Trening oporowy dostosowany do dawki u myszy ze zmniejszonym ryzykiem uszkodzenia mięśni

Protokół ten jest jednym z pierwszych badań, które umożliwia naukowcom wykonywanie treningu oporowego dostosowanego do dawki u myszy, podobnie jak jest on wykonywany u ludzi. Główną zaletą tej techniki jest to, że pozwala badaczom precyzyjnie dostosować opór, przeciwko któremu muszą pracować przednie mięśnie piszczelowe myszy podczas treningu oporowego. Ponadto, ponieważ skurcze mięśni są ekscentrycznie odchylone, istnieje mniejsze prawdopodobieństwo uszkodzenia mięśni wywołanego skurczem.

Nasza technika treningu oporowego dostosowana do dawki może zostać włączona do podstawowych i przedklinicznych badań na myszach w celu opracowania interwencji mających na celu poprawę lub utrzymanie masy mięśniowej i siły w różnych stanach chorobowych. Najtrudniejszym aspektem protokołu jest precyzyjna stymulacja gałęzi strzałkowej nerwu kulszowego, który unerwia przednie mięśnie piszczelowe. Aby zredukować niedokładną stymulację elektryczną, dostosuj położenie elektrody i amplitudę stymulacji, aż maksymalny moment drgania zostanie zarejestrowany przez dynamometr.

Na początek zapewnij mysz wsparcie termiczne za pomocą podkładki grzewczej z żelu izotermicznego i umieść lampę grzewczą 1 metr nad myszą. Aby przygotować skórę do DART lub ISOM, usuń sierść z lewej tylnej kończyny, nakładając krem do depilacji. Po 2 minutach oczyść nogę chusteczkami nasączonymi wodą destylowaną, aby usunąć sierść i resztki kremu ze skóry.

Zdezynfekuj skórę za pomocą roztworu do szorowania jodu powidonu i 70% etanolu, a następnie użyj czystego bawełnianego wacika, aby nałożyć środek ochronny na oczy i depilowaną skórę, aby zapobiec wysuszeniu. Następnie nałóż 5% krem z lidokainą na piszczel, aby znieczulić ten obszar. Przełóż sterylną igłę podskórną o rozmiarze 1/2 cala i rozmiarze 26 przez najszerszą część bliższej części kości piszczelowej.

Po zabezpieczeniu kołka stabilizującego przytrzymaj igłę sterylnym hemostatem i zegnij plastikową część, aż się oderwie, a następnie połóż mysz w pozycji leżącej. Upewnij się, że mysz jest nadal bezpiecznie podłączona do stożka nosowego, aby utrzymać znieczulenie. Za pomocą pęsety ze sterylną końcówką włóż szpilkę piszczelową do metalowego zacisku krokodylkowego, tak aby koniec szpilki piszczelowej był przytrzymywany przez zacisk krokodylkowy.

Przesuń regulowane ramię aligatora clamp aby upewnić się, że stopa myszy jest umieszczona na podnóżku urządzenia DART. Przymocuj stopę myszy do stopki urządzenia DART za pomocą samoprzylepnej taśmy laboratoryjnej. Upewnij się, że stopa jest ustawiona pod kątem 90 stopni w stosunku do długiej osi kości piszczelowej myszy.

Umieść igłę podskórną o rozmiarze 18 x 1.5 = cal przez wstępnie wywiercone otwory w kątomierzu urządzenia DART, aby utworzyć zatrzymanie zgięcia podeszwowego, a następnie oprzyj stopkę na ograniczniku zgięcia podeszwowego. Aby zoptymalizować rozmieszczenie elektrod, umieść elektrodę bipolarną, przezskórną i NMES na dolno-bocznej stronie stawu kolanowego myszy. Użyj laboratoryjnego stymulatora elektrycznego, aby zastosować pojedyncze impulsy o częstotliwości 1 Hz w celu stymulacji gałęzi strzałkowej nerwu kulszowego.

Obserwuj mięsień piszczelowy przedni lub mięsień brzucha i ścięgno TA, aby uzyskać dowody na skurcze skurczowe wywołane elektrycznie. Teraz przymocuj szew do płyty podłogowej dynamometru, a następnie zoptymalizuj amplitudę napięcia wyjściowego ze stymulatora NMES tak, aby NMES był ograniczony do wspólnego nerwu strzałkowego i mięśnia TA. Aby ustawić stymulator tak, aby wytwarzał powtarzające się ciągi impulsów, ustaw pokrętła częstotliwości impulsów na 125 herców, czas trwania pociągu na 500 milisekund i pociągi na sekundę na 1.

Włącz przełącznik dwustabilny do powtarzania ciągów impulsów. Ustaw stymulator tak, aby wytwarzał ciągi impulsów o czasie trwania 500 milisekund przeplatane 500-milisekundowym odpoczynkiem między ciągami impulsów. Przesuń ogranicznik zgięcia podeszwowego do otworu w kątomierzu, który odpowiada 160 stopniom na długiej osi kości piszczelowej.

W DART, aby mięsień TA działał koncentrycznie, zastosuj opór, zawieszając odpowiedni ciężar, taki jak 5 gramów, z nieelastycznym jedwabnym szwem przywiązanym do podstawy urządzenia DART. Dostosuj opór, przykładając 50% ciężaru maksimum 1 powtórzenia. Upewnij się, że stopa przeciąga się przez co najmniej połowę dostępnego aktywnego zakresu zgięcia grzbietowego.

Wykonaj pojedynczy trening DART, który obejmuje 1 serię po 10 powtórzeń koncentrycznych skurczów i 2-minutowy odpoczynek między seriami. W przypadku treningu ISOM umieść stopę myszy pod kątem 160 stopni do długiej osi kości piszczelowej. Utrzymuj pozycję statyczną, przyklejając jedwabny szew do podstawy dynamometru automatycznego.

Wykonaj pojedynczy trening ISOM, który obejmuje 4 serie po 10 powtórzeń do skurczów izometrycznych i 2-minutowy odpoczynek między seriami. W ramach opieki pozabiegowej nad myszami należy podjąć środki ostrożności w celu utrzymania higieny ćwiczonej kończyny tylnej i zmniejszenia bólu w miejscu igły. Zmiany histologiczne w mięśniu TA badano po 3 dniach treningu DART lub ISOM.

Barwienie hematoksyną i eozyną wykazało, że zakres uszkodzenia mięśni był niski zarówno w grupie DART, jak i ISOM, ale uszkodzenie mięśni było nieco bardziej widoczne w grupie ISOM. Ważne jest, aby specyficznie stymulować skurcze w przednich mięśniach piszczelowych i precyzyjnie dostosować opór, przeciwko któremu te mięśnie muszą pracować podczas treningu oporowego dostosowanego do dawki. Po tej procedurze badacze będą w stanie ocenić tolerancję wysiłku w postaci podatności na zmęczenie i urazy spowodowane powtarzającymi się skurczami mięśni w stosunku do oporu.

Technika ta może być wykorzystana w wielu różnych podstawowych i przedklinicznych zastosowaniach badawczych, takich jak badania na modelach mysich chorób nerwowo-mięśniowych, takich jak dystrofie mięśniowe i mysie modele urazów sportowych.