Name: Mikrochirurgiczne tworzenie gigantycznych tętniaków bifurkacji u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-09-08T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 21 s
Description: Naucz się mikrochirurgicznej techniki tworzenia gigantycznych tętniaków bifurkacji u królików przy użyciu mikroskopii operacyjnej i zaawansowanych technik anastomozowania. Ta metoda umożliwia niezawodną ocenę urządzeń wewnątrznaczyniowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni profesorowi Heberowi Ferrazowi Leite, dyrektorowi tak wielu międzynarodowych warsztatów mikrochirurgicznych na całym świecie, za jego otwarty i wartościowy kulturę nauczania.
Dziękujemy za wsparcie ze strony Funduszu Publikacji Open Access Uniwersytetu Nauk o Zdrowiu Karla Landsteinera, Krems, Austria. Badania te zostały sfinansowane z grantu Funduszu Naukowego Burmistrza Wiednia. Koszt tej publikacji został sfinansowany przez Open Access Publishing Fund Uniwersytetu Nauk o Zdrowiu Karla Landsteinera w Krems w Austrii. Organy finansujące nie odegrały żadnej roli w projektowaniu badania, gromadzeniu, analizie i interpretacji danych oraz pisaniu manuskryptu.

Badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Zwierząt Instytutu Instytutu, w którym przeprowadzono to badanie. Do tego modelu zwierzęcego użyto białych królików nowozelandzkich (2,5-5,5 kg).
UWAGA: Nasza standardowa technika tworzenia tętniaków prawdziwej bifurkacji tętnic w worku żylnym u królików została opublikowana w 2011 roku, a adaptacja dla tętniaków olbrzymich została opublikowana w 2016 roku12,13. Podsumowujemy te techniki i podkreślamy niezbędne kroki modyfikacji tętniaków olbrzymich.
1. Faza przedoperacyjna
<ol>
	<li>Podawać ketaminę (30 mg/kg) i ksylazynę (6 mg/kg) we wstrzyknięciu domięśniowym w okolicę odcinka lędźwiowego w znieczuleniu ogólnym. Następnie zaintubuj królika (średnica rurki: 4 mm, długość: 18 mm; ta wielkość może się różnić w zależności od wielkości zwierzęcia) i kontynuuj znieczulenie gazem (2% izofluranu). Monitoruj głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi co 15 minut i dostosuj w razie potrzeby.</li>
	<li>Ogol obszar od kąta żuchwy w dół do klatki piersiowej za pomocą maszynki do strzyżenia. Zdezynfekuj obszar operacyjny za pomocą co najmniej trzech naprzemiennych rund peelingu chlorheksydyny lub powidonu jodu, a następnie alkoholu. Ułóż miejsce operacji.</li>
</ol>
2. Chirurgiczna faza I
<ol>
	<li>Naciąć skórę wzdłuż linii środkowej od kąta żuchwy w dół do manubrium sterni za pomocą skalpela. Wykonaj rozwarstwienie w tkance podskórnej.</li>
	<li>Przełącz się na mikroskop chirurgiczny. Wytnij bezgałęziowy odcinek lewej żyły szyjnej zewnętrznej o długości 2-3 cm. Nakładaj 4% papaweryny kroplami na naczynia, aby zapobiec skurczowi naczyń krwionośnych i opcjonalnie dodawaj kroplami 5 mg/ml siarczanu neomycyny w celu kontroli infekcji.</li>
	<li>Pobrać odcinek żyły po podwiązaniu bliższego i dystalnego za pomocą niewchłanialnych szwów 6-0. Umieść segment żyły w roztworze soli fizjologicznej z heparyną (1,000 j.m. heparyny w 20 ml 0,9% soli fizjologicznej i 1 ml 4% HCl papaweryny)13.</li>
</ol>
3. Faza chirurgiczna II
<ol>
	<li>Przygotuj oba CCA, preparując je od rozwidlenia tętnicy szyjnej aż do ich początku. Uważnie obserwuj gałęzie tętnic przyśrodkowych, które zaopatrują krtań, tchawicę i struktury nerwowe.</li>
	<li>Podawać dożylnie 1 000 j.m. heparyny.</li>
	<li>Zastosuj skroniowy klips mikrochirurgiczny na dystalnym końcu prawego CCA.</li>
	<li>Podwiązać i przeciąć prawe CCA proksymalnie bezpośrednio nad tułowiem ramienno-głowowym za pomocą niewchłanialnych szwów z polifilamentu 6-0.</li>
	<li>Użyj sterylnego kawałka gumy (np. z rękawicy) jako podkładu ułatwiającego zabieg. Usunąć przydankę w miejscu zespolenia obu naczyń za pomocą anatomicznych mikrokleszczy i mikronożyczek. Przytnij miejsce zespolenia lewego CCA dystalnie i proksymalnie13.</li>
</ol>
4. Chirurgiczna faza III
<ol>
	<li>Wykonać arteriotomię w lewym CCA zgodnie z wielkością planowanego zespolenia z prawym CCA i workiem żylnym. Określ długość arteriotomii na podstawie średnicy przeciwległej tętnicy szyjnej (około 2 mm) wraz z rozmiarem planowanej szyjki tętniaka. 
	UWAGA: Rozmiar jest tak elastyczny, jak możliwe rozmiary tętniaków i rozmiary szyjki tego uniwersalnego modelu tętniaka. Minimalny rozmiar nie powinien być mniejszy niż 3 mm i może wynosić maksymalnie około 15 mm.</li>
	<li>Oczyść miejsce tętniaka heparynizowaną solą fizjologiczną (około 5 ml). Używając czterech do pięciu niewchłanialnych szwów monofilamentowych 10-0, zszyj tylny obwód prawego kikuta CCA za pomocą wcześniej opisanej arteriotomii lewego CCA.</li>
	<li>Przeciąć kikut prawego CCA wzdłużnie na długość 1-1,5 cm. Zespolenie tylnej części worka żylnego z arterytomią lewego CCA za pomocą szwów 10-0. Następnie zszyj tylną stronę worka żylnego z tylną ścianą prawego CCA za pomocą trzech do czterech szwów.</li>
	<li>Zszyj zespolenie przednie w tej samej kolejności.</li>
	<li>Zwolnij klips czasowy na prawym CCA. Zwykle zespolenie przecieka. Użyj tego, aby zmyć powietrze i skrzepy krwi.</li>
	<li>Uszczelnić zespolenie tłuszczem pochodzącym z tkanki podskórnej dostępu chirurgicznego i klejem fibrynowym .</li>
	<li>Zamknij powięź za pomocą niewchłanialnych szwów 4-0. Wykonaj zamknięcie rany za pomocą 4-0 szwów wchłanialnych13.</li>
</ol>
5. Faza pooperacyjna
<ol>
	<li>Podawać dożylnie 10 mg/kg kwasu acetylosalicylowego.</li>
	<li>Osiągnij analgezję pooperacyjną za pomocą przezskórnego plastra z fentanylem (12,5 μg/h) w ogolonym obszarze przez 3 dni13. 
	UWAGA: Skonsultuj się z lekarzem weterynarii placówki w sprawie odpowiednich 
	opcje przeciwbólowe.</li>
	<li>Osiągnij pooperacyjną antykoagulację, podając 100 j.m./kg niskocząsteczkowej heparyny dziennie przez 2 tygodnie.</li>
</ol>

<ol><li>Molyneux, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((International+subarachnoid+aneurysm+trial+%28ISAT%29+of+neurosurgical+clipping+versus+endovascular+coiling+in+2143+patients+with+ruptured+intracranial+aneurysms%3A+A+randomised+comparison+of+effects+on+survival%2C+dependency%2C+seizures%2C+rebleeding%2C+subgroups%2C+and+aneurysm+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">International subarachnoid aneurysm trial (ISAT) of neurosurgical clipping versus endovascular coiling in 2143 patients with ruptured intracranial aneurysms: A randomised comparison of effects on survival, dependency, seizures, rebleeding, subgroups, and aneurysm occlusion.</a> Lancet. 366 (9488), 809-817 (2005).</li>
<li>Algra, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Procedural+clinical+complications%2C+case-fatality+risks%2C+and+risk+factors+inendovascular+and+neurosurgical+treatment+of+unruptured+intracranial+aneurysms%3A+A+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA+Neurology%22%5BJournal%5D)">Procedural clinical complications, case-fatality risks, and risk factors inendovascular and neurosurgical treatment of unruptured intracranial aneurysms: A systematic review and meta-analysis.</a> JAMA Neurology. 76 (3), 282-293 (2019).</li>
<li>Laurent, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+evolution+of+endovascular+therapy+for+intracranial+aneurysms%3A+Historical+perspective+and+next+frontiers%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Insights%22%5BJournal%5D)">The evolution of endovascular therapy for intracranial aneurysms: Historical perspective and next frontiers.</a> Neuroscience Insights. 17, (2022).</li>
<li>Böcher-Schwarz, H. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+findings+in+coil-packed+experimental+aneurysms+3+months+after+embolization%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Histological findings in coil-packed experimental aneurysms 3 months after embolization.</a> Neurosurgery. 50 (2), 375-379 (2002).</li>
<li>Sherif, C., Plenk, H. J., Grossschmidt, K., Kanz, F., Bavinzski, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Computer-assisted+quantification+of+occlusion+and+coil+densities+on+angiographic+and+histological+images+of+experimental+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Computer-assisted quantification of occlusion and coil densities on angiographic and histological images of experimental aneurysms.</a> Neurosurgery. 58 (3), 559-566 (2006).</li>
<li>Massoud, T. F., Guglielmi, G., Ji, C., Viñuela, F., Duckwiler, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+saccular+aneurysms.+I.+Review+of+surgically-constructed+models+and+their+laboratory+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Experimental saccular aneurysms. I. Review of surgically-constructed models and their laboratory applications.</a> Neuroradiology. 36 (7), 537-546 (1994).</li>
<li>Anidjar, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elastase-induced+experimental+aneurysms+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Elastase-induced experimental aneurysms in rats.</a> Circulation. 82 (3), 973-981 (1990).</li>
<li>Wakhloo, A. K., Schellhammer, F., de Vries, J., Haberstroh, J., Schumacher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-expanding+and+balloon-expandable+stents+in+the+treatment+of+carotid+aneurysms%3A+An+experimental+study+in+a+canine+model%5BTitle%5D)+AND+%22AJNR.+American+Journal+of+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Self-expanding and balloon-expandable stents in the treatment of carotid aneurysms: An experimental study in a canine model.</a> AJNR. American Journal of Neuroradiology. 15 (3), 493-502 (1994).</li>
<li>Dai, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histopathologic+and+immunohistochemical+comparison+of+human%2C+rabbit%2C+and+swine+aneurysms+embolized+with+platinum+coils%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Histopathologic and immunohistochemical comparison of human, rabbit, and swine aneurysms embolized with platinum coils.</a> American Journal of Neuroradiology. 26 (10), 2560-2568 (2005).</li>
<li>Shin, Y. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+of+four+experimental+aneurysms+with+different+hemodynamics+in+one+dog%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Creation of four experimental aneurysms with different hemodynamics in one dog.</a> American Journal of Neuroradiology. 26 (7), 1764-1767 (2005).</li>
<li>Abruzzo, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histologic+and+morphologic+comparison+of+experimental+aneurysms+with+human+intracranial+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22AJNR.+American+Journal+of+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Histologic and morphologic comparison of experimental aneurysms with human intracranial aneurysms.</a> AJNR. American Journal of Neuroradiology. 19 (7), 1309-1314 (1998).</li>
<li>Sherif, C., Plenk, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+angiographic+and+histopathologic+evaluation+of+experimental+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Quantitative angiographic and histopathologic evaluation of experimental aneurysms.</a> American Journal of Neuroradiology. 32 (2), 33(2011).</li>
<li>Sherif, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+venous+pouch+arterial-bifurcation+aneurysms+in+the+rabbit+model%3A+Technical+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Microsurgical venous pouch arterial-bifurcation aneurysms in the rabbit model: Technical aspects.</a> Journal of Visualized Experiments. (51), e2718(2011).</li>
<li>Sherif, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Very+large+and+giant+microsurgical+bifurcation+aneurysms+in+rabbits%3A+Proof+of+feasibility+and+comparability+using+computational+fluid+dynamics+and+biomechanical+testing%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Very large and giant microsurgical bifurcation aneurysms in rabbits: Proof of feasibility and comparability using computational fluid dynamics and biomechanical testing.</a> Journal of Neuroscience Methods. 268, 7-13 (2016).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+patency+of+complex+bilobular%2C+bisaccular%2C+and+broad-neck+aneurysms+in+the+rabbit+microsurgical+venous+pouch+bifurcation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Neurological+Research%22%5BJournal%5D)">Long-term patency of complex bilobular, bisaccular, and broad-neck aneurysms in the rabbit microsurgical venous pouch bifurcation model.</a> Neurological Research. 34 (6), 538-546 (2012).</li>
<li>Sherif, C., Marbacher, S., Erhardt, S., Fandino, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+microsurgical+creation+of+venous+pouch+arterial+bifurcation+aneurysms+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Improved microsurgical creation of venous pouch arterial bifurcation aneurysms in rabbits.</a> American Journal of Neuroradiology. 32 (1), 165-169 (2011).</li>
<li>Spetzger, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgically+produced+bifurcation+aneurysms+in+a+rabbit+model+for+endovascular+coil+embolization%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Microsurgically produced bifurcation aneurysms in a rabbit model for endovascular coil embolization.</a> Journal of Neurosurgery. 85 (3), 488-495 (1996).</li>
<li>Bavinzski, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+bifurcation+aneurysm%3A+A+model+for+in+vivo+evaluation+of+endovascular+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Minimally+invasive+neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Experimental bifurcation aneurysm: A model for in vivo evaluation of endovascular techniques.</a> Minimally invasive neurosurgery. 41 (3), 129-132 (1998).</li>
<li>Forrest, M. D., O'Reilly, G. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+experimental+aneurysms+at+a+surgically+created+arterial+bifurcation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Production of experimental aneurysms at a surgically created arterial bifurcation.</a> American Journal of Neuroradiology. 10 (2), 400-402 (1989).</li>
<li>Ysuda, R., Strother, C. M., Aagaard-Kienitz, B., Pulfer, K., Consigny, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+large+and+giant+bifurcation+aneurysm+model+in+canines%3A+proof+of+feasibility%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">A large and giant bifurcation aneurysm model in canines: proof of feasibility.</a> American Journal of Neuroradiology. 33 (3), 507-512 (2012).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complex+bilobular%2C+bisaccular%2C+and+broad-neck+microsurgical+aneurysm+formation+in+the+rabbit+bifurcation+model+for+the+study+of+upcoming+endovascular+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">Complex bilobular, bisaccular, and broad-neck microsurgical aneurysm formation in the rabbit bifurcation model for the study of upcoming endovascular techniques.</a> American Journal of Neuroradiology. 32 (4), 772-777 (2011).</li>
<li>Sherif, C., Marbacher, S., Fandino, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Computerized+angiographic+evaluation+of+coil+density+and+occlusion+rate+in+embolized+cerebral+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochirurgica%22%5BJournal%5D)">Computerized angiographic evaluation of coil density and occlusion rate in embolized cerebral aneurysms.</a> Acta Neurochirurgica. 153 (2), 343-344 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych istotnych interesów finansowych ani niefinansowych, które mogliby ujawnić.

Istnieje kilka krytycznych kroków w celu zapewnienia możliwości powielenia opisanego powyżej protokołu. Niezbędne jest skrupulatne usunięcie trombogennej tkanki okołoprzybyszowej w miejscu zespolenia13. Należy zadbać o to, aby zespolenie było pozbawione naprężeń i miało jak najmniej szwów. W przypadku tętniaków olbrzymich ważne jest, aby zacząć od tylnej strony zespolenia. Daje to lepszą widoczność i kontrolę w przypadku najtrudniejszych szwów w porównaniu z wcześniej proponowanymi procedurami 17,18,19.
W przeciwieństwie do tętniaków o normalnej wielkości, kluczowym czynnikiem przy pobieraniu worka żylnego jest skrupulatne przygotowanie odcinka żyły o długości 2-3 cm. Bardzo ważne jest, aby wypreparować wszystkie małe boczne gałęzie żyły szyjnej zewnętrznej, aby móc je bezpiecznie podwiązać. Podczas szycia zespoleń należy unikać bezpośredniego kontaktu z naczyniami, pozostawiając końcówki pojedynczych szwów nieco dłuższe. Tylko te wolne końce szwów powinny być chwytane kleszczami, aby przesunąć kompleks tętniaka. Ten szczegół techniczny pomaga w stosowaniu techniki bezdotykowej z naczyniami, co jest ogólną zasadą w mikrochirurgii naczyniowej. Kolejnym wyzwaniem, w porównaniu z tętniakami o normalnej wielkości, jest upośledzenie wzroku w tylnej części kompleksu tętniaków naczynia spowodowane przez olbrzymi worek tętniaka. Może to prowadzić do zwiększenia trudności technicznych po tylnej stronie zespolenia. Po wykonaniu zespolenia konieczny jest dłuższy czas płukania ze względu na większe prawdopodobieństwo powstania skrzepliny w obrębie olbrzymiego worka tętniaka. Należy zdawać sobie sprawę z wycieków, ponieważ są one bardzo częste. Jeśli nie są one uszczelnione poduszką tłuszczową, należy wykonać dodatkowe szwy.
Ograniczeniem jest wykorzystanie tętniaka pozaczaszkowego jako modelu patologii wewnątrzczaszkowej. Ponadto do pomyślnego wdrożenia tego protokołu potrzebne są wysokie wymagania mikrochirurgiczne i dobrze wyposażone laboratoria. Ponadto króliki są wrażliwymi zwierzętami, a dobre warunki trzymania zwierząt mają kluczowe znaczenie dla wskaźników przeżywalności.
Prezentowany model ma kilka zalet w porównaniu z obecnymi powszechnie stosowanymi modelami. Najbardziej rozpowszechnionym obecnie modelem tętniaków mózgu jest model elastazy. Jednak w przypadku tego modelu nigdy nie przeprowadzono badań biomechanicznych właściwości ściany tętniaka. W związku z tym biomechaniczna porównywalność tego modelu z warunkami ludzkimi jest niejasna. Wręcz przeciwnie, te testy biomechaniczne są dostępne dla proponowanego przez nas modelu, wykazując dobrą porównywalność z warunkami panującymi u ludzi14. Kolejną istotną przewagą tego proponowanego modelu nad modelem elastazy jest prawdziwa hemodynamika bifurkacji18. Model ten jest tworzony w prawdziwym sztucznie stworzonym bifurkacji, podczas gdy worek tętniaka trawiony elastazą powstaje w ślepym zaułku CCA, mniej więcej naśladując geometrię ściany bocznej.
Do tej pory nie było prawie żadnych innych dostępnych modeli tętniaków olbrzymich. Modele te są jednak bardzo potrzebne do oceny nowych urządzeń wewnątrznaczyniowych. Przeglądając literaturę, opisano tylko jeden psi model tętniaków olbrzymiego rozwidlenia20. Jednak hemodynamika psów i układ krzepnięcia wykazały znaczące różnice w porównaniu z ludźmi, podczas gdy model królika wykazał swoją wyższość pod względem porównywalności z ludźmi14.
Nowo opracowane urządzenia wewnątrznaczyniowe do leczenia tętniaków są powszechnie testowane na modelach królików. Nasz wcześniej opublikowany model tętniaków bifurkacji pęcherzyków żylnych został wykorzystany do zatwierdzenia takich urządzeń przez CE i FDA 3,18. Jednak do niedawna wiarygodny i porównywalny model zwierzęcy dla gigantycznych tętniaków u królików nie był dostępny. U ludzi tętniaki olbrzymie mają najwyższe wskaźniki rekanalizacji i opóźnionego pęknięcia po leczeniu wewnątrznaczyniowym. Dlatego pilnie potrzebne są nowe urządzenia wewnątrznaczyniowe, a przemysł podniósł potrzebę stworzenia gigantycznego modelu królika tętniaka. Innym zastosowaniem jest ocena ściany tętniaka za pomocą rezonansu magnetycznego o wysokim polu, która ma na celu zidentyfikowanie potencjalnych czynników ryzyka pęknięcia, takich jak średnica ściany tętniaka lub zachowanie poprawiające kontrast22. Ponadto potrzebne są długoterminowe badania, aby ocenić drożność tego modelu tętniaka w czasie, a także badania pokazujące zachowanie tętniaka ze stentami rozdzielającymi przepływ i rozdzielaczami przepływu śródworkowego.

Wewnątrznaczyniowa embolizacja stała się ważną alternatywą dla przycinania tętniaków w leczeniu pękniętych tętniaków mózgu1. Główną wadą tej strategii leczenia jest wysokie wskaźniki rekanalizacji tętniaka z opóźnionym pęknięciem tętniaka2. Wykazano, że duże i olbrzymie tętniaki są szczególnie podatne na te powikłania. W związku z tym stale opracowywane są nowe urządzenia wewnątrznaczyniowe3. Modele do badań eksperymentalnych są niezbędne do testowania tych urządzeń4,5.
Tętniaki mózgu u szczurów, królików, psów i trzody chlewnej były badane u szczurów, królików, psów i trzody chlewnej6,7,8. Jednak modele królików wykazały najlepszą porównywalność z ludźmi pod względem hemodynamiki i układu krzepnięcia9,10,11,12. W modelu bifurkacji tętnic w woreczku żylnym u królików, worek żylny jest zszywany w mikrochirurgicznie utworzonej prawdziwej bifurkacji obu wspólnych tętnic szyjnych (CCA) w celu naśladowania tętniaka13. Jednak prawdziwy model bifurkacji dla gigantycznych tętniaków u królików nie był dostępny do niedawna. Pierwsze wyniki wykorzystujące obliczeniową dynamikę płynów i testy biomechaniczne zostały opublikowane przez naszą grupę w 2016 roku14.
Ponieważ tętniaki olbrzymie stanowią trudne zmiany do leczenia u ludzi, a wiarygodny model zwierzęcy jest kluczowy dla ich badań, przedstawiamy skrócone podsumowanie ulepszonych technik tworzenia gigantycznych tętniaków eksperymentalnych12,13. Zaletami stosowania tej metody są: (i) minimalna zachorowalność i wysoka drożność tętniaka14, wysoka porównywalność z ludźmi pod względem hemodynamiki i układu krzepnięcia9,10,11,12, oraz opłacalność w porównaniu z metodami psimi, (ii) prawdziwy projekt bifurkacji dla gigantycznego tętniaka13, (iii) dobra porównywalność hemodynamiczna powstałych tętniaków wykazana przez obliczeniową dynamikę płynów14, oraz (iv) wysokie wskaźniki drożności długoterminowej <klasa sup="xref">15.

<table><tbody><tr><td>0,9% Sól fizjologiczna</td><td></td><td></td><td>Dowolny genericon</td></tr><tr><td>4% Papaverin HCl</td><td></td><td></td><td>Dowolny genericon</td></tr><tr><td>Ethilon 10-0 monofil niewchłanialne nici&nbsp;</td><td>Ethicon Inc</td><td>2814</td><td>Igła stożkowa</td></tr><tr><td>Evicel Bioglue&nbsp;</td><td>Ethicon Biosurgery Inc.</td><td>3901</td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl plaster skórny 12.5 &mu; g/h</td><td></td><td></td><td>Dowolna generyczka</td></tr><tr><td>Heparyna</td><td></td><td></td><td>Dowolny generyk</td></tr><tr><td>Ketamin 50 mg/ml</td><td></td><td></td><td>Dowolna generyczka</td></tr><tr><td>Siarczan neomycyny 5 mg/ml</td><td></td><td></td><td>Dowolny genericon</td></tr><tr><td>Vicryl 4-0 nici odbudowywane z polifilamentu&nbsp;</td><td>Ethicon Inc</td><td>J386H</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna 20 mg/ml</td><td></td><td></td><td>Dowolny genericon</td></tr></tbody></table>

mikrochirurgiczne tworzenie gigantycznych tętniaków bifurkacji u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych

Microsurgical Creation of Giant Bifurcation Aneurysms in Rabbits for the Evaluation of Endovascular Devices

Tętniaki olbrzymie to niebezpieczne zmiany wymagające leczenia wewnątrznaczyniowego, z wysokimi wskaźnikami rekanalizacji i ponownego pęknięcia tętniaka. Wiarygodne modele in vivo są rzadkie, ale są wymagane do testowania nowych urządzeń wewnątrznaczyniowych. Pokazujemy techniczne aspekty tworzenia gigantycznych tętniaków bifurkacyjnych u białych królików nowozelandzkich (2,5-5,5 kg). Z żyły szyjnej zewnętrznej pobiera się worek żylny o długości 25-30 mm, a mikrochirurgicznie tworzy się rozwidlenie między obiema tętnicami szyjnymi. Worek jest zszywany w rozwidleniu, aby naśladować gigantycznego tętniaka. Protokół ten podsumowuje naszą wcześniej opublikowaną standardową technikę leczenia tętniaków bifurkacji tętnic w worku żylnym i podkreśla jej niezbędne etapy modyfikacji w przypadku tętniaków olbrzymich. Korzystając z tej zmodyfikowanej techniki, byliśmy w stanie stworzyć model zwierzęcy dla tętniaków olbrzymich o wysokiej porównywalności z ludźmi pod względem hemodynamiki i układów krzepnięcia. Ponadto uzyskano niską zachorowalność i wysoką drożność tętniaka. Proponowany model tętniaka olbrzymiego daje doskonałą możliwość testowania nowych urządzeń wewnątrznaczyniowych.

W 2011 roku opublikowaliśmy ulepszoną technikę modelu rozwidlenia tętniczego w worku żylnym do tworzenia tętniaków u królików16. Średnia długość tętniaka wynosiła 7,9 mm, a średnia szerokość szyjki 4,1 mm. Dzięki zastosowaniu szwów przerywanych i agresywnej przeciwkrzepliwości udało nam się osiągnąć 0% śmiertelności oraz drożność w 14 z 16 tętniaków. Technikę tę dostosowano następnie do tworzenia tętniaków olbrzymich, a w 2016 roku przeprowadzono badania z zakresu obliczeniowej dynamiki płynów oraz testy biomechaniczne14. W tym badaniu zmieniono również postępowanie anestezjologiczne, zastępując maski wentylacyjne intubacją, dzięki dostępności doświadczonego lekarza weterynarii. Stanowi to krytyczny krok w naszym doświadczeniu, ponieważ intubacja królika może być trudna i prowadzić do wysokiej śmiertelności przedoperacyjnej. Ponadto zmniejszono pooperacyjną przeciwkrzepliwość z użyciem heparyny drobnocząsteczkowej z 250 IU/kg do 100 IU/kg. Przy takim schemacie udało nam się osiągnąć 0% śmiertelności oraz drożność w 11 z 12 tętniaków. Długość tętniaków wynosiła od 21,5 do 25,6 mm, a szerokość szyjek od 7,3 do 9,8 mm. Szczegółowe wyniki tego badania przedstawiono w Tabeli 1. Ponadto tętniaki te wykorzystano do oceny urządzeń endowaskularnych. Obraz embolizowanego tętniaka olbrzymiego wspomaganego stentem po usunięciu tętniaka przedstawiono na Rysunku 1.
<img alt="Schemat etapów rozwoju zarodka; proces embriogenezy; opis anatomiczny." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63738/63738fig01.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Zdjęcie tętniaka olbrzymiego po embolizacji wspomaganej stentem po usunięciu tętniaka. 1 lewa CCA, stentowane naczynia doprowadzające; 2 prawa CCA, naczynie doprowadzające; + embolizowany worek tętniaka. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63738/63738fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody >
		<tr >
			<td >Nr tętniaka</td>
			<td >Przepustowość</td>
			<td >Średnica tętnicy dopływowej [mm]</td>
			<td >Długość [mm]</td>
			<td >Szerokość szyjki [mm]</td>
			<td >Szerokość kopuły [mm]</td>
			<td >Współczynnik kształtu [-]</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >2</td>
			<td >nie</td>
			<td > --</td>
			<td >--</td>
			<td >--</td>
			<td >--</td>
			<td >--</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >1</td>
			<td >tak</td>
			<td >2.4</td>
			<td >23.4</td>
			<td >7.7</td>
			<td >9.9</td>
			<td >3</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >3</td>
			<td >tak</td>
			<td >2.2</td>
			<td >25.1</td>
			<td >8.7</td>
			<td >10.3</td>
			<td >2.9</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >4</td>
			<td >tak</td>
			<td >2.5</td>
			<td >23.5</td>
			<td >9.8</td>
			<td >10.6</td>
			<td >2.4</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >5</td>
			<td >tak</td>
			<td >2.8</td>
			<td >24.8</td>
			<td >8.6</td>
			<td >9.8</td>
			<td >2.9</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >6</td>
			<td >tak</td>
			<td >2.5</td>
			<td >21.5</td>
			<td >9.8</td>
			<td >9.3</td>
			<td >2.2</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >7</td>
			<td >tak</td>
			<td >2.2</td>
			<td >24.2</td>
			<td >7.9</td>
			<td >10.5</td>
			<td >3.1</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >8</td>
			<td >tak</td>
			<td >2.3</td>
			<td >25.6</td>
			<td >9.3</td>
			<td >10.2</td>
			<td >2.8</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >9</td>
			<td >tak</td>
			<td >2.4</td>
			<td >22.1</td>
			<td >7.3</td>
			<td >10</td>
			<td >3</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >10</td>
			<td >tak</td>
			<td >2.2</td>
			<td >25.6</td>
			<td >8.9</td>
			<td >9.7</td>
			<td >2.9</td>
		</tr >
		<tr >
			<td >11</td>
			<td >tak</td>
			<td >2.3</td>
			<td >23.4</td>
			<td >9.7</td>
			<td >11.1</td>
			<td >2.4 </td>
		</tr >
	</tbody >
</table>
Tabela 1: Dane dotyczące tętniaków wygenerowane na potrzeby obliczeniowej dynamiki płynów i testów biomechanicznych. Przedstawiono zaktualizowane i szczegółowe wyniki dla 11 tętniaków utworzonych w 2016 roku. Tabela ta została zmodyfikowana na podstawie pracy Sherif et al.14.

Tutaj opisujemy technikę mikrochirurgicznego tworzenia gigantycznych tętniaków bifurkacyjnych u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych.

Mikrochirurgiczne tworzenie gigantycznych tętniaków bifurkacji u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych

Giant aneurysms are dangerous lesions requiring endovascular treatment, with high rates of aneurysm recanalization and re-rupture. Reliable in vivo models ...

Wiarygodne modele zwierzęce dla gigantycznych tętniaków są rzadkie. Modele te są jednak niezwykle ważne dla rozwoju nowych urządzeń wewnątrznaczyniowych do bezpiecznego leczenia tych tętniaków. Zaletami tej techniki są prawdziwa konstrukcja bifurkacji dla gigantycznych tętniaków, minimalna zachorowalność i wysokie wskaźniki drożności tętniaka z wysoką porównywalnością z ludźmi.Tętniaki olbrzymie są zmianami trudnymi do leczenia u ludzi. Protokół ten koncentruje się na tworzeniu tych tętniaków i oferuje możliwość testowania nowych urządzeń wewnątrznaczyniowych. Procedurę zademonstruje Camillo Sherif.Jest starszym liderem badawczym naszej grupy badawczej i ma duże doświadczenie z modelami tętniaków królików. Po znieczuleniu królika należy zaintubować zwierzę za pomocą rurki o średnicy czterech milimetrów i długości 18 milimetrów. Monitoruj głębokość znieczulenia za pomocą szczypania palca u nogi co 15 minut i dostosuj w razie potrzeby.Za pomocą maszynki do strzyżenia ogol obszar od kąta żuchwy w dół do klatki piersiowej zwierzęcia i zdezynfekuj ogolony obszar chirurgiczny. W celu mikrochirurgicznego stworzenia tętniaków bifurkacyjnych należy naciąć skórę wzdłuż linii środkowej od kąta żuchwy w dół do brzucha piersiowego zwierzęcia za pomocą skalpela. Wykonaj rozwarstwienie w tkance podskórnej.Następnie pod mikroskopem chirurgicznym wypreparuj dwu- do trzech centymetrów bezgałęziowy odcinek lewej zewnętrznej żyły szyjnej. Kroplami nakładaj wielokrotnie 4% propiverine na naczynia, aby zapobiec skurczowi naczyń krwionośnych, i pięć miligramów na mililitr siarczanu neomycyny w celu kontroli infekcji. Wykonaj podwiązanie proksymalne i dystalne żyły za pomocą szwów niewchłanialnych 6-0.Zmierz długość żyły, zbierz odcinek żyły i umieść go w heparynizowanym roztworze soli fizjologicznej. Przygotuj obie wspólne tętnice szyjne lub CCA, preparując je od rozwidlenia tętnicy szyjnej do ich początku. Uważnie obserwuj przyśrodkowe gałęzie tętnicze, które zaopatrują krtań, tchawicę i struktury nerwowe.Zastosuj skroniowy klips mikrochirurgiczny na dystalnym końcu prawego CCA. Używając niewchłanialnych szwów z polifilamentu 6-0, podwiąż prawe CCA proksymalnie bezpośrednio nad pniem ramienno-głowowym i przetnij je. Za pomocą anatomicznych mikrokleszczyków i mikronożyczek usuń przydankę w miejscu zespolenia obu naczyń.Następnie przyciąć miejsce zespolenia lewego CCA dystalnie i proksymalnie. Wykonać arteriotomię w lewym CCA zgodnie z wielkością planowanego zespolenia z prawym CCA i workiem żylnym. Określ długość arteriotomii na podstawie średnicy przeciwległej tętnicy szyjnej, która wynosi około dwóch milimetrów, oraz planowanego rozmiaru szyjki tętniaka.Rozmiar powinien wynosić od 3 do 15 milimetrów, biorąc pod uwagę możliwe rozmiary tętniaka i szyi tego modelu. Oczyść miejsce tętniaka pięcioma mililitrami heparynizowanej soli fizjologicznej. Użyj czterech do pięciu niewchłanialnych szwów monofilamentowych 10-0, aby zszyć tylny obwód prawego kikuta CCA za pomocą wcześniej opisanej arteriotomii lewego CCA.Przytnij kikut prawego CCA wzdłużnie na długość od 1 do 1,5 centymetra. Zespolenie tylnej części worka żylnego z arteriotomią lewego CCA za pomocą szwów 10-0. Następnie zszyj tylną stronę worka żylnego z tylną ścianą prawego CCA za pomocą trzech do czterech szwów.Zszyj zespolenie przednie w tej samej kolejności, jak pokazano wcześniej. Zwolnij klips czasowy na prawym CCA. Zwykle zespolenie przecieka.Użyj tego, aby zmyć powietrze i skrzepy krwi. Następnie uszczelnić zespolenie tłuszczem pochodzącym z tkanki podskórnej dostępu chirurgicznego i klejem fibrynowym. Po zabiegu należy podać dożylnie kwas acetylosalicylowy utrzymując dawkę 10 miligramów na kilogram masy ciała.Nakładaj przezskórny plaster z fentanylem na ogolony obszar przez trzy dni, aby uzyskać pooperacyjną analgezję. Podawaj podskórnie niskocząsteczkową heparynę codziennie przez dwa tygodnie, aby uzyskać pooperacyjną antykoagulację. Dzięki zademonstrowanemu reżimowi udało się osiągnąć 0% śmiertelności i drożności w 11 z 12 tętniaków.Długość tętniaka wahała się od 21,5 do 25,6 milimetra, a szerokość szyjki od 7,3 do 9,8 milimetra. Obraz zatorowego tętniaka olbrzymiego wspomaganego stentem, który został uchwycony po pobraniu tętniaka, jest pokazany tutaj. W przypadku tętniaków olbrzymich ważne jest, aby rozpocząć zespolenie po tylnej stronie.Daje to lepszą widoczność i kontrolę w przypadku najtrudniejszych szwów zabiegu. Urządzenia wewnątrznaczyniowe mogą być wszczepiane i wykorzystywane do badań nad szybkością okluzji i zachowaniem urządzenia. Następnie badanie histopatologiczne może wykazać śródbłonek urządzeń i patologię zmian.Badanie ściany tętniaka za pomocą obrazowania MR, a następnie korelacja histopatologiczna może poszerzyć wiedzę na temat obrazowania ściany MR u ludzi.

microsurgical-creation-giant-bifurcation-aneurysms-rabbits-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Opisano zoptymalizowaną technikę mikrosurgicalnego tworzenia tętniaków rozwidleń tętniczych, naśladujących ludzkie tętniaki rozwidleń naczyń mózgowych. Torebka żylna zostaje wszyta w sztucznie stworzone prawdziwe rozwidlenie obu tętnic szyjnych wspólnych. Zastosowanie ułatwionych technik mikrosurgicalnych oraz agresywnego przeciwkrzeplenia i analgezji pooperacyjnej prowadzi do zminimalizowania wskaźników zachorowalności oraz wysokiego stopnia drożności tętniaków.

Mikrochirurgiczne tętniaki rozwidleń tętniczych z wykorzystaniem zastawki żylnej w modelu królika: aspekty techniczne

Źródło: Wanderer, S.,  i inni. Model tętniaka mikrochirurgicznego bifurkacji u królika. J. Vis. Exp. (2020)Ten film pokazuje tworzenie eksperymentalnego modelu tętniaka u królika przy użyciu torebki naczyniowej poddanej elastazie. Po wycięciu fragmentu prawego CCA, worek jest traktowany elastazą, a następnie zszywany do lewego CCA w celu przywrócenia przepływu krwi. Powstałe naprężenia na osłabionych ściankach worka indukują powstawanie tętniaka.

Opracowanie eksperymentalnego modelu tętniaka u królika przy użyciu torebki naczyniowej nasączonej elastazą

Modyfikacje histologiczne i biochemiczne po wykluczeniu endoprzeszczepu tętniaka są nadal niejasne. Opisujemy nowy model implantacji endprzeszczepu na tętniaku myszy. Dzięki analizie skrzepliny z utrzymującym się interfejsem krążącego krwiobiegu i bez niego oraz ocenie nowych biomateriałów wewnątrznaczyniowych, model ten pomoże lepiej zrozumieć patobiologię wykluczenia tętniaka wewnątrznaczyniowego.

Nowy mysi model wewnątrznaczyniowej naprawy tętniaka aorty

Mikrochirurgiczne tętniaki ściany bocznej u szczurów powstają w wyniku zespolenia przeszczepu aorty z boku do końca. Przedstawiamy instrukcje krok po kroku i omawiamy szczegóły anatomiczne i chirurgiczne, aby pomyślnie stworzyć eksperymentalnego tętniaka workowatego.

Mikrochirurgiczny model tętniaka ściany bocznej Helsinki Rat

Rozwój i testowanie urządzeń wewnątrznaczyniowych do leczenia tętniaków wewnątrzczaszkowych jest nadal bardzo ważne. Większość stosowanych obecnie modeli tętniaków pomija albo ważne cechy zwyrodniałej ściany tętnicy, albo hemodynamikę prawdziwego rozwidlenia. Dlatego naszym celem było zaprojektowanie nowatorskiego modelu bifurkacji worka tętniczego u królików.

Worek tętniczy Model tętniaka bifurkacji mikrochirurgicznej u królika

Ten protokół opisuje etapy tworzenia modelu królika z dwoma tętniakami trawionymi elastazą o różnej hemodynamice (konstelacja kikuta i bifurkacji). Pozwala to na testowanie nowatorskich urządzeń wewnątrznaczyniowych w tętniakach o różnej angioarchitekturze i warunkach hemodynamicznych w obrębie jednego zwierzęcia.

Stworzenie dwóch tętniaków trawionych elastazą workowatą o różnej hemodynamice u jednego królika

Obecny protokół proponuje stworzenie przetoki tętniczo-żylnej u królików przy użyciu zmodyfikowanej techniki bezdotykowej. Technika polega na zespoleniu bocznym-bocznym tętnicy szyjnej wspólnej i żyły szyjnej zewnętrznej bez preparowania tkanek okołożylnych lub odcinania tętnicy.

Zmodyfikowana technika budowy przetoki tętniczo-żylnej u królików

Chirurgiczne wywołanie niedokrwiennego uszkodzenia mózgu u szczura jest powszechnie stosowanym modelem w badaniach nad udarem. W niniejszej pracy demonstrujemy indukcję ogniskowego niedokrwienia mózgu poprzez zamknięcie tętnicy środkowej mózgu. Przedstawiono również wizualizację powstałego zawału za pomocą barwienia histologicznego oraz obrazowania rezonansem magnetycznym.

Model ogniskowego niedokrwienia mózgu poprzez endowaskularną okluzję tętnicy środkowej mózgu u szczura za pomocą szwu

System Gigantycznych Włókien jest prostym obwodem neuronalnym u dorosłych Drosophila melanogaster, zawierającym największe neurony w organizmie muchy. Opisujemy protokół monitorowania przekaźnictwa synaptycznego w tej ścieżce poprzez rejestrację potencjałów postsynaptycznych w mięśniach grzbietowych podłużnych (DLM) i tergotrochanteralnych (TTM) po bezpośredniej stymulacji interneuronów Gigantycznych Włókien.

Rejestracje elektrofizjologiczne z drogi włókna olbrzymiego D. melanogaster

Przedstawiono metodę sekcji in vivo brzusznego sznura nerwowego (VNC) dorosłego owada Drosophila. Ta konkretna metoda sekcji powoduje niewielkie uszkodzenia VNC, co umożliwia późniejsze znakowanie neuronów włókien olbrzymich barwnikiem fluorescencyjnym w celu uzyskania obrazów o wysokiej rozdzielczości.

Przygotowanie całego preparatu brzusznego sznura nerwowego dorosłej Drosophila do wstrzykiwania barwnika do włókien olbrzymich

Naucz się mikrochirurgicznej techniki tworzenia gigantycznych tętniaków bifurkacji u królików przy użyciu mikroskopii operacyjnej i zaawansowanych technik anastomozowania. Ta metoda umożliwia niezawodną ocenę urządzeń wewnątrznaczyniowych.

Mikrochirurgiczne tworzenie gigantycznych tętniaków bifurkacji u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych

Przeglądaj więcej filmów