Name: Miniaturowa świnia: duży model zwierzęcy do badań nad implantami ślimakowymi (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-07-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 16 s
Description: Poznaj technikę implantacji ślimakowej u miniaturowych świń jako modelu do badań nad utratą słuchu i terapią genową. Metoda umożliwia ocenę elektrod i bezpieczeństwa zabiegu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie zostało sfinansowane z grantów Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (nr 81970890) oraz projektu motywacyjnego Chongqing Scientific Research Institution (nr 19540). Dziękujemy Anandhan Dhanasingh i Zhi Shu z firmy MED-EL za wsparcie.

Wszystkie procedury i operacje na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Komisji Etyki Szpitala Ogólnego ChALW i zostały zatwierdzone.
1. Znieczulenie i przygotowanie chirurgiczne
<ol>
	<li>Wstrzyknąć świni (samcowi, 2 miesiące, 5 kg) mięśniowo tiletaminę i zolazepam w dawce 10-15 mg/kg i zaintubować ją 5,5-francuską rurką dotchawiczą. Utrzymuj znieczulenie poprzez oddychanie wspomagane respiratorem z inhalacją izofluoranu. Monitoruj saturację tlenem (>90%), oddech (15-20/min) i tętno (60-120 uderzeń/min) za pomocą zacisku pulsoksymetrycznego monitora EKG, który jest podłączony do języka świni.</li>
	<li>Umieść mini-świnkę w lewej pozycji bocznej (gdy ma zostać wszczepiona prawa strona) na termostatycznie regulowanej poduszce grzewczej, aby zapobiec hipotermii. Upewnij się, że świnia jest odpowiednio znieczulona za pomocą różnych bodźców. Upewnij się, że nie ma wszystkich reakcji (np. odruch szczypania palców u stóp). Nałóż sztuczną maść łzową na oczy świnki miniaturowej, aby zapobiec wysuszeniu rogówki. Trzymaj oczy zamknięte za pomocą plastra medycznego.</li>
	<li>Ogol obszar chirurgiczny wokół płatka ucha, utrzymując go o średnicy 10 cm (<silna klasa="xfig">Rysunek 1) i zdezynfekuj go trzema naprzemiennymi wacikami jodu i alkoholu okrężnymi ruchami od środka na zewnątrz. Przykryj obszar operacyjny sterylnymi obłożeniami chirurgicznymi.</li>
	<li>Przykryj mikroskop sterylną plastikową tuleją i usuń części zakrywające okulary i obiektyw.</li>
</ol>
2. Zabieg chirurgiczny
<ol>
	<li>Zlokalizuj miejsce projekcji powierzchniowej ślimaka 1 cm za tylną bruzdą uszną na poziomie płatka ucha. Wykonaj nacięcie zauszne o długości około 5 cm, z miejscem projekcji jako środkiem, za pomocą skalpela #15. Podziel tkankę podskórną, śliniankę przyuszną i mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy za pomocą mikronożyczek, aby odsłonić powierzchnię kości wyrostka sutkowatego (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2A). W razie potrzeby należy stosować kauteryzację dwubiegunową, aby zminimalizować krwawienie.</li>
	<li>Wycięcie mastoidektomii korowej
	<ol>
		<li>Wywiercić wyrostek sutkowaty w projekcji powierzchniowej ślimaka na kości wyrostka sutkowatego (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2B) do zewnętrznego przewodu słuchowego (EAC), który jest gęsty i bladoniebieski (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2C). Uważaj, aby nie uszkodzić bladego lub czerwonawego pionowego odcinka grzbietu nerwu twarzowego do EAC, aby uniknąć krwawienia (<silna klasa="xfig">Rysunek 2C). 
		UWAGA: Jeśli nerw twarzowy jest uszkodzony, kauteryzacja dwubiegunowa jest dobrym wyborem, aby zatrzymać krwawienie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Odsłoń błonę bębenkową, wiercąc kość otaczającą tylną część kostną EAC (<silna klasa="xfig">Rysunek 2D). Oddzielić skórę EAC od nerwu twarzowego za pomocą igły podskórnej, aby uniknąć uszkodzenia nerwu twarzowego. Ostrożnie odepchnij skórę EAC, aby odsłonić tympanon (w tym łańcuch kosteczek słuchowych) i okrągłą niszę okienną (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3A).</li>
	<li>Odsłoń okrągłą membranę okienną. Usuń okrągłą wnękę okienną za pomocą małego diamentowego zadzioru i utrzymuj ciągłe ssanie-nawadnianie, aby odsłonić podstawowy skręt ślimaka i okrągłej błony okiennej (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3B).</li>
	<li>Napraw pakiet odbiornika. Oddziel mięsień ciemieniowy czaszki, aby utworzyć kieszeń wystarczająco dużą dla odbiorcy. Umieść pakiet wewnętrznego odbiornika w kieszeni mięśniowej i przymocuj go za pomocą szwu mocującego.</li>
	<li>Włóż matrycę elektrod, która jest podłączona do odbiornika zamocowanego w kieszeni mięśniowej, otwierając okrągłą membranę okienka ostrym nożem mikrochirurgicznym i wkładając matrycę za pomocą mikrokleszczyków powoli, równomiernie i w sposób ciągły w stosunku do modiolusa ślimaka (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3C). Zszyć nacięcie chirurgiczne szwem wchłanialnym 2-0.</li>
	<li>Pomiary ECAP 
	UWAGA: Zestaw składa się z komputera PC z oprogramowaniem MAESTRO podłączonego do implantu ślimakowego (CI) pacjenta za pośrednictwem urządzenia stymulującego (MAX Programming Interface) i cewki CI.
	<ol>
		<li>Magnetycznie połącz cewkę CI z odbiornikiem CI przez skórę. Potwierdź integralność CI i sprawdź impedancję elektrody dla wszystkich kanałów przed pomiarami ECAP za pomocą funkcji telemetrii CI, która jest przeprowadzana automatycznie przez oprogramowanie MAESTRO (<silna klasa = "xfig">Rysunek 4A,B).</li>
		<li>Przeprowadź pomiary ECAP zgodnie z wcześniejszym opisem19. Wybierz moduł ECAP, wybierz wszystkie 12 elektrod do stymulacji i poczekaj na zakończenie testów ECAP elektrod. Zapoznaj się z tabelą materiałów, aby zapoznać się z oprogramowaniem i urządzeniem stymulacyjnym używanym do pomiaru odpowiedzi ECAP. Stymuluj wszystkie 12 elektrod do pomiarów ECAP za pomocą bodźców dwufazowych o czasie trwania fazy 30 μs, z paradygmatem naprzemiennej polaryzacji, średnio w ciągu 25 iteracji i szybkością stymulacji 45,1 impulsów/s.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Monitoruj mini-świnkę, aby uniknąć obrażeń spowodowanych nieświadomym ruchem, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać leżącą mostek. Umieść miniświnkę na termostatycznie regulowanej poduszce grzewczej, aby zapobiec hipotermii.</li>
	<li>Umieść mini świnkę z powrotem w jej domowej klatce samej.</li>
	<li>Wstrzyknij antybiotyki, aby zapobiec infekcji pooperacyjnej przez 7 dni.</li>
	<li>Sprawdź mini świnkę pod kątem objawów uszkodzenia przedsionkowego, takich jak oczopląs, krążenie lub przewracanie się.</li>
</ol>
4. Pooperacyjna tomografia komputerowa
<ol>
	<li> Podać domięśniowo wstrzyknięcie 3% pentobarbitalu sodu 1 ml/kg i 0,1 ml/kg sulforafanu świni miniaturowej w celu wywołania znieczulenia. Użyj płyty grzewczej o temperaturze 37°C, aby utrzymać ciepło. Po 3 lub 5 minutach można wykonać tomografię komputerową. </li>
	<li>Aby potwierdzić prawidłowe położenie matrycy elektrod, należy narozić mini-świnkę tiletaminą i zolazepamem 1 tydzień po operacji. Wykonaj tomografię komputerową i rekonstrukcję 3D20 za pomocą platformy przetwarzania obrazów 3D slicer (patrz Tabela materiałów). Zaimportuj dane DICOM z CT i przeprowadź moduł renderowania objętości, aby uzyskać obrazy 3D CI.</li>
</ol>

<ol><li>World Health Organization. World report on hearing. World Health Organization. , Geneva, Switzerland. Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.who.int/publications/i/item/world-report-on-hearing">https://www.who.int/publications/i/item/world-report-on-hearing</a> (2021).</li>
<li>Lee, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+course+of+residual+hearing+preservation+with+a+slim%2C+modiolar+cochlear+implant+electrode+array%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">Natural course of residual hearing preservation with a slim, modiolar cochlear implant electrode array.</a> American Journal of Otolaryngology. 43 (2), 103382(2022).</li>
<li>Lorens, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Binaural+advantages+in+using+a+cochlear+implant+for+adults+with+profound+unilateral+hearing+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Oto-Laryngologica%22%5BJournal%5D)">Binaural advantages in using a cochlear implant for adults with profound unilateral hearing loss.</a> Acta Oto-Laryngologica. 139 (2), 153-161 (2019).</li>
<li>Lally, J. W., Adams, J. K., Wilkerson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+cochlear+implantation+in+the+elderly%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Otolaryngology+%26+Head+and+Neck+Surgery%22%5BJournal%5D)">The use of cochlear implantation in the elderly.</a> Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 27 (5), 387-391 (2019).</li>
<li>Rhodes, R. M., Tsai Do, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Future+of+implantable+auditory+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngologic+Clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Future of implantable auditory devices.</a> Otolaryngologic Clinics of North America. 52 (2), 363-378 (2019).</li>
<li>Colesa, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+chronically-implanted+mouse+model+for+studies+of+cochlear+health+and+implant+function%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Development of a chronically-implanted mouse model for studies of cochlear health and implant function.</a> Hearing Research. 404, 108216(2021).</li>
<li>Toulemonde, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+the+efficacy+of+dexamethasone-eluting+electrode+array+on+the+post-implant+cochlear+fibrotic+reaction+by+three-dimensional+immunofluorescence+analysis+in+Mongolian+gerbil+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinic+Medicine%22%5BJournal%5D)">Evaluation of the efficacy of dexamethasone-eluting electrode array on the post-implant cochlear fibrotic reaction by three-dimensional immunofluorescence analysis in Mongolian gerbil cochlea.</a> Journal of Clinic Medicine. 10 (15), 3315(2021).</li>
<li>King, J., Shehu, I., Roland, J. T., Svirsky, M. A., Froemke, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+physiological+and+behavioral+system+for+hearing+restoration+with+cochlear+implants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">A physiological and behavioral system for hearing restoration with cochlear implants.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (2), 844-858 (2016).</li>
<li>Chen, M., Min, S., Zhang, C., Hu, X., Li, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+extracochlear+multichannel+electrical+stimulation+to+relieve+tinnitus+and+reverse+tinnitus-related+auditory-somatosensory+plasticity+in+the+cochlear+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromodulation%22%5BJournal%5D)">Using extracochlear multichannel electrical stimulation to relieve tinnitus and reverse tinnitus-related auditory-somatosensory plasticity in the cochlear nucleus.</a> Neuromodulation. , (2021).</li>
<li>Yi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Miniature+pigs%3A+A+large+animal+model+of+cochlear+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Miniature pigs: A large animal model of cochlear implantation.</a> American Journal of Translational Research. 8 (12), 5494-5502 (2016).</li>
<li>Vollmer, M., Beitel, R. E., Schreiner, C. E., Leake, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Passive+stimulation+and+behavioral+training+differentially+transform+temporal+processing+in+the+inferior+colliculus+and+primary+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Passive stimulation and behavioral training differentially transform temporal processing in the inferior colliculus and primary auditory cortex.</a> Journal of Neurophysiology. 117 (1), 47-64 (2017).</li>
<li>Sunwoo, W., Delgutte, B., Chung, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+bilateral+cochlear+implant+stimulation+partially+restores+neural+binaural+sensitivity+in+neonatally-deaf+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Chronic bilateral cochlear implant stimulation partially restores neural binaural sensitivity in neonatally-deaf rabbits.</a> The Journal of Neuroscience. 41 (16), 3651-3664 (2021).</li>
<li>Mantokoudis, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lamb+temporal+bone+as+a+surgical+training+model+of+round+window+cochlear+implant+electrode+insertion%5BTitle%5D)+AND+%22Otology+%26+Neurotology%22%5BJournal%5D)">Lamb temporal bone as a surgical training model of round window cochlear implant electrode insertion.</a> Otology & Neurotology. 37 (1), 52-56 (2016).</li>
<li>de Abajo, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+implantation+and+reimplantation+of+cochlear+implant+electrodes+in+an+in+vivo+animal+experimental+model+%28Macaca+fascicularis%29%5BTitle%5D)+AND+%22Ear+and+Hearing%22%5BJournal%5D)">Effects of implantation and reimplantation of cochlear implant electrodes in an in vivo animal experimental model (Macaca fascicularis).</a> Ear and Hearing. 38 (1), 57-68 (2017).</li>
<li>Johnson, L. A., Della Santina, C. C., Wang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+bone+characterization+and+cochlear+implant+feasibility+in+the+common+marmoset+%28Callithrix+jacchus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Temporal bone characterization and cochlear implant feasibility in the common marmoset (Callithrix jacchus).</a> Hearing Research. 290 (1-2), 37-44 (2012).</li>
<li>Yin, P., Li, S., Li, X. J., Yang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+pathogenic+insights+from+large+animal+models+of+neurodegenerative+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+%26+Cell%22%5BJournal%5D)">New pathogenic insights from large animal models of neurodegenerative diseases.</a> Protein & Cell. , (2022).</li>
<li>Yu, S. M., Wang, C. W., Zhao, D. M., Zhang, Q. C., Pei, D. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Raising+and+pathogen+purification+of+Chinese+experimental+mini-pig%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science+and+Administration%22%5BJournal%5D)">Raising and pathogen purification of Chinese experimental mini-pig.</a> Laboratory Animal Science and Administration. 20, 44-46 (2003).</li>
<li>Guo, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+morphology+and+electrophysiology+of+the+cochlea+of+the+miniature+pig%5BTitle%5D)+AND+%22The+Anatomical+Record%22%5BJournal%5D)">The morphology and electrophysiology of the cochlea of the miniature pig.</a> The Anatomical Record. 298 (3), 494-500 (2015).</li>
<li>Christov, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electric+compound+action+potentials+%28ECAPs%29+and+impedances+in+an+open+and+closed+operative+site+during+cochlear+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cochlear+Implants+International%22%5BJournal%5D)">Electric compound action potentials (ECAPs) and impedances in an open and closed operative site during cochlear implantation.</a> Cochlear Implants International. 20 (1), 23-30 (2019).</li>
<li>Zhong, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inner+ear+structure+of+miniature+pigs+measured+by+multi-planar+reconstruction+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Inner ear structure of miniature pigs measured by multi-planar reconstruction techniques.</a> American Journal of Translational Research. 10 (3), 709-717 (2018).</li>
<li>The Lancet. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hearing+loss%3A+An+important+global+health+concern%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">Hearing loss: An important global health concern.</a> The Lancet. 387 (10036), 2351(2016).</li>
<li>Guo, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cochlear+implant-based+electric-acoustic+stimulation+modulates+neural+stem+cell-derived+neural+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Materials+Chemistry+B%22%5BJournal%5D)">Cochlear implant-based electric-acoustic stimulation modulates neural stem cell-derived neural regeneration.</a> Journal of Materials Chemistry B. 9 (37), 7793-7804 (2021).</li>
<li>Gabrielpillai, J., Geissler, C., Stock, B., Stöver, T., Diensthuber, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+hormone+promotes+neurite+growth+of+spiral+ganglion+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Growth hormone promotes neurite growth of spiral ganglion neurons.</a> Neuroreport. 29 (8), 637-642 (2018).</li>
<li>Li, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+growth+of+auditory+neurons%3A+Bioactive+particles+towards+gapless+neural+-+electrode+interface%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Guided growth of auditory neurons: Bioactive particles towards gapless neural - electrode interface.</a> Biomaterials. 122, 1-9 (2017).</li>
<li>Wille, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+neuronal+guidance+fibers+for+stimulating+electrodes%3A+Basic+construction+and+delivery+of+a+growth+factor%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Bioengineering+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Development of neuronal guidance fibers for stimulating electrodes: Basic construction and delivery of a growth factor.</a> Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 10, 776890(2022).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie pozostają w konflikcie interesów.

Około 15% światowej populacji ma pewien stopień ubytku słuchu, a ponad 5% ma ubytek słuchu powodujący niepełnosprawność21. Implant ślimakowy jest najskuteczniejszym sposobem leczenia zarówno dorosłych, jak i dzieci z ciężkim i głębokim odbiorczym ubytkiem słuchu. Jako pierwszy udany wszczepialny stymulator nerwów czaszkowych, w ciągu ostatnich 2 dekad implanty ślimakowe zaoferowały tysiącom osób z ubytkiem słuchu możliwość powrotu do świata dźwięku i (ponownej) integracji z głównym nurtem społecze...

Według Światowej Organizacji Zdrowia (WHO), ponad 1 miliard ludzi jest zagrożonych ubytkiem słuchu na całym świecie, a szacuje się, że do 2050 roku jedna na cztery osoby będzie cierpieć na ubytek słuchu1. W ciągu ostatnich 2 dekad implanty ślimakowe były najskuteczniejszą interwencją u osób z trwałym ciężkim i głębokim odbiorczym ubytkiem słuchu (SNHL). CI przekształca fizyczne sygnały dźwiękowe w sygnały bioelektryczne, które stymulują neurony zwojowe spirali (SGN), omijając komórki rzęsate. Z biegiem czasu wskazania do implantu ślimakowego zostały poszerzone tak, że obecnie obejmują osoby z resztkowym słuchem, jednostronnym ubytkiem słuchu oraz osoby bardzo stare lub młode2,3,4. W międzyczasie opracowano całkowicie wszczepialne CI i zaawansowane macierze5. Nie ma jednak ekonomicznie wykonalnego dużego modelu zwierzęcego do badania elektrofizjologii i histopatologii ucha wewnętrznego z implantem ślimakowym. Brak dużego modelu zwierzęcego ogranicza badania mające na celu poprawę implantów ślimakowych i uzyskanie wglądu w elektrofizjologiczny wpływ implantów ślimakowych na ucho wewnętrzne.
Kilka modeli gryzoni zostało wykorzystanych w badaniach CI, takich jak mouse6, gerbil7, rat8, oraz świnka morska9; jednak cechy morfologii i reakcji elektrofizjologicznych różnią się od tych u ludzi. Struktury ślimaka w modelach zwierzęcych tradycyjnie używanych do badań implantów ślimakowych, takich jak koty, świnki morskie i inne zwierzęta, różnią się znacznie od struktur ślimaka ludzkiego10. Chociaż wstawienie tablicy zostało przeprowadzone na cats11 i rabbits12, ze względu na ich mniejsze ślimaki, zostało to zrobione przy użyciu tablic, które nie były przeznaczone do użytku u ludzi. Zbadano również kilka dużych modeli zwierzęcych pod kątem implantu ślimakowego. Jagnięta dobrze nadają się jako model treningowy do atraumatycznego wszczepienia implantu ślimakowego, ale mniejszy rozmiar ślimaka uniemożliwia wprowadzenie pełnej matrycy13. Naczelne mogą być najbardziej odpowiednimi zwierzętami do badań implantu ślimakowego ze względu na ich anatomiczne podobieństwo do ludzi14,15; Jednak dojrzałość płciowa małp jest opóźniona (4-5 lat), okres ciąży wynosi do około 165 dni, a każda samica zwykle rodzi tylko jedno potomstwo rocznie16. Te powody, a także wysokie koszty, utrudniają szerokie zastosowanie naczelnych w badaniach nad implantami ślimakowymi.
Natomiast świnie osiągają dojrzałość płciową w wieku 5-8 miesięcy i mają okres ciąży ~114 dni, co czyni świnie bardziej dostępnymi do badań CI jako duży model zwierzęcy16. Mini świnki Bama (mini-świnki) pochodzą od małego gatunku świń w Chinach w 1985 roku, którego pochodzenie genetyczne jest dobrze poznane. Charakteryzują się niewielkimi rozmiarami, wczesną dojrzałością płciową, szybką hodowlą i łatwością zarządzania17. Świnka miniaturowa jest idealnym modelem dla otologii i audiologii ze względu na jej podobieństwo do ludzi w morfologii i elektrofizjologii18. Długość błony bębenkowej mini-świni z plemienia Bama wynosi 38,58 mm, co jest zbliżone do długości 36 mm u ludzi10. Ślimak miniaturowej świni ma 3,5 obrotu, co jest podobne do 2,5-3 zwojów obserwowanych u ludzi10. Oprócz morfologii, elektrofizjologia mini-świnek Bama jest również bardzo podobna do ludzkiej18. Dlatego w niniejszym badaniu wprowadziliśmy matryce przeznaczone do stosowania u ludzi do ślimaka mini-świni za pośrednictwem błony z okrągłym okienkiem i zastosowaliśmy podobne podejście chirurgiczne, jak u biorców implantu ślimakowego. Do oceny procedury zastosowano śródoperacyjne pomiary ECAP. Proces, który opisujemy w niniejszym dokumencie, może być wykorzystany zarówno do przedklinicznych badań translacyjnych związanych z implantami ślimakowymi, jak i jako platforma do szkolenia rezydentów.

<table><tbody><tr>Frez <td></td><td></td><td></td><td>diamentowy 0,5 mm</td></tr><tr><td>Frez diamentowy 1 mm Frez</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>diamentowy 5 mm Frez</td><td></td><td></td><td></td>diamentowy</tr><tr><td>2-0 Szew jedwabny</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>3D Krajalnica Platforma</td><td></td><td></td> obliczeniowa obrazu <td>Rekonstrukcja 3D obrazu CT</td></tr><tr><td>Kauteryzacja bipolarna alkoholowa</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Elektrokoagulacja</td><td></td><td></td><td>bipolarna Zatrzymanie krwawienia</td></tr><tr><td>CI przeznaczona do stosowania u ludzi (CONCERTO FLEX28)</td><td>MED-EL&</td><td>nbsp; Concerto F28</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze opatrunkowe</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Monitor</td><td></td><td></td><td></td>EKG</tr><tr><td>Nalewka</td><td></td><td></td><td></td>jodowa</tr><tr><td>Izofluran</td><td></td><td></td><td>3,6 mL/h</td></tr><tr><td>Laryngoskop</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie MAESTRO</td><td>MED-EL</td><td></td><td>Pomiar odpowiedzi ECAP</td></tr><tr><td>Mikrokleszcze</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroszpatułka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki</td><td></td><td></td><td></td>do komarów</tr><tr><td>Uchwyt</td><td></td><td></td><td></td>igły</tr><tr><td>Sonda</td><td></td><td></td><td></td>igłowa</tr><tr><td>Podciśnieniowe urządzenie</td><td></td><td></td><td></td>ssące</tr><tr><td>Otologiczne narzędzia chirurgiczne&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr>Aparat <td></td><td></td><td></td>do <td>znieczulenia układu oddechowego</td></tr><tr><td>Skalpel z ostrzem nr 15</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Golarka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie do stymulacji (interfejs programowania MAX)</td><td>MED-EL</td><td></td><td>Pomiar odpowiedzi ECAP</td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wiertarka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>chirurgiczna Urządzenie chirurgiczne Tiletamina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>i zolazepan</td><td></td><td></td><td>10-15 mg / kg</td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td></td><td></td><td></td>do tkanek</tr><tr><td>Kaniula tchawicy</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

miniaturowa świnia: duży model zwierzęcy do badań nad implantami ślimakowymi

The Miniature Pig: A Large Animal Model for Cochlear Implant Research

Implanty ślimakowe (CI) są najskuteczniejszą metodą leczenia osób z ciężkim lub głębokim odbiorczym ubytkiem słuchu. Chociaż implanty ślimakowe są stosowane na całym świecie, nie istnieje żaden standardowy model do badania elektrofizjologii i histopatologii u pacjentów lub modeli zwierzęcych z implantem ślimakowym ani do oceny nowych modeli układów elektrod. Duży model zwierzęcy o cechach ślimaka podobnych do ludzkich może stanowić platformę badawczą i ewaluacyjną dla zaawansowanych i zmodyfikowanych matryc przed ich zastosowaniem u ludzi. 
W tym celu ustaliliśmy standardowe metody CI dla mini-świnek Bama, których anatomia ucha wewnętrznego jest bardzo podobna do ludzkiej. Macierze przeznaczone do stosowania u ludzi wszczepiono do ślimaka miniaturowej świni przez okrągłą błonę okienną, a następnie zastosowano podejście chirurgiczne, które było podobne do tego, które stosuje się u biorców implantu ślimakowego. Po wprowadzeniu macierzy wykonano pomiary wywołanego złożonego potencjału czynnościowego (ECAP) w celu oceny funkcji nerwu słuchowego. W badaniu tym opisano przygotowanie zwierzęcia, kroki chirurgiczne, wprowadzenie matrycy i śródoperacyjne pomiary elektrofizjologiczne. 
Wyniki wykazały, że ten sam implant ślimakowy stosowany u ludzi można łatwo wszczepić mini-świniom za pomocą standardowego podejścia chirurgicznego i uzyskać podobne wyniki elektrofizjologiczne, jak mierzone u ludzkich biorców implantów ślimakowych. Miniaturowe świnie mogą być cennym modelem zwierzęcym, który dostarczy wstępnych dowodów na bezpieczeństwo i potencjalną wydajność nowatorskich układów elektrod i metod chirurgicznych przed zastosowaniem ich u ludzi.

Integralność (Rysunek 4A) oraz impedancje (Rysunek 4B) implantu ślimakowego (CI) zostały potwierdzone za pomocą oprogramowania MAESTRO. Wyniki ECAP wykazały, że wszystkie 12 elektrod wykazało dobre odpowiedzi neuronalne (Rysunek 4C), co oznacza, że zespół elektrod został prawidłowo przyłożony do osi ślimaka i stymulował nerw słuchowy. Rysunek 5 przedstawia pooperacyjną rekonstrukcję 3D cewek elektrod w ...

Miniaturowe świnie (mini-świnki) są idealnym dużym modelem zwierzęcym do badań nad implantami ślimakowymi. Operacja wszczepienia implantu ślimakowego u miniaturowych świń może być wykorzystana do dostarczenia wstępnych dowodów na bezpieczeństwo i potencjalną wydajność nowatorskich układów elektrod i metod chirurgicznych w żywym systemie podobnym do ludzkiego.

Miniaturowa świnia: duży model zwierzęcy do badań nad implantami ślimakowymi

Cochlear implants (CI) are the most effective method to treat people with severe-to-profound sensorineural hearing loss. Although CIs are used worldwide, ...

Operacja wszczepienia implantu ślimakowego u mini świń może być wykorzystana do dostarczenia celowych dowodów na bezpieczeństwo i potencjalną wydajność nowych obszarów elektrod oraz podejścia chirurgicznego w żywym systemie podobnym do ludzkiego. Mini świnie są laboratoryjnym modelem zwierzęcym do badań nad implantami ślimakowymi. Implanty ślimakowe w mini świniach stanowią indywidualną platformę dla osób po przeszczepach z ciężkim lub głębokim ubytkiem słuchu w neuro czuciowym ubytku słuchu.Co więcej, zapewnia również chirurgiczną terapię utraty genu w przypadku ubytku słuchu w dużym modelu zwierzęcym. Ponieważ są one znaczące i podobne, w morfologii i budowie narządów oskulacyjnych między mini świniami a ludźmi. Ta metoda chirurgiczna wyjaśnia procedurę i jest pomocna dla początkujących.Procedurę zademonstrują Ji Xiaojun i profesor otolaryngologii oraz Luo Yi, główny lekarz z mojego laboratorium. Po znieczuleniu dwumiesięcznego samca świni monitoruj saturację tlenem, oddech i tętno za pomocą zacisku pulsoksymetrycznego monitora EKG podłączonego do języka świni. Umieść mini świnka w lewej pozycji bocznej.Trzymaj oczy zamknięte za pomocą plastra medycznego, aby zapobiec wysuszeniu. Ogol 10-centymetrowy obszar chirurgiczny wokół płatka ucha. Zdezynfekuj skórę trzema naprzemiennymi wacikami z jodem i alkoholem.Następnie przykryj obszar operacyjny sterylnymi obłożeniami chirurgicznymi. Przykryj mikroskop sterylną plastikową tuleją i usuń części zakrywające okulary i obiektyw. Zlokalizuj miejsce projekcji powierzchniowej ślimaka jeden centymetr za tylną bruzdą uszną na poziomie płatka ucha.Następnie za pomocą skalpela wykonaj 5-centymetrowe nacięcie postuszne z miejscem projekcji jako środkiem. Podziel tkankę podskórną, śliniankę przyuszną i mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy za pomocą mikronożyczek, aby odsłonić powierzchnię kości wyrostka sutkowatego. W przypadku mastoidektomii korowej należy wywiercić wyrostek sutkowaty w projekcji powierzchniowej ślimaka na kość wyrostka sutkowatego do zewnętrznego kanału słuchowego lub EAC, który jest gęsty i bladoniebieski.Należy uważać, aby nie uszkodzić bladego lub czerwonawego pionowego odcinka nerwu twarzowego od grzbietu do EAC, aby uniknąć krwawienia. Następnie odsłoń błonę bębenkową, wiercąc kość otaczającą tylny kostny EAC. Oddzielić skórę EAC od nerwu twarzowego za pomocą igły podskórnej, aby uniknąć uszkodzenia nerwu twarzowego.Ostrożnie odepchnij skórę EAC, aby odsłonić tympanon, w tym łańcuch kosteczek słuchowych i okrągłą wnękę okienną. Następnie usuń okrągłą wnękę okienną za pomocą małego diamentowego wiertła i utrzymuj ciągłe nawadnianie ssące, aby odsłonić podstawowy zwój ślimaka i okrągłą błonę okienną. Oddziel mięsień ciemieniowy czaszki, aby utworzyć kieszeń dla odbiorcy.Umieść pakiet wewnętrznego odbiornika w kieszeni mięśniowej i przymocuj go za pomocą szwu mocującego. Następnie należy wprowadzić matrycę elektrod podłączoną do odbiornika zamocowanego w kieszeni mięśniowej, otwierając okrągłą membranę okienną ostrym nożem mikrochirurgicznym i wprowadzając matrycę za pomocą mikrokleszczyków powoli, równomiernie i w sposób ciągły w stosunku do modiolusa ślimaka. W celu uzyskania wywołanego złożonego potencjału czynnościowego lub pomiarów ECAP, należy połączyć się magnetycznie z implantem ślimakowym lub cewką ślimakową z odbiornikiem implantu ślimakowego przez skórę.Następnie za pomocą oprogramowania Maestro potwierdź integralność CI i sprawdź impedancję elektrody dla wszystkich kanałów przed pomiarami ECAP za pomocą funkcji telemetrii CI.To przeprowadzić pomiar ECAP, wybierz moduł ECAP. Następnie stymuluj wszystkie 12 elektrod do pomiarów ECAP za pomocą bodźców dwufazowych o czasie trwania fazy 30 mikrosekund z paradygmatem zmiennej polaryzacji średnio przez 25 iteracji z szybkością stymulacji 45,1 impulsów na sekundę. Integralność i impedancja CI zostały potwierdzone przez oprogramowanie Maestro.Wyniki ECAP wykazały, że wszystkie 12 elektrod wykazywało dobre odpowiedzi neuronalne, co wskazuje, że układ elektrod był dobrze przymocowany do osi ślimaka i stymulował nerw słuchowy. Pokazano pooperacyjne trójwymiarowe zrekonstruowane cewki elektrod w prawym ślimaku. Układ elektrod został zwinięty w zwoju podstawowym ślimaka, w elektrodach zostały wyrenderowane na zielono.Co więcej, trójwymiarowa rekonstrukcja pokazuje, że układ elektrod był spiralnie zwinięty w ślimaku. Najważniejszą rzeczą jest odsłonięcie odcienia naczynia ślimaka i poprowadzenia elementu okiennego oraz wnętrza elektrody dróg oddechowych w protokole. Po tym, jak rozwój ACE jest technicznie blednie dla skojarzonej terapii genowej i implantów ślimakowych w leczeniu głębokiego ubytku słuchu neuronalnego u ludzi.

the-miniature-pig-a-large-animal-model-for-cochlear-implant-research

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ten film demonstruje wszczepienie miękkiego zestawu elektrokortykograficznego i długoterminowe zapisy korowe u miniświnki. Przedstawiono w nim etapy związane z chirurgicznym wszczepieniem macierzy w korze słuchowej świnki miniaturowej i rejestrowaniem potencjałów czynnościowych neuronów wywołanych zarówno bodźcem podstawowym, jak i dźwiękowym.

Implantacja podtwardówkowa miękkiej matrycy elektrokortykograficznej do rejestracji elektrofizjologii kory mózgowej u świnek miniaturowych

Wykorzystanie modelu prosiąt do badania neurotoksyczności rozwojowej wywołanej znieczuleniem (AIDN): podejście neurologiczne translacyjne

Celem tego protokołu jest dostarczenie zwierzęcego modelu implantacji ślimakowej, który może być wykorzystany do odpowiedzi na wiele pytań badawczych. Potencjalne zastosowania obejmują ocenę interwencji farmaceutycznych lub stymulacji elektrycznej pod kątem korzystnego wpływu na progi słyszenia lub impedancję elektrod.

Wszczepienie implantu ślimakowego śwince morskiej

To badanie bada nowatorskie zastosowanie technologii matryc mikroelektrod opartych na enzymach (MEA) do monitorowania in vivo aktywności neuroprzekaźników  u prosiąt.Postawiono hipotezę, że rozregulowanie glutaminianu przyczynia się do mechanizmu neurotoksyczności znieczulającej. W tym miejscu przedstawiamy protokół adaptacji technologii MEA do badania mechanizmu neurotoksyczności wywołanej znieczuleniem.

Adaptacja technologii matryc mikroelektrod do badania neurotoksyczności wywołanej znieczuleniem w nienaruszonym mózgu prosiąt

Zwierzęce modele implantów ślimakowych mogą poszerzyć wiedzę na temat technologicznych podstaw leczenia trwałego odbiorczego ubytku słuchu za pomocą stymulacji elektrycznej. W badaniu przedstawiono protokół chirurgiczny ogłuszenia i implantacji ślimakowej zestawu elektrod u myszy, a także ocenę funkcjonalną z odpowiedzią słuchową pnia mózgu.

Operacja wszczepienia implantu ślimakowego i elektrycznie wywołane nagrania słuchowej odpowiedzi pnia mózgu u myszy C57BL/6

Opisujemy sterylny model zapalenia osierdzia u świnek miniaturowych w celu zbadania miopatii przedsionków i migotania przedsionków (AF). Przedstawiamy techniki chirurgiczne i anestezjologiczne, strategie dostępu naczyniowego oraz protokół badania indukowalności migotania przedsionków.

Sterylne zapalenie osierdzia u świnek Aachener jako model miopatii przedsionkowej i migotania przedsionków

Opisana jest prosta konstrukcja wózka, zbudowana do wykonywania badań echokardiograficznych u stojących w stanie czuwania miniświnek, wraz z rozważaniami dotyczącymi budowania, technikami treningowymi i reprezentatywnymi obrazami ultrasonograficznymi.

Zapis echokardiograficzny u obudzonych miniaturowych świń

Tutaj prezentujemy metodę długoterminowej oceny wydajności i bezpieczeństwa miękkich matryc elektrod podtwardówkowych w modelu minipig, opisując metodę i narzędzia chirurgiczne, pooperacyjny rezonans magnetyczny, elektrofizjologię kory słuchowej, właściwości elektrochemiczne implantu oraz immunochemię pośmiertną.

Implantacja matrycy podtwardówkowej miękkiej elektrokortykografii (ECoG) i długotrwała rejestracja kory mózgowej u świnek miniaturowych

W niniejszym badaniu zaproponowano przedkliniczny ortotopowy model przeszczepu serca u miniaturowych świń Bama, wykorzystujący technikę dwuprzedsionkową. Model ma zastosowanie w immunologii transplantacyjnej, ocenie leków i optymalizacji technik chirurgicznych, zapewniając wsparcie dla klinicznych zastosowań transplantacji serca.

Przedkliniczny model ortotopowego przeszczepienia serca u miniaturowych świń z Bama z wykorzystaniem techniki dwuprzedsionkowej

Protokół ten demonstruje zastosowanie wszczepialnego kardiowerter-defibrylatora (ICD) do niezawodnego indukowania arytmii komorowych, wykonywania kardiowersji wewnętrznej oraz uzyskania nagrań EKG wewnątrzsercowych w modelu wieprzowym.

Model zatrzymania akcji serca u wieprzi z użyciem wszczepialnego defibrylatora

Poznaj technikę implantacji ślimakowej u miniaturowych świń jako modelu do badań nad utratą słuchu i terapią genową. Metoda umożliwia ocenę elektrod i bezpieczeństwa zabiegu.

Miniaturowa świnia: duży model zwierzęcy do badań nad implantami ślimakowymi

Przeglądaj więcej filmów