Name: Ilościowe oznaczanie syntezy kwasów tłuszczowych de novo w brunatnej tkance tłuszczowej przy użyciu tlenku deuteru (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-05-12T12:10:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Naucz się ilościowego oznaczania syntezy kwasów tłuszczowych de novo w brunatnej tkance tłuszczowej myszy przy użyciu tlenku deuteru i GCMS. Ta metoda umożliwia nieinwazyjną ocenę metabolizmu lipidów in vivo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy członkom laboratorium Sanchez-Gurmaches i Wallace za cenne dyskusje. Praca ta była wspierana przez granty z American Heart Association (18CDA34080527 do JSG i 19POST34380545 do RM), NIH (R21OD031907 do JSG), CCHMC Trustee Award, CCHMC Center for Pediatric Genomics Award oraz CCHMC Center for Mendlian Genomics & Therapeutics Award. Praca ta była częściowo wspierana przez NIH P30 DK078392 z Digestive Diseases Research Core Center w Cincinnati. Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i nie muszą one reprezentować oficjalnych poglądów National Institutes of Health. RT i MW były wspierane przez UCD Ad Astra Fellowship.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Zrozumienie równowagi i interakcji między złożonymi szlakami metabolicznymi jest niezbędnym krokiem w kierunku zrozumienia biologicznych podstaw chorób metabolicznych. W tym miejscu przedstawiamy nieinwazyjną i niedrogą metodologię określania zmian w syntezie kwasów tłuszczowych de novo. Metoda ta została zaadaptowana z wcześniej opublikowanych metod, w ramach których opracowano obliczenia do szacowania strumienia syntezy de novo ze wzbogacania deuteru w kwasy tłuszczowe31 oraz d...

Otyłość i związane z nią choroby metaboliczne to pandemia, która zagraża obecnym i przyszłym pokoleniom1,2. Dysregulacja metaboliczna związana z otyłością, powszechnie upraszczana jako konsekwencja braku równowagi między spożyciem a wydatkiem energii, wpływa na dużą liczbę szlaków metabolicznych kontrolowanych przez czynniki środowiskowe i endogenne3. Jednak tylko kilka szlaków jest rutynowo testowanych w zwierzęcych modelach rozregulowania metabolicznego.
Na przykład, usuwanie glukozy jest rutynowo mierzone za pomocą testów tolerancji glukozy i insuliny, prawdopodobnie ze względu na prostotę korzystania z przenośnych monitorów glukozy4. Względne tempo utleniania glukozy i lipidów w całym organizmie jest również rutynowo szacowane na podstawie współczynnika wymiany oddechowej z testów kalorymetrii pośredniej5,6. Jednak większość wszystkich innych aspektów metabolizmu nie jest rutynowo oceniana funkcjonalnie. Prowadzi to do niepełnej interpretacji stanu metabolicznego i pominięcia opcji terapeutycznych. Jednym z głównych takich szlaków jest lipogeneza de novo.
Lipogeneza de novo (DNL) to proces, w którym z prekursorów powstają nowe kwasy tłuszczowe. Glukoza jest uważana za główny prekursor przyczyniający się do rozwoju całego ciała DNL7, jednak wykazano, że inne prekursory, takie jak octan, fruktoza, mleczan i aminokwasy rozgałęzione, są istotnymi źródłami węgla w sposób przestrzenny i zależny od warunków8,9,10,11,12. DNL jest kluczowym czynnikiem przyczyniającym się do homeostazy metabolicznej i jest niezbędny do prawidłowego rozwoju13. Dodatkowo, zmiany w DNL zostały powiązane z rakiem14,15 i metabolic16,17,18 i chorobami układu krążenia19,20.
Szlak DNL składa się z podstawowych składników enzymatycznych: liazy cytrynianu ATP (ACLY), karboksylazy acetylo-CoA (ACC1/2) i syntazy kwasów tłuszczowych (FAS), które głównie wytwarzają palmitynian, nasycony 16-węglowy kwas tłuszczowy. Jednak kwasy tłuszczowe o nieparzystych łańcuchach i rozgałęzionych łańcuchach mogą być również wytwarzane w niższych ilościach9. Elongazy i desaturazy dodatkowo modyfikują te kwasy tłuszczowe, tworząc różnorodną gamę gatunków kwasów tłuszczowych przydatnych do różnych funkcji (np. długoterminowego magazynowania energii i manipulowania płynnością błony).
Ekspresja maszynerii enzymatycznej DNL jest kontrolowana przez niewielką liczbę czynników transkrypcyjnych. Do najdokładniej opisanych do tej pory należą: rodzina białek wiążących element regulatorowy steroli (SREBP), białko wiążące element odpowiedzi węglowodanowej (ChREBP) i receptor X wątroby (LXR)21,22,23,24,25,26. Pomimo pozornego nakładania się ich funkcji, zgłoszono indywidualne regulacje oparte na dominacji typu komórki oraz stanach fizjologicznych lub patologicznych21,22,27,28.
Co ciekawe, pewna liczba inhibitorów dla wybranych etapów szlaku DNL została zatwierdzona do użytku klinicznego lub jest w fazie przedklinicznej lub klinicznej rozwoju dla wielu chorób, w tym otyłości, niealkoholowej stłuszczeniowej choroby wątroby/niealkoholowego stłuszczeniowego zapalenia wątroby (NAFLD/NASH) oraz chorób sercowo-naczyniowych29. Wysiłki te podkreślają znaczenie DNL w zdrowiu i chorobie.
W ostatnich latach wzrosło zastosowanie metod do ilościowej oceny syntezy kwasów tłuszczowych de novo30. Najpowszechniejszą metodą oceny tego zjawiska jest użycie ciężkiej znakowanej wody (D2O), w której ciężki znakowany wodór zostaje włączony do łańcuchów acylowych podczas syntezy zarówno bezpośrednio, jak i pośrednio, poprzez wymianę deuteru z wodorami substratów DNL NAPDH, acetylo-CoA i malonylo-CoA. Chociaż takie podejście zyskuje na popularności, brakuje publicznie dostępnych szczegółowych protokołów odpowiednich dla nowicjuszy w tej dziedzinie. W tym miejscu przedstawiamy metodę ilościowej oceny syntezy de novo produktów FAS przy użyciu D2O i spektrometrii mas chromatografii gazowej (GCMS), z obliczeniami opracowanymi wcześniej przez Lee et al.31. Metoda ta mierzy syntezę kwasów tłuszczowych de novo niezależnie od źródła węgla i jest potencjalnie przydatna dla praktycznie każdej tkanki, w dowolnym modelu myszy i przy wszelkich zewnętrznych zaburzeniach. W tym miejscu skupiamy się na analizie brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) ze względu na jej wysoki poziom DNL i kluczową rolę w utrzymaniu homeostazy metabolicznej.

<table><tbody><tr><td>Fiolki szklane 4 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-955-334</td><td></td></tr><tr><td>0,2 i mikro; m filtr</td><td>Olympus Plastic</td><td>25-244</td><td></td></tr><tr><td>26G strzykawki igłowe</td><td>BD</td><td>309597</td><td></td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Merck</td><td>34850</td><td></td></tr><tr><td>Acetonitryl</td><td>Merck</td><td>900667</td><td></td></tr><tr><td>Niebieska nakrętka GC z przegrodą</td><td>Agilent</td><td>5190-1599</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>Eppendorf</td><td>5424R</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Sigma</td><td>366927</td><td></td></tr><tr><td>Tlenek deuteru</td><td>Sigma</td><td>151882</td><td></td></tr><tr><td>Di-tert-butylo-4-metylofenol (BHT) Wybierz kolumnę FAME</td><td>Merck</td><td>B1378</td><td></td></tr><tr><td>Di-tert-butylo-4-metylofenol (BHT) Wybierz kolumnę FAME</td><td>Agilent</td><td>CP7419</td><td></td></tr><tr><td>EDTA rurka</td><td>Sarstedt</td><td>411395105</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Merck</td><td>51976</td><td></td></tr><tr><td>Hexadecenoic-d31 Acid</td><td>Larodan</td><td>71-1631</td><td></td></tr><tr><td>Hexane</td><td>Merck</td><td>34859</td><td></td></tr><tr><td>Metanol</td><td>Merck</td><td>34860</td><td></td></tr><tr><td>Probówka do mikrowirówek</td><td>Olympus Plastic</td><td>24-282</td><td></td></tr><tr><td>Komora środowiskowa dla myszy</td><td>Caron</td><td>Caron 7001-33</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek potasu</td><td>Bioreagenty Fishera</td><td>BP366-500</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan potasu</td><td>MP Biomedicals</td><td>194727</td><td></td></tr><tr><td>Probówki do mikrowirówek SafeLock</td><td>Eppendorf</td><td>30120086</td><td></td></tr><tr><td>Zakręcana bursztynowa fiolka GC</td><td>Agilent</td><td>5182-0716</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek sodu</td><td>Fisher Bioreagents</td><td>BP358-212</td><td></td></tr><tr><td>Wodorotlenek sodu</td><td>Merck</td><td>S5881</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan sodu, dwuzasadowy</td><td>Odczynniki Fisher</td><td>BP332-500</td><td></td></tr><tr><td>Siarczan sodu</td><td>Merck</td><td>239313</td><td></td></tr><tr><td>Kwas siarkowy</td><td>Merck</td><td>258105</td><td></td></tr><tr><td>Wkładka do fiolki</td><td>Agilent</td><td>5183-2088</td><td></td></tr></tbody></table>

ilościowe oznaczanie syntezy kwasów tłuszczowych de novo w brunatnej tkance tłuszczowej przy użyciu tlenku deuteru

Quantitative Determination of De Novo Fatty Acid Synthesis in Brown Adipose Tissue Using Deuterium Oxide

Synteza kwasów tłuszczowych to złożony i wysoce energochłonny szlak metaboliczny z ważnymi funkcjonalnymi rolami w kontroli homeostazy metabolicznej całego ciała oraz innych procesów fizjologicznych i patologicznych. W przeciwieństwie do innych kluczowych szlaków metabolicznych, takich jak usuwanie glukozy, synteza kwasów tłuszczowych nie jest rutynowo oceniana funkcjonalnie, co prowadzi do niepełnej interpretacji stanu metabolicznego. Ponadto brakuje publicznie dostępnych szczegółowych protokołów odpowiednich dla nowicjuszy w tej dziedzinie. W tym miejscu opisujemy niedrogą metodę ilościową wykorzystującą tlenek deuteru i chromatografię mas chromatografii gazowej (GCMS) do analizy całkowitej syntezy de novo kwasów tłuszczowych w brunatnej tkance tłuszczowej in vivo. Metoda ta mierzy syntezę produktów syntazy kwasów tłuszczowych niezależnie od źródła węgla i jest potencjalnie przydatna dla praktycznie każdej tkanki, w dowolnym modelu mysim i przy wszelkich zewnętrznych zaburzeniach. Podano szczegółowe informacje na temat przygotowania próbki do GCMS i dalszych obliczeń. Koncentrujemy się na analizie brunatnej tkanki tłuszczowej ze względu na jej wysoki poziom syntezy kwasów tłuszczowych de novo i kluczową rolę w utrzymaniu homeostazy metabolicznej.

Na podstawie D2W przypadku dawkowania opisanego w kroku 1, zazwyczaj stwierdza się, że woda ustrojowa zostaje wzbogacona w zakresie od 2,5% do 6%, a bazowy poziom wzbogacenia wody ustrojowej w deuter osiągany jest szybko, w ciągu 1 h, i utrzymuje się przez cały czas trwania badania. poprzez woda do picia wzbogacona do 8% (Rycina 1). Ciągłe wzbogacenie wody ustrojowej w stanie stacjonarnym jest założeniem obliczeń wykorzystanych w kroku 6, w związku z czym zalecamy ekspery...

Tutaj prezentujemy tanią metodę ilościową wykorzystującą spektrometrię mas z tlenkiem deuteru i chromatografią gazową (GCMS) do analizy całkowitej lipogenezy de novo kwasów tłuszczowych w brunatnej tkance tłuszczowej in vivo.

Ilościowe oznaczanie syntezy kwasów tłuszczowych de novo w brunatnej tkance tłuszczowej przy użyciu tlenku deuteru

Fatty acid synthesis is a complex and highly energy demanding metabolic pathway with important functional roles in the control of whole-body metabolic ...

W przeciwieństwie do innych szlaków metabolicznych, takich jak usuwanie glukozy, synteza kwasów tłuszczowych nie jest rutynowo oceniana, co prowadzi do niepełnej interpretacji stanu metabolicznego. Kluczowymi zaletami tej metody jest to, że jest ona stosunkowo nieinwazyjna i prawdopodobnie lepiej odzwierciedla strumień syntezy kwasów tłuszczowych niż użycie glukozy znakowanej izotopem, gdzie zmiany w obsłudze glukozy na wcześniejszym etapie mogą mieć wpływ na wyniki. Tutaj skupiamy się na brunatnej tkance tłuszczowej, ale ta metoda jest potencjalnie przydatna do badania dowolnej tkanki w dowolnym modelu mysim.Na początek umieść próbki na suchym lodzie. Weź wstępnie oznakowaną probówkę do mikrowirówki, umieść ją na wadze analitycznej i wytaruj wagę. Następnie umieść pęsetę i skalpel lub stalową żyletkę na suchym lodzie na 10 do 20 sekund, aby ostygły.Za pomocą pęsety wyjmij zamrożoną próbkę tkanki z probówki i umieść ją na plastikowej łódce, którą można umieścić na płaskim bloku suchego lodu lub innej wstępnie schłodzonej powierzchni. Za pomocą skalpela lub stalowej żyletki wypreparuj niewielką część tkanki o wadze od 5 do 15 miligramów i umieść ją w probówce do mikrowirówki. Zapisz dokładną masę i powtórz te czynności dla każdej próbki.Dodaj jeden mikrolitr na miligram 10-milimolowego sześciokrotnego kwasu D31, a następnie trzy pięciomilimetrowe kulki ze stali nierdzewnej do każdej próbki. Następnie dodaj 250 mikrolitrów metanolu, 250 mikrolitrów wody i 500 mikrolitrów chloroformu do każdej próbki z kulkami. Umieścić probówki we wstępnie schłodzonym bloku młyna do mielenia i mieszać próbki z częstotliwością drgań 25 Hz przez pięć minut.Usunąć kulki za pomocą magnesu i odwirować próbki w temperaturze 12 000 G przez 10 minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Za pomocą mikropipety pobrać ustaloną objętość dolnej fazy każdej próbki do odpowiednio oznakowanych probówek do mikrowirówek. Dodać 500 mikrolitrów chloroformu do pozostałej próbki i powtórzyć te kroki.Umieść probówki z połączoną dolną fazą pod gazowym azotem lub w odpornej na chloroform, chłodzonej próżni odśrodkowej w temperaturze czterech stopni Celsjusza, aż do całkowitego wyschnięcia. Odpipetować 98 mililitrów bezwodnego metanolu do szklanej butelki z podłożem. I powoli dodaj dwa mililitry bezwodnego kwasu siarkowego do dygestorium, aby uzyskać 2% kwas siarkowy w metanolu.Wymieszaj, obracając zamkniętą butelkę. Dodaj 500 mikrolitrów tego 2% kwasu siarkowego w roztworze metanolu do każdej próbki i krótko odwiruj. Inkubować próbki w bloku grzewczym w temperaturze 50 stopni Celsjusza przez dwie godziny i dodać 100 mikrolitrów nasyconego roztworu chlorku sodu i 500 mikrolitrów heksanu do każdej próbki.Energicznie wirować próbki w temperaturze pokojowej przez jedną minutę i pozostawić próbki na jedną minutę. Po tym obie fazy powinny być widoczne. Zebrać górną fazę do świeżej probówki do mikrowirówki.Następnie powtórz dodawanie heksanu. A po rozdzieleniu faz zbierz próbki drugiej górnej fazy do tych samych oznaczonych probówek. Wysuszyć próbki w temperaturze pokojowej w gazowym azocie i ponownie zawiesić próbki w 20 mikrolitrach heksanu na miligram pierwotnej masy tkanki.Natychmiast przenieść próbki do szklanej fiolki do chromatografii gazowej ze szklaną wkładką. Wstrzyknąć próbki do pojedynczego spektrometru masowego do chromatografii gazowej z poczwórną chromatografią gazową w celu określenia obfitości estrów metylowych kwasów tłuszczowych lub izotopologów FAME. Wstrzyknąć jeden mikrolitr próbki do wlotu podzielonego lub bezszczelinowego w temperaturze wlotu 270 stopni Celsjusza, używając helu jako gazu nośnego.W oznakowanych probówkach wirówkowych z bezpiecznym zamkiem wymieszaj 10 mikrolitrów każdej próbki osocza lub standardowe cztery mikrolitry 10 molowego wodorotlenku sodu i cztery mikrolitry 5% acetonu w acetonitrylu. Wykonać tę czynność w trzech egzemplarzach dla każdej próbki. Po inkubacji próbek przez noc w temperaturze pokojowej dodać 450 do 550 miligramów siarczanu sodu do każdej próbki, dodać 600 mikrolitrów chloroformu do każdej probówki w dygestorium i energicznie wirować przez 15 sekund.Odwirować próbki o sile 300 g przez dwie minuty. Pobrać oznakowane szklane fiolki GCMS ze szklanymi wkładkami i przenieść trzykrotnie, a następnie 80 mikrolitrowych porcji supernatantu z każdej próbki do fiolek. Szczelnie zakryć fiolki do analizy GCMS.Procent wzbogacenia D2O w osoczu myszy w wielu punktach czasowych pokazano tutaj. Stwierdzono, że woda w organizmie jest wzbogacana w zakresie od 2,5 do 6%, że wyjściowy poziom wzbogacenia deuteru w wodę w organizmie jest szybko osiągany w ciągu jednej godziny i utrzymuje się przez cały czas trwania badania. Przedstawiono masowy rozkład izotopologiczny palmitynianu w brunatnej tkance tłuszczowej po trzech dniach podawania D2O w temperaturze pokojowej i termoneutralności.Wynik ten wskazuje na wyższe wzbogacenie deuteru M1 i M2 w temperaturze pokojowej. Na rysunku przedstawiono wzbogacenie zębów trzonowych brunatnej tkanki tłuszczowej i wzbogacenie molowe osocza w szereg kwasów tłuszczowych po trzech dniach podawania D2O w temperaturze pokojowej i termoneutralności. Niższe wzbogacenie temperaturowe stwierdzono w szerokim zakresie kwasów tłuszczowych w brunatnej tkance tłuszczowej.Warto zauważyć, że całkowite wzbogacenie kwasów tłuszczowych w osoczu nie podąża za tym samym trendem, co brunatna tkanka tłuszczowa, ale zamiast tego wzbogacanie kwasów tłuszczowych zwiększa się wraz z termoneutralnością. Obrazy te reprezentują całkowitą obfitość i zsyntetyzowany de novo palmitynian w brunatnej tkance tłuszczowej po trzech dniach podawania D2O. Wynik wskazuje na wzrost całkowitej syntezy palmitynianu w temperaturze pokojowej.Zachowaj ostrożność podczas uruchamiania kwasów tłuszczowych na GCMS. Upewnij się, że palmitynian nie jest przeciążony, ponieważ może dać sztucznie wysokie wartości wzbogacenia izotopów. Dodatkowo, podczas analizowania acetonu w GCMS, upewnij się, że nie ma piku acetonu w tle przed uruchomieniem próbek, więc uruchom ślepe próby, aby usunąć aceton z systemu.Ta metoda analizuje całkowitą zawartość kwasów tłuszczowych w wielu klasach lipidów, ale jeśli chcesz zrozumieć, w jaki sposób synteza kwasów tłuszczowych wpływa na określone klasy lipidów, możesz najpierw oddzielić te klasy lipidów za pomocą chromatografii, a następnie wyekstrahować kwasy tłuszczowe z tych frakcji. Ponieważ lipogeneza jest kluczowym czynnikiem przyczyniającym się do prawidłowego rozwoju, ale także do wielu chorób, protokół ten może być przydatny w wielu dziedzinach.

quantitative-determination-de-novo-fatty-acid-synthesis-brown-adipose

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Lipogeneza de novo i utlenianie β-kwasów tłuszczowych stanowią kluczowe szlaki metaboliczne w hepatocytach, szlaki, które są zaburzone w wielu zaburzeniach metabolicznych, w tym w stłuszczeniu wątroby. Tutaj pokazujemy izolację pierwotnych hepatocytów myszy i opisujemy ilościowe oznaczanie utleniania i lipogenezy β-kwasów tłuszczowych.

Oznaczanie utleniania i lipogenezy kwasów tłuszczowych w pierwotnych hepatocytach myszy

Podejście markerów troficznych kwasów tłuszczowych, tj. asymilacja kwasów tłuszczowych jako całej cząsteczki i transfer do tkanki konsumenckiej bez lub z niewielkimi modyfikacjami, jest utrudnione przez luki w wiedzy na temat metabolizmu kwasów tłuszczowych u małych bezkręgowców glebowych. Profilowanie izotopologiczne jest cennym narzędziem do rozplątywania oddziaływań troficznych.

Profilowanie izotopologu kwasów tłuszczowych 13C zapewnia wgląd w troficzny transfer węgla i metabolizm lipidów u konsumentów bezkręgowców

Korzystając z darmowego, otwartego oprogramowania, opracowaliśmy analityczne podejście do ilościowego określania całkowitej i regionalnej objętości brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) oraz aktywności metabolicznej BAT przy użyciu 18F-FDG PET/CT.

Kwantyfikacja całego ciała i regionu aktywnej ludzkiej brunatnej tkanki tłuszczowej przy użyciu 18F-FDG PET/CT

To badanie opisuje nową metodę izolowania mysich brązowych adipocytów do analizy ekspresji genów i białek.

Izolowanie brązowych adipocytów z mysiej brązowej tkanki tłuszczowej między łopatkami w celu analizy ekspresji genów i białek

Funkcjonalne obrazowanie i ilościowe określanie termogenicznych magazynów tłuszczu u myszy przy użyciu podejścia opartego na obrazowaniu mikro-PET/MR.

Wizualizacja i kwantyfikacja brązowych i beżowych tkanek tłuszczowych u myszy za pomocą obrazowania [18F]FDG Micro-PET/MR

Tutaj prezentujemy protokół do ilościowego określenia fizjologicznego znaczenia wpływu aktywności brunatnej tkanki tłuszczowej (BAT) na metabolizm człowieka. Osiąga się to poprzez połączenie obciążenia węglowodanami i kalorymetrii pośredniej z pomiarami zmian temperatury nadobojczykowej. To nowatorskie podejście może pomóc w opracowaniu celu farmakologicznego dla termogenezy BAT u ludzi.

Wykorzystanie kombinacji kalorymetrii pośredniej, termografii w podczerwieni i poziomu glukozy we krwi do pomiaru termogenezy brunatnej tkanki tłuszczowej u ludzi

Preadipocyty są izolowane z frakcji naczyniowej zrębu międzyłopatkowej brązowej tkanki tłuszczowej od nowonarodzonych myszy i różnicowane w komórki, które gromadzą kropelki lipidów, wyrażają markery molekularne i pokazują morfologię mitochondriów dojrzałych brązowych adipocytów. Komórki te są dalej analizowane za pomocą immunofluorescencji i transmisyjnej mikroskopii elektronowej.

Różnicowanie i obrazowanie brązowych adipocytów z frakcji zrębowej naczyniowej tkanki tłuszczowej śródłopatkowej od nowonarodzonych myszy

Przedstawiamy protokół do oznaczania chromatyny dostępnej dla transpozazy z sekwencjonowaniem wysokoprzepustowym (ATAC-seq) szczególnie na adipocytach za pomocą sortowania jąder z tkankami tłuszczowymi wyizolowanymi od transgenicznych myszy reporterowych z znakowaniem fluorescencji jądrowej.

Specyficzny dla adipocytów ATAC-Seq z tkankami tłuszczowymi przy użyciu sortowania jąder aktywowanych fluorescencją

W tym protokole przedstawiono metody istotne dla metabolomiki tętniczo-żylnej zoptymalizowanej pod kątem BAT przy użyciu GC-MS w modelu mysim. Metody te pozwalają na uzyskanie cennych informacji na temat wymiany metabolitów na poziomie organizmu, w której pośredniczy BAT.

Metabolomika tętniczo-żylna do pomiaru wymiany metabolitów in vivo w brunatnej tkance tłuszczowej

Opis ilościowej procedury fosforylacji z wykorzystaniem kriolizy, solubilizacji mocznikiem, frakcjonowania HILIC oraz wzbogacania peptydów fosforylowanych metodą IMAC.

Ilościowa fosfoproteomika w Saccharomyces cerevisiae stymulowanych kwasami tłuszczowymi

Naucz się ilościowego oznaczania syntezy kwasów tłuszczowych de novo w brunatnej tkance tłuszczowej myszy przy użyciu tlenku deuteru i GCMS. Ta metoda umożliwia nieinwazyjną ocenę metabolizmu lipidów in vivo.

Ilościowe oznaczanie syntezy kwasów tłuszczowych de novo w brunatnej tkance tłuszczowej przy użyciu tlenku deuteru

Przeglądaj więcej filmów