Name: Techniki preparacji i histologiczne pobieranie próbek serca w dużych modelach zwierzęcych pod kątem chorób sercowo-naczyniowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-16T13:20:00.000+00:00
Duration: 10 min 53 s
Description: Poznaj standardowe techniki preparacji serca i pobierania próbek histologicznych w dużych modelach zwierzęcych. Ta metoda poprawia powtarzalność badań chorób sercowo-naczyniowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Protokół eksperymentalny otrzymał zgodę bioetyczną (nr 311 z 2022 roku) i został zatwierdzony przez Komisję Bioetyczną Uniwersytetu Nauk Rolniczych i Medycyny Weterynaryjnej w Klużu-Napoce, zgodnie z prawem krajowym (Ustawa nr 43 z 2014 r.) i europejskim (Dyrektywa UE nr 63 z 2010 r.). Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów i instrumentów użytych w tym protokole można znaleźć w Tabeli Materiałów.
1. Protokół sekcji zwłok
UWAGA: Zaleca się, aby ten sam protokół sekcji zwłok był stosowany dla wszystkich prezentowanych gatunków, ze względu na łatwiejszy dostęp, do którego jest on wykonywany2,12. Poniższe kroki reprezentują sekcję zwłok przeprowadzoną u psa średniej wielkości. Dostosuj kroki podczas wykonywania sekcji zwłok na różnych obiektach.
<ol>
	<li>Zważ badany i połóż go na stole do sekcji zwłok po jego lewej stronie (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A). Przystąp do zewnętrznego badania pacjenta (poprzez oględziny i badanie palpacyjne skóry i błony śluzowej, zwracając uwagę na wszystkie zmiany w kolorze, konsystencji i objętości).</li>
	<li>Użyj noża (lub skalpela) i wykonaj nacięcie o długości 7 cm w prawej pachy (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A).</li>
	<li>Zlokalizuj skrzyżowanie koksofowo-obowe (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A,B). Otwórz kapsułkę nożem. Przeciąć więzadło głowy kości udowej (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B).</li>
	<li>Za pomocą noża przedłuż nacięcie skóry w pachowej części czaszki do spojenia żuchwy i doogonowo do krocza (<silna klasa="xfig">Ryc. 1B).</li>
	<li>Usuń skórę skalpelem i odsłoń ścianę klatki piersiowej i brzucha od brzusznej linii środkowej do poziomu wyrostków poprzecznych kręgów (<silna klasa="xfig">Ryc. 1B).</li>
	<li>Za pomocą skalpela i kleszczy utwórz płat przez ścianę brzucha, brzuszno-ogonowy do prawego łuku żebrowego. Otwórz jamę brzuszną nożyczkami - podążaj za ogonowym aspektem prawego podżebrza (<silna klasa = "xfig">Ryc. 1B).</li>
	<li>Przedłuż nacięcie doogonowo wzdłuż prawej okolicy przylędźwiowej, aż do zewnętrznego grzebienia biodrowego. Następnie przedłuż nacięcie aż do pojawienia się linii białej łonowego.</li>
	<li>Pokrótce zbadaj narządy jamy brzusznej in situ (zwracając uwagę na wszelkie zmiany w zmianach koloru, konsystencji, objętości i położenia narządów).</li>
	<li>Za pomocą skalpela i kleszczyków przebij membranę w najwyższym punkcie (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B).</li>
	<li>Dostać się do klatki piersiowej, usuwając prawą klatkę piersiową z dwoma podłużnymi odcinkami za pomocą kleszczy do cięcia kości. Przeciąć przymostkowy segment chrzęstny żeber. Następnie przekrój grzbietowy odcinek żeber, proksymalny do stawów żebrowo-żebrowych (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C).</li>
	<li>Zbadaj serce in situ (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C). Zwróć uwagę na rozmiar, położenie, kolor, połączenia z sąsiednimi tkankami, a po badaniu palpacyjnym wszelkie zmiany w konsystencji9. 
	UWAGA: Jeśli występuje zakrzepica lub wrodzona wada serca, serce musi zostać wypreparowane in situ (takie podejście pozwala na pełne badanie dużych naczyń).</li>
	<li>Za pomocą nożyczek zbadaj i otwórz jamę osierdzia z przekrojem podłużnym od podstawy do wierzchołka serca. Zbadaj jamę osierdzia i nasierdzie (zwracając uwagę na wszelkie zmiany w kolorze, konsystencji i objętości)12.</li>
	<li>Uwolnij serce nożyczkami, uzyskując poprzeczne odcinki aorty, pnia płucnego i obu żył głównych. Przekrój żyły głównej górnej co najmniej 1 cm powyżej wejścia do prawego przedsionka, aby zachować crista terminalis11,13.</li>
	<li>Zbadaj zewnętrzny kontur narządu, wygląd nasierdzia, wygląd mięśnia sercowego na podstawie przezroczystości nasierdzia oraz zewnętrzny wygląd dużych naczyń (<silna klasa="xfig">Rycina 2A). 
	UWAGA: Ogólnie rzecz biorąc, otwarcie i badanie osierdzia wykazuje pewne różnice między gatunkami. Badanie jamy osierdzia rozpoczyna się od zewnętrznej inspekcji i oceny poprzez przezroczystość osierdzia ogólnej zawartości osierdzia1,2. U kota lub psa osierdzie zazwyczaj zawiera około 0,25 ml/kg cienkiego, przezroczystego, przezroczystego do jasnożółtego płynu9. Jeśli występują jakiekolwiek patologiczne wysięki, należy je pobrać za pomocą sterylnej strzykawki lub probówki próżniowej.</li>
</ol>
2. Protokół sekcji
UWAGA: Do serca stosuje się kilka technik sekcji zwłok, z których każda ma kilka zalet. Dla tego protokołu wybrano dwie z najczęściej stosowanych technik: 1) "metodę dopływu-odpływu", która pozwala na lepsze badanie zastawek i wsierdzia i jest protokołem stosowanym dla większości gatunków2,11,12,16, oraz 2) technika "rozwarstwienia czterech komór"/"płaszczyzny echokardiograficznej", zwykle stosowana u kotów lub małych psów1,17.
<ol>
	<li>"Metoda dopływu-odpływu" w rozwarstwieniu serca2,11,12,16
	<ol>
		<li>Umieść serce przedsionkiem skierowanym do góry (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A).</li>
		<li>Użyj nożyczek i bezzębnych kleszczy, aby szeroko przeciąć od żyły głównej ogona wzdłuż prawego przedsionka (<silna klasa="xfig">Ryc. 2B). Kontynuuj cięcie do prawego uszu usznego, aby odsłonić crista terminalis/węzeł zatokowo-przedsionkowy (węzeł SA). Sprawdź zastawkę trójdzielną od strony grzbietowej.</li>
		<li>Wytnij odcinek od prawego przedsionka do połączenia prawej komory z przegrodą międzykomorową (<silna klasa="xfig">Rysunek 2C). Wyświetl prawą zastawkę przedsionkowo-komorową.</li>
		<li>Przekrój ścianę wolną od prawej komory wzdłuż przegrody międzykomorowej. Kontynuuj sekcję aż do początku pnia płucnego (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2C, D).</li>
		<li>Dokładnie zbadaj prawe zastawki przedsionkowo-komorowe, w tym struny ścięgniste i mięśnie brodawkowate (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2D). Przetnij struny ścięgniste.</li>
		<li>Umieść kleszcze w pniu płucnym i przetnij tułów wzdłuż (<silna klasa="xfig">Rysunek 2E). Zbadaj drogę odpływu płuc, pochodzenie pnia płucnego i zastawki półksiężycowate.</li>
		<li>Przeciąć lewe przedsionek od żył płucnych do końca lewej małżowiny usznej (<silna klasa="xfig">Ryc. 2F). Sprawdź zastawkę dwupłatkową (mitralną) od strony grzbietowej.</li>
		<li>Umieść serce z przegrodą międzykomorową skierowaną w dół (<silna klasa="xfig">Ryc. 2F). Wykonaj duże nacięcie w wolnej ścianie komory od podstawy komory do wierzchołka serca. Całkowicie wyświetl lewą zastawkę przedsionkowo-komorową.</li>
		<li>Przeciąć struny ścięgniste guzka lewej zastawki przedsionkowo-komorowej.</li>
		<li>Umieść kleszcze w drodze odpływu lewej komory i użyj jej jako wskazówki do otwarcia aorty (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2G).</li>
		<li>Użyj roztworu soli fizjologicznej, aby usunąć wszystkie skrzepy krwi. Po usunięciu wszystkich skrzepów krwi oceń i porównaj masę serca z masą ciała lub standardowymi tabelami masy serca (Tabela 1)11,13.</li>
		<li>Zważ serce.</li>
		<li>Jeśli punktem zainteresowania jest tylko węzeł SA, po badaniu lewej komory umieść całe serce w 10% neutralnie buforowanej formalinie (NBF) na 24 godziny i przyciąć prawy przedsionek, aby pobrać próbkę crista terminalis. 
		UWAGA: Dzięki tej technice można łatwo docenić lewą i prawą komorę. Stosunek grubości ściany lewej i prawej komory wynosi 3:1, z niewielkimi różnicami w zależności od gatunku i rasy; W przypadku serca płodu zwierzęcego stosunek ten wynosi 1:112.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Protokół pobierania próbek dla histologii16
<ol>
	<li>Za pomocą skalpela wykonaj dwa podłużne, równoległe nacięcia (w odległości około 5 mm od siebie) obejmujące prawy przedsionek, zastawkę trójdzielną i wolną ścianę prawej komory (<silna klasa="xfig">Rysunek 2I)</li>
	<li>Wykonaj dwa równoległe nacięcia podłużne (w odległości około 5 mm od siebie) obejmujące lewy przedsionek, zastawkę mitralną, mięsień brodawkowaty grzbietowy i lewą komorę (<silna klasa="xfig">Rysunek 2H).</li>
	<li>W grzbietowej górnej jednej trzeciej serca przekrój poprzecznie podstawę serca wzdłuż linii, obejmującej przegrodę międzykomorową, prawy przedsionek, aortę, zastawkę aortalną i zastawkę trójdzielną (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2J).</li>
	<li>Wykonaj dwa równoległe cięcia wzdłużne obejmujące podstawę aorty i przegrodę międzykomorową (<silna klasa="xfig">Rysunek 2J).</li>
	<li>Przytnij prawy przedsionek wokół crista terminalis i zapewnij kilka równoległych odcinków zorientowanych poprzecznie na osi podłużnej crista (około 3-4 mm od siebie), aby uzyskać sześć części węzła SA (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 3, <silna klasa = "xfig" > Rysunek 4I i <silna klasa = "xfig" > Rysunek 5H).</li>
	<li>Pobrane tkanki należy przyciąć w kasetach histologicznych. 
	UWAGA: Zalecany protokół blokowania: krok 3.1.-blok histologiczny 1 (<silna klasa="xfig">Rycina 6 pokazuje wynikowy slajd z tego bloku.), krok 3.2.-blok histologiczny 2 (<silna klasa="xfig">Rysunek 7 pokazuje wynikowy slajd z tego bloku), krok 3.4.-blok histologiczny 3 (<silna klasa="xfig">Rysunek 8 pokazuje wynikowy slajd z tego bloku), krok 3.5.-blok histologiczny 4 (<silna klasa="xfig">Rysunek 9 pokazuje wynikowy slajd z tego bloku). </li>
	<li>Zanurz chusteczki w 10% NBF na co najmniej 48 godzin.</li>
</ol>
4. Pobieranie próbek tętnic wieńcowych3,10,14
<ol>
	<li>Użyj kleszczy i skalpela, aby wyciąć tętnice wieńcowe z rowka okołokanałowego serca (<silna klasa="xfig">Rysunek 4K). Zamocuj tętnicę wieńcową na noc w 10% NBF.</li>
	<li>W razie potrzeby odpowiednio odwapnić w mieszaninie 1:1 8% kwasu mrówkowego i kwasu solnego.</li>
	<li>Wykonaj wiele cięć poprzecznych w odstępach co 3 mm. Umieść sekcje w kasecie, a następnie włóż kasetę w 10% NBF do momentu osadzenia. 
	UWAGA: Świnie mogą być używane jako model serca dla ludzi, zwłaszcza jeśli chodzi o chorobę niedokrwienną serca. W związku z tym zaleca się dodatkowe próbki i wycinki histologiczne tętnic wieńcowych3,10,14.</li>
</ol>
5. Technika preparacji serca w "czterech komorach"/"płaszczyźnie echokardiograficznej" class<="xref">1,17
UWAGA: Technika sekcji czterokomorowej polega na cięciu od podstawy do wierzchołka serca w celu uzyskania standardowego widoku1. Technikę "czterokomorową" najlepiej stosować do tkanek utrwalonych.
<ol>
	<li>Umieść całe serce w 10% NBF na co najmniej 48 godzin.</li>
	<li>Po unieruchomieniu serca w 10% NBF przez co najmniej 48 godzin (<silna klasa = "xfig" >Ryc. 10A), umieść dwa bezzębne proste kleszcze preparacyjne, jeden przez jamę czaszki - prawy przedsionek - zastawkę trójdzielną - prawą komorę, a drugi przez żyłę płucną - lewy przedsionek - zastawkę mitralną - lewą komorę (<silna klasa = "xfig">Ryc. 10B).</li>
	<li>Wykorzystaj przestrzeń między ramionami kleszczy jako prowadnicę ostrza tnącego od podstawy do wierzchołka serca (<silna klasa="xfig">Rysunek 10C). Zapewnić dodatkowy przekrój wzdłużny w odległości około 5 mm od przekroju opisanego w kroku 5.2. na segmencie serca, który obejmuje aortę.</li>
	<li>Z nacięciem poprzecznym całkowicie oddziel podstawę serca od wierzchołka. Umieść każdy segment tkanki w kasecie histologicznej. 
	UWAGA: Zalecany protokół blokowania: blok wierzchołkowo-histologiczny serca 5 (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 11A pokazuje wynikowy slajd z tego bloku), sercowy blok histologiczny podstawy 6 (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 11B pokazuje wynikowy slajd z tego bloku).</li>
	<li>Umieść kasety w 10% NBF do momentu osadzenia. Utrwal wszystkie próbki serca w 10% NBF (ponad 10 razy objętość tkanki), rutynowo przetwarzaj je w wosku parafinowym, sekcji o grubości 4 μm i zabarwiaj hematoksyliną i barwnikiem eozyny (barwienie H&E) zgodnie z wcześniej opisanym protokołem10. 
	UWAGA: W przypadku podejrzenia zapalenia mięśnia sercowego, "fragment świeżej tkanki serca powinien być przechowywany w sterylnych warunkach ze sterylnym materiałem chirurgicznym i sterylnym pojemnikiem na próbki do badań mikrobiologicznych i wirusowych"13.</li>
</ol>
6. Dokumentacja fotograficzna
UWAGA: Dokumentacja fotograficzna jest opcjonalnym krokiem w badaniu sekcji zwłok. Jednak fotografia i nagrania wideo są niezbędne, aby mieć "dokładną dokumentację normalnej i nieprawidłowej anatomii"3.
<ol>
	<li>Aby uzyskać prawidłową dokumentację fotograficzną, wykonaj zdjęcia cyfrowe podczas wykonywania "postępującej sekcji tkanek serca"13. Zapoznaj się z wytycznymi dotyczącymi dokumentacji fotograficznej i photograph15 ogólny widok przedni i tylny; kawałek serca; i wszelkie podejrzewane zmiany chorobowe.</li>
</ol>

<ol><li>Ashworth, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAshworth%2C+M+%22Pathology+of+Heart+Disease+in+the+Fetus%2C+Infant+and+Child%3A+Autopsy%2C+Surgical+and+Molecular+Pathology%22">Pathology of Heart Disease in the Fetus, Infant and Child: Autopsy, Surgical and Molecular Pathology</a>. , Cambridge University Press. Cambridge. (2019).</li>
<li>Barone, R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarone%2C+R+%22Anatomie+Compar%C3%A9e+des+Mammif%C3%A8res+Domestiques%3A+Angiologie%22">Anatomie Comparée des Mammifères Domestiques: Angiologie</a>. Vigot, , Lyon. (2011).</li>
<li>Basso, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+autopsy+investigation+of+sudden+cardiac+death%3A+2017+update+from+the+Association+for+European+Cardiovascular+Pathology%5BTitle%5D)+AND+%22Virchows+Archiv%22%5BJournal%5D)">Guidelines for autopsy investigation of sudden cardiac death: 2017 update from the Association for European Cardiovascular Pathology.</a> Virchows Archiv. 471 (6), 691-705 (2017).</li>
<li>Bishop, S. P. Chapter 37 - Necropsy Techniques for the Heart and Great Vessels. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBishop%2C+SP+%22Textbook+of+Canine+and+Feline+Cardiology%3A+Principles+and+Clinical+Practice%2C.2nd+ed%22">Textbook of Canine and Feline Cardiology: Principles and Clinical Practice,.2nd ed</a>. Fox, P. R., Sisson, D., Moïse, N. S. , W. B. Saunders. Philadelphia, PA. 846-848 (1999).</li>
<li>Joseph, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ratio+between+the+heart-weight+and+body+weight+in+various+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">The ratio between the heart-weight and body weight in various animals.</a> Journal of Experimental Medicine. 10 (4), 521-522 (1908).</li>
<li>Keenan, C. M., Vidal, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standard+morphologic+evaluation+of+the+heart+in+the+laboratory+dog+and+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicologic+Pathology%22%5BJournal%5D)">Standard morphologic evaluation of the heart in the laboratory dog and monkey.</a> Toxicologic Pathology. 34 (1), 67-74 (2006).</li>
<li>Latimer, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variability+in+body+and+organ+weights+in+the+newborn+dog+and+cat+compared+with+that+in+the+adult%5BTitle%5D)+AND+%22The+Anatomical+Record%22%5BJournal%5D)">Variability in body and organ weights in the newborn dog and cat compared with that in the adult.</a> The Anatomical Record. 157 (3), 449-456 (1967).</li>
<li>Lee, J. C., Taylor, F. N., Downing, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+ventricular+weights+and+geometry+in+newborn%2C+young%2C+and+adult+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">A comparison of ventricular weights and geometry in newborn, young, and adult mammals.</a> Journal of Applied Physiology. 38 (1), 147-150 (1975).</li>
<li>McDonough, S. P., Southard, T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcDonough%2C+SP+%22Necropsy+Guide+for+Dogs%2C+Cats%2C+and+Small+Mammals%22">Necropsy Guide for Dogs, Cats, and Small Mammals</a>. , John Wiley & Sons. 9(2016).</li>
<li>Prophet, E. B., Mills, B., Arrington, J. B., Sobin, L. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aProphet%2C+EB+%22Laboratory+Methods+in+Histotechnology%22">Laboratory Methods in Histotechnology</a>. , Armed Forces Institute of Pathology-American Registry of Pathology. Washington, DC. 29-58 (1992).</li>
<li>Robinson, W. F., Robinson, N. A. Chapter 1 - Cardiovascular System. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRobinson%2C+WF+%22Jubb%2C+Kennedy+%26+Palmer%27s+Pathology+of+Domestic+Animals%2C+6th+ed%22">Jubb, Kennedy & Palmer's Pathology of Domestic Animals, 6th ed</a>. Grant Maxie, M., Saunders, W. B. 3, 12-49 (2016).</li>
<li>Tabaran, A. F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTabaran%2C+AF+%22Autopsie+et+Medecine+Legale%3A+Guide+de+Travaux+Pratiques%22">Autopsie et Medecine Legale: Guide de Travaux Pratiques</a>. , Academic Press. 21-86 (2020).</li>
<li>Autopsypathology.net. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://autopsypathology.net/wpcontent/uploads/2016/02/rcpath_cardiacdeath_jul2015.pdf">http://autopsypathology.net/wpcontent/uploads/2016/02/rcpath_cardiacdeath_jul2015.pdf</a> (2021).</li>
<li>Pathology.ucla.edu. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://pathology.ucla.edu/workfiles/Education/Residency%20Program/Gross%20Manual/Endomyocardial%20Biopsy%20(EMB).pdf">http://pathology.ucla.edu/workfiles/Education/Residency%20Program/Gross%20Manual/Endomyocardial%20Biopsy%20(EMB).pdf</a> (2021).</li>
<li>Arbeitsgruppen Sudden Cardiac Death. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.sgrm.ch/medizin/arbeitsgruppen/sudden-cardiac-death.html">http://www.sgrm.ch/medizin/arbeitsgruppen/sudden-cardiac-death.html</a> (2021).</li>
<li>Toxpath.org. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.toxpath.org/Trimming-N-Collection-Training.asp">https://www.toxpath.org/Trimming-N-Collection-Training.asp</a> (2021).</li>
<li>YouTube.com. , Available from: 
 <a target="_blank" href="httpswwwyoutubecomwatchvxkJ2WGqi2Qw&t2494s">httpswwwyoutubecomwatchvxkJ2WGqi2Qw&t2494s</a> (2021).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podczas wykonywania obecnego protokołu należy dokładnie rozważyć kilka krytycznych kroków, aby uzyskać spójne wyniki. U młodych zwierząt pomiary serca różnią się od tych u dorosłych (w tym grubość ścianki komory) i ogólnie rzecz biorąc, serce stanowi większą część masy ciała11,12. Stopień przerostu komór można określić ilościowo, stosując ogólny wzór na masę, stosunek między lewą komorą a przegrodą podzielony przez masę wolnej prawej komory, który w normalnych wa...

Ze względu na skomplikowaną anatomię i wczesny rygor, który może przeszkadzać w ocenie grubości ściany serca, ogólne badanie serca jest trudne i podatne na kilka błędów związanych z techniką lub interpretacją. Jest to wzmocnione przez międzygatunkowe różnice morfologiczne oraz przez fakt, że wiele klinicznych, głównych patologii serca (w tym wczesne przypadki choroby niedokrwiennej serca, zwłóknienia, zapalenia tętnic i amyloidozy) nie jest związanych z żadnymi rażącymi zmianami, będącymi w istocie patologiami histologicznymi. Ustandaryzowany protokół sekcji i pobierania próbek histologicznych może zapewnić spójność między obserwatorami, a jednocześnie porównywalność i odtwarzalność badań eksperymentalnych nad chorobami sercowo-naczyniowymi.
Próbki pobrano od dwóch psów (Canis lupus familiaris) (3-letniego, męskiego buldoga francuskiego i 8-letniej samicy rasy mieszanej), kota (Felis catus) (6-letniego, samca europejskiego krótkowłosego), świni domowej (Sus scrofa domesticus) (1-letniego, samca Dużego Białego) i krowy (Bos taurus) (2-miesięczna samica rasy holsztyńskiej). Każdy z wybranych gatunków ma szczególne zastosowanie jako model sercowo-naczyniowy dla innej choroby; Na przykład psy są preferowanym modelem do modelowania arytmii; koty są preferowane w przypadku kardiomiopatii przerostowej (HCM), ponieważ jest to gatunek o największej częstości występowania HCM; świnie są używane jako model ostrego zawału mięśnia sercowego; A przeżuwacze są używane jako model zatrucia ze względu na ich narażenie na toksyny, które można łatwo znaleźć na łąkach11.
W tym manuskrypcie przedstawiono jeden protokół sekcji zwłok i dwa protokoły sekcji serca, mające na celu poprawę ogólnego i histologicznego badania serca w eksperymentalnych chorobach sercowo-naczyniowych. Opisane protokoły zostały opracowane w oparciu o informacje z podręczników weterynaryjnych1,2,4,5,6,7,8,9,10,11,12, czasopismo literature3,13,14, oficjalne dokumenty15, oraz webinars16,17. Próbki użyte w tym badaniu zostały pobrane ze zwłok przesłanych do Wydziału Patologii USAMV Cluj-Napoca w celu rutynowej diagnostyki autopsyjnej.

<table><tbody><tr><td>0,9% roztwór soli fizjologicznej</td><td>B. BRAUN MELSUNGEN AG</td><td></td> W04479004 <td>Do mycia całej krwi i skrzepów krwi z serca.</td></tr><tr><td>10% neutralna buforowana formalina (NBF)</td><td>&nbsp; Q Path</td><td>11699404</td><td>Materiały do pobierania próbek histopatologicznych.</td></tr><tr><td>Kleszczyki do cięcia kości</td><td>HELEN SRL</td><td>LS109HV</td><td>Solidny instrument do cięcia kości.</td></tr><tr><td>Deska do krojenia</td><td>Ambition</td><td>86304</td><td>Dla łatwiejszej manipulacji i cięcia narządów.</td></tr><tr><td>Roztwór odwapniający</td><td>Thermo Scientific TBD-2</td><td>6764004</td><td>mieszanina 1:1 8% kwasu mrówkowego i kwasu solnego.</td></tr><tr><td>Aparat cyfrowy</td><td>Canon Inc.</td><td>PowerShot SX540 HS</td><td>Do dokumentacji fotograficznej i filmowej.</td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>MKD-Medicale</td><td>15-430</td><td>Narzędzia preparacyjne.</td></tr><tr><td>Kasety histologiczne</td><td>&nbsp; Q Path</td><td>720-2215</td><td>Materiały do pobierania próbek histopatologicznych. Wymiary: 3 &times; 2,5 &times; 0,4 cm</td></tr><tr><td>Nóż</td><td>TEHNO FOOD COM SERV SRL</td><td>D2006/15</td><td>Ostre ostrze do cięcia tkanek miękkich.</td></tr><tr><td>Rękawice lateksowe</td><td>MKD-Medicale</td><td>SANTEX-S Sprzęt</td><td>ochronny.</td></tr><tr><td>Maska</td><td>MKD-Medicale</td><td>21221</td><td>Sprzęt ochronny.</td></tr><tr><td>Szalki</td><td>Petriego MKD-Medicale</td><td>0598-1V</td><td>Materiały do pobierania próbek do badań pomocniczych.</td></tr><tr><td>Pojemniki plastikowe</td><td>Corning Gosselin</td><td>TP200-02</td><td>Materiały do pobierania próbek histopatologicznych.</td></tr><tr><td>Waga</td><td>ESPERANZA</td><td>MEEKS008</td><td>Do ważenia narządów.</td></tr><tr><td>Skala</td><td>White Deals</td><td>72</td><td>Do ważenia badanych.</td></tr><tr><td>Skalpel</td><td>MKD-Medicale</td><td>10322E</td><td>Ostre ostrze do cięcia tkanek miękkich.</td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>MKD-Medicale</td><td>13-260</td><td>Narzędzia do preparacji.</td></tr><tr><td>Scrub</td><td>MKD-Medicale</td><td>410100-52</td><td>Sprzęt ochronny.</td></tr><tr><td>Strzykawki</td><td>MKD-Medicale</td><td>10573EU</td><td>Materiały do pobierania próbek do badań pomocniczych.</td></tr></tbody></table>

techniki preparacji i histologiczne pobieranie próbek serca w dużych modelach zwierzęcych pod kątem chorób sercowo-naczyniowych

Dissection Techniques and Histological Sampling of the Heart in Large Animal Models for Cardiovascular Diseases

Standardowe badanie brutto i pobieranie próbek są kluczowymi elementami odtwarzalności i sukcesu eksperymentalnych badań chorób sercowo-naczyniowych przeprowadzanych na dużych zwierzętach. Biorąc pod uwagę złożoną anatomię serca, różnice międzygatunkowe oraz rodzaje reakcji kompensacyjnych i patologicznych, spójne protokoły są trudne do wdrożenia. Wykorzystanie wielu protokołów preparacji jest zwykle dostosowywane do doświadczenia prosektora, a osobiste preferencje nadal są źródłem zmienności eksperymentalnej i międzyobserwacyjnej. W niniejszej pracy przedstawiono główne cechy anatomiczne i punkty orientacyjne, protokoły preparacji i standardy histologicznego pobierania próbek serca u niektórych powszechnie stosowanych gatunków (w tym psów, świń, przeżuwaczy i kotów) jako modeli chorób sercowo-naczyniowych.
Tutaj przedstawione są dwa standardowe protokoły egzaminu brutto. Po pierwsze, metoda dopływu-odpływu, która podąża za fizjologicznym kierunkiem przepływu krwi przez serce i duże naczynia krwionośne (często stosowana u psów, przeżuwaczy i świń), a po drugie, technika czterokomorowej sekcji (na przykładzie kotów). Obie techniki można dostosować do dowolnego gatunku w pewnych warunkach eksperymentalnych. Protokoły pobierania próbek obejmują wszystkie obszary zainteresowania (węzeł zatokowo-przedsionkowy, komory, przegroda międzykomorowa, przedsionki, zastawki i aorta), a jeśli są prawidłowo przeprowadzone, poprawiają zarówno odtwarzalność, jak i wiarygodność badań eksperymentalnych.

Niniejszy protokół został zastosowany w celu wizualizacji cech anatomicznych oraz pobrania próbek do badania histologicznego serca u czterech różnych gatunków (psa, kota, świni i krowy). Protokół sekcji powtórzono u każdego z wyżej wymienionych gatunków, lecz zilustrowano go jedynie na przykładzie psów. Protokół sekcji rozpoczyna się od szczegółowego badania zewnętrznego ciała (Rysunek 1A) (obejmującego skórę, dostępne węzły chłonne i błony śluzowe powierzchni zewnętrzne), pomiaru całkowitej...

Ze względu na skomplikowaną anatomię, konsekwentnie powtarzalny protokół sekcji i pobierania próbek sercowych może być trudny do wdrożenia. W niniejszym manuskrypcji przedstawiono kluczowe elementy niektórych standardowych protokołów rozwarstwiania serca, podkreślając zarówno ogólne podejścia do badania, jak i miejsca pobierania próbek powszechnie stosowane w badaniu histopatologicznym.

Techniki preparacji i histologiczne pobieranie próbek serca w dużych modelach zwierzęcych pod kątem chorób sercowo-naczyniowych

The standard gross examination and sampling are key elements in the reproducibility and success of experimental studies of cardiovascular diseases carried ...

Różnice strukturalne w sercu między gatunkami i osobnikami, a także rozbieżności w literaturze wymagają dogłębnego zrozumienia anatomii serca i przestrzegania ścisłej metodologii. Technika ta może poprawić jednorodność obserwatorów oraz zwiększyć porównywalność i odtwarzalność eksperymentalnych badań nad chorobami sercowo-naczyniowymi. Osoba, która nie jest zaznajomiona z tą techniką, może mieć trudności z identyfikacją wszystkich składników serca.Polecam poświęcić trochę czasu na zapoznanie się z anatomią serca. Ponieważ złożona anatomia serca jest trudna do zrozumienia, wymagana jest wizualna prezentacja metody. Na początek zważ badane zwierzę przed umieszczeniem go na stole do sekcji zwłok po jego lewej stronie.Następnie przeprowadź zewnętrzne badanie obiektu, sprawdzając i dotykając skóry i błony śluzowej, odnotowując wszystkie zmiany w kolorze, konsystencji i objętości. Następnie za pomocą noża wykonaj ostre siedmiocentymetrowe nacięcie w prawej pachy. Po zlokalizowaniu połączenia koksyfowo-udowego otwórz kapsułkę nożem i przetnij więzadło głowy kości udowej.Przedłuż nacięcie skóry pod pachą czaszki do spojenia żuchwy i doogonowo do dzwonka. Usuń skórę skalpelem, odsłaniając ścianę klatki piersiowej i brzucha od brzusznej linii środkowej do poziomu wyrostków poprzecznych kręgów. Następnie za pomocą skalpela i kleszczy utwórz płat przez ścianę brzucha, brzuszno-ogonowy do prawego łuku żebrowego.Następnie, podążając za ogonowym aspektem prawego podżebrza, otwórz jamę brzuszną nożyczkami. Kontynuuj rozciąganie nacięcia doogonowo wzdłuż prawego obszaru przylędźwiowego, aż do zewnętrznego grzebienia biodrowego. Następnie przedłuż nacięcie aż do pojawienia się linii białej i pokrótce zbadaj narządy jamy brzusznej in situ, aby zauważyć wszelkie zmiany w ich kolorze, konsystencji, objętości i położeniu.Następnie za pomocą skalpela i kleszczyków nakłuj przeponę w najwyższym punkcie. Następnie za pomocą kleszczy do cięcia kości usuń prawą klatkę piersiową, najpierw przecinając segment chrzęstny przymostkowy, a następnie grzbietowy odcinek żeber proksymalnie do stawów żebrowo-żebrowych. Zbadaj serce in situ, aby zauważyć jego wielkość, kolor, położenie i połączenia z sąsiednimi tkankami.Zwróć również uwagę na wszelkie zmiany w konsystencji za pomocą badania palpacyjnego. Następnie za pomocą nożyczek otwórz jamę osierdzia przekrojem podłużnym od podstawy do wierzchołka serca. Zbadaj jamę osierdzia i nasierdzie pod kątem zmian koloru, konsystencji i objętości.Następnie za pomocą nożyczek uwolnij serce, przecinając żyłę główną górną co najmniej jeden centymetr powyżej wejścia do prawego przedsionka, zachowując crista terminalis i uzyskując poprzeczne odcinki aorty, tułowia płucnego i obu żył głównych. Zbadaj zewnętrzny kontur narządu, wygląd nasierdzia, wygląd mięśnia sercowego przez przezroczystość nasierdzia oraz zewnętrzny wygląd dużych naczyń. Aby wykonać metodę dopływu-odpływu do rozwarstwienia serca, należy umieścić serce przedsionkiem skierowanym do góry i za pomocą nożyczek i bezzębnych kleszczy szeroko przeciąć od żyły głównej ogona do prawego przedsionka.Po przecięciu serca do prawego wyrostka usznego w celu odsłonięcia crista terminalis lub węzła zatokowo-przedsionkowego, należy sprawdzić zastawkę trójdzielną od strony grzbietowej. Następnie, przecinając odcinek od prawego przedsionka do połączenia prawej komory z przegrodą śródkomorową, wyświetl prawą zastawkę przedsionkowo-komorową. Następnie przekrój ścianę wolną prawej komory wzdłuż przegrody śródkomorowej aż do początku pnia płucnego.Po dokładnym zbadaniu prawych zastawek przedsionkowo-komorowych, w tym strun ścięgnistych i mięśni brodawkowatych, przeciąć struny ścięgniste. Następnie umieść kleszcze wzdłuż pnia płucnego i przetnij tułów wzdłużnie, aby zbadać drogę odpływu płuc, pochodzenie pnia płucnego i zastawki półksiężycowate. Aby sprawdzić zastawkę dwupłatkową od strony grzbietowej, przetnij lewe przedsionek od żył płucnych do końca lewej małżowiny usznej.Następnie umieść serce z przegrodą międzykomorową skierowaną w dół i wykonaj duże nacięcie w wolnej ścianie komory od podstawy komory do wierzchołka serca. Następnie przetnij struny ścięgniste guzka lewej zastawki przedsionkowo-komorowej. Na koniec otwórz aortę, umieszczając kleszcze przez drogę odpływu lewej komory.Użyj soli fizjologicznej, aby usunąć wszystkie skrzepy krwi i zważyć serce. Aby pobrać próbki do histologii, najpierw wykonaj dwa równoległe nacięcia podłużne, oddalone od siebie o około pięć milimetrów, skalpelem obejmującym prawy przedsionek, zastawkę trójdzielną i wolną ścianę prawej komory. Następnie wykonaj dwa podobne równoległe cięcia obejmujące lewy przedsionek, zastawkę mitralną, mięsień brodawkowaty grzbietowy i lewą komorę.W grzbietowej górnej jednej trzeciej serca przekrój poprzecznie podstawę serca wzdłuż linii, w tym przegrodę międzykomorową, prawe przedsionek, aortę, zastawkę aortalną i zastawkę trójdzielną. I wykonaj dwa równoległe podłużne nacięcia obejmujące podstawę aorty i przegrodę międzykomorową. Następnie przytnij prawy przedsionek wokół crista terminalis.Aby uzyskać sześć kawałków węzła zatokowo-przedsionkowego, wykonaj kilka równoległych odcinków oddalonych od siebie o około trzy do czterech milimetrów, zorientowanych poprzecznie na osi podłużnej crista. Następnie należy przyciąć uzyskane tkanki w kasetach histologicznych i zanurzyć tkanki w 10% neutralnej buforowanej formalinie na co najmniej 48 godzin. Aby pobrać próbkę tętnic wieńcowych, użyj kleszczy i skalpela, aby wypreparować tętnice wieńcowe z rowka okołokolnego i umocować je w 10% neutralnej buforowanej formalinie na noc.W razie potrzeby odwapnić tkankę w mieszaninie jeden do jednego 8% kwasu mrówkowego i kwasu solnego. Następnie wykonaj kilka poprzecznych nacięć w odległości około trzech milimetrów od siebie. Umieść skrawki w kasecie histologicznej i umieść kasetę w 10% neutralnej buforowanej formalinie w celu zatopienia.Po utrwaleniu serca w 10% neutralnej buforowanej formalinie przez co najmniej 48 godzin, umieść dwie bezzębne proste kleszcze preparacyjne. Jeden przez jamę czaszki, prawy przedsionek, zastawkę trójdzielną i prawą komorę. A drugi przez żyłę płucną, lewe przedsionek, zastawkę mitralną i lewą komorę.Wykorzystując przestrzeń między kleszczami jako wskazówkę, użyj ostrza tnącego, aby przeciąć od podstawy do wierzchołka serca. W odległości około pięciu milimetrów od siebie odetnij kolejny podłużny odcinek segmentu serca, który obejmuje aortę. Następnie całkowicie oddziel podstawę serca od wierzchołka.Po umieszczeniu każdego segmentu tkanki w kasecie histologicznej, umieść kasety w 10% neutralnej buforowanej formalinie aż do zatopienia. Protokół ten umożliwił udaną wizualizację zewnętrznych cech i wewnętrznych struktur serca. Korzystając z tej techniki, próbki tkanki serca mogą być z powodzeniem pobierane do badań histologicznych od różnych zwierząt, takich jak psy i koty.Zawsze bądź ostrożny podczas uwalniania serca, ponieważ może to uszkodzić niektóre interesujące Cię struktury. A także podczas preparowania, pobierania i osadzania węzła zatokowo-przedsionkowego. Chociaż metoda ta została stworzona do diagnozowania modelowania arytmii, kardiomiopatii przerostowej, zawału mięśnia sercowego i zatrucia serca, może być stosowana do diagnozowania każdego stanu serca.

dissection-techniques-histological-sampling-heart-large-animal-models

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Większość badań z udziałem aparatu Langendorffa wykorzystuje małe modele zwierzęce ze względu na zwiększoną złożoność systemów dla większych ssaków. Opisujemy system Langendorffa dla dużych modeli zwierzęcych, który pozwala na zastosowanie go u różnych gatunków, w tym ludzi, i stosunkowo łatwe pozyskiwanie danych.

Izolowany działający system serca dla dużych modeli zwierzęcych

Patologia aorty może prowadzić do ciężkiej zachorowalności i śmiertelności, dlatego uzasadnione są badania nad progresją choroby i potencjalnymi terapiami. W tym miejscu przedstawiamy protokół izolacji i wycięcia mysiej aorty, aby pomóc naukowcom w badaniu chorób sercowo-naczyniowych.

izolacja i wycięcie aorty mysiej; Wszechstronna technika w badaniu chorób sercowo-naczyniowych

Izolowane modele pracującego serca mogą być używane do pomiaru wpływu warunków obciążenia, tętna i leków na wydajność mięśnia sercowego i zużycie tlenu. Opisano metody przygotowania modelu pracy lewego serca gryzonia, który pozwala na badanie wydolności skurczowej i rozkurczowej oraz zużycia tlenu w różnych warunkach.

Model pracującego serca gryzoni do badania wydajności mięśnia sercowego i zużycia tlenu

Badanie echokardiograficzne jest często stosowane u myszy. W tym celu opracowano drogie urządzenia ultrasonograficzne o wysokiej rozdzielczości. Protokół ten opisuje niedrogą procedurę echokardiograficzną połączoną z histologicznymi analizami morfometrycznymi w celu określenia morfologii serca.

Echokardiograficzne i histologiczne badanie morfologii serca u myszy

Celem tego badania było ustalenie metody badania dynamiki serca za pomocą translacyjnego modelu zwierzęcego. Opisane podejście eksperymentalne obejmuje optokardiografię podwójnej emisji w połączeniu z badaniem elektrofizjologicznym w celu oceny aktywności elektrycznej w izolowanym, nienaruszonym modelu serca świni.

Badania optokardiograficzne i elektrofizjologiczne serca perfundowanego ex vivo Langendorffem

Ten protokół przedstawia zbiór sarkomerów, wapnia i makroskopowych danych geometrycznych z aktywnie kurczącego się trabecula serca ex vivo. Te równoczesne pomiary są możliwe dzięki integracji trzech modalności obrazowania.

Jednoczesne obrazowanie w jasnym polu, fluorescencji i optycznej koherentnej tomografii kurczących się beleczków serca ex vivo

Terapia genowa mięśnia sercowego w chorobie niedokrwiennej serca jest bardzo obiecująca dla przyszłych terapii. W tym miejscu przedstawiamy duży model zwierzęcy do oceny skuteczności terapii genowej w niedokrwiennym sercu.

Duży model zwierzęcy do oceny skuteczności terapii genowej w chorobie niedokrwiennej serca

Tutaj prezentujemy protokół uzyskiwania wysokiej rozdzielczości obrazów mikrotomografii komputerowej zdrowych i patologicznych całych serc dużych ssaków z selektywnym wzmocnieniem kontrastu.

Techniki przygotowania tkanek do obrazowania mikrotomografii komputerowej ze wzmocnieniem kontrastowym modeli serca dużych ssaków z chorobami przewlekłymi

Ten protokół przedstawia kompleksowy potok do analizy próbek pobranych z ludzkich serc, które obejmują mikroskopijne i makroskopowe skale.

Rurociąg do wieloskalowych trójwymiarowych badań anatomicznych ludzkiego serca

Tutaj opisujemy protokół do wykorzystania w czterowymiarowym obrazowaniu ultrasonograficznym in vivo i obrazowaniu spektrometrii mas ex vivo do oceny biomechanicznych i biomolekularnych zmian w mysim układzie sercowo-naczyniowym. Technika ta jest stosowana do analizy przebudowy serca w chirurgicznie wywołanym zawale mięśnia sercowego i zmianach naczyniowych u starzejących się zwierząt.

Multimodalne badanie przebudowy układu sercowo-naczyniowego u myszy: czterowymiarowe obrazowanie ultrasonograficzne i spektrometria mas

Poznaj standardowe techniki preparacji serca i pobierania próbek histologicznych w dużych modelach zwierzęcych. Ta metoda poprawia powtarzalność badań chorób sercowo-naczyniowych.

Techniki preparacji i histologiczne pobieranie próbek serca w dużych modelach zwierzęcych pod kątem chorób sercowo-naczyniowych

Przeglądaj więcej filmów