Name: Synteza nanożeli reagujących na bodźce przy użyciu wodnego jednoetapowego sieciowania i konanopolimeryzacji (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-01-24T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 26 s
Description: Poznaj metodę syntezy nanożeli z białkami poniżej 100 nm w jednym kroku sieciowania i konanopolimeryzacji w warunkach wodnych. Technika zachowuje integralność biologicznego ładunku bez stosowania agresywnych rozpuszczalników.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Wydziałowi Chemii Imperial College London oraz Instytutowi Nauk Przyrodniczych Rady Badań Medycznych za ich wsparcie.

1. Synteza sieciowania responsywnego na utlenianie-redukcję
<ol>
	<li>Do 3 ml bezwodnego dichlorometanu dodać chlorowodorek 2-aminoetylometakrylanu (44,79 mg, 0,270 mmol) oraz 0,063 ml trietyloaminy i mieszać przez 20 min w obojętnej atmosferze N22 gaz w kolbie okrągłodennej o pojemności 25 ml.</li>
	<li>Rozpuścić kwas 4,7,10,13,16,19,22,25,32,35,38,41,44,47,50,53-heksadekaoksa-28,29-ditiapentakontanodioik di-Nestert sukkynimidylowy (100 mg, 0,045 mmol) w 1 ml bezwodnego dichlorometanu i dodać do kolby.</li>
	<li>Do kolby należy dodać 4 ml bezwodnego dichlorometanu. Kolbę reakcyjną należy owinąć folią aluminiową i pozostawić do mieszania w atmosferze N2.2 w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Potwierdzić powstanie produktu za pomocą chromatografii cienkowarstwowej. Upewnić się, że zastosowano prawidłowe wzorce dla materiału wyjściowego podczas potwierdzania powstania produktu tą metodą.
	<ol>
		<li>Chromatografia cienkowarstwowa jest metodą opartą na powinowactwie, stosowaną do oddzielania pożądanych związków z mieszaniny poreakcyjnej. W tym przypadku w jakość fazy stacjonarnej należy wykorzystać silnie polarną i adsorpcyjną płytkę krzemionkową. Próbkę materiału wyjściowego oraz próbkę mieszaniny poreakcyjnej należy nanieść na jeden koniec płytki krzemionkowej, a następnie umieścić płytkę pionowo w zamkniętym szklanym zlewce z eluentem (faza ruchoma: 5% metanol: dichlorometan).</li>
		<li>Pod wpływem sił kapilarnych faza ruchoma przemieszcza się w górę płytki krzemionkowej, a związki z próbki migrują na różne odległości w zależności od ich powinowactwa do fazy stacjonarnej i ruchomej. Gdy czoło rozpuszczalnika przekroczy 3/4th płyty, wyjmij płytę i osusz ją. Rozdzielone związki widoczne są jako plamy na płycie. Wyznacz współczynnik retencji (Rf) pożądanego związku jako stosunek drogi przebytej przez związek do drogi przebytej przez rozpuszczalnik. Tutaj Rf produktu wynosił 0,35. Do wizualizacji plam można wykorzystać światło UV lub barwienie (nadmanganian potasu).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zagęść mieszaninę in vacuo i oczyścić za pomocą szybciej płynącej chromatografii kolumnowej (izokratyczna mieszanina 5% metanolu w dichlorometanie)36Nanieś mieszaninę reakcyjną na górę kolumny szklanej wypełnionej krzemionką (faza stacjonarna), a następnie eluuj układem rozpuszczalników (faza ruchoma).36Zbierz wszystkie frakcje i przeprowadź analizę metodą TLC, aby odróżnić frakcje produktu, korzystając z wcześniej wyznaczonej wartości Rf.f wartość</li>
	<li>Skoncentruj oczyszczone frakcje poprzez odparowanie rozpuszczalnika za pomocą rotacyjnego odparowacza (temperatura: 40 °C), ustawić ciśnienie próżni na ciśnienie atmosferyczne, aby w pierwszej kolejności usunąć dichlorometan o niższej temperaturze wrzenia. Gdy poziom rozpuszczalnika przestanie opadać, ustawić ciśnienie próżni na 337 mbar, aby usunąć metanol i otrzymać bladożółty olej, który zostanie następnie poddany dalszej charakterystyce w celu potwierdzenia powstania produktu37.</li>
	<li>Przeprowadzenie analizy w podczerwieni w przekształceniu Fouriera (FT-IR)38, 1H NMR (w zdeuteryzowanym dimetylosulfoksydzie (DMSO-d6))39, 13NMR węgla (13C NMR)39 or desorpcję/jonizację laserową wspomaganą matrycą z analizą czasu przelotu (MALDI-ToF)40 analiza w celu potwierdzenia powstania produktu przed wykonaniem kolejnych kroków.
	<ol>
		<li>Do analizy FT-IR należy nanieść 1 mg oleju na urządzenie w celu uzyskania widm.</li>
		<li>Do analiz NMR należy ponownie rozpuścić 10 mg produktu w 0,75 ml odpowiedniego rozpuszczalnika do NMR, przenieść do probówki NMR i szczelnie zamknąć, aby zapobiec wyciekowi. Następnie próbkę wprowadza się do spektrometru NMR w celu zarejestrowania widm.39.</li>
		<li>Do analizy spektrometrycznej należy umieścić 1 mg produktu w fiolce, rozpuścić w DMSO i wprowadzić do urządzenia. 
		UWAGA: Analiza w podczerwieni dostarcza informacji na temat kluczowych grup funkcyjnych w pożądanym produkcie, a mianowicie drgań rozciągających grupy karbonylowej (C=O), zidentyfikowanych poprzez ostry pik przy 1650 cm⁻¹-1 wskazuje na powstanie wiązania amidowego, podkreślając tym samym tworzenie się produktu. 1widmo 1H NMR i 13${}^{13}\text{C}$ dostarcza informacji o środowiskach chemicznych, dzięki czemu może być wykorzystywany do określenia składu chemicznego pożądanego produktu poprzez identyfikację środowisk chemicznych obecnych w związku. Na koniec zastosowanie spektrometrii mas pozwala zweryfikować dokładną masę pożądanego produktu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Test rozszczepiania sieciującego dwusiarczkowego za pomocą glutationu
<ol>
	<li>Inkubować sieciujący czynnik dwusiarczkowy (do stężenia końcowego 4,55 mg/mL) z reduktorem glutationem (końcowe [GSH]: 10 mM), do końcowej objętości 1 mL, przez 24 h w szklanej fiolce o pojemności 1,5 mL.</li>
	<li>Aby potwierdzić rozszczepienie łącznika dwusiarczkowego, poddać zawartość fiolki analizie MALDI-ToF26,40.</li>
</ol>
3. Synteza nanogelu reagującego na utlenianie-redukcję
<ol>
	<li>Należy upewnić się, że całe szkło używane do reakcji jest wolne od kurzu, myjąc je filtrowaną (0,20 µm) wodą dejonizowaną, a następnie susząc sprężonym powietrzem dostępnym z przyłącza sprężonego powietrza z boku dygestorium. Do wylotu sprężonego powietrza należy przymocować bezpieczną dyszę w celu ułatwienia dostępu. Mocno trzymać fiolkę i umieścić w niej dyszę. Aktywować sprężone powietrze, wpuszczając kontrolowany strumień do fiolki. Obserwować proces, aby zapewnić skuteczne suszenie, sprawdzając, czy nie pozostały zanieczyszczenia lub wilgoć.</li>
	<li>Przygotować szklaną fiolkę o pojemności 10 mL, napełniając ją wodą dejonizowaną, a następnie zamknąć kolbę gumowym septem. Odgazować wodę poprzez przedmuchiwanie N2 przez co najmniej 30 min przed rozpoczęciem reakcji. W tym celu napełnić balon gazem N2 i przymocować do niego igłę; umieścić go na septum i użyć igły do przebicia gumowego septum, umożliwiając przepływ N2. Do kolby przymocować igłę wylotową, aby zapewnić stały przepływ N2.</li>
	<li>Rozpuścić albuminę surowicy bydlęcej (BSA; 2 mg, 30 nmol) lub BSA znakowaną Cy7 (2 mg, 30 nmol) w 1 mL odgazowanej wody dejonizowanej i dodać do kolejnej czystej szklanej fiolki o pojemności 10 mL.</li>
	<li>Do kolby dodać roztwór chlorku [2-(akryloyloxy)etylu]trimetyloamoniowego (AETC) (12,00 mg/10,86 µL, 0,060 mmol) i zamknąć ją innym gumowym septem. Należy zapewnić, aby mieszanina reakcyjna znajdowała się pod stałym przepływem gazu N2 i mieszać przez 30 min.</li>
	<li>Rozpuścić akryloamid (9,21 mg, 0,13 mmol) w 1 mL odgazowanej wody dejonizowanej i dodać do mieszaniny w fiolce.</li>
	<li>Rozpuścić sieciujący czynnik disiarczkowy (4,44 mg, 0,004 mmol) w 1 mL wody dejonizowanej i dodać do mieszaniny w fiolce. Przepłukać mieszaninę gazem N2 przez 20 min.</li>
	<li>Rozpuścić dodecylosiarczan sodu (2 mg, 0,007 mmol) w 1 mL odgazowanej wody dejonizowanej i dodać do mieszaniny za pomocą strzykawki przepłukanej gazem N2, a następnie mieszać mieszaninę przez 30 min. 
	UWAGA: Poprzez przepłukanie strzykawki N2 minimalizujemy ekspozycję mieszaniny reakcyjnej na tlen atmosferyczny, który może hamować reakcję polimeryzacji rodnikowej.</li>
	<li>Dodać N,N,N',N'-tetrametyloetylenodiaminę (1,5 µL, 0,010 mmol) i pozostawić mieszaninę reakcyjną do odgazowania przez 3 min pod gazem N2.</li>
	<li>Rozpuścić persiarczan amonu (1 mg, 0,004 mmol) w 1 mL odgazowanej wody dejonizowanej i dodać do mieszaniny reakcyjnej. Należy zapewnić, aby gaz N2 bąblował przez mieszaninę reakcyjną przez 10 min. 
	UWAGA: Jeśli etap dodawania N2 zostanie pominięty, prawdopodobnie w kolbie reakcyjnej utworzą się białe cząstki. Są to cząstki i/lub agregaty o większym rozmiarze, które mogą zakłócić dalszą charakterystykę.</li>
	<li>Zamknąć kolbę w atmosferze N2 i pozostawić do mieszania przez 3 h i 30 min w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Aby zakończyć reakcję, należy usunąć zamknięcie z kolby i mieszać mieszaninę reakcyjną przez co najmniej 10 min. Pozwoli to na ekspozycję mieszaniny reakcyjnej na atmosferyczny poziom gazu O2, co doprowadzi do wygaszenia wszelkich pozostałych rodników w mieszaninie. Reakcja kończy się, gdy mieszanina przyjmie przejrzysty, niebieski, opalescencyjny wygląd.</li>
	<li>W celu oczyszczenia nanogeli, dodać mieszaninę reakcyjną do centryfugalnej jednostki filtrującej o pojemności 15 mL (MWCO 100 kDa) i dopełnić jednostkę centryfugalną wodą dejonizowaną. Wirować mieszaninę reakcyjną przy 1000 x g przez 10 min. Usunie to wszelkie nieprzereagowane odczynniki (lub niezatrzaśnięty ładunek) o masie mniejszej niż 100 kDa i skoncentruje próbkę nanogelu.</li>
	<li>Po obniżeniu poziomu wody w jednostce centryfugalnej, dodać 2 mL wody dejonizowanej, aby rozcieńczyć próbkę nanogelu, a następnie wirować w celu skoncentrowania produktu. Powtórzyć ten krok 3x.</li>
	<li>Próbkę przechowywać w temperaturze 2-8 °C, aby zapobiec degradacji zamkniętego białka.</li>
	<li>Przeprowadzić analizę FT-IR oraz 1H NMR (w deuterowanym dimetylosulfoksydzie (DMSO-d6)), aby potwierdzić polimeryzację39,41. Aby przygotować próbkę, liofilizować 1 mL roztworu nanogelu w fiolce 1,5 mL. Proces liofilizacji polega na zamrożeniu próbki, a następnie zastosowaniu próżni w celu usunięcia zamrożonego rozpuszczalnika poprzez sublimację, co pozostawia proszkową pozostałość. Po liofilizacji ponownie rozpuścić próbkę w odpowiednim rozpuszczalniku do NMR, przenieść do probówki NMR i szczelnie zamknąć. Próbkę wprowadzić do urządzenia NMR zgodnie z wcześniejszym opisem39. Do analizy FT-IR na urządzenie należy nałożyć 1 mg suchego proszku w celu uzyskania widm.</li>
</ol>
4. Charakterystyka morfologiczna nanogelu
<ol>
	<li>Dynamiczne rozpraszanie światła (DLS) 
	UWAGA: Średnicę hydrodynamiczną (nm), indeks polidyspersyjności (PI) oraz potencjał zeta mierzono w temperaturze 25 °C, przy długości fali lasera 632,8 nm i detektorze sygnału pod kątem 173° przy użyciu urządzenia DLS. Każdy pomiar obejmował 25 cykli podskanowania.
	<ol>
		<li>Pomiar rozmiaru hydrodynamicznego (nm)
		<ol>
			<li>Przygotować kuwetę lub jednorazową zwijaną komórkę kapilarną, oczyszczając ją filtrowaną wodą dejonizowaną. Przedmuchać kuwetę (odpowiednią zarówno do pomiarów DLS, jak i potencjału zeta) sprężonym powietrzem, aby upewnić się, że jest wolna od dużych cząstek kurzu.</li>
			<li>Napełnić kuwetę co najmniej 50-100 µL próbki i rozcieńczyć w 750-1000 µL filtrowanej wody dejonizowanej. W przypadku używania kuwety do pomiaru potencjału zeta należy upewnić się, że została ona napełniona próbką bez tworzenia pęcherzyków powietrza, które mogą zakłócić pomiary.</li>
			<li>Włożyć kuwetę do instrumentu DLS, upewniając się, że została prawidłowo wstawiona. W tym celu należy otworzyć pokrywę komory na próbki instrumentu DLS. Trzymać kuwetę za górne krawędzie, aby uniknąć odcisków palców na oknach optycznych. Upewnić się, że kuweta jest prawidłowo osadzona w uchwycie, jest wypoziomowana i wyrównana z torem optycznym instrumentu. Zamknąć komorę na próbki, aby zapobiec zakłóceniom przez światło otoczenia. 
			UWAGA: Medium do rozcieńczania jest filtrowane za pomocą filtra strzykawkowego o rozmiarze porów 0,45 µm.</li>
			<li>Kliknąć, aby rozpocząć pomiar wielkości cząstek w odpowiednim oprogramowaniu urządzenia DLS.</li>
			<li>Wybrać wyniki odpowiadające próbce, aby uzyskać z-average (średnią wielkość cząstek), średni PI, liczbę tysięcy zliczeń na sekundę (kcps), potencjał zeta oraz odpowiednie wykresy. Upewnić się, że funkcja korelacji wykazuje gładką krzywą sigmoidalną, co wskazuje na jednorodność próbki.</li>
			<li>Po zakończeniu analizy wyjąć kuwetę z urządzenia DLS.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Transmisyjna mikroskopia elektronowa (TEM)
	<ol>
		<li>Przygotować próbki, nanosząc 10 µL roztworu nanocząstek (0,077 mg/mL) na miedziane siatki pokryte węglem. Suszyć na powietrzu w temperaturze pokojowej przez 1 h.</li>
		<li>Przemyć siatki filtrowaną wodą dejonizowaną i zbarwić 5 µL filtrowanego 1% octanu uranylu w wodzie przez 2 min.</li>
		<li>Po odsączeniu nadmiaru środka barwiącego papierem filtracyjnym, suszyć siatki przez noc w temperaturze pokojowej. Następnego dnia wykonać obrazy TEM przy powiększeniu 45 000x przy użyciu kamery w polu jasnym.</li>
		<li>Użyć dostarczonego oprogramowania do przetwarzania obrazów (rozdzielczość: 2048 x 2048 pikseli).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Ilościowe oznaczenie białka (BSA) zamkniętego w nanogelach przy użyciu mikroanalizy kwasem bicinchononowym (BCA)
<ol>
	<li>Zgodnie z protokołem analizy microBCA (dostępnym na stronie internetowej producenta), sporządź krzywą standardową na podstawie zdefiniowanego wcześniej stężenia białka42.</li>
	<li>Po syntezie oczyść nanogele enkapsulujące białko, używając filtrów wirówkowych 15 mL z MWCO 100 kDa (1000 x g, 10 min), zgodnie z opisem w krokach 3.12-3.14.</li>
	<li>Zebierz filtrat i przeanalizuj go za pomocą analizy microBCA (protokół dostępny na stronie producenta). Zmierz absorbancję przy 562 nm za pomocą czytnika płytek. Ponieważ pomiar ten koreluje ze stężeniem białka nieenkapsulowanego, wyznacz masę białka zamkniętego w nanogelach. Aby obliczyć procentową wydajność enkapsulacji (EE %), zastosuj następujące równanie: 
	<img alt="wzór na procentową wydajność enkapsulacji, %EE=(zmierzona masa białka/masa dodanego białka)×100, równanie" src="/files/ftp_upload/63981/63981eq01.jpg" style="margin: auto;" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="Równanie 1"></li>
</ol>
6. Ilościowe oznaczenie uwalniania białka z nanogeli w obecności glutationu
<ol>
	<li>Inkubować 200 µL nanogeli obciążonych Cy7BSA w stężeniu 5 mg/mL z 200 µL glutationu (GSH) o stężeniu 10 mM w jednostkach filtrów odwirku 0,5 mL (MWCO 100 kDa). Umieścić jednostki filtracyjne w kąpieli wodnej w celu utrzymania temperatury 37 °C.</li>
	<li>Wirować przy 1000 x g przez 3 min co 10 min przez co najmniej 1 h, a następnie co 2-8 h.</li>
	<li>Zebrać filtrat i wykorzystać go do dalszych analiz. Utrzymywać objętość filtratu w jednostkach filtrów odwirku na poziomie 500 µL poprzez dodawanie wody dejonizowanej lub PBS.</li>
	<li>Zmierzyć ilość białka w filtratach, korzystając z krzywej wzorcowej dla nanogeli obciążonych Cy7BSA, w której absorbancję białka fluorescencyjnego mierzono przy użyciu urządzenia nanodrop przy 750 nm. 
	UWAGA: Krzywą wzorcową można wyznaczyć, przygotowując rozcieńczenia seryjne Cy7BSA w zakresie od 0 mg/mL do 2 mg/mL. Wartości uzyskane z nanodrop można interpolować względem tej krzywej kalibracyjnej w celu określenia wydajności enkapsulacji.</li>
</ol>

Autorzy nie mają konfliktu interesów, który mogliby ujawnić. Nie ma żadnych szczegółów finansowych do zadeklarowania.

Rosnące zapotrzebowanie na leki biologiczne specyficzne dla celu w przemyśle biofarmaceutycznym spowodowało zapotrzebowanie na technologie, które mogą poprawić ich profile farmakologiczne in vivo, jednocześnie zapobiegając ich szybkiej degradacji fizjologicznej i kompensując wszelkie niepożądane skutki uboczne. Mając to na uwadze, opisano prostą procedurę syntezy nanożeli zawierających białka. Jak wskazano w protokole, środek sieciujący reagujący na redoks musi zostać zsyntetyzowany przed syntezą nanożelu. Nastę...

Nanożele to trójwymiarowe, submikronowe hydrożele z usieciowanymi strukturami sieci polimerowej, które mogą pomieścić duże ilości płynów w swojej powłoce rdzenia bez wpływu na ich integralność morfologiczną1. Ogólnie rzecz biorąc, nanożele są syntetyzowane przez polimeryzację funkcjonalnych monomerów poprzez fizyczne lub chemiczne sieciowanie w heterogenicznych układach koloidalnych, takich jak odwrotne mikroemulsje typu woda w oleju2,3. Kopolimery amfifilowe mogą samoorganizować się w struktury w skali nano w środowisku wodnym. Muszą być jednak ustabilizowane za pomocą chemicznych strategii sieciowania obejmujących dwusiarczki lub sprzężenie na bazie amidu, chemii kliknięć, lub mogą być fizycznie indukowane (strategie hydrofobowe, elektrostatyczne lub wiązania wodorowe) lub fotoindukowane4. Wśród tych strategii, fizyczna samoorganizacja polimerów, po której następuje chemiczne sieciowanie, została uznana za skuteczną technikę wytwarzania nanożeli5. Podczas gdy historycznie pierwszy nanożel został wprowadzony w latach 90. przez Vingradov et al.6, Akiyoshi et al.7 oraz Lemieux et al.8, ostatnio opracowano i zbadano różne inteligentne nanożele składające się zarówno z naturalnych, jak i syntetycznych polimerów pod kątem różnorodnych zastosowań biomedycznych9.
Nanożele mają dużą zdolność zatrzymywania ładunku, dużą powierzchnię, stabilność in vivo, a także konfigurowalne właściwości chemiczne i mechaniczne10. Synteza nanożeli jest również skalowalna i może być oparta na wodzie. Ponadto zwiększona zawartość wody w nanożelach sprawia, że są one skutecznymi nośnikami wrażliwych ładunków biologicznych11. Co więcej, duża powierzchnia może zaspokoić wiele potrzeb w zakresie biokoniugacji, umożliwiając w ten sposób dołączenie modalności celowania w celu umożliwienia aktywnego celowania. Warto zauważyć, że wszechstronność konstrukcji nanożeli pozwala na zastosowanie szerokiej gamy monomerów reagujących na bodźce, co pozwala na precyzyjną kontrolę ich właściwości fizykochemicznych9. Ta wyjątkowa zdolność inżynieryjna umożliwia racjonalne ulepszenie konstrukcji nanożelu, co jest trudne do osiągnięcia przy użyciu konwencjonalnie stosowanych liposomów, miceli lub polimerosomów12,13. Poprzez włączenie ugrupowań reagujących na bodźce do specjalnie zaprojektowanych monomerów, nanożele mogą być zaprojektowane tak, aby wyzwalały kontrolowane uwalnianie ich ładunku w odpowiedzi na różne fizjologicznie istotne bodźce, takie jak pH, warunki redoks, enzymy itp.9,14. Takie inteligentne nanożele są bardziej użyteczne niż konwencjonalne nanożele, ponieważ mają doskonałą stabilność dla przedłużonego krążenia krwi i mogą wytrzymać warunki fizjologiczne, aby utrzymać integralność swojego ładunku i pośredniczyć w jego kontrolowanym uwalnianiu w pożądanych miejscach docelowych15. Rzeczywiście, ze względu na swoją wszechstronną naturę, nanożele zyskały popularność na arenie biomedycznej, ze znaczącymi postępami w rozwoju nanożeli reagujących na bodźce do licznych zastosowań teranotycznych i diagnostycznych2,16,17.
Biologics może reprezentować kategorię produktów farmaceutycznych składających się z białek, peptydów i/lub kwasów nukleinowych i zrewolucjonizowały krajobraz terapeutyczny dzięki swojej niezwykłej selektywności, stając się tym samym najszybciej rozwijającą się klasą terapii18. Rzeczywiście, rosnący rynek takich środków terapeutycznych jest widoczny w gwałtownym wzroście ich zatwierdzenia przez amerykańskie Federalne Stowarzyszenie Leków (FDA), gdzie leki biologiczne stanowiły ~40% wszystkich zatwierdzeń leków, w 2023 r. 19. Oprócz ich specyficzności i siły działania, szybkie odkrycia nowych celów leków, bardziej wydajne procesy bioinżynieryjne i większa wiedza na temat losu tych środków terapeutycznych in vivo doprowadziły do ich zwiększonego stosowania20. Tradycyjne leki biologiczne obejmują interferujące RNA, białka zastępcze, cytokiny i hormony, które są zwykle generowane przy użyciu technologii rekombinacji DNA21. Od czasu zatwierdzenia ludzkiej rekombinowanej insuliny w 1982 r. leki biologiczne zostały opracowane dla wielu schorzeń, w tym raka (np. trastuzumab, awelumab), nieswoistych zapaleń jelit (np. adalimumab, certolizumab) i rzadkich chorób genetycznych (np. mipomersan, miozym, aldurazyme, fabrazyme)21. Podczas gdy wysoka specyficzność interakcji leków biologicznych z ich celami powinna teoretycznie równoważyć wszelkie efekty niezamierzone, pojawiło się kilka problemów klinicznych związanych z ich stosowaniem związanych z niepożądanymi skutkami ubocznymi22. Te działania niepożądane można podzielić na dwie kategorie, w tym przesadną farmakologię (nadmierną stymulację celów) i immunogenność. Co więcej, ich krótkie okresy półtrwania, ograniczona biodostępność, uszkodzenia proteazy, krótki okres trwałości i kosztowne procesy produkcyjne ograniczają ich korzyści terapeutyczne21. Konwencjonalne metody łagodzenia tych problemów obejmują kowalencyjną modyfikację tych leków biologicznych, która może zagrozić ich funkcji, a tym samym skuteczności23. Alternatywnie, podejście nanomedyczne do hermetyzacji ładunków terapeutycznych może przynieść wiele korzyści właściwościom farmakologicznym, a przede wszystkim pasywne ukierunkowanie na miejsce objęte stanem zapalnym poprzez efekt wzmocnionego przenikania i zatrzymywania (EPR)24. Inne korzyści związane z nanocząstkami mogą obejmować wydłużony czas krążenia, zmniejszoną szybkość klirensu, większą elastyczność formuły, lepszą przepuszczalność naczyń krwionośnych i wychwyt komórkowy25. Podczas gdy obecnie badana jest ogromna różnorodność preparatów nanocząstek pod kątem dostarczania ładunków biologicznych, niewiele z nich jest w stanie naśladować wielofunkcyjność nanożeli. Rzeczywiście, nanożele przewyższają nośność osiąganą przez nanocząstki na bazie liposomalii i miceli i wykazują większą stabilność koloidalną niż większość nanocząstek nieorganicznych. W związku z tym nanożele stanowią cenną platformę do dostarczania różnych biologicznych środków terapeutycznych.
Wcześniej udało nam się dostarczyć enzym antyoksydacyjny w nowych nanożelach polimerowych reagujących na metaloproteinazę macierzy, gdzie zastosowano łagodną strategię enkapsulacji, która utrzymywała bioaktywność białka po uwolnieniu26. W tej pracy demonstrujemy zoptymalizowaną syntezę nanożeli reagujących na redoks w celu dostarczania ładunków opartych na białkach. Warto zauważyć, że metodologia syntezy umożliwia syntezę nanożeli w łagodnych warunkach w celu zamknięcia pożądanego ładunku, bez użycia agresywnych rozpuszczalników organicznych lub wysokich temperatur. Wykorzystaliśmy homeostazę redoks w środowisku wewnątrzkomórkowym, aby regulować uwalnianie zamkniętego ładunku27,28. Zazwyczaj naturalnie występujący w skutkach przeciwutleniacz glutation (GSH) kontroluje zewnątrzkomórkowy i wewnątrzkomórkowy potencjał redoks, gdzie jego stężenie waha się odpowiednio między 2-20 μM i 1-10 mM29,30. Do tej pory zgłoszono wiele nanocząstek wrażliwych na redoks, co sprawia, że jest to sprawdzona i niezawodna strategia umożliwiająca kontrolowane uwalnianie leków in vivo27,28. Rzeczywiście, wiązania dwusiarczkowe zostały zainstalowane w nanomateriałach polimerowych przy użyciu środków sieciujących zawierających dwusiarczek31,32, samoorganizacja biodegradowalnych polimerów z monomerów zawierających disiarczek33, oraz proleki polimerowe reagujące na redoks lub koniugaty lek/polimer34,35. W związku z tym w niniejszym badaniu zbadano włączenie unikalnego, wysoce wrażliwego na GSH środka sieciującego dwusiarczek w polimerowych nanocząstkach, umożliwiając w ten sposób kontrolowane uwalnianie zamkniętego w kapsułkach ładunku białkowego.
W tym badaniu, projekt nanożelu był skoncentrowany na następujących kryteriach, aby uwzględnić specyficzność i dostarczanie ładunku: mały rozmiar (~100 nm) i jednolity rozkład wielkości (wskaźnik polidyspersyjności (PI)<0.3) w celu zapewnienia efektywnej penetracji śródbłonka i stabilności in vivo27; efektywna enkapsulacja ładunku białkowego i kontrolowane uwalnianie ładunku w odpowiedzi na GSH. Przedstawiamy syntezę usieciowanych nanożeli reagujących na GSH, które wykazały jednorodne nanocząstki o wielkości poniżej 100 nm, z 76% skutecznością enkapsulacji pożądanego ładunku białkowego.

<table><tbody><tr><td>Chemicals</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2-( akryloyloksy)etylo]roztworu chlorku trimetyloamoniowego&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>496146</td><td></td></tr><tr><td>chlorowodorek 2-aminoetylu metakrylanu&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>516155</td><td></td></tr><tr><td>4,7,10,13,16,19,22,25,32,35,38,41, 44,47,50,53-Hexadecaoxa-28,29-dithiahexapentacontanodioic kwas di-N-sukcynimidylowy&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>671630</td><td></td></tr><tr><td>Akrylamid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>23701</td><td></td></tr><tr><td>Nadsiarczan amonu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>248614</td><td></td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B6917</td><td></td></tr><tr><td>Cy7 albumina surowicy bydlęcej znakowana</td><td>Nanocs</td><td>BS1-S7-1</td><td></td></tr><tr><td>Deuterowany dimetylosulfotlenek</td><td>Sigma</td><td>Aldrich 547239</td><td></td></tr><tr><td>Dichlorometan</td><td>Sigma Aldrich</td><td>270997 (bezwodny) i D65100</td><td></td></tr><tr><td>Glutation</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G4251</td><td></td></tr><tr><td>Metanol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>34860</td><td></td></tr><tr><td>N,N,N',N'-tetrametyloetylenodiamina&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>411019</td><td></td></tr><tr><td>Solanka buforowana fosforanami&nbsp;</td><td>ThermoFisher</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Dodecylosiarczan sodu</td><td>Sigma Aldrich</td><td>436143</td><td></td></tr><tr><td>Trietyloamina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>471283</td><td></td></tr><tr><td>Agar z octanem uranylu</td><td>Scientific&nbsp;</td><td>AGR1260A</td><td></td></tr><tr><td>Sprzęt niezbędny do syntezy i charakterystyki nanożeli</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Amicon Ultra-15 Filtry odśrodkowe (100kDa MWCO)&nbsp;</td>Aparat <td>Merck Millipore</td><td>C7715</td><td></td></tr><tr><td>Olympus</td><td>&nbsp;</td><td>Veleta Kratki</td><td></td></tr><tr><td>miedziane powlekane węglem</td><td>Agar Scientific&nbsp;</td>Rurki do dializy <td>AGS160</td><td></td></tr><tr><td>(100kDa MWCO)</td><td>Spectrum labs</td><td>11405949</td><td></td></tr><tr><td>Dynamiczne rozpraszanie światła&nbsp;</td><td>Malvern&nbsp;</td>Liofilizator <td>Zetasizer Nano Ultra</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Labconco</td><td>WZ-03336-01</td><td></td></tr><tr><td>Spektroskopia w podczerwieni</td><td>Agilent&nbsp;</td><td>Oprogramowanie Cary 630 FTIR</td><td></td></tr><tr><td>iTEM</td><td>Olympus&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spektrometria mas</td><td>Wody</td><td>Mikromasa MALDI microMX MALDI Q-ToF&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Filtr membranowy MF-MilliporeTM (0,45/0,2&mu; m rozmiar porów)</td><td>Merck Millipore, Wielka Brytania</td><td>HAWP04700, GSWP04700&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do oznaczania białek Micro BCA</td><td>ThermoFisher</td><td>23235</td><td></td></tr><tr><td>Czytnik płytek</td><td>Beckman</td><td>Coulter-PARADIGM</td><td></td></tr><tr><td>Dane magnetycznego rezonansu jądrowego protonów i węgla-13</td> Spektrometr <td></td><td></td><td>NMR Bruker 400 MHz AV-400</td></tr><tr><td>Parownik obrotowy&nbsp;</td><td>Buchi&nbsp;</td><td>R-114 Rotary Vap System</td><td></td></tr><tr><td>Igły jednorazowego użytku&nbsp;</td><td>Sterican</td><td>4665643</td><td></td></tr><tr><td>Suba-Seal&nbsp; septa</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Z124575</td><td></td></tr><tr><td>Transmisyjna mikroskopia elektronowa</td><td>Phillips&nbsp;</td><td>CM 100 TEM&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Spektrofotometr UV-vis</td><td>Nanodrop</td><td>Nanodrop One/One C mikroobjętość&nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

synteza nanożeli reagujących na bodźce przy użyciu wodnego jednoetapowego sieciowania i konanopolimeryzacji

Synthesis of Stimuli-responsive Nanogels using Aqueous One-step Crosslinking and Co-nanopolymerization

Nanożele składające się z usieciowanych polimerowych nanocząstek zostały opracowane do dostarczania licznych chemicznych i biologicznych środków terapeutycznych, dzięki ich wszechstronnej syntezie oddolnej i biokompatybilności. Chociaż do tej pory do syntezy nanożeli stosowano różne metody, bardzo niewielu udało się to osiągnąć bez użycia ostrych rozpuszczalników organicznych lub wysokich temperatur, które mogą uszkodzić integralność ładunku biologicznego. W przeciwieństwie do tego, przedstawiona tutaj metodologia pozwala na syntezę nanożeli o wielkości poniżej 100 nm, obciążonych białkami w łagodnych warunkach reakcji. W tym miejscu przedstawiamy metodę niekowalencyjnej enkapsulacji ładunków opartych na białkach w nanożelach, które zostały zsyntetyzowane przy użyciu wodnej, jednoetapowej techniki kopolimeryzacji sieciowej. W tej technice początkowo elektrostatycznie wiążemy ładunek oparty na białku z kationowym czwartorzędowym monomerem amoniowym, a jednocześnie sieciujemy go i kopolimeryzujemy za pomocą nadsiarczanu amonu i N,N,N',N'--tetrametyloetylenodiaminy, tworząc nanożele, które zatrzymują ładunek białka. Wielkość i wskaźnik polidyspersyjności nanożeli określa się za pomocą dynamicznego rozpraszania światła (DLS), natomiast morfologię powierzchni ocenia się za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej (TEM). Masę białka uwięzionego w nanożelach określa się poprzez obliczenie wydajności kapsułkowania. Co więcej, zdolność nanożeli do kontrolowanego uwalniania poprzez stopniową degradację elementów strukturalnych reagujących na redoks jest również oceniana w testach bioredukcji. Podajemy przykłady danych optymalizacyjnych dotyczących nanocząstek, aby zademonstrować wszystkie zastrzeżenia dotyczące syntezy i charakterystyki nanożeli przy użyciu tej techniki. Ogólnie rzecz biorąc, uzyskano nanożele o jednolitej wielkości i średniej wielkości 57 nm i wartości wskaźnika polidyspersyjności wynoszącej 0,093. Osiągnięto wysoką skuteczność enkapsulacji wynoszącą 76%. Co więcej, nanożele wykazywały kontrolowane uwalnianie do 86% kapsułkowanego białka poprzez stopniową degradację nowych składników reagujących na redoks w obecności glutationu przez 48 godzin.

Synteza i charakterystyka sieciującego czynnika na bazie diakrylanu disiarczku poli(glikolu etylenowego) (PEG) Redox-responsywny czynnik sieciujący został zsyntezowany poprzez substytucję nukleofilową estru N-hydroksysukcynimidu (NHS) przez metakrylan 2-aminoetylowy poprzez utworzenie wiązania amidowego (Rysunek 1). Syntezę wymaganego produktu potwierdzono przede wszystkim za pomocą 1H NMR (Rycina uzupełniająca 1); badanie przeprowadzono ...

Nanożele są doskonałą i wszechstronną platformą nanocząsteczek do dostarczania leków biologicznych. Reagujące na bodźce polimerowe nanożele na bazie glikolu poli(etylenowego), zdolne do kapsułkowania ładunków opartych na białkach, zsyntetyzowano przy użyciu jednoetapowej strategii sieciowania ko-nanopolimeryzacji w warunkach wodnych. Przedstawiono tutaj optymalne wytwarzanie i charakterystykę tych nowych nanocząstek.

Synteza nanożeli reagujących na bodźce przy użyciu wodnego jednoetapowego sieciowania i konanopolimeryzacji

Nanogels consisting of crosslinked-polymeric nanoparticles have been developed for the delivery of numerous chemical and biological therapeutics, owing to ...

Nasz protokół oferuje znaczący postęp w syntezie sub100-nanometrowych nanożeli obciążonych białkami w jednoetapowej technice sieciowania i kopolimeryzacji w łagodnych warunkach reakcji wodnej. Główną zaletą tej techniki jest jej zdolność do syntezy nanożeli zawierających białka w łagodnych warunkach, unikając ostrych rozpuszczalników organicznych i wysokich temperatur, zachowując w ten sposób integralność ładunku biologicznego. Zacznij od umycia szklanych naczyń przefiltrowaną wodą dejonizowaną.Aby wysuszyć szkło, przymocuj bezpieczną dyszę do wylotu sprężonego powietrza znajdującego się z boku okapu wyciągowego. Mocno trzymać fiolkę, umieścić dyszę w środku i aktywować sprężone powietrze, aby wyemitować kontrolowany strumień. Następnie napełnij 10-mililitrową szklaną fiolkę wodą dejonizowaną i zamknij ją gumową przegrodą.Aby odtlenić wodę, napełnij balon gazowym azotem i przymocuj igłę do balonu. Umieść go na przegrodzie i przebij gumową przegrodę, aby umożliwić przepływ azotu. Należy również przymocować igłę wyjściową do kolby, aby utrzymać stały przepływ azotu.Następnie rozpuść BSA lub BSA oznaczone Cy7 w odtlenionej wodzie dejonizowanej. Następnie dodaj ten roztwór do czystej 10-mililitrowej szklanej fiolki. Dodać roztwór AETC do kolby i uszczelnić ją inną gumową przegrodą.Rozpuść akryloamid i odtlenioną wodę dejonizowaną i dodaj ten roztwór do mieszaniny fiolki. Następnie rozpuść środek sieciujący dwusiarczkowy w wodzie dejonizowanej i dodaj go do mieszaniny w fiolce. Przepłukiwać mieszaninę azotem gazowym przez 20 minut.Następnie rozpuść SDS w odtlenionej wodzie dejonizowanej. Za pomocą strzykawki z przepłukiwanym azotem wprowadzić go do mieszaniny. Następnie dodać TEMED do mieszaniny reakcyjnej.Pozwól mieszaninie odtlenić się przez trzy minuty pod ciągłym przepływem azotu gazowego. Rozpuść nadsiarczan amonu w jednym mililitrze odtlenionej wody dejonizowanej i wprowadź go do mieszaniny reakcyjnej. Następnie zamknąć kolbę w atmosferze azotu i mieszać mieszaninę przez trzy godziny i 30 minut w temperaturze pokojowej.Aby zakończyć reakcję, usunąć uszczelkę z kolby. Reakcja kończy się, gdy mieszanina stanie się klarowna i bezbarwna. Aby oczyścić nanożele, dodaj mieszaninę reakcyjną do 15-mililitrowej odśrodkowej jednostki filtrującej.Napełnij urządzenie wodą dejonizowaną i odwiruj, aby usunąć niereaktywne chemikalia lub niezamknięty ładunek. Dodaj dwa mililitry wody dejonizowanej do jednostki odśrodkowej, aby rozcieńczyć próbkę nanożelu. Próbkę końcową należy przechowywać w temperaturze od dwóch do ośmiu stopni Celsjusza, aby zapobiec degradacji kapsułkowanego białka.Weź kuwetę lub jednorazową składaną komórkę kapilarną do analizy. Wyczyść go wodą dejonizowaną z filtrem, a następnie przedmuchnij sprężonym powietrzem, aby usunąć wszelkie duże cząsteczki kurzu. Następnie napełnij kuwetę 50 do 100 mikrolitrami próbki, rozcieńczając ją 750 do 1 000 mikrolitrów przefiltrowanej wody dejonizowanej.Aby włożyć kuwetę do instrumentu DLS, otwórz pokrywę komory na próbki i przytrzymaj kuwetę za górne krawędzie, aby uniknąć pozostawiania odcisków palców na okienkach optycznych. Umieść kuwetę odpowiednio wyrównaną ze ścieżką optyczną instrumentu. Następnie zamknij komorę na próbkę, aby zablokować światło otoczenia.Rozpocznij pomiar wielkości cząstek za pomocą odpowiedniego oprogramowania w maszynie DLS. Po pomiarze wybierz wyniki istotne dla próbki, w tym średnią Z, średnią PI, szybkość zliczania na minutę, potencjał zeta i powiązaną grafikę. Upewnij się, że funkcja korelacji wyświetla gładką krzywą sigmoidalną wskazującą na jednolitą próbkę.Po zakończeniu analizy ostrożnie wyjmij kuwetę z instrumentu DLS. Zaobserwowano stopniowy spadek intensywności piku związanego z białkiem BSA, co sugeruje enkapsulację białka w strukturze nanożelu. Charakterystyka fizyko-chemiczna nanożeli obciążonych BSA znakowanymi Cy7 wykazała pojedynczy zdefiniowany pik na głębokości od 50 do 100 nanometrów.Jednak puste nanożele wykazywały niespójne i większe rozmiary. Do 86% zamkniętych w kapsułkach BSA oznaczonych Cy7 zostało wydanych w ciągu 48 godzin. Z drugiej strony, eksperymenty kontrolne bez dodatku glutationu doprowadziły do uwolnienia tylko 15% białka.Analiza w podczerwieni z transformacją Fouriera wykazała, że BSA wyizolowane podczas syntezy nanożelu i inkubacji po glutationie zachowało swoją strukturę, na co wskazuje pik na odwrocie 1 662 centymetrów reprezentujący nienaruszone zwoje beta. Jednak BSA z nanożeli przechowywanych przez 30 dni wykazało szczyt na 1 613 centymetrów odwróconych, co wskazuje na międzycząsteczkowe struktury arkuszy beta i agregację białek. Dichroizm kołowy wykazywał niezmienione widma, podobne do natywnego BSA, co wskazuje na zachowaną strukturę alfa helisy.Jednak niewielkie aberracje w charakterystycznych pikach dla BSA wyizolowanych po 30 dniach sugerowały pewną agregację. Utrzymanie ciągłego przepływu azotu ma kluczowe znaczenie dla zapobieżenia hamowaniu polimeryzacji wolnych rodników przez tlen. Dodatkowo, elementy systemu inicjującego wymagają szybkiego dodania w celu pomyślnej syntezy.Po tej procedurze rozkład, morfologię i kinetykę uwalniania ładunku w rozmiarze nanożelu można dalej scharakteryzować poprzez ocenę odpowiedzi DLS, TEM i redoks poprzez inkubację z fizjologicznym środkiem redukującym glutationem.

synthesis-stimuli-responsive-nanogels-using-aqueous-one-step

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

Niniejszy artykuł opisuje metodę nanoprecypitacji do syntezy nanocząsteczek polimerowych z wykorzystaniem kopolimerów diblokowych. Omówimy syntezę kopolimerów diblokowych, technikę nanoprecypitacji oraz potencjalne zastosowania.

Formułowanie diblokowych nanocząstek polimerowych za pomocą techniki nanoprecypitacji

Nasze laboratorium opracowało usieciowane DNA hydrożele poliakrylamidowe, dynamiczny system hydrożelowy, aby lepiej zrozumieć wpływ modulacji sztywności tkanek na funkcjonowanie komórek. Tutaj podajemy schematy, opisy i protokoły przygotowania tych hydrożeli.

Otrzymywanie usieciowanych DNA hydrożeli poliakrylamidowych

Przedstawiamy protokół syntezy mikrohydrożeli Janusa składających się całkowicie z tego samego materiału bazowego, poli(N-izopropylacrylamidu) (PNIPAAm), z wyraźnie podzieloną strukturą opartą na separacji faz przesyconego roztworu monomeru NIPAAm. Zsyntetyzowane mikrohydrożele Janus wykazują unikalne właściwości, takie jak anizotropowa termoczułość i zdolność ładowania organofilowego/hydrofilowego.

Synteza mikrohydrożeli Janusa z poli(N-izopropyloakrylamidu) Janusa dla anizotropowej reakcji termicznej i zdolności ładowania organofilowego/hydrofilowego

Raportujemy protokoły "polimeryzacji" różnych typów nanocząsteczek metalowych w kapsułkach polimerowych w długie łańcuchy "homo-" i "kopolimerów".

Wykorzystanie nanocząstek metali pokrytych blokiem polistyrenu (kwas akrylowy) jako monomerów do ich homo- i kopolimeryzacji

Polimeryzacja wytrącająca bez mieszania zapewnia szybkie, powtarzalne podejście do prototypowania syntezy wrażliwych na bodźce mikrożeli poli(N-izopropyloakrylamidowych) o wąskim rozkładzie rozmiarów. W tej syntezie protokołu demonstruje się charakterystykę rozpraszania światła i śledzenie fluorescencji pojedynczych cząstek tych mikrożeli w mikroskopii szerokokątnej.

Kontrolowana synteza i śledzenie fluorescencji wysoce jednorodnych mikrożeli poli(N-izopropyloakrylamidowych)

Opisane są protokoły wytwarzania degradowalnych termoresponsywnych hydrożeli opartych na sieciowaniu hydrazonów polimerowych oligomerów na skalę masową, mikroskalową i nanoskalę, przy czym ta ostatnia służy do przygotowania zarówno nanocząstek żelowych, jak i nanowłókien.

Wytwarzanie degradowalnych termoczułych hydrożeli w różnych skalach długości za pomocą wytłaczania reaktywnego, mikrofluidyki, samoorganizacji i elektroprzędzenia

Ten artykuł opisuje proces dostrajania rozmiaru i gęstości sieciowania kowalencyjnie usieciowanych nanocząstek z liniowych poliestrów zawierających funkcjonalność wisiorka. Dostosowując parametry syntezy (masa cząsteczkowa polimeru, włączenie funkcjonalności wisiorka i równoważniki środków sieciujących), można osiągnąć pożądany rozmiar nanocząstek i gęstość usieciowania do zastosowań związanych z dostarczaniem leków.

Przestrajalność nanogąbek pod względem wielkości i gęstości usieciowania

Ten protokół opisuje syntezę i formułowanie wstrzykiwalnych, supramolekularnych biomateriałów hydrożelowych polimerowo-nanocząsteczkowych (PNP). Przedstawiono zastosowania tych materiałów do dostarczania leków, stabilizacji biofarmaceutycznej oraz enkapsulacji i dostarczania komórek.

Supramolekularne hydrożele polimerowo-nanocząsteczkowe do wstrzykiwań do zastosowań w dostarczaniu komórek i leków

Ten protokół opisuje zestaw metod syntezy mikrożelowych bloków budulcowych dla mikroporowatych rusztowań z wyżarzonymi cząstkami, które mogą być używane do różnych zastosowań medycyny regeneracyjnej.

Synteza mikroprzepływowa mikrożelowych bloków budulcowych do rusztowania cząstek wyżarzonych mikroporowato

Synteza, aktywacja i charakterystyka celowo zaprojektowanych metaloorganicznych materiałów szkieletowych jest wyzwaniem, zwłaszcza gdy bloki budulcowe są niekompatybilne lub niechciane polimorfy są termodynamicznie faworyzowane nad pożądanymi formami. Opisujemy, w jaki sposób zastosowania wspomaganej rozpuszczalnikiem wymiany łączników, dyfrakcji promieniowania rentgenowskiego proszku w kapilarnach i aktywacji poprzez suszenie nadkrytycznym CO2 mogą rozwiązać niektóre z tych wyzwań.

Synteza i charakterystyka funkcjonalizowanych struktur metaloorganicznych

Poznaj metodę syntezy nanożeli z białkami poniżej 100 nm w jednym kroku sieciowania i konanopolimeryzacji w warunkach wodnych. Technika zachowuje integralność biologicznego ładunku bez stosowania agresywnych rozpuszczalników.

Synteza nanożeli reagujących na bodźce przy użyciu wodnego jednoetapowego sieciowania i konanopolimeryzacji

Przeglądaj więcej filmów