Name: Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-23T14:40:00.000+00:00
Duration: 8 min 44 s
Description: Poznaj technikę heterotopowego przeszczepu serca u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych, która zapewnia laminarny przepływ krwi i zwiększa przeżywalność. Ta metoda ułatwia monitorowanie po transplantacji oraz badanie odpowiedzi immunologicznej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

DK jest wspierany przez granty National Institutes of Health 1P01AI116501, R01HL094601, R01HL151078, Veterans Administration Merit Review grant 1I01BX002730 oraz The Foundation for Barnes-Jewish Hospital.

Wszystkie procedury obchodzenia się ze zwierzętami zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi NIH dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych oraz zatwierdzone przez Komitet Badań nad Zwierzętami w Washington University School of Medicine. Serca myszy C57BL/6 (B6) i BALB/c (o wadze 20-25 g) przeszczepiono biorcom witaminy B6 o dopasowanej płci (w wieku 6-8 tygodni). Myszy pozyskano ze źródeł komercyjnych (patrz tabela materiałów). Przeszczepy syngeniczne przeprowadzono w celu oceny odpowiedzi komórkowych związanych z uszkodzeniem niedokrwienno-reperfuzyjnym, a przeszczepy allogeniczne przeprowadzono w celu zbadania mechanizmów immunologicznych związanych z tolerancją i odrzuceniem przeszczepu. Myszy reporterowe z zielonym białkiem fluorescencyjnym B6 lizozymu M-(LysM-GFP)17, pierwotnie uzyskane od Klausa Leya z La Jolla Institute for Allergy and Immunology, La Jolla, CA, a następnie wyhodowane w naszej placówce, zostały wykorzystane jako biorcy wybranych eksperymentów w celu wizualizacji infiltracji neutrofili do przeszczepów serca. Operację przeżycia przeprowadzono przy użyciu procedur aseptycznych. 
1. Procedura dawcy
<ol>
	<li>Znieczulenie myszy należy wstrzyknąć, wstrzykując ketaminę (80-100 mg / kg) i ksylazynę (8-10 mg / kg) (patrz tabela materiałów) dootrzewnowo do myszy dawcy. Potwierdź chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia za pomocą uszczypnięcia palca u nogi i ogona.</li>
	<li>Przygotuj obszar operacyjny, goląc włosy z klatki piersiowej i brzucha za pomocą elektrycznej maszynki do golenia.</li>
	<li>Podawać dożylnie 100 jednostek heparyny (patrz tabela materiałów) do żyły prącia (mężczyźni) lub żyły szyjnej zewnętrznej (mężczyźni lub kobiety).</li>
	<li>Ułóż myszy w pozycji leżącej na plecach z kończynami przednimi nad głową. Zabezpiecz kończyny przednie i tylne taśmą chirurgiczną i zdezynfekuj skórę trzema naprzemiennymi peelingami składającymi się z 0,75% jodu i 70% etanolu.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie, laparosternotomię pośrodkową, od pępka do kąta mostka (3-4 cm), a następnie obustronną torakotomię wzdłuż każdego brzegu żebrowego (2 cm obustronnie). Złóż przednią ścianę klatki piersiowej na szyję, aby w pełni odsłonić śródpiersie.</li>
	<li>Wytnij grasicę i odsłoń żyłę główną dolną w klatce piersiowej.</li>
	<li>Transekt w poprzek szerokości aorty brzusznej w celu wykrwawienia.</li>
	<li>W przypadku perfuzji wstecznej wstrzyknąć 1,5 ml soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C do żyły głównej dolnej w klatce piersiowej z igłą skierowaną wyżej w stronę przeszczepu, jak opisano wcześniej13.</li>
	<li>Podwiązuj żyłę główną górną za pomocą 8-0 jedwab zszyć i podzielić dystalnie.</li>
	<li>Powtórzyć perfuzję wsteczną, wstrzykując kolejne 1,5 ml soli fizjologicznej o temperaturze 4 °C przez żyłę główną dolną.</li>
	<li>Podwiązuj żyłę główną dolną za pomocą 8-0 jedwab zszyć i podzielić dystalnie.</li>
	<li>Wypreparuj łuk aorty i pień tętnicy płucnej w celu pobrania przeszczepu i transektu dystalnie. Podwiązać żyły płucne na tylnej powierzchni serca za pomocą jedwabnego szwu 6-0 i podzielić dystalnie.</li>
	<li>Przygotowanie przeszczepu należy wykonać poprzez usunięcie serca dawcy z jamy klatki piersiowej. Umieść wycięte serce w plastikowym pojemniku wypełnionym solą fizjologiczną w temperaturze 4 °C na 1-2 minuty. Przenieść przeszczep do sterylnej plastikowej kolby wypełnionej lodem w celu założenia mankietu (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A). 
	UWAGA: Przeszczep serca musi pozostać na kolbie przez około 5 minut, aby umieścić mankiet tętnicy płucnej dawcy.</li>
	<li>Umieść mankiet angiocewnika o długości 1 mm i pojemności 20 G (patrz tabela materiałów) na tętnicy płucnej dla mankietu dawcy. Za pomocą cienkich kleszczyków delikatnie odchyl krawędzie tętnicy z powrotem nad mankietem. Przymocuj złożone naczynie do mankietu za pomocą nylonowej opaski 10-0, jak opisano wcześniej18 (Rysunek 1B,C).</li>
	<li>Przechowywać serce dawcy w heparynizowanym roztworze soli fizjologicznej lub innym roztworze konserwującym w temperaturze 4 °C. 
	UWAGA: Chociaż niektórzy mogą preferować konkretne rozwiązania konserwujące (np. rozwiązanie University of Wisconsin) do przedłużonej konserwacji niedokrwiennej, może to być kosztowne19. Sól fizjologiczna może być odpowiednią alternatywą dla krótkich okresów niedokrwienia (<1 h)20. Ostatecznie, wybór rozwiązania konserwującego zależy od projektu eksperymentalnego21.</li>
</ol>
2. Procedura odbiorcy
<ol>
	<li>Wstrzyknąć ketaminę (80-100 mg / kg) i ksylazynę (8-10 mg / kg) dootrzewnowo myszy biorcy w celu znieczulenia. Buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu (0,5-1,0 mg/kg) należy wstrzykiwać podskórnie w celu znieczulenia. Potwierdź chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia za pomocą uszczypnięcia palca u nogi i ogona.</li>
	<li>Przygotuj obszar operacyjny, goląc włosy z okolicy szyjki macicy za pomocą elektrycznej maszynki do golenia. Nałóż sterylną, nieleczniczą maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.</li>
	<li>Ułóż zwierzę w pozycji leżącej na plecach z kończynami przednimi przylegającymi do tułowia i głową lekko obróconą w lewo. Zabezpiecz kończyny przednie i tylne taśmą chirurgiczną. Zdezynfekuj skórę trzema naprzemiennymi peelingami składającymi się z 0,75% jodu i 70% etanolu.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie szyjki macicy w linii środkowej od dolnej żuchwy do mostka.</li>
	<li>Przeciąć prawy mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy. Wyciąć prawy płat gruczołu podżuchwowego, aby stworzyć miejsce do implantacji przeszczepu.</li>
	<li>Zawiąż węzeł na bliższej zewnętrznej żyle szyjnej za pomocą jedwabnego szwu 6-0. Podwiązuj dystalną żyłę szyjną zewnętrzną i sąsiednie gałęzie za pomocą 8-0 szew jedwabny. Wykonaj poprzeczne nacięcie w poprzek przedniej ściany żyły szyjnej zewnętrznej.</li>
	<li>Umieść nylonowy szew 10-0 przez krawędź bliższej zewnętrznej żyły szyjnej i leżącej pod nią tkanki, aby zabezpieczyć żyłę podczas zakładania mankietu (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1D).</li>
	<li>Podwiązywać dystalną prawą tętnicę szyjną wspólną za pomocą 8-0 szew jedwabny nieco niższy od rozwidlenia tętnicy szyjnej. Zawiąż węzeł ślizgowy nad bliższą tętnicą szyjną wspólną za pomocą jedwabnego szwu 6-0. Przeciąć tętnicę dystalnie między szwami.</li>
	<li>Podobnie jak w przypadku mankietu dawcy, umieść mankiet angiocewnika o długości 0,6 mm i pojemności 24 G nad prawą tętnicą szyjną wspólną biorcy. Za pomocą cienkich kleszczyków delikatnie odchyl krawędzie tętnicy z powrotem nad mankietem. Przymocuj złożone naczynie do mankietu za pomocą nylonowej opaski 10-0.</li>
	<li>Umieść serce dawcy wyżej niż prawy obszar szyjki macicy.</li>
	<li>Kroplówkę zimnej soli fizjologicznej na przeszczep serca co kilka minut podczas implantacji.</li>
	<li>Umieść nylonowy szew 10-0 przez krawędź aorty dawcy i przez powierzchowne ugryzienie tkanki znajdującej się pod spodem, aby zabezpieczyć przeszczep na miejscu (<silna klasa = "xfig">Ryc. 1E).</li>
	<li>Przepłucz aortę dawcy 0,5 ml 0,9% heparynizowanej soli fizjologicznej.</li>
	<li>Wprowadzić mankiet wspólnej tętnicy szyjnej biorcy do aorty dawcy. Zabezpiecz zespolenie za pomocą 8-0 jedwabny krawat (<silna klasa="xfig">Rysunek 1F). Usuń szew kotwiczący aorty.</li>
	<li>Odwietrzyć żyłę szyjną zewnętrzną, przepłukując żyłę szyjną zewnętrzną biorcy 0,5 ml 0,9% soli fizjologicznej w heparyniźnie.</li>
	<li>Wykonać zespolenie tętnicy płucnej poprzez wprowadzenie mankietu tętnicy płucnej dawcy do zewnętrznej żyły szyjnej biorcy i zabezpieczyć za pomocą 8-0 jedwabny krawat (<silna klasa="xfig">Rysunek 1G). Usuń szew kotwiczący żyłę szyjną zewnętrzną i przeciąć pozostałą tylną ścianę żyły szyjnej zewnętrznej, aby uwolnić przeszczep od leżącej pod spodem tkanki. Upewnij się, że przeszczep jest prawidłowo zorientowany, bez załamywania lub skręcania zespoleń.</li>
	<li>Zwolnij węzły ślizgowe na zewnętrznej żyle szyjnej biorcy, a następnie na tętnicy szyjnej wspólnej, aby zainicjować reperfuzję przeszczepu serca (<silna klasa = "xfig" >Ryc. 1H).</li>
	<li>Zamknij nacięcie skóry szyjki macicy za pomocą przerywanego nylonowego szwu 6-0.</li>
</ol>
3. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Umieść biorcę w ciepłej komorze rekonwalescencji bezpośrednio po operacji i uważnie monitoruj, aż do całkowitego wyzdrowienia ze znieczulenia (około 1 godziny).</li>
	<li>Kontynuuj ścisłe monitorowanie zwierzęcia (co 6-8 godzin) przez co najmniej 72 godziny po operacji pod kątem oznak nieprawidłowego zachowania, takich jak letarg, drżenie, szybki oddech lub anoreksja.</li>
	<li>W celu kontroli bólu należy wstrzykiwać karprofen (5 mg/kg) podskórnie co 8-12 godzin w przypadku analgezji, a także podskórnie buprenorfinę (0,05 mg/kg) co 8-12 godzin przez 24-48 godzin, począwszy od końca zabiegu.</li>
</ol>
4. Przyżyciowe obrazowanie dwufotonowe transportu leukocytów w przeszczepie serca
<ol>
	<li>Wstrzyknąć ketaminę (80-100 mg / kg) i ksylazynę (8-10 mg / kg) dootrzewnowo do biorcy B6 LysM-GFP mysz17 2 godziny po reperfuzji przeszczepu w celu znieczulenia.</li>
	<li>Wykonaj intubację jamy ustnej i tchawicy za pomocą angiocewnika 20 G, jak opisano wcześniej18.</li>
	<li>Podłącz angiocewnik do rurki z respiratora mechanicznego myszy i przewietrz powietrzem z pomieszczenia z szybkością 120 oddechów/min i objętością oddechową 0,5 ml18.</li>
	<li>Wstrzyknąć dożylnie 12 μl niedocelowych kropek kwantowych o długości fali 655 nm (patrz tabela materiałów), zawieszonych w 50 μl PBS, jak opisano wcześniej13.</li>
	<li>Ponownie otwórz nacięcie szyi, aby odsłonić przeszczep serca. Umieść mysz w komorze stabilizującej.</li>
	<li>Zabezpieczyć część wolnej ściany lewej komory za pomocą cienkiego pierścienia kleju tkankowego (patrz Tabela Materiałów), nałożonego na szklane szkiełko nakrywkowe przymocowane do płytki górnej komory.</li>
	<li>Umieść komorę pod obiektywem mikroskopu dwufotonowego, aby uzyskać zdjęcia i filmy, jak opisano wcześniej13.</li>
</ol>

<ol><li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22The+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">A technique for heart transplantation in the rat.</a> The Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).</li>
<li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).</li>
<li>Heron, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+accessory+cervical+heart+transplantation+in+rabbits+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Pathologica+Microbiologica+Scandinavica+Section+A+Pathology%22%5BJournal%5D)">A technique for accessory cervical heart transplantation in rabbits and rats.</a> Acta Pathologica Microbiologica Scandinavica Section A Pathology. 79 (4), 366-372 (1971).</li>
<li>Chen, Z. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+of+cervical+heterotopic+heart+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice.</a> Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).</li>
<li>Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+mouse+cervical+heart+transplantation+using+a+cuff+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique.</a> Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).</li>
<li>Yu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cuff+anastomosis+of+both+renal+artery+and+vein+to+minimize+thrombosis%3A+a+novel+method+of+kidney+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Surgery%22%5BJournal%5D)">Cuff anastomosis of both renal artery and vein to minimize thrombosis: a novel method of kidney transplantation in mice.</a> Journal of Investigative Surgery. 35 (1), 56-60 (2022).</li>
<li>Tomita, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heterotopic+cervical+heart+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice.</a> Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).</li>
<li>Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+technique+for+heterotopic+vascularized+cervical+heart+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice.</a> Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).</li>
<li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+cervical+heart+transplantation+model+using+a+modified+cuff+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e50753(2014).</li>
<li>Ratschiller, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+cervical+heart+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Heterotopic cervical heart transplantation in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52907(2015).</li>
<li>Mao, X., Xian, P., You, H., Huang, G., Li, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+cuff+technique+for+mouse+cervical+heterotopic+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A modified cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation model.</a> Journal of Visualized Experiments. (180), e63504(2022).</li>
<li>Li, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravital+2-photon+imaging+of+leukocyte+trafficking+in+beating+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Intravital 2-photon imaging of leukocyte trafficking in beating heart.</a> Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2499-2508 (2012).</li>
<li>Kreisel, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+two-photon+imaging+reveals+monocyte-dependent+neutrophil+extravasation+during+pulmonary+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).</li>
<li>Li, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualization+of+monocytic+cells+in+regressing+atherosclerotic+plaques+by+intravital+2-photon+and+positron+emission+tomography-based+imaging-brief+report%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">Visualization of monocytic cells in regressing atherosclerotic plaques by intravital 2-photon and positron emission tomography-based imaging-brief report.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 38 (5), 1030-1036 (2018).</li>
<li>Li, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+transplant+acceptance+is+facilitated+by+early+events+in+the+graft+and+is+associated+with+lymphoid+neogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Mucosal+Immunology%22%5BJournal%5D)">Lung transplant acceptance is facilitated by early events in the graft and is associated with lymphoid neogenesis.</a> Mucosal Immunology. 5 (5), 544-554 (2012).</li>
<li>Faust, N., Varas, F., Kelly, L. M., Heck, S., Graf, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insertion+of+enhanced+green+fluorescent+protein+into+the+lysozyme+gene+creates+mice+with+green+fluorescent+granulocytes+and+macrophages%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Insertion of enhanced green fluorescent protein into the lysozyme gene creates mice with green fluorescent granulocytes and macrophages.</a> Blood. 96 (2), 719-726 (2000).</li>
<li>Krupnick, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+mouse+lung+transplantation+as+experimental+methodology+to+study+transplant+and+tumor+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology.</a> Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).</li>
<li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure%2C+perioperative+management+and+postoperative+scoring%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).</li>
<li>Ma, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+of+the+cuff+technique+for+murine+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Optimization of the cuff technique for murine heart transplantation.</a> Journal of Visualized Experiments. (160), e61103(2020).</li>
<li>Latchana, N., Peck, J. R., Whitson, B., Black, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preservation+solutions+for+cardiac+and+pulmonary+donor+grafts%3A+a+review+of+the+current+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+Disease%22%5BJournal%5D)">Preservation solutions for cardiac and pulmonary donor grafts: a review of the current literature.</a> Journal of Thoracic Disease. 6 (8), 1143-1149 (2014).</li>
<li>Hartley, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Doppler+velocity+measurements+from+large+and+small+arteries+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Doppler velocity measurements from large and small arteries of mice.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 301 (2), 269-278 (2011).</li>
<li>Bovenkamp, P. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Velocity+mapping+of+the+aortic+flow+at+9.4+T+in+healthy+mice+and+mice+with+induced+heart+failure+using+time-resolved+three-dimensional+phase-contrast+MRI+%284D+PC+MRI%29%5BTitle%5D)+AND+%22MAGMA%22%5BJournal%5D)">Velocity mapping of the aortic flow at 9.4 T in healthy mice and mice with induced heart failure using time-resolved three-dimensional phase-contrast MRI (4D PC MRI).</a> MAGMA. 28 (4), 315-327 (2015).</li>
<li>Wang, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+xenotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Small animal models of xenotransplantation.</a> Methods in Molecular Biology. 885, 125-153 (2012).</li>
<li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+graft+function+in+rodent+models+of+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation.</a> Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Wykorzystując tę technikę, heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy może być wykonany w mniej niż 40 minut przez doświadczonego mikrochirurga i w około 60 minut przez mikrochirurga na poziomie podstawowym. Podczas gdy przeszczep szyjki macicy serca był badany na wielu modelach zwierzęcych, model mysi pozostaje złotym standardem ze względu na wiele dobrze zdefiniowanych szczepów genetycznych, możliwości zmian genetycznych i dostępność licznych odczynników, w tym przeciwciał monoklonalnych24. O...

Abbott et al. published1 pierwszy opis heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u szczurów w 1964 roku. Te techniki chirurgiczne zostały udoskonalone i uproszczone przez Ono et al. w 19692. Corry i wsp. po raz pierwszy opisali metodę heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u myszy w 1973 roku; Podobnie jak w przypadku wcześniej opisanych modeli szczurzych, obejmowało to wszczepienie do jamy brzusznej gospodarza z rewaskularyzacją przez zespolenia end-to-side tętnicy płucnej dawcy i aorty wstępującej do żyły głównej dolnej i aorty brzusznej biorcy, odpowiednio3. Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u szczurów został opisany przez Herona w 1971 roku przy użyciu teflonowych mankietów wykonanych z cewników dożylnych 16 G (1,6 mm średnicy zewnętrznej)4. Chen5 oraz Matsuura et al.6 później opisali heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy w 1991 roku, których techniki różniły się przede wszystkim metodą ponownego zespolenia. Podejście Chena polegało na zszyciu zespoleń aorty wstępującej dawcy do tętnicy szyjnej biorcy oraz tętnicy płucnej dawcy do żyły szyjnej zewnętrznej biorcy5. Ze względu na zaawansowane umiejętności techniczne wymagane do wykonania tych zespoleń szytych mikrochirurgicznie, osiągnięcie wysokiego wskaźnika sukcesu wymagało znacznej ilości czasu i doświadczenia. Matsuura i wsp. opisali metodę wykorzystującą technikę mankietu bez szwów, podobną do tej stosowanej przez Heron, która polegała na zespoleniach typu end-to-end przy użyciu pozaświetlnego rozmieszczenia mankietów. Stworzył teflonowe mankiety z cewników dożylnych 22 G (0,8 mm średnicy zewnętrznej) i 24 G (0,67 mm średnicy zewnętrznej) i umieścił je odpowiednio na zewnętrznej żyle szyjnej biorcy i tętnicy szyjnej wspólnej6. Mankiety te zostały następnie umieszczone w tętnicy płucnej i aorcie dawcy i zabezpieczone poprzez zawiązanie ligatury szwu wokół połączenia. Takie podejście przełożyło się na poprawę wskaźnika sukcesu. Co najważniejsze, spowodowało to skrócenie czasu potrzebnego do wykonania obu zespoleń szyjki macicy, a tym samym skrócenie czasu ciepłego niedokrwienia przeszczepu do mniej niż jednej trzeciej czasu w przypadku szycia brzusznego. Ponadto, ponieważ mankiety są umieszczone wokół zewnętrznej powierzchni naczynia, nie ma ciała obcego narażonego na światło naczynia, co znacznie zmniejsza możliwość zakrzepicy po operacji7. Z kolei zastosowanie techniki mankietowej zapewnia podparcie wokół naczyń w miejscu zespolenia bez konieczności zakładania szwów, co zmniejsza ryzyko krwawienia po rewaskularyzacji6.
Zaproponowano liczne poprawki tej techniki. Aby dostosować się do krótkiej długości wspólnej tętnicy szyjnej myszy (około 5 mm), Tomita i wsp.8 opracowali modyfikację tej techniki z mniejszym mankietem tętniczym (średnica zewnętrzna 0,6 mm), pomijając przytrzymywanie szwów i przeciągając tętnicę bezpośrednio przez mankiet za pomocą cienkich kleszczyków. Wang i wsp. jeszcze bardziej uprościli to podejście, umieszczając mankiety 22 G i 24 G odpowiednio na prawej tętnicy płucnej dawcy i prawej tętnicy szyjnej wspólnej biorcy, odpowiednio9. Różne raporty opisywały modyfikacje tych podejść, w tym użycie specjalistycznych mankietów, zacisków mikrochirurgicznych, rozszerzaczy naczyń krwionośnych i kardioplegii10,11,12. Warto zauważyć, że wszystkie te metody obejmują wsteczne krążenie krwi przez serce, przy czym krew przepływa z tętnicy szyjnej wspólnej biorcy do aorty dawcy, tętnic wieńcowych, zatoki wieńcowej, a następnie opróżnia się do prawego przedsionka i wychodzi z tętnicy płucnej do żyły szyjnej zewnętrznej biorcy.
W porównaniu do wszczepienia w jamę brzuszną, przeszczep szyjki macicy ma wiele zalet. Jak wcześniej wspomniano, ekspozycja szyjki macicy pozwala na szybszą rewaskularyzację i krótszy czas niedokrwienia w cieple6. Metoda szyjki macicy jest również mniej inwazyjna i wiąże się z krótszym czasem rekonwalescencji pooperacyjnej, ponieważ pozwala uniknąć laparotomii6. Co ważne, zespolenia end-to-end z mankietami mogą być wykonywane zamiast zespoleń end-to-side, co zmniejsza ryzyko powikłań, takich jak krwawienie ze zespolenia. Dostęp brzuszny stwarza również zwiększone ryzyko wystąpienia powikłań zakrzepowych w aorcie brzusznej lub żyle głównej dolnej, prowadzących do niedokrwienia rdzenia kręgowego i porażenia kończyn tylnych. Powierzchowne umiejscowienie przeszczepu w odcinku szyjnym pozwala na łatwy dostęp do oceny żywotności przeszczepu za pomocą badania palpacyjnego, elektrokardiografii oraz obrazowania inwazyjnego lub nieinwazyjnego. Chociaż przeszczepy szyjki macicy wznawiają spontaniczną aktywność serca po reperfuzji, nie wpływają znacząco na parametry skurczowe i rozkurczowe biorcy. Model ten dostarcza cennych informacji do badania odpowiedzi komórkowych po przeszczepie, takich jak uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne i odrzucenie przeszczepu. Co więcej, model ten oferuje idealne podejście umożliwiające obrazowanie po przeszczepie, takie jak mikroskopia dwufotonowa w trybie przyżyciowym lub obrazowanie pozytonowej tomografii emisyjnej (PET). W tym celu nasze laboratorium wcześniej opisało metody obrazowania poruszających się tkanek i narządów u myszy, w tym bijących mysich serc i przeszczepów łuku aorty po heterotopowym przeszczepie szyjki macicy w celu wizualizacji transportu leukocytów podczas uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego i w blaszkach miażdżycowych, odpowiednio13,14,15. Dodatkowo, ze względu na swoją powierzchowną lokalizację i łatwość ekspozycji, model ten nadaje się do ponownego przeszczepu serca16.
Ten raport opisuje technikę, która pozwala na laminarny przepływ krwi z zewnętrznym umieszczeniem mankietów naczyniowych na naczyniach, z których pochodzi przepływ krwi. Pozwala to na płynne przejście przepływu krwi z jednego naczynia do drugiego, unikając odsłonięcia dystalnej krawędzi naczynia do światła naczynia. Dodatkowo technika ta wykorzystuje większy mankiet 20 G, zamiast wcześniej używanych mankietów 22 G, dla tętnicy płucnej dawcy, aby zapewnić wystarczający powrót przepływu krwi do biorcy.

<table><tbody><tr><td>6-0 plecione jedwabne krawaty</td><td>Henry Schein Inc</td><td>7718729</td><td></td></tr><tr><td>0,75% Providone Peeling iosine</td><td>Priority Care Inc</td><td>NDC 57319-327-0</td><td></td></tr><tr><td>10-0 nylonowy szew</td><td>Surgical Specialties Corporation</td><td>AK-0106</td><td></td></tr><tr><td>655-nm nieukierunkowane Q-dots</td><td>Invitrogen</td><td>Q21021MP</td><td></td></tr><tr><td>70% etanolu</td><td>Pharmco Products Inc</td><td>111000140</td><td></td></tr><tr><td>Plecione jedwabne krawaty 8-0</td><td>Henry Schein Inc</td><td>1005597</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Adson</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>91127-12</td><td></td></tr><tr><td>BALB/c i C57BL/6 myszy (6-8 tygodni)</td><td>Jackson Laboratories</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Koagulator bipolarny</td><td>Valleylab Inc</td><td>SurgII-20, E6008/E6008B</td><td></td></tr><tr><td>Karprofen (Rimadyl) do wstrzykiwań</td><td>Transpharm</td><td>35844</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen (Rimadyl) doustna tabletka do żucia</td><td>Transpharm</td><td>38995/37919</td><td></td></tr><tr><td>Niestandardowy mikroskop 2P z oprogramowaniem do akwizycji ImageWarp</td><td>A& B Software</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dumont nr 5 kleszcze</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Cienkie nożyczki sprężynowe w stylu vannas</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>GraphPad Prism 5.0</td><td>Sun Microsystems Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt igły Halseya</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>91201-13</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk Halsted-Mosquito zakrzywiona końcówka</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>91309-12</td><td></td></tr><tr><td>Aparat Harvarda respirator myszy model 687</td><td>Aparat Harvarda</td><td>MA1 55-0001</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór heparyny (100 U / ml)</td><td>Abraxis Produkty farmaceutyczne</td><td>504031</td><td></td></tr><tr><td>Imaris</td><td>Bitplane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketamina (50 mg / kg)</td><td>Wyeth</td><td>206205-01</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop&mdash; Leica Wild M651 i czasy; 6&ndash; 40 powiększeń</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Moria bardzo cienkie nożyczki sprężynowe</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>15396-00</td><td></td></tr><tr><td>Waporyzator izofluranowy Ohio</td><td>Parkland Scientific</td><td>V3000i</td><td></td></tr><tr><td>Qdots</td><td>ThermoFisher</td><td>1604036</td><td></td></tr><tr><td>S& T SuperGrip Kleszcze kątowa końcówka</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>00649-11</td><td></td></tr><tr><td>S& T SuperGrip Kleszcze z prostą końcówką</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>00632-11</td><td></td></tr><tr><td>Sterylny normalny sól fizjologiczna (0,9% (wag./obj.) chlorek sodu</td><td>Hospira Inc</td><td>NDC 0409-4888-20</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne końcówki Q (stożkowe mini aplikatory z bawełnianą końcówką 3 cale)</td> <td>Puritan Medical Company LLC</td><td>823-WC</td><td></td></tr><tr><td>Surflow 20 gauge 1/4 cala teflonowy angiocewnik</td><td>Terumo Medical Corporation</td><td>SR-OX2032CA</td><td></td></tr><tr><td>Teflonowy angiocewnik Surflow 24 gauge 3/4 cala</td><td>Terumo Medical Corporation</td><td>R-OX2419CA</td><td></td></tr><tr><td>ThermoCare dla małych zwierząt System OIOM (ustawienia odzyskiwania 3 l/min O2, 80 &deg; C, 40% wilgotności)</td><td>Thermocare Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>VetBond</td><td>Santa Cruz Biotechnology SC361931</td><td>NC0846393</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna (10 mg/kg)</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>139-236</td><td></td></tr></tbody></table>

heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Mysie modele transplantacji serca są często wykorzystywane do badania uszkodzeń niedokrwienno-reperfuzyjnych, wrodzonych i adaptacyjnych odpowiedzi immunologicznych po przeszczepie oraz wpływu terapii immunomodulacyjnych na odrzucenie przeszczepu. Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy został po raz pierwszy opisany w 1991 roku przy użyciu zszytych zespoleń, a następnie zmodyfikowany w celu uwzględnienia technik mankietowych. Ta modyfikacja pozwoliła na poprawę wskaźników sukcesu i od tego czasu pojawiło się wiele raportów, w których zaproponowano dalsze ulepszenia techniczne. Jednak przełożenie na szersze zastosowanie pozostaje ograniczone ze względu na trudności techniczne związane z zespoleniami do przeszczepów, które wymagają precyzji, aby uzyskać odpowiednią długość i kaliber mankietów, aby uniknąć skręcenia zespolenia naczyniowego lub nadmiernego napięcia, co może skutkować uszkodzeniem przeszczepu. Niniejszy protokół opisuje zmodyfikowaną technikę wykonywania heterotopowego przeszczepu serca szyjnego u myszy, która polega na umieszczeniu mankietu na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy i tętnicy płucnej dawcy w jednej linii z kierunkiem przepływu krwi.

Ten model heterotopowego przeszczepu serca w odcinku szyjnym u myszy został wykorzystany do wykonania ponad 1 000 transplantacji w naszym laboratorium, przy przeżywalności wynoszącej około 97%. Odsetek sukcesów jest nieco wyższy niż w poprzednich raportach dotyczących innych technik heterotopowego przeszczepu serca w odcinku szyjnym u myszy10,11,20. Może to wynikać z zastosowania większej mankiety 20 G umieszczonej na tętnicy pł...

Modele transplantacji serca u myszy stanowią cenne narzędzia badawcze do badania immunologii transplantacyjnej. Niniejszy protokół szczegółowo opisuje heterotopowy przeszczep serca szyjki macicy u myszy, który polega na umieszczeniu mankietów na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy i pniu tętnicy płucnej dawcy, aby umożliwić laminarny przepływ krwi.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Nasze umieszczenie mankietu naczyniowego pozwala na laminarny przepływ krwi i wykorzystujemy większy mankiet dla tętnicy płucnej dawcy, aby zapewnić wystarczający powrót krwi do biorców. Te modyfikacje zastosowane w tym protokole zmniejszają prawdopodobieństwo burzliwego przepływu krwi i tworzenia się skrzepliny oraz skutkują poprawą wskaźników przeżycia. Metoda ta dostarcza cennych informacji do badania odpowiedzi immunologicznych po przeszczepie, takich jak niedokrwienie, uszkodzenie reperfuzyjne i odrzucenie przeszczepu.Dodatkowo nasza technika pozwala na łatwiejsze monitorowanie po przeszczepie lub ponownym przeszczepie. Tę procedurę zademonstruje dr Wen Jun Li, ekspert mikrochirurg w naszym laboratorium, który opracował tę technikę. Przygotuj obszar operacyjny, goląc włosy z klatki piersiowej i brzucha za pomocą elektrycznej maszynki do golenia.Podawać dożylnie 100 jednostek heparyny do żyły prącia u mężczyzn lub żyły szyjnej zewnętrznej u mężczyzn i kobiet. Ułóż myszy w pozycji leżącej na plecach z kończynami przednimi nad głową. Zabezpiecz kończyny przednie i tylne taśmą chirurgiczną i zdezynfekuj skórę 0,75% jodem i 70% etanolem.Wykonaj nacięcie do laparosternotomii pośrodkowej od pępka do kąta mostka, a następnie obustronną torakotomię wzdłuż każdego brzegu żebrowego. Złóż przednią ścianę klatki piersiowej na szyję, aby w pełni odsłonić śródpiersie. Wytnij grasicę i odsłoń żyłę główną dolną w klatce piersiowej.W przypadku perfuzji wstecznej wstrzyknij 1,5 mililitra soli fizjologicznej o czterech stopniach Celsjusza do żyły głównej dolnej w klatce piersiowej z igłą skierowaną wyżej w kierunku przeszczepu. Podwiązuj żyłę główną górną za pomocą 8-0 jedwab zszyć i podzielić dystalnie. Powtórz perfuzję wsteczną, wstrzykując kolejne 1,5 mililitra soli fizjologicznej o czterech stopniach Celsjusza przez żyłę główną dolną.Podwiązuj żyłę główną dolną za pomocą 8-0 jedwab zszyć i podzielić dystalnie. Wypreparuj łuk aorty i pień tętnicy płucnej w celu pobrania przeszczepu i transektu dystalnie. Podwiązać żyły płucne na tylnej powierzchni serca za pomocą jedwabnego szwu 6-0 i podzielić dystalnie.Przygotowanie przeszczepu należy wykonać poprzez usunięcie serca dawcy z jamy klatki piersiowej. Umieść wycięte serce w plastikowym pojemniku wypełnionym solą fizjologiczną w heparynizacji o temperaturze czterech stopni Celsjusza na jedną do dwóch minut. Przenieść przeszczep do sterylnej plastikowej kolby wypełnionej lodem w celu umieszczenia mankietu.Umieść mankiet angiocewnika o długości jednego milimetra i rozmiarze 20 nad tętnicą płucną dla mankietu dawcy. Za pomocą cienkich kleszczyków delikatnie odchyl krawędzie tętnicy z powrotem nad mankietem. Przymocuj złożone naczynie do mankietu za pomocą nylonowej opaski 10-0.Przechowuj serce dawcy w heparynizowanym roztworze soli fizjologicznej lub innym roztworze konserwującym w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Przygotuj obszar operacyjny, goląc włosy z okolicy szyjki macicy za pomocą elektrycznej maszynki do golenia. Nałóż sterylną, nieleczniczą maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.Ułóż zwierzę w pozycji leżącej na plecach z kończynami przednimi przylegającymi do tułowia i głową lekko obróconą w lewo. Zabezpiecz kończyny przednie i tylne taśmą chirurgiczną. Zdezynfekuj skórę za pomocą 0,75% jodu i 70% etanolu.Po wykonaniu środkowego nacięcia szyjki macicy od dolnej żuchwy do mostka, należy przeciąć prawy mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy. Wytnij prawy płat gruczołu podżuchwowego, aby stworzyć miejsce do implantacji przeszczepu. Zawiąż węzeł na bliższej zewnętrznej żyle szyjnej za pomocą jedwabnego szwu 6-0.Podwiązuj dystalną żyłę szyjną zewnętrzną i sąsiednie gałęzie za pomocą 8-0 szew jedwabny. Zszyj pod żyłą i przykryj gazą. Wykonaj poprzeczne nacięcie w poprzek przedniej ściany żyły szyjnej zewnętrznej.Umieść nylonowy szew 10-0 przez krawędź bliższej zewnętrznej żyły szyjnej i leżącej pod nią tkanki, aby zabezpieczyć żyłę podczas zakładania mankietu. Podwiązywać dystalną prawą tętnicę szyjną wspólną za pomocą 8-0 szew jedwabny nieco niższy od rozwidlenia tętnicy szyjnej. Zawiąż węzeł ślizgowy nad bliższą tętnicą szyjną wspólną za pomocą jedwabnego szwu 6-0.Przeciąć tętnicę dystalnie między szwami. Następnie umieść mankiet angiocewnika o długości 0,6 mililitra i rozmiarze 24 na prawej wspólnej tętnicy szyjnej biorcy. Za pomocą cienkich kleszczyków delikatnie odchyl krawędzie tętnicy z powrotem nad mankietem.Przymocuj złożone naczynie do mankietu za pomocą nylonowej opaski 10-0. Umieść serce dawcy wyżej niż prawy obszar szyjki macicy. Kroplówkę zimnej soli fizjologicznej na przeszczep serca co kilka minut podczas implantacji.Umieść nylonowy szew 10-0 przez krawędź aorty dawcy i przez powierzchowne ugryzienie tkanki znajdującej się pod spodem, aby zabezpieczyć przeszczep na miejscu. Przepłukać aortę dawcy 0,5 mililitra 0,9% heparynizowanej soli fizjologicznej. Wprowadzić mankiet wspólnej tętnicy szyjnej biorcy do aorty dawcy.Zabezpiecz zespolenie za pomocą 8-0 jedwabny krawat. Usuń szew kotwiczący aorty. Odwietrzyć żyłę szyjną zewnętrzną, przepłukując żyłę szyjną zewnętrzną biorcy 0,5 mililitra 0,9% soli fizjologicznej w kolorze heparyny.Wykonać zespolenie tętnicy płucnej poprzez wprowadzenie mankietu tętnicy płucnej dawcy do zewnętrznej żyły szyjnej biorcy i zabezpieczyć za pomocą 8-0 jedwabny krawat. Usuń szew kotwiczący żyłę szyjną zewnętrzną i przeciąć pozostałą tylną ścianę żyły szyjnej zewnętrznej, aby uwolnić przeszczep od leżącej pod spodem tkanki. Upewnij się, że przeszczep jest prawidłowo zorientowany, bez załamywania lub skręcania zespolenia.Uwolnij węzły ślizgowe na zewnętrznej żyle szyjnej biorcy, a następnie na tętnicy szyjnej wspólnej, aby zainicjować reperfuzję przeszczepu serca. Technika zademonstrowana w tym protokole wykazała wskaźnik przeżycia wynoszący około 97%Można to potencjalnie przypisać większemu mankietowi o rozmiarze 20 umieszczonym na tętnicy płucnej dawcy, aby zapewnić wystarczający powrót przepływu krwi do biorcy. Dodatkowo wyrównanie przepływu krwi z umieszczeniem mankietu w obecnej technice minimalizuje ryzyko wystąpienia zakrzepicy i zawirowań zespolenia.Średni czas operacji biorcy wynosił około 37 minut, a średni czas zimnego niedokrwienia wynosił 20 minut. W badaniach nad przeżyciem przeszczepy serca oceniano codziennie poprzez bezpośrednią wizualizację i cyfrowe badanie palpacyjne bicia serca. Przyżyciowe obrazowanie dwufotonowe wykonano wcześnie po przeszczepieniu w celu oceny transportu leukocytów.Ważne jest, aby sprawdzić, czy przeszczep jest prawidłowo ustawiony i zorientowany przed zamknięciem skóry, aby zapobiec skręceniu. Metoda ta może być stosowana w modelach retransplantacji w celu identyfikacji rezydentnych komórek odpornościowych w przeszczepionych przeszczepach, które pośredniczą w odpowiedziach alloimmunologicznych.

mouse-heterotopic-cervical-cardiac-transplantation-utilizing-vascular

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Model przeszczepu mysiego serca szyjnego doskonale nadaje się do badań immunologicznych i niedokrwiennych uszkodzeń reperfuzyjnych. Zmodyfikowaliśmy procedurę przy użyciu techniki mankietu bez szwów i przeprowadziliśmy ponad 1000 udanych przeszczepów przy użyciu tego podejścia. Niniejszym podajemy dodatkowe szczegóły tej techniki, aby uzupełnić film.

Mysi model przeszczepu szyjki macicy przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietowej

Technika mankietowa skraca i ułatwia model heterotopowego przeszczepu szyjki macicy u myszy, unikając technicznie trudnych zespoleń szwów w małych naczyniach. Szczegóły techniczne przedstawione w tym artykule wideo powinny pozwolić naukowcom na ustalenie tego modelu w swoich laboratoriach.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy

Tutaj prezentujemy protokół heterotopowego przeszczepu aorty u myszy przy użyciu techniki mankietu bez szwów w mysim modelu szyjki macicy. Model ten może być wykorzystany do badania patologii leżącej u podstaw przewlekłej waskulopatii przeszczepu allogenicznego (CAV) i może pomóc w ocenie nowych środków terapeutycznych w celu zapobiegania jej powstawaniu.

Mysi model przeszczepu aorty szyjnej przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietu bez szwów

Wprowadzamy podejście z rurką wewnętrzną do techniki mankietu do heterotopowego przeszczepu szyjki macicy u myszy, aby pomóc w przeprowadzeniu naczynia nad mankietem. Odkryliśmy, że współpraca dwóch doświadczonych chirurgów znacznie skraca czas operacji.

Optymalizacja techniki mankietowej do przeszczepu serca u myszy

W obecnym protokole, model przeszczepu serca myszy jest używany do badania mechanizmu odrzucania przeszczepu alloprzeszczepu serca. W tym heterotopowym modelu przeszczepu serca poprawia się efektywność operacji, a przeżycie przeszczepów serca jest zapewnione dzięki zespoleniu implantacji serca w szyjce macicy od końca do końca przy użyciu zmodyfikowanej techniki Cuff.

Zmodyfikowana technika mankietowa dla heterotopowego modelu przeszczepu szyjki macicy serca u myszy

Ten protokół dostarcza informacji technicznych dotyczących rekonstrukcji naczyń krwionośnych przy użyciu techniki mankietowej w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy.

Rekonstrukcja naczyń krwionośnych techniką mankietową w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy

Protokół ten przedstawia bezmankietową, opartą na szwach heterotopową technikę przeszczepu serca szyjnego u myszy, zaprojektowaną tak, aby umożliwić niezawodne umieszczenie drugiego heterotopowego przeszczepu serca w celu oceny specyficznej dla dawcy tolerancji immunologicznej w warunkach fizjologicznych przy minimalnej interferencji ze strony obcego materiału.

Model szyjny bez mankietów oparty na przeszczepie szyjki macicy dla wtórnego heterotopowego przeszczepu serca w celu oceny specyficznej dla dawcy tolerancji immunologicznej u myszy

Ten protokół przedstawia uproszczoną technikę anastomozy szwu końcowo-bocznego do przeszczepu serca szyjnego u myszy, zapewniając solidny i możliwy do powtórzenia model do badania immunologii przeszczepów.

Przeszczepienie heterotopowe serca mysiego w okolicy szyjnej z zastosowaniem techniki anastomozy końca z boku w celu badania immunologii przeszczepów

W niniejszej pracy opisujemy procedurę ortotopowego przeszczepienia kończyny tylnej szczura, która wydaje się być złotym standardem modelu in vivo w badaniach nad allotransplantacją tkanek złożonych.

Ortotopowe przeszczepianie kończyny tylnej u szczurów

Niniejsza metoda izolacji funkcjonalnych komórek odpornościowych z serca stanowi alternatywę dla konwencjonalnych metod trawienia kolagenazą, która powoduje niepożądaną aktywację komórek odpornościowych, prowadząc do obniżenia ich reaktywności. Nasza metoda izolacji pozwala na uzyskanie funkcjonalnych komórek odpornościowych serca dzięki uniknięciu problemów związanych z trawieniem enzymatycznym.

Izolacja funkcjonalnych komórek odpornościowych serca

Poznaj technikę heterotopowego przeszczepu serca u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych, która zapewnia laminarny przepływ krwi i zwiększa przeżywalność. Ta metoda ułatwia monitorowanie po transplantacji oraz badanie odpowiedzi immunologicznej.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych

Przeglądaj więcej filmów