyny sodowej i fizjologicznego roztworu soli do wypełnienia obwodu.
- Procesy przeglądu i zatwierdzenia instytucjonalnego.
- Zastosowanie DHCA w kontrolowanym środowisku eksperymentalnym.
Główne wyniki
- Udane ustanowienie DHCA w modelach na szczurach.
- Wykazanie przydatności metody do badania różnych reakcji fizjologicznych.
- Potencjał dalszych badań nad neuroinflamacją i stresem oksydacyjnym.
- Walidacja protokołu poprzez zatwierdzenie instytucjonalne.
Wnioski
- Ustalony protokół DHCA może być cennym narzędziem do badań neuronaukowych.
- Otwiera drogi do badania skomplikowanych reakcji fizjologicznych w kontrolowanym środowisku.
- Przyszłe badania mogą opierać się na tej metodzie do zbadania powiązanych stanów zdrowia.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Establishing deep hypothermic circulatory arrest (DHCA) in rats enables mechanistic de-risking of neuroinflammatory and systemic responses relevant to cardiovascular surgery. This model supports predictive confidence in preclinical evaluation of interventions targeting ischemia/reperfusion injury and neuroprotection. The protocol provides a standardized platform for early discovery and translational research in complex cardiovascular and neurological conditions.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables interrogation of neuroinflammatory and systemic pathways under controlled DHCA conditions.
- Supports functional validation of molecular targets implicated in ischemia and reperfusion injury.
- Facilitates mechanistic de-risking for candidate interventions in cardiovascular and neuroprotection pipelines.
Screening & Assay Development
- Provides a reproducible in vivo system for quantitative assessment of physiological and biochemical endpoints.
- Enables standardization of blood gas, metabolic, and histological readouts for downstream screening workflows.
- Supports assay development for evaluating neuroprotective and anti-inflammatory compounds in a clinically relevant context.
Translational & Preclinical Research
- Aligns with disease-relevant models for translational biomarker discovery in neuroinflammation and systemic injury.
- Enables continuity from early mechanistic studies to preclinical validation of therapeutic hypotheses.
- Supports risk-adjusted advancement decisions for neuroprotective and cardiovascular drug candidates.
Pipeline & Workflow Integration
This DHCA rat model integrates into the discovery-to-preclinical continuum for cardiovascular and neuroinflammatory research.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing and pathway clarification for ischemia/reperfusion and neuroinflammatory mechanisms.
- Screening: Delivers quantitative outputs such as blood gas analysis, metabolic markers, and histological endpoints.
- Analytics: Enables statistical comparison of physiological and molecular responses between experimental groups.
- Translational Research: Provides a disease-relevant system for biomarker alignment and preclinical validation.
- Enterprise Reuse: Offers a standardized, reusable in vivo platform for cross-program evaluation of candidate interventions.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in neuroinflammatory and cardiovascular research.
- Operational Value: Enhances reproducibility and standardization of in vivo experimental workflows.
- Strategic Value: Improves go/no-go decision-making and capital efficiency by enabling robust preclinical evaluation.
- Portfolio Impact: Supports risk-adjusted prioritization and advancement of neuroprotective and cardiovascular assets.
Implementation Considerations
- Requires expertise in small animal surgery and cardiopulmonary bypass techniques.
- Demands access to specialized instrumentation for temperature control, blood gas analysis, and electron microscopy.
- Necessitates rigorous cross-team standardization of procedural and analytical protocols.
- Adaptation to other species or disease models may require protocol optimization.
- Potential limitations include model-specific physiological responses and technical complexity.
