Name: Pakiet uznanych narzędzi analitycznych do badania zmian w stanie stałym substancji pomocniczych na bazie lipidów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-09T13:15:00.000+00:00
Duration: 11 min 27 s
Description: Poznaj złoty standard analizy zmian stanu stałego w lipidowych produktach farmaceutycznych przy użyciu kalorymetrii różniczkowej skaningowej i dyfrakcji rentgenowskiej. Ta metoda pozwala badać polimorfizm i wzrost kryształów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Centrum Badawcze Inżynierii Farmaceutycznej (RCPE) jest finansowane w ramach COMET - Centrów Kompetencji dla Doskonałych Technologii przez BMK, BMDW, Land Steiermark i SFG. Program COMET jest zarządzany przez FFG.

1. Różnicowa kalorymetria skaningowa (DSC)
<ol>
	<li>Przygotowanie instrumentu
	<ol>
		<li>Korzystaj z różnicowego kalorymetru skaningowego wyposażonego w chłodnicę końcową, autosampler oraz oprogramowanie do sterowania przyrządami i analizy danych.</li>
		<li>Włączyć dopływ azotu gazowego i ustawić ciśnienie w zakresie 0,2–0,5 bara, a następnie włączyć przyrząd DSC i automatyczny zmieniacz próbek.</li>
		<li>Otwórz oprogramowanie i aktywuj tryb czuwania, klikając przycisk Tak. Pozwól na zrównoważenie urządzenia przez co najmniej jedną godzinę</li>
		<li>Oczyść piec azotem, kliknij ikonę Nowa metoda i przejdź do Definicji metody. Aktywuj opcję Modulacja temperatury w oknie przeglądu. Przejdź do zakładki nagłówek i wybierz metodę, klikając na "próbka".</li>
		<li>Przejdź do zakładki Program temperatury, wybierz Purge 2 MFC i na Protective MFC, oba przy 50 mL/min.</li>
		<li>Wprowadzić następującą metodę pomiaru: czuwanie w temperaturze 20 °C, cykl ogrzewania przy 5 K/min od 20 °C do temperatury powyżej temperatury topnienia lipidów, izotermiczne utrzymywanie w tej temperaturze przez 5 minut, cykl chłodzenia do 0 °C przy 5 K/min do -20 °C, końcowa temperatura resetu awaryjnego do temperatury o 10 °C wyższej od najwyższej temperatury programu, i końcowej temperatury czuwania w temperaturze 20 °C.</li>
		<li>Przejdź do zakładki kalibracja i wybierz odpowiedni plik z temperaturą i czułością. Zapisz metodę</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie i pomiar próbki
	<ol>
		<li>Odważyć 3–4 mg każdej próbki w tyglach aluminiowych. Zapisz dokładną masę załadowaną do każdego tygla i zamknij tygiel aluminiowy przekłutą pokrywą.</li>
		<li>Umieść tygle w tacce automatycznego podajnika próbek i aktywuj tryb automatycznego podajnika próbek w oprogramowaniu i metodzie związanej z ładowaniem dla każdej próbki.</li>
		<li>Wprowadź pozycję próbki, nazwę próbki i masę każdej próbki oraz pozycję tygla referencyjnego w oknie Widok tacy na próbki i rozpocznij pomiary.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>analiza danych
	<ol>
		<li>Otwórz surowe dane za pomocą oprogramowania do analizy danych i wykreśl temperaturę w funkcji przepływu ciepła, klikając przycisk "X-time / X-temperature"</li>
		<li>W wyskakującym oknie kliknij "Ukryj segmenty izotermiczne". Po lewej stronie ekranu zaznacz tylko te krzywe, które mają być analizowane (np. odznacz dane "Dodatkowe").</li>
		<li>Sprawdź zachowanie termiczne lipidów jako zdarzenia endotermiczne i egzotermiczne pochłoniętej lub uwolnionej energii w postaci ciepła, odpowiednio, w funkcji temperatury.</li>
		<li>Kliknij krzywą, a następnie Ocena i Powierzchnia, aby obliczyć entalpię topnienia jako obszar pod krzywą endoterm.</li>
		<li>Wybierz granice całkowania, przesuwając pionowe linie o około 2 do 3 stopni Celsjusza przed i po początku i punkcie końcowym szczytu.</li>
		<li>Wybierz liniową linię bazową dla całkowania pików. Pole między krzywą a linią bazową jest proporcjonalne do zmiany entalpii. Kliknij Zastosuj, aby zakończyć obliczenia. Podobnie oblicz entalpię krystalizacji jako obszar pod krzywą egzotermów</li>
		<li>Określ początek temperatury topnienia (To), klikając krzywą do analizy, a następnie Ocena i początek.</li>
		<li>Wybierz granice kwantyfikacji, przesuwając linie pionowe do najbardziej prostego przekroju krzywej. Zwykle jest to około 5-10°C przed i po szczycie. Następnie określ temperaturę topnienia, klikając krzywą do analizy, a następnie Ocena i Szczyt. Uzyskana wartość jest maksimum piku.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Rozpraszanie promieniowania rentgenowskiego pod małym i szerokim kątem (SWAXS)
<ol>
	<li>Przygotowanie instrumentu
	<ol>
		<li>Użyj systemu rozpraszania promieniowania rentgenowskiego, składającego się z kamery punktowej przymocowanej do generatora promieniowania rentgenowskiego z uszczelnioną rurką i wyposażonej w jednostkę sterującą i powiązane oprogramowanie.</li>
		<li>Użyj miedzi (λ = 1,54 A) przy napięciu 50 kV i 1 mA jako źródła promieniowania rentgenowskiego i dwóch liniowo ustawionych czułych detektorów, aby pokryć zarówno małe, jak i szerokokątne obszary rozpraszania promieniowania rentgenowskiego.</li>
		<li>Zapewnij wymagania bezpieczeństwa w celu ochrony przed narażeniem na promieniowanie rentgenowskie.</li>
		<li> Włączyć układ wody chłodzącej na jednostce sterującej, pompie próżniowej, zaworach gazowych oraz układzie sterowania zasilaniem i bezpieczeństwem.</li>
		<li>Włączyć zawory regulacji napięcia i odpowietrzania detektorów przy przepływie gazu w zakresie 10–20 ml/min.</li>
		<li>Włącz lampę rentgenowską i opcję czuwania i odczekaj około 10 minut. Wyłącz tryb czuwania i włącz lampę rentgenowską do pełnej mocy (>50 kV) i odczekaj co najmniej 30 minut.</li>
		<li>Uruchom oprogramowanie sterujące i kliknij RESETUJ TPF. Wybierz filtr Tugsten i ustaw pozycję. Przejdź do pozycji, aby ustalić pozycję filtra wolframowego</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie i pomiar próbki
	<ol>
		<li>Upewnij się, że próbki są dostępne w postaci drobnego proszku. W razie potrzeby delikatnie zmielić próbki w niskich temperaturach, aby uzyskać drobny proszek.</li>
		<li>Próbki należy napełniać specjalnymi szklanymi kapilarnami o średnicy zewnętrznej około 2 mm, unikając uwięzienia powietrza w naczyniach włosowatych. Uszczelnij szklaną kapilarnę woskiem i ostrożnie umieść ją w uchwycie kapilary.</li>
		<li>Włączyć silnik w celu obracania próbki i zamknąć zawór podciśnienia, aż ciśnienie spadnie poniżej 5 mbar.</li>
		<li>W oprogramowaniu napraw ustawienie pomiarów, wybierając rozdzielczość pozycji 1024. Ustal czas naświetlania na 1200 s.</li>
		<li>Ustaw limity energii, klikając na kranNarzędzia, a następnie kliknij energię i rozdzielczość, a następnie kliknij uruchom ponownie. Ustaw limity energii w odpowiednim zakresie w zakresie 400-900.</li>
		<li>Otwórz migawkę bezpieczeństwa i rozpocznij pomiary. Upewnij się, że okno pomiaru pokazuje maksymalnie 80 zliczeń na sekundę. Jeśli nie zostanie to podane, dostosuj położenie filtra.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>analiza danych
	<ol>
		<li>Eksportuj dane jako pliki p00. Dane składają się z intensywności transmisji i absorpcji w stosunku do numeru kanału i kąta dyfrakcji.</li>
		<li>Przenieś dane do oceny do oprogramowania statystycznego i skoryguj dane, normalizując natężenia przy użyciu masy rozpraszającej zmierzonej za pomocą filtra wolframowego.</li>
		<li>Utwórz wykres o znormalizowanej intensywności w funkcji dwukrotności kąta dyfrakcji [(2Θ) 2xtheta].</li>
		<li>Użyj funkcji "czytnika ekranu", aby znaleźć piki dyfrakcyjne w obszarach SAXS i WAXS.</li>
		<li>Zastosuj równanie Bragga, aby obliczyć piki dyfrakcyjne z maksymalną intensywnością w krótkich i długich odstępach d odpowiednio dla regionów WAXS i SAXS.</li>
		<li>Oblicz stosunki położenia piku w regionie SAXS, aby określić symetrię krystaliczną lipidów (np. blaszkowata, sześciokątna, sześcienna).</li>
		<li>Użyj głównego piku dyfrakcyjnego obszaru SAXS, aby określić ilościowo grubość krystalitu (D). Dopasuj pik do funkcji Gaussa za pomocą klasycznej metody najmniejszych kwadratów i uzyskaj FWHM, klikając Analiza, Piki i linie bazowe, Analizator pików, Otwórz okno dialogowe.</li>
		<li>W wyskakującym oknie wybierz opcję "Dopasuj Szczyty Pro". Wybierz stałą linię bazową z y = 0 i wybierz główny pik dyfrakcyjny regionu SAXS i kliknij "Kontrola dopasowania", aby wybrać parametry dopasowania piku.</li>
		<li>Wybierz funkcję GaussAmp. Ustaw parametry y_0, xc_1 i A_1 jako stałe i uzyskaj FWHM z pasowania. Użyj równania Scherrera, aby obliczyć grubość krystalitu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Testy rozpuszczania
<ol>
	<li>Uwalnianie substancji czynnych (API) z powlekanych układów wielocząsteczkowych
	<ol>
		<li>Użyj aparatu USP 2 (łopatka) do badań rozpuszczania.</li>
		<li>Napełnić naczynia do badania rozpuszczania buforem fosforanowym o pH 6,8 i podgrzać do temperatury 37 °C.</li>
		<li>Zważyć trzykrotnie próbki powlekanych cząstek w ilości odpowiadającej pojedynczej dawce substancji czynnej (API) i umieścić próbki w naczyniach do badania rozpuszczania.</li>
		<li>Uruchom łopatkę z prędkością 100 obr./min.</li>
		<li>Ustaw automatyczny próbnik tak, aby pobierał próbki o objętości 1 ml w następujących punktach poboru próbek: 30 min, 60 min, 90 min, 2 h, 4 h, 6 h, 8 h, 10 h, 12 h, 18 h i 24 h.</li>
		<li>Przeanalizuj próbki za pomocą odpowiedniej metody HPLC5,7,17.</li>
		<li>Analizowanie danych przez wykreślenie skumulowanej wersji interfejsu API w funkcji czasu.</li>
		<li>Przeprowadzić doświadczenia dla próbek przechowywanych w warunkach długotrwałych (25 °C, 60% wilgotności względnej) i przyspieszonych (40 °C i 70% wilgotności względnej).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uwalnianie API ze stałych nanocząstek lipidowych (SLN)
	<ol>
		<li>Przygotować symulowany płyn płucny (SLF) przez zmieszanie 0,02% (m/m) dipalmitoilofosfatydylocholiny z solą fizjologiczną buforu fosforanowego Dulbecco (D-PBS) o następującym składzie: KCl (2,683 mM), KH2PO4 (1,47 mM), NaCl (136,893 mM), Na2HPO4·2H2O (8,058 mM), CaCl2·2H2O (0,884 mM) i MgCl2·6H2O (0,492 mM). Podgrzej go w temperaturze 37 °C.</li>
		<li>Dla każdej próbki należy stosować kasety dializacyjne z workiem z membraną celulozową o kontrolowanym odcięciu 7 000 Da w trzech egzemplarzach.</li>
		<li>Przypisz jedną kasetę dializacyjną na każdy czas pobierania próbek: 0,5 h, 1,5 h, 3 h, 5 h, 7 h i 24 h. Nawadniaj kasety dializacyjne przez 2 minuty, zanurzając je w SLF. Następnie ostrożnie osusz ich powierzchnię miękkimi ręcznikami papierowymi.</li>
		<li>Wstrzyknąć 3 ml próbki (nanozawiesina lipidowa), co odpowiada 600 μg deksametazonu, do każdej kasety.</li>
		<li>Zanurz każdą kasetę w 200 ml SLF w temperaturze 37 °C (warunki zlewu) i mieszaj system przy 125 obr./min.</li>
		<li>Pobrać 200 mg próbek z wnętrza kasety za pomocą strzykawki w każdym ustalonym czasie pobierania próbek.</li>
		<li>Określ zawartość API za pomocą opracowanej metody HPLC-MS18.</li>
		<li>Oblicz API uwolniony z SLN przez bilans masy, zgodnie z18, w skrócie jako różnicę między całkowitą ilością API w SLN a pozostałą ilością API po próbkowaniu.</li>
		<li>Powtórzyć ten proces dla przechowywanych próbek.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Sato, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crystallization+behaviour+of+fats+and+lipids+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Engineering+Science%22%5BJournal%5D)">Crystallization behaviour of fats and lipids a review.</a> Chemical Engineering Science. 56 (7), 2255-2265 (2001).</li>
<li>Becker, K., Salar-Behzadi, S., Zimmer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solvent-free+melting+techniques+for+the+preparation+of+lipid-based+solid+oral+formulations%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutical+Research%22%5BJournal%5D)">Solvent-free melting techniques for the preparation of lipid-based solid oral formulations.</a> Pharmaceutical Research. 32 (5), 1519-1545 (2015).</li>
<li>Rosiaux, Y., Jannin, V., Hughes, S., Marchaud, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid+lipid+excipients+-+Matrix+agents+for+sustained+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">Solid lipid excipients - Matrix agents for sustained drug delivery.</a> Journal of Controlled Release. 188, 18-30 (2014).</li>
<li>Siepmann, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipids+and+polymers+in+pharmaceutical+technology%3A+lifelong+companions%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Lipids and polymers in pharmaceutical technology: lifelong companions.</a> International Journal of Pharmaceutics. 558, 128-142 (2019).</li>
<li>Lopes, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microphase+separation+in+solid+lipid+dosage+forms+as+the+cause+of+drug+release+instability%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Microphase separation in solid lipid dosage forms as the cause of drug release instability.</a> International Journal of Pharmaceutics. 517 (1-2), 403-412 (2017).</li>
<li>Reitz, C., Kleinebudde, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid+lipid+extrusion+of+sustained+release+dosage+forms%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Solid lipid extrusion of sustained release dosage forms.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 67 (2), 440-448 (2007).</li>
<li>Salar-Behzadi, S., Corzo, C., Schaden, L., Laggner, P., Zimmer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+between+the+solid+state+of+lipid+coating+and+release+profile+of+API+from+hot+melt+coated+microcapsules%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Correlation between the solid state of lipid coating and release profile of API from hot melt coated microcapsules.</a> International Journal of Pharmaceutics. 565, 569-578 (2019).</li>
<li>Windbergs, M., Gueres, S., Strachan, C. J., Kleinebudde, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-step+solid+lipid+extrusion+as+a+process+to+modify+dissolution+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22AAPS+PharmSciTech%22%5BJournal%5D)">Two-step solid lipid extrusion as a process to modify dissolution behavior.</a> AAPS PharmSciTech. 11 (1), 2-8 (2010).</li>
<li>Schertel, S., Salar-Behzadi, S., Zimmer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+surface+properties+of+core+material+on+the+stability+of+hot+melt-coated+multiparticulate+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Impact of surface properties of core material on the stability of hot melt-coated multiparticulate systems.</a> Pharmaceutics. 13 (3), 366(2021).</li>
<li>Tang, D., Marangoni, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microstructure+and+fractal+analysis+of+fat+crystal+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Oil+Chemists%27+Society%22%5BJournal%5D)">Microstructure and fractal analysis of fat crystal networks.</a> Journal of the American Oil Chemists' Society. 83, 377-388 (2006).</li>
<li>Corzo, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipid-microparticles+for+pulmonary+delivery+of+active+pharmaceutical+ingredients%3A+Impact+of+lipid+crystallization+on+spray-drying+processability%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Lipid-microparticles for pulmonary delivery of active pharmaceutical ingredients: Impact of lipid crystallization on spray-drying processability.</a> International Journal of Pharmaceutics. 610, 121259(2021).</li>
<li>Acevedo, N. C. Characterization of the nanostructure of triacylglycerol crystal networks. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAcevedo%2C+NC+%22Structure-Function+Analysis+of+Edible+Fats%22">Structure-Function Analysis of Edible Fats</a>. Marangoni, A. G. , AOCS Press. Urbana, USA. (2012).</li>
<li>Marangoni, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure-function+analysis+of+edible+fats%5BTitle%5D)+AND+%22Structure-Function+Analysis+of+Edible+Fats%22%5BJournal%5D)">Structure-function analysis of edible fats.</a> Structure-Function Analysis of Edible Fats. , (2018).</li>
<li>Sato, K. Crystallization of lipids. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSato%2C+K+%22Fundamentals+and+Applications+in+Food%2C+Cosmetics%2C+and+Pharmaceuticals%22">Fundamentals and Applications in Food, Cosmetics, and Pharmaceuticals</a>. Sato, K. , Wiley. Blackwell, NJ, USA. (2018).</li>
<li>Acevedo, N. C., Marangoni, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toward+nanoscale+engineering+of+triacylglycerol+crystal+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Crystal+Growth+and+Design%22%5BJournal%5D)">Toward nanoscale engineering of triacylglycerol crystal networks.</a> Crystal Growth and Design. 10 (8), 3334-3339 (2010).</li>
<li>Lopes, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+lipid+blooming+and+crystallite+size+in+the+performance+of+highly+soluble+drug-loaded+microcapsules%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmaceutical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Role of lipid blooming and crystallite size in the performance of highly soluble drug-loaded microcapsules.</a> Journal of Pharmaceutical Sciences. 104 (12), 4257-4265 (2015).</li>
<li>Salar-Behzadi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+approach+for+overcoming+the+stability+challenges+of+lipid-based+excipients.+Part+2%3A+Application+of+polyglycerol+esters+of+fatty+acids+as+hot+melt+coating+excipients%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 2: Application of polyglycerol esters of fatty acids as hot melt coating excipients.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 148, 107-117 (2020).</li>
<li>Corzo, C., Meindl, C., Lochmann, D., Reyer, S., Salar-Behzadi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+approach+for+overcoming+the+stability+challenges+of+lipid-based+excipients.+Part+3%3A+Application+of+polyglycerol+esters+of+fatty+acids+for+the+next+generation+of+solid+lipid+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 3: Application of polyglycerol esters of fatty acids for the next generation of solid lipid nanoparticles.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 152, 44-55 (2020).</li>
<li>Tylor, A. K. Glyceryl monostearate. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTylor%2C+AK+%22Handbook+of+Pharmaceutical+Excipients%22">Handbook of Pharmaceutical Excipients</a>. Rowe, R. C., Sheskey, P. J., Quinn, M. E. , Pharmaceutical Press and American Pharmacists Association. UK, USA. 290-293 (2009).</li>
<li>Lutton, R. S., Jackson, F. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+polymorphism+of+1-+monostearin+and+1-monopalmitin%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">The polymorphism of 1- monostearin and 1-monopalmitin.</a> Journal of the American Chemical Society. 70 (7), 2445-2449 (1948).</li>
<li>Fang, W., Mayama, H., Tsujii, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+formation+of+fractal+structures+on+triglyceride+surfaces+with+reference+to+their+super+water-repellent+properties%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physical+Chemistry.+B%22%5BJournal%5D)">Spontaneous formation of fractal structures on triglyceride surfaces with reference to their super water-repellent properties.</a> The Journal of Physical Chemistry. B. 111 (3), 564-571 (2007).</li>
<li>Maleky, F., Marangoni, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoscale+effects+on+oil+migration+through+triacylglycerol+polycrystalline+colloidal+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Soft+Matter%22%5BJournal%5D)">Nanoscale effects on oil migration through triacylglycerol polycrystalline colloidal networks.</a> Soft Matter. 7, 6012-6024 (2011).</li>
<li>Corzo, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+approach+for+overcoming+the+stability+challenges+of+lipid-based+excipients.+Part+1%3A+Screening+of+solid-state+and+physical+properties+of+polyglycerol+esters+of+fatty+acids+as+advanced+pharmaceutical+excipients%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 1: Screening of solid-state and physical properties of polyglycerol esters of fatty acids as advanced pharmaceutical excipients.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 148, 134-147 (2020).</li>
<li>Gordillo-Galeano, A., Mora-Huertas, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid+lipid+nanoparticles+and+nanostructured+lipid+carriers%3A+A+review+emphasizing+on+particle+structure+and+drug+release%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Solid lipid nanoparticles and nanostructured lipid carriers: A review emphasizing on particle structure and drug release.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 133, 285-308 (2018).</li>
<li>Fan, Y., Marioli, M., Zhang, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analytical+characterization+of+liposomes+and+other+lipid+nanoparticles+for+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmaceutical+and+Biomedical+Analysis%22%5BJournal%5D)">Analytical characterization of liposomes and other lipid nanoparticles for drug delivery.</a> Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 192, 113642(2021).</li>
<li>Peyronel, F., Pink, D. A., Marangoni, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Triglyceride+nanocrystal+aggregation+into+polycrystalline+colloidal+networks%3A+Ultra-small+angle+X-ray+scattering%2C+models+and+computer+simulation%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Colloid+%26+Interface+Science%22%5BJournal%5D)">Triglyceride nanocrystal aggregation into polycrystalline colloidal networks: Ultra-small angle X-ray scattering, models and computer simulation.</a> Current Opinion in Colloid & Interface Science. 19 (5), 459-470 (2014).</li>
<li>Acevedo, N. C., Marangoni, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functionalization+of+non-interesterified+mixtures+of+fully+hydrogenated+fats+using+shear+processing%5BTitle%5D)+AND+%22Food+and+Bioprocess+Technology%22%5BJournal%5D)">Functionalization of non-interesterified mixtures of fully hydrogenated fats using shear processing.</a> Food and Bioprocess Technology. 7 (2), 575-587 (2014).</li>
<li>Dong, Y. D., Boyd, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+X-ray+scattering+in+pharmaceutical+science%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Applications of X-ray scattering in pharmaceutical science.</a> International Journal of Pharmaceutics. 417 (1-2), 101-111 (2011).</li>
<li>Di Cola, E., Grillo, I., Ristori, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+angle+X-ray+and+neutron+scattering%3A+Powerful+tools+for+studying+the+structure+of+drug-loaded+liposomes%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Small angle X-ray and neutron scattering: Powerful tools for studying the structure of drug-loaded liposomes.</a> Pharmaceutics. 8 (2), 10(2016).</li>
<li>Lopez, C., Lesieur, P., Bourgaux, C., Ollivin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermal+and+structural+behavior+of+anhydrous+milk+fat.+3.+Influence+of+cooling+rate%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dairy+Science%22%5BJournal%5D)">Thermal and structural behavior of anhydrous milk fat. 3. Influence of cooling rate.</a> Journal of Dairy Science. 88 (2), 511-526 (2005).</li>
<li>Kalnin, D., Garnaud, G., Amenitsch, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ollivon.+Monitoring+fat+crystallization+in+aerated+food+emulsions+by+combined+DSC+and+time-resolved+synchrotron+X-ray+diffraction%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Research+International%22%5BJournal%5D)">Ollivon. Monitoring fat crystallization in aerated food emulsions by combined DSC and time-resolved synchrotron X-ray diffraction.</a> Food Research International. 35 (10), 927-934 (2002).</li>
<li>Bugeat, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unsaturated+fatty+acid+enriched+vs.+control+milk+triacylglycerols%3A+Solid+and+liquid+TAG+phases+examined+by+Synchrotron+radian+X-ray+diffraction+coupled+with+DSC%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Research+International%22%5BJournal%5D)">Unsaturated fatty acid enriched vs. control milk triacylglycerols: Solid and liquid TAG phases examined by Synchrotron radian X-ray diffraction coupled with DSC.</a> Food Research International. 67, 91-101 (2015).</li>
<li>Brubach, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+and+thermal+characterization+of+glyceryl+behenate+by+X-ray+diffraction+coupled+to+differential+calorimetry+and+infrared+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Structural and thermal characterization of glyceryl behenate by X-ray diffraction coupled to differential calorimetry and infrared spectroscopy.</a> International Journal of Pharmaceutics. 336 (2), 248-256 (2007).</li>
<li>Chong, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermal+and+structural+behaviour+of+crude+palm+oil%3A+Crystallisation+at+very+low+cooling+rate%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Lipid+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Thermal and structural behaviour of crude palm oil: Crystallisation at very low cooling rate.</a> European Journal of Lipid Science and Technology. 109 (4), 410-421 (2007).</li>
<li>Askin, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simultaneous+differential+scanning+calorimetry-X-ray+diffraction+study+of+olanzapine+crystallization+from+amorphous+solid+dispersions%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">A simultaneous differential scanning calorimetry-X-ray diffraction study of olanzapine crystallization from amorphous solid dispersions.</a> Molecular Pharmaceutics. 17 (11), 4364-4374 (2020).</li>
<li>Clout, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+differential+scanning+calorimetry+-+synchrotron+X-ray+powder+diffraction%3A+A+powerful+technique+for+physical+form+characterization+in+pharmaceutical+materials%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Simultaneous differential scanning calorimetry - synchrotron X-ray powder diffraction: A powerful technique for physical form characterization in pharmaceutical materials.</a> Analytical Chemistry. 88 (20), 10111-10117 (2016).</li>
<li>Jendrzejewska, I., Goryczka, T., Pietrasik, E., Klimontko, J., Jampilek, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((X-ray+and+thermal+analysis+of+selected+drugs+containing+acetaminophen%5BTitle%5D)+AND+%22Molecules%22%5BJournal%5D)">X-ray and thermal analysis of selected drugs containing acetaminophen.</a> Molecules. 25 (24), 5909(2020).</li>
<li>Righetti, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crystallization+of+Polymers+Investigated+by+Temperature-Modulated+DSC%5BTitle%5D)+AND+%22Materials%22%5BJournal%5D)">Crystallization of Polymers Investigated by Temperature-Modulated DSC.</a> Materials. 10 (4), 442(2017).</li>
<li>Sauer, B. B., Kampert, W. G., Neal Blanchard, E., Threefoot, S. A., Hsiao, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+modulated+DSC+studies+of+melting+and+crystallization+in+polymers+exhibiting+multiple+endotherms%5BTitle%5D)+AND+%22Polymer%22%5BJournal%5D)">Temperature modulated DSC studies of melting and crystallization in polymers exhibiting multiple endotherms.</a> Polymer. 41 (3), 1099-1108 (2000).</li>
<li>Ali, F., Kumar, R., Lal Sahu, P., Singh, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physicochemical+characterization+and+compatibility+study+of+roflumilast+with+various+pharmaceutical+excipients%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thermal+Analysis+and+Calorimetry%22%5BJournal%5D)">Physicochemical characterization and compatibility study of roflumilast with various pharmaceutical excipients.</a> Journal of Thermal Analysis and Calorimetry. 130, 1627-1641 (2017).</li>
</ol>

Autorzy ujawniają wszelkie konflikty interesów.

Dyfrakcja promieniowania rentgenowskiego w proszku i DSC zostały opisane w tym manuskrypcie jako złote standardy w analizie ciała stałego LBE. Dyfrakcja promieniowania rentgenowskiego w proszku ma tę wyjątkową zaletę, że przetwarza pomiary in situ, przy minimalnej manipulacji próbkami w stanie stałym podczas pomiarów. Co więcej, kapilary o tym samym napełnieniu mogą być przechowywane w różnych warunkach po wstępnych pomiarach w celu zbadania zmian stanu stałego podczas przechowywania. W tej pracy skupiliśmy się ...

Lipidy to klasa materiałów, które zawierają długołańcuchowe węglowodory alifatyczne i ich pochodne. Obejmują one szeroki zakres struktur chemicznych, w tym kwasy tłuszczowe, acyloglicerole, sterole i estry steroli, woski, fosfolipidy i sfingolipidy1. Stosowanie lipidów jako farmaceutycznych substancji pomocniczych rozpoczęło się w 1960 roku do osadzania leków w matrycy woskowej w celu zapewnienia preparatów o przedłużonym uwalnianiu2. Od tego czasu substancje pomocnicze na bazie lipidów (LBE) zyskały dużą uwagę w różnych zastosowaniach, takich jak modyfikowane uwalnianie leków, maskowanie smaku, kapsułkowanie leków i zwiększona biodostępność leków. LBE mogą być stosowane w szerokim zakresie farmaceutycznych postaci dawkowania poprzez wszechstronne procesy produkcyjne, a mianowicie między innymi powlekanie na gorąco, suszenie rozpyłowe, wytłaczanie stałych lipidów, druk 3D, tabletkowanie i homogenizację wysokociśnieniową. Wynikiem są formy dawkowania, takie jak tabletki, folie rozpadające się w jamie ustnej, systemy wielocząsteczkowe, nano i mikrocząsteczki, granulki i formy drukowane w 3D2,3,4.
LBE posiadają status "Powszechnie uznane za bezpieczne", niską toksyczność, dobrą biokompatybilność i lepszą tolerancję pacjenta. Ich naturalne pochodzenie i szeroka dostępność pozwalają im wspierać ekologiczną i zrównoważoną produkcję farmaceutyczną. Niemniej jednak, stosowanie LBE wiąże się z niestabilnymi postaciami dawkowania. Zmiany właściwości produktów na bazie lipidów po przechowywaniu były szeroko zgłaszane. Stan stały LBE i istnienie polimorfizmu lipidów są uważane za główne przyczyny niestabilności form dawkowania opartych na lipidach5,6,7,8.
Mechaniczne i fizyczne właściwości lipidów są ściśle związane z ich właściwościami krystalicznymi i strukturą ich sieci krystalicznej, która pokazuje wyraźne hierarchie organizacji strukturalnej. Gdy lipidy są wykorzystywane do produkcji produktów farmaceutycznych, na strukturę krystaliczną wpływają zastosowane parametry procesu, takie jak temperatura, rozpuszczalniki organiczne, ścinanie i siły mechaniczne, co z kolei wpływa na wydajność produktu farmaceutycznego5,7,9,10,11,12. Aby zrozumieć tę zależność struktura-funkcja, ważne jest poznanie podstaw krystalizacji lipidów i struktury krystalicznej oraz metod analitycznych do ich badań przesiewowych.
Na poziomie molekularnym, najmniejsza jednostka kryształu lipidu jest określana jako "komórka elementarna." Regularne trójwymiarowe powtarzanie komórek elementarnych buduje sieci krystaliczne, z silniejszymi oddziaływaniami molekularnymi wzdłuż ich kierunków bocznych niż podłużne, co wyjaśnia warstwową budowę kryształów lipidowych. Powtarzające się upakowanie łańcuchów węglowodorowych w przekroju poprzecznym jest znane jako sub-cell1,12,13 (Rysunek 1). Blaszki są bocznym upakowaniem cząsteczek lipidów. W pakiecie kryształów interfejsy między różnymi blaszkami są zbudowane z metylowych grup końcowych, podczas gdy polarne grupy glicerolowe są umieszczone w wewnętrznych częściach blaszki14. Aby odróżnić każdy łańcuch kwasu tłuszczowego w blasce, stosuje się termin ulotka, która reprezentuje podwarstwę złożoną z pojedynczych łańcuchów kwasów tłuszczowych. Acyloglicerole mogą być ułożone w podwójne (2L) lub potrójne (3L) długości łańcucha ulotek14. Energia powierzchniowa blaszek powoduje, że epitaksjalnie układają się one względem siebie, tworząc nanokrystality. Różne czynniki przetwarzania, takie jak temperatura i szybkość chłodzenia, wpływają na liczbę ułożonych w stos lameli, a tym samym na grubość krystalitu (~10-100 nm). Agregacja krystalitów prowadzi do powstawania sferulitów w skali mikro, a agregacja sferulitów zapewnia sieci krystalicznej LBE zdefiniowane makroskopowe zachowanie13.
Przejścia w stanie stałym zaczynają się na poziomie molekularnym. Geometryczne przejście z jednej podkomórki do drugiej nazywa się polimorfizmem. Trzy główne polimorfy formy α, β' i β zwykle znajdują się w acyloglicerolach, uporządkowane według zwiększonej stabilności. Przechylenie lameli względem grup końcowych następuje podczas przejść polimorficznych1,13. Przejścia polimorficzne za pośrednictwem magazynowania i stopienia są doświadczane przez LBE. Przejścia spichcjonalne zachodzą, gdy forma metastabilna jest przechowywana poniżej temperatury topnienia, podczas gdy przemiany za pośrednictwem stopienia zachodzą, gdy temperatura wzrasta powyżej temperatury topnienia formy metastabilnej, powodując topnienie i sukcesywną krystalizację bardziej stabilnej formy.
Ponadto, separacja faz i wzrost kryształów mogą również wystąpić. Separacja faz jest napędzana przez początkową krystalizację wielofazową i wzrost jednej lub więcej faz. Interakcje cząstka-cząstka, w tym spiekanie, interakcje molekularne, cechy mikrostrukturalne i składniki obce, mogą również wywoływać wzrost kryształów1,5.
Monitorowanie przejść w stanie stałym LBE i ich wpływu na działanie form dawkowania ma istotne znaczenie. Między innymi różnicowa kalorymetria skaningowa (DSC) i dyfrakcja rentgenowska, a konkretnie symultaniczne rozpraszanie promieniowania rentgenowskiego pod małym i szerokim kątem (SWAXS), to dwa złote standardy oceny lipidowego stanu stałego.
DSC jest powszechnie używane do pomiaru zmian entalpii materiału będącego przedmiotem zainteresowania związanych z przepływem ciepła w funkcji czasu i temperatury. Metoda jest szeroko stosowana do badań przesiewowych zachowań termicznych lipidów, takich jak możliwe szlaki topnienia i krystalizacji, odpowiednia temperatura i entalpia różnych form polimorficznych, a także mniejsze i główne frakcje kompozycji lipidowych. Dane te można wykorzystać do zobrazowania niejednorodności, wielu faz i polimorfizmu lipidów5,7,13.
Techniki dyfrakcji rentgenowskiej są najpotężniejszymi metodami określania struktury w stanie stałym. Posiadając uporządkowaną nanostrukturę z powtarzającymi się blaszkami, odbicie wiązki promieniowania rentgenowskiego od kryształów lipidów można badać za pomocą prawa Bragga:
d = λ/2sinθ (Równanie 1)
gdzie λ to długość fali promieniowania rentgenowskiego 1,542 A, θ to kąt dyfrakcji rozproszonej wiązki, a d to międzypłaszczyznowy odstęp powtarzających się warstw, zdefiniowany jako długość lameli w lipidach. Mały kąt promieniowania rentgenowskiego może być doskonale wykorzystany do wykrycia wzoru długich odstępów i obliczenia długości lameli (d). Im większa powtarzana odległość d, tym mniejszy kąt rozpraszania (1-15°, obszar małego kąta), ponieważ d jest odwrotnie proporcjonalne do sin θ. Układ subkomórkowy lipidów można scharakteryzować jako wzór krótkich odstępów w szerokim kącie dyfrakcji rentgenowskiej. Zarówno długie, jak i krótkie wzorce odstępów lipidów (długość blaszek i ułożenie subkomórek) mogą być wykorzystane do wskazania monotropowej transformacji polimorficznej. Na przykład forma α (sześciokątna) może zostać zmieniona na β (trójskośna) ze względu na zmianę kąta nachylenia łańcuchów, ze zmianami długości lameli (długi wzór odstępów, w obszarze małego kąta, 1-15°) oraz w trybie upakowania przekroju poprzecznego (wzór krótkich odstępów, w obszarze szerokokątnym, 16-25°) (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).
Informacje uzyskane z regionu SAXS mogą być dalej wykorzystane do zbadania wzrostu kryształu poprzez pomiar jego grubości (D) za pomocą równania Scherrera15:
D = Kλ/FWHMcosθ (Równanie 2)
Gdzie, FWHM to szerokość w radianach maksimum dyfrakcyjnego mierzonego w połowie wysokości między tłem a szczytem, ogólnie znana jako pełna szerokość w połowie maksimum (FWHM); θ to kąt dyfrakcji; λ to długość fali promieniowania rentgenowskiego (1,542 A), a K (stała Scherrera) to bezwymiarowa liczba, która dostarcza informacji o kształcie kryształu (w przypadku braku szczegółowych informacji o kształcie K = 0,9 jest dobrym przybliżeniem). Należy pamiętać, że równanie Scherrera może być używane do szacowania średnich rozmiarów kryształów do około 100 nm, ponieważ poszerzenie piku jest odwrotnie proporcjonalne do rozmiaru krystalitu. Dlatego jego zastosowanie jest przydatne do określania grubości nanopłytek krwi i pośrednio liczby zagregowanych blaszek. Przykłady zastosowania tego dobrze znanego podejścia do badania przesiewowego właściwości krystalicznych lipidów w procesie opracowywania preparatów farmaceutycznych i związanej z tym niestabilności działania produktu można znaleźć w5,12,16,17,18.
Monitorowanie stanu stałego LBE na każdym etapie rozwoju za pomocą sprawdzonych technik analitycznych zapewnia skuteczną strategię projektowania wysokowydajnych procesów produkcyjnych i stabilnych produktów farmaceutycznych na bazie lipidów.
Ta publikacja przedstawia kluczowe zastosowanie kompleksowej analizy ciała stałego w LBE do monitorowania zmian w stanie stałym i jego korelacji ze zmianą profilu uwalniania aktywnego składnika farmaceutycznego (API) z farmaceutycznej postaci dawkowania. Jako studia przypadków przyjmuje się systemy wielocząsteczkowe oparte na kryształach API pokrytych lipidami za pomocą powłoki topliwej oraz zawiesiny nanolipidowe wytwarzane w procesie homogenizacji wysokociśnieniowej. Publikacja koncentruje się na zastosowaniu dyfrakcji rentgenowskiej proszków i DSC jako narzędzi analitycznych. Pierwsze dwa przykłady pokazują wpływ odpowiednio transformacji polimorficznej i wzrostu kryształów na zmianę uwalniania API z powlekanych próbek. Ostatni przykład ujawnia korelację między stabilnym stanem stałym lipidów a stabilnym działaniem produktu farmaceutycznego w systemach wielocząsteczkowych pokrytych lipidami oraz w zawiesinach nanolipidowych.

<table><tbody><tr><td>CaCl2&middot; 2H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>223506</td><td></td></tr><tr><td>Kasety z workiem z membraną celulozową z odcięciem 7000 Da, Thermo Scientific Slide-A-Lyzer 7K</td><td>Fisher Scientific Inco, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie sterujące systemu rentgenowskiego</td><td>HECUS dedykowane wyposażenie</td><td></td><td></td>domu</tr><tr><td>Jednostka sterująca systemu rentgenowskiego</td><td>Dedykowane wyposażenie</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>domu HECUSRóżnicowy kalorymetr skaningowy (DSC) aluminiowe tygle i pokrywki</td><td>Netzsch, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Różnicowy kalorymetr skaningowy DSC 204 F1 Phoenix (NETZSCH, Niemcy).</td><td>Netzsch, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dipalmitoylfosfatydylocholina (DPPC)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>850355P</td><td></td></tr><tr><td>Aparat łopatkowy do rozpuszczania II, Erweka DT 828 LH</td><td>Erweka GmbH, Langen, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dynasan 116</td><td>IOI OLEO</td><td></td><td>Tripalmityna</td></tr><tr><td>Geleol</td><td>Gattefosse</td><td></td><td>Monosteranian glicerolu&nbsp;</td></tr><tr><td>KCl&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>529552</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P0662</td><td></td></tr><tr><td>Kolliphor P 188</td><td>BASF Chem Trade</td><td></td><td>Poloxamer 188&nbsp;</td></tr><tr><td>MgCl2 i kropka środkowa; 6H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M2670</td><td></td></tr><tr><td>Na2HPO4&middot; 2H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9763</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9888</td><td></td></tr><tr><td>Netzsch DSC 204F1 Software Version 8.0.1</td><td>Netzsch, Niemcy</td><td>6.239.2-64.51.00</td><td></td></tr><tr><td>Origin Pro (OriginLab, Northampton, MA) (oprogramowanie statystyczne</td><td>OriginLab, Northampton, MA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie do analizy proteous</td><td>Netzsch, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tween 65</td><td></td><td></td><td>Polysorbate 65</td></tr><tr><td>Witepsol PMF 1683</td><td>IOI OLEO</td><td></td><td>Ester triglicerolu kwasu stearatycznego/palmitynowego (częściowo estryfikowany)</td></tr><tr><td>Witepsol PMF 282</td><td>IOI OLEO</td><td></td><td>Ester diglicerolu kwasu stearynowego&nbsp;</td></tr><tr><td>System rentgenowski HECUS składający się z kamery punktowej i dwóch liniowo ustawionych czułych detektorów</td><td>HECUS dedykowane wyposażenie</td><td></td><td></td> domowe</tr></tbody></table>

pakiet uznanych narzędzi analitycznych do badania zmian w stanie stałym substancji pomocniczych na bazie lipidów

A Package of Established Analytical Tools to Investigate the Solid-State Alteration of Lipid-Based Excipients

Substancje pomocnicze na bazie lipidów (LBE) są mało toksyczne, biokompatybilne i pochodzenia naturalnego, a ich zastosowanie wspiera zrównoważony rozwój produkcji farmaceutycznej. Jednak głównym wyzwaniem jest ich niestabilny stan stały, wpływający na stabilność produktu farmaceutycznego. Krytyczne właściwości fizyczne lipidów do ich przetwarzania - takie jak temperatura i lepkość topnienia, reologia itp. - są związane z ich strukturą molekularną i krystalicznością. Dodatki, a także naprężenia termiczne i mechaniczne związane z procesem produkcyjnym, wpływają na stan stały lipidów, a tym samym na działanie ich produktów farmaceutycznych. Dlatego zrozumienie zmian w stanie stałym ma kluczowe znaczenie. W niniejszej pracy przedstawiono połączenie dyfrakcji promieniowania rentgenowskiego w proszku i różnicowej kalorymetrii skaningowej (DSC) jako złoty standard w charakterystyce stanu stałego lipidów. Dyfrakcja rentgenowska jest najskuteczniejszą metodą badania przesiewowego polimorfizmu i wzrostu kryształów. Układ polimorficzny i długość lameli są scharakteryzowane odpowiednio w obszarach dyfrakcji rentgenowskiej o szerokim i małym kącie. Obszar rozpraszania promieniowania rentgenowskiego pod małym kątem (SAXS) może być dalej wykorzystywany do badania wzrostu kryształów. Można wskazać przejście i separację faz. DSC służy do badania przesiewowego zachowania termicznego lipidów, szacowania mieszalności dodatków i/lub aktywnych składników farmaceutycznych (API) w matrycy lipidowej oraz dostarczania diagramów fazowych. Przedstawiono cztery studia przypadków, w których LBE są stosowane jako materiał powlekający lub jako matryca enkapsulacji w celu zapewnienia odpowiednio powlekanych lipidami systemów wielocząsteczkowych i nanozawiesin lipidowych. Lipidowy stan stały i jego potencjalna zmiana podczas przechowywania są badane i korelowane ze zmianą w wydaniu API. Jakościowe metody mikroskopowe, takie jak mikroskopia światła spolaryzowanego i skaningowa mikroskopia elektronowa, są uzupełniającymi narzędziami do badania krystalizacji na poziomie mikro. Należy dodać dalsze metody analityczne w oparciu o wybrany proces produkcyjny. Zależność między strukturą, funkcją i przetwarzalnością powinna być dokładnie zrozumiana, aby móc projektować wytrzymałe i stabilne produkty farmaceutyczne na bazie lipidów.

Korelacja pomiędzy polimorficznym przejściem lipidu a uwalnianiem API w kryształach API powlekanych lipidami: 
Kryształy API powlekane monostearynianem glicerolu są badane za pomocą DSC i promieniowania rentgenowskiego bezpośrednio po powlekaniu oraz po 3 miesiącach przechowywania w warunkach przyspieszonych (40 °C, 75% wilgotności względnej)7. Monostearynian glicerolu jest układem wielofazowym zawierającym 40%-55% monoglicerydów, 30%-45% diglicerydów i 5%-15% gliceryd...

Ta publikacja pokazuje zastosowanie dyfrakcji rentgenowskiej i różnicowej kalorymetrii skaningowej jako złotych standardów do badania stanu stałego lipidowych substancji pomocniczych (LBE). Zrozumienie zmian w stanie stałym w LBE i ich wpływu na działanie produktów farmaceutycznych jest kluczowym czynnikiem w produkcji solidnych form dawkowania na bazie lipidów.

Pakiet uznanych narzędzi analitycznych do badania zmian w stanie stałym substancji pomocniczych na bazie lipidów

Lipid-based excipients (LBEs) are low-toxic, biocompatible, and natural-based, and their application supports the sustainability of pharmaceutical ...

Połączenie różnicowej kalorymetrii skaningowej i dyfrakcji rentgenowskiej jest złotym standardem w badaniu zmian w stanie stałym produktów farmaceutycznych na bazie lipidów. Połączona metodologia jest silnym narzędziem do badań przesiewowych polimorfizmu, wzrostu kryształów i przemiany lipidów w połączeniu z badaniami przesiewowymi, zachowaniem końcowym i widocznością leku z matrycą lipidową. Metodologia ta może być wykorzystana do zrozumienia interakcji między stanem stałym lipidów a działaniem jego produktu farmaceutycznego.Takie produkty mogą obejmować zarówno preparaty nanolipidowe, jak i tabletki matrycowe. Zabieg przeprowadzi Gerfried Luschin-Ebengreuth. Gerfried jest naukowcem z naszego laboratorium.Aby rozpocząć, włącz dopływ azotu gazowego i ustaw ciśnienie w zakresie od 0,2 do 0,5 bara. Włącz przyrząd do różnicowej kalorymetrii skaningowej lub DSC oraz automatyczny zmieniacz próbek. Otwórz oprogramowanie i kliknij przycisk tak, aby aktywować tryb czuwania, a następnie kliknij view sygnały.Pozwól na kalibrację urządzenia przez co najmniej godzinę. Oczyść piec azotem. Kliknij ikonę nowej metody i przejdź do definicji metody.Gdy otworzy się okno przeglądu, aktywuj opcję modulacji temperatury. Przejdź do zakładki nagłówek i wybierz metodę klikając na próbkę. Przejdź do zakładki program temperatury.Wybierz opcję Wyczyść dwie MFC i ochronne MFC z prędkością 50 mililitrów na minutę. Ustaw tryb czuwania na 20 stopni Celsjusza, cykl ogrzewania z prędkością pięciu kelwinów na minutę od 20 stopni Celsjusza do temperatury topnienia izotermy lipidów, utrzymując ją w tej temperaturze przez pięć minut. Cykl chłodzenia do zera stopni Celsjusza przy pięciu kelwinach na minutę.Ustaw temperaturę końcowego resetu awaryjnego na temperaturę o 10 stopni Celsjusza wyższą od najwyższej temperatury programu i końcową temperaturę czuwania na 20 stopni Celsjusza. Przejdź do zakładki kalibracja i wybierz odpowiedni plik z temperaturą i czułością. Zapisz metodę.Zważyć od trzech do czterech miligramów każdej próbki do tygli aluminiowych i zapisać dokładną masę załadowaną do każdego tygla. Uszczelnij aluminiowy tygiel przekłutą pokrywką. Umieść tygle w tacce automatycznego próbnika i aktywuj tryb automatycznego próbnika w oprogramowaniu i załaduj metodę związaną z każdą próbką.Wypełnić pozycję próbki, nazwę próbki i masę każdej próbki oraz pozycję tygla referencyjnego w oknie widoku tacy na próbki. Rozpocznij pomiar. Otwórz surowe dane za pomocą oprogramowania do analizy danych i ustaw temperaturę w stosunku do przepływu ciepła, klikając przycisk X czas, X temperatura.W wyskakującym oknie kliknij ukryj segmenty izotermiczne. Po lewej stronie ekranu wybierz tylko te krzywe, które mają być analizowane. Sprawdź zachowanie termiczne lipidów jako zdarzenia endotermiczne i egzotermiczne pochłoniętej lub uwolnionej energii w postaci ciepła odpowiednio w funkcji temperatury.Kliknij krzywą, a następnie ocenę i obszar. Aby obliczyć entalpię topnienia jako pole pod krzywą endoterm. Wybierz granice całkowania, przesuwając pionowe linie o dwa do trzech stopni Celsjusza przed i po początku i końcu szczytu.Wybierz liniową linię bazową dla całkowania pików. Pole między krzywą a linią bazową jest proporcjonalne do zmiany entalpii. Kliknij Zastosuj, aby zakończyć obliczenia.Podobnie oblicz entalpię krystalizacji jako obszar pod krzywą egzotermów. Określ początek temperatury topnienia lub początku T, klikając krzywą, która ma być analizowana. A potem na ocenę i początek.Wybierz granice kwantyfikacji, przesuwając linie pionowe do najbardziej prostego przekroju krzywej. Zwykle jest to około 5 do 10 stopni Celsjusza przed i po szczycie. Następnie określ temperaturę topnienia lub TM, klikając krzywą do analizy.Po której następuje ocena i pik, uzyskana wartość jest maksimum piku. Użyj systemu rozpraszania promieniowania rentgenowskiego składającego się z kamery do ustawiania ostrości punktowej przymocowanej do szczelnego lampowego generatora promieniowania rentgenowskiego i wyposażonej w jednostkę sterującą i powiązane oprogramowanie. Użyj dwóch liniowo ustawionych czułych detektorów, aby pokryć zarówno małe, jak i szerokokątne obszary rozpraszania promieniowania rentgenowskiego.Włączyć układ wody chłodzącej na jednostce sterującej, pompie próżniowej, zaworach gazowych oraz układzie sterowania zasilaniem i bezpieczeństwem. Następnie włącz zawory sterujące napięciem i przedmuchujące detektory przy przepływie gazu od 10 do 20 mililitrów na minutę. Włącz lampę rentgenowską i opcję czuwania i odczekaj około 10 minut.Wyłącz tryb czuwania i włącz lampę rentgenowską do pełnej mocy, która jest większa niż 50 kilowoltów. Odczekaj co najmniej 30 minut. Uruchom oprogramowanie sterujące i kliknij resetuj TPF.Następnie wybierz Filtr wolframowy i ustaw pozycję. Przejdź do pozycji, aby ustalić położenie filtra wolframowego. Próbki należy umieścić w specjalnych szklanych kapilarnach o średnicy zewnętrznej około dwóch milimetrów, unikając uwięzienia powietrza w naczyniach włosowatych.Uszczelnij szklaną kapilarnę woskiem i ostrożnie umieść ją w uchwycie kapilary. Włącz silnik w celu obracania próbki, zamknij zawór podciśnienia i poczekaj, aż ciśnienie spadnie poniżej pięciu milibarów. W oprogramowaniu wybierz rozdzielczość pozycji 1024 dla obu detektorów i ustaw czas ekspozycji na 1 200 sekund.Kliknij narzędzia do kranu, aby ustawić limity energii, a następnie kliknij ustaw limity energii i rozdzielczości, a następnie uruchom ponownie. Ustaw limity energii w odpowiednim zakresie od 400 do 900. Otwórz migawkę bezpieczeństwa i rozpocznij pomiar.Upewnij się, że okno pomiaru pokazuje maksymalnie 80 zliczeń na sekundę. Jeśli nie zostanie to podane, dostosuj położenie filtra. Eksportuj dane jako pliki P00.Dane składają się z intensywności transmisji i absorpcji w zależności od numeru kanału. Przenieś dane do oceny do oprogramowania statystycznego i skoryguj dane, normalizując natężenia przy użyciu masy rozpraszającej zmierzonej za pomocą filtra wolframowego. Utwórz wykres o znormalizowanej intensywności w funkcji dwukrotnie większej od kąta dyfrakcji.Użyj funkcji czytnika ekranu, aby znaleźć piki dyfrakcyjne zarówno w rozpraszaniu promieniowania rentgenowskiego pod małym kątem lub SAXS, jak i w szerokim zakresie rozpraszania promieniowania rentgenowskiego lub w obszarach WAXS. Zastosuj równanie Bragsa, aby obliczyć piki dyfrakcyjne, dla których osiągnięto maksymalną intensywność w wzajemnych oddziaływaniach lub odstępach. Oblicz stosunki położenia piku w regionie SAXS, aby określić symetrię krystaliczną lipidów i użyj głównego piku dyfrakcyjnego obszaru SAXS do ilościowego określenia grubości krystalitu.Dopasuj pik do funkcji Gaussa za pomocą klasycznych kwadratów dzierżawionych i uzyskaj pełną szerokość przy połowie maksimum, klikając piki analizy i linie bazowe, analizator pików, otwarty dialog. W wyskakującym oknie wybierz opcję Dopasuj Peaks Pro. Wybierz stałą linię bazową, w której Y jest równe zero.Wybierz główny pik dyfrakcyjny w regionie SAXS. Kliknij kontrolę dopasowania, aby wybrać parametry dopasowania szczytowego. Wybierz funkcję Gauss Amp.Ustaw parametry Y, zero, XC1 i A1 jako stałe i dopasuj dane. Uzyskaj pełną szerokość przy połowie maksimum od pasowania. Na koniec użyj pewniejszego równania, aby obliczyć grubość krystaliki.Pokazano tutaj konfiguracje widełek i krzeseł strojeniowych cząsteczki triacyloglicerolu, subkomórki, blaszki i krystalicznej płytki krwi. Reprezentatywny obraz pokazuje krótkie i długie wzory odstępów formy alfa Tripalmityny oraz regionów WAXS i SAXS. To samo dotyczy formularza beta, który jest pokazany na tym obrazie.Aktywny składnik farmaceutyczny lub kryształy API kodowane monostearynianem glicerolu są mierzone za pomocą DSC i promieniowania rentgenowskiego bezpośrednio po powlekaniu i po trzech miesiącach przechowywania w przyspieszonych warunkach. Dane DSC próbek po trzech miesiącach przechowywania w trybie przyspieszonym pokazują, że endoterma na początku T wynosi 55,7 stopni Celsjusza z dwoma nakładającymi się zdarzeniami o temperaturze 60,2 stopni Celsjusza dla topnienia pozostałej formy alfa i przy TM równej 63,8 stopni Celsjusza jako główne zdarzenie dla topnienia formy beta. Przejście polimorficzne zostało potwierdzone danymi rentgenowskimi poprzez wykrycie krótkich odstępów D typowych dla formy beta w połączeniu ze zmniejszeniem grubości blaszki spowodowanym nachyleniem molekularnym.Zaobserwowano również znaczące zmiany w profilach uwalniania, które można wytłumaczyć ewidentną polimorficzną transformacją formy alfa w formę beta z gęstszym układem podkomórek, co skutkuje powierzchnią hydrofobową. W tym miejscu przedstawiono dane DSC, dane rentgenowskie oraz profil wydania API kryształów API zakodowanych za pomocą PG13C16C18 częściowych bezpośrednio po kodowaniu i po trzech miesiącach przechowywania w przyspieszonych warunkach. Analiza DSC przechowywanych próbek wykazała niezmienione termogramy, które nie wykazują polimorfizmu ani separacji faz.Stabilny stan stały PG3C16C18 częściowego został potwierdzony przez wzorce rentgenowskie. Obszar WAXS wykazuje pik odpowiadający krótkiemu odstępowi D równemu 4,15 angstrema i T0 w przechowywanych próbkach związanych z formą alfa. Obszar SAXS ujawnił niezmieniony główny pik o długim odstępie D równym D równym 63,7 angstrema, co odpowiada strukturze lamelowej o konfiguracji dwóch L.Stabilny stan stały matrycy lipidowej skutkuje stabilnym profilem uwalniania API z kodowania. Aby zapewnić wysokiej jakości dane rentgenowskie, ważne jest, aby unikać uwięzienia między cząstkami podczas napełniania naczyń włosowatych. Również do wyboru czasu naświetlania opartego na rodzaju próbki i dostępnym sprzęcie.Podczas opracowywania nowych produktów farmaceutycznych badania przesiewowe lipidów w stanie stałym i ich interakcji z API są wykorzystywane do wyboru odpowiedniego procesu produkcyjnego i przewidywania stabilności produktu.

a-package-established-analytical-tools-to-investigate-solid-state

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

Przedstawiamy szybki test oparty na fluorescencji, który monitoruje szybkość gaszenia fluorescencji jako miarę aktywności kanałów gramicydynowych. Kanały gramicydynowe są wykorzystywane jako molekularne przetworniki siły do monitorowania zmian w właściwościach dwuwarstwy lipidowej wyczuwanych przez białka przebiegające przez dwuwarstwę.

Test fluorescencyjny oparty na gramicydynie; do oznaczania potencjału małych cząsteczek w modyfikowaniu właściwości dwuwarstwy lipidowej

Ten film demonstruje technikę dyssypatywnej mikrograwimetrii do badania wiązania białek z dwuwarstwami lipidów. Małe pęcherzyki jednowarstwowe są dodawane w celu pokrycia powierzchni czujnika kwarcowego mikrowagi. Wykorzystując zależne od jonów wapnia wiązanie docelowego białka wiążącego fosfolipidy z dwuwarstwą, monitorowane są zmiany częstotliwości oscylacji czujnika i rozproszenie oscylacji w celu określenia charakteru wiązania dwuwarstwy białkowo-lipidowej.

Technika mikrograwimetrii dyssypatywnej do badania interakcji białkowo-lipidowej dwuwarstwowej

Użycie fluoroforów do obrazowania in vivo może być znacznie ograniczone przez opsonizację, szybki klirens, niską czułość wykrywania i cytotoksyczne działanie na gospodarza. Enkapsulacja fluoroforów w liposomach poprzez hydratację i ekstruzję filmu prowadzi do wygaszania i ochrony fluorescencji, co umożliwia obrazowanie in vivo o wysokiej czułości wykrywania.

Wygaszanie fluorescencji fluoroforu bliskiej podczerwieni w obudowie liposomalnej jako narzędzie do obrazowania optycznego in vivo

Opisujemy protokół przygotowania dwuwarstw lipidowych i jego charakterystyki za pomocą mikroskopii sił atomowych i spektroskopii sił.

Obrazowanie mikroskopii sił atomowych i spektroskopia sił podpartych dwuwarstw lipidowych

Wiele przewidywanych (fosfo)lipaz jest słabo scharakteryzowanych pod względem specyficzności substratowej i funkcji fizjologicznych. W tym miejscu przedstawiamy protokół optymalizacji aktywności enzymów, poszukiwania naturalnych substratów i proponowania funkcji fizjologicznych tych enzymów.

Definiowanie specyficzności substratowej dla kandydatów na lipazę i fosfolipazę

To badanie opisuje klasyczną hydratację przy użyciu metody cienkiego filmu lipidowego do przygotowania nanoliposomów, a następnie charakterystyki nanocząstek. Hydrofilowe i globularne białko o masie 47 kDa, taryna, jest z powodzeniem kapsułkowane jako strategia poprawiająca stabilność, unikająca szybkiego klirensu i promująca kontrolowane uwalnianie. Metoda może być dostosowana do enkapsulacji cząsteczek hydrofobowych.

Otrzymywanie i charakterystyka nanoliposomów do uwięzienia bioaktywnych hydrofilowych białek kulistych

Ten protokół opisuje wytwarzanie liposomów oraz sposób, w jaki można je unieruchomić na powierzchni i zobrazować indywidualnie w masowy równoległy sposób za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej. Pozwala to na ilościowe określenie wielkości i niejednorodności składu między pojedynczymi liposomami populacji.

Ilościowy test pojedynczego liposomu oparty na mikroskopii fluorescencyjnej do wykrywania niejednorodności składu między poszczególnymi liposomami

Celem tego protokołu jest synteza liposomów znakowanych fluorescencyjnie i wykorzystanie cytometrii przepływowej do identyfikacji lokalizacji liposomów in vivo na poziomie komórkowym.

Przygotowanie, podawanie i ocena specyficznego tkankowo wychwytu komórkowego in vivo liposomów znakowanych barwnikiem fluorescencyjnym

Ten artykuł opisuje protokoły przygotowania próbek, redukcji danych i analizy danych w badaniach neutronowego echa spinowego (NSE) błon lipidowych. Rozsądne znakowanie lipidów deuterem umożliwia dostęp do różnych dynamik błon w mezoskopowych skalach długości i czasu, w których zachodzą ważne procesy biologiczne.

Spektroskopia neutronowego echa spinowego jako unikalna sonda do badania dynamiki błony lipidowej i interakcji błona-białko

Ten protokół opisuje tworzenie się komórek naśladujących pęcherzyki jedno- i wielolipidowe, dwuwarstwy lipidowe wspierane i dwuwarstwy lipidowe zawieszone. Te modele in vitro można dostosować do różnych typów lipidów i można je wykorzystać do badania różnych interakcji molekuł i makrocząsteczek.

Montaż dwuwarstwowych modeli lipidowych naśladujących i zawieszonych w powietrzu do badania oddziaływań molekularnych

Oleje używane do dostarczania leków mogą zaburzać profil lipidowy pacjentów, co jest niepożądane w chorobach sercowo-naczyniowych. Oleje bogate w kwasy tłuszczowe omega-3 są zdrową alternatywą dla konwencjonalnych olejów i mają ogromny potencjał dla samoemulgowanych systemów dostarczania leków.

Samo-nanoemulgacja zdrowych olejów w celu zwiększenia rozpuszczalności leków lipofilowych

Poznaj złoty standard analizy zmian stanu stałego w lipidowych produktach farmaceutycznych przy użyciu kalorymetrii różniczkowej skaningowej i dyfrakcji rentgenowskiej. Ta metoda pozwala badać polimorfizm i wzrost kryształów.

Pakiet uznanych narzędzi analitycznych do badania zmian w stanie stałym substancji pomocniczych na bazie lipidów

Przeglądaj więcej filmów