Name: Opracowanie prostego i skutecznego modelu szczura do śródoperacyjnego obrazowania przytarczyc (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-17T14:05:00.000+00:00
Duration: 7 min 12 s
Description: Poznaj prosty model szczura do śródoperacyjnego obrazowania przytarczyc z wykorzystaniem nanocząstek tlenku żelaza jako środka kontrastowego. Ta metoda poprawia identyfikację gruczołów podczas zabiegów chirurgicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (NSFC) (82172598), Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Zhejiang w Chinach (LZ22H310001), 551 Health Talent Training Project Komisji Zdrowia Prowincji Zhejiang w Chinach oraz Projekt Nauk i Technologii Medycznych i Zdrowotnych w Prowincji Zhejiang w Chinach (2021KY110).

Wszystkie badania na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania (IACUC) Instytutu Medycyny Podstawowej i Raka Chińskiej Akademii Nauk. Jest to operacja niezapewniająca przeżycia.
1. Zwierzę
<ol>
	<li>Użyj 6-8-tygodniowej samicy szczura SD o wadze 250 g do śródoperacyjnego obrazowania PG.</li>
</ol>
2. Znieczulenie
<ol>
	<li>Włącz aparat do znieczulenia.</li>
	<li>Przed rozpoczęciem upewnij się, że poziom izofluranu w waporyzatorze anestezjologicznym jest pełny. Następnie włącz tlen i ustaw natężenie przepływu na 0,4-0,8 l/min. Wywołać znieczulenie 3-5% izofluranem i utrzymać na poziomie 2% izofluranu (szybkość przepływu: 0,4-0,8 l/min).</li>
	<li>Umieść szczura SD w pudełku aparatu do znieczulania i wybierz model kanału, aby rozpocząć znieczulenie zwierząt.</li>
	<li>Obserwuj aktywność szczurów w pudełku. Kiedy szczur zapada w śpiączkę, przesuń go do stożka nosowego, aby utrzymać znieczulenie (nieprzytomna pozycja leżąca na plecach bez odruchu bólu i odruchu rogówkowego).</li>
	<li>Użyj maski anestezjologicznej, aby zakryć nos szczura i przełącz maszynę anestezjologiczną w tryb maski, aby utrzymać zwierzę pod narkozą podczas operacji.</li>
</ol>
3. Postawa i fiksacja
<ol>
	<li>Przenieś znieczulonego szczura na serwetę chirurgiczną na stole operacyjnym. Umieść wstępnie ogrzaną poduszkę grzewczą pod zwierzęciem, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia podczas operacji.</li>
	<li>Użyj gumek, aby przymocować kończyny szczura do stołu operacyjnego. Umieść cylindryczną poduszkę wykonaną z zasłony pod ramieniem szczura, aby odchylić jego głowę do tyłu, całkowicie odsłaniając obszar szyi. </li>
	<li>Nałóż maść na sztuczne łzy na oba oczy szczura, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
</ol>
4. Depilacja
<ol>
	<li>Nałóż krem do depilacji na okolicę szyi: do przestrzeni podżuchwowej, w dół do wyrostka mieczykowatego i po obu stronach na zewnątrz mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego.</li>
	<li>Po 3 minutach delikatnie przetrzyj chusteczką włosy i krem do depilacji.</li>
</ol>
5. Sterylizacja
<ol>
	<li>Użyj wacika Iodophor, aby zdezynfekować obszar operacji 3 razy od środka szyi do otoczenia. Dezynfekuj tylko obszar, z którego usunięto włosy.</li>
</ol>
6. Układanie serwetek chirurgicznych
<ol>
	<li>Użyj serwety chirurgicznej, aby zakryć obszar operacyjny szyi szczura. Otwór w serwety chirurgicznej powinien być wyrównany z obszarem dezynfekcji zwierzęcia.</li>
</ol>
7. Nacięcie
<ol>
	<li>Potwierdź chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia poprzez brak odruchu szczypania palca u nogi przed wykonaniem nacięcia. Następnie wpasuj ostrze w skalpel i użyj skalpela, aby wykonać podłużne nacięcie w przedniej linii środkowej szyi szczura. Upewnij się, że długość nacięcia wynosi około 5 cm i tylko w skórze właściwej.</li>
</ol>
8. Wypreparowanie tkanki podskórnej z mięśnia szyjnego przedniego
<ol>
	<li>Podnieś skórę po obu stronach nacięcia.</li>
	<li>Użyj nożyczek, aby przeciąć wzdłużnie wzdłuż linea alba cervicalis.</li>
	<li>Użyj kleszczy, aby oddzielić mięsień mostkowo-gnykowy i mięsień mostkowo-tarczowy.</li>
</ol>
9. Przymocuj mięśnie przedniej części szyi po obu stronach
<ol>
	<li>Użyj kleszczyków naczyniowych, aby zacisnąć oddzielony mięsień mostkowo-gnykowy i mięsień mostkowo-tarczowy przed szyją i wyciągnij zaciśniętą tkankę na zewnątrz.</li>
	<li>Użyj retraktora lub igły, aby przeciągnąć szew (3-0 #) przez zaciśniętą tkankę, zawiązać węzeł i przymocować szew do serwety chirurgicznej stołu operacyjnego.</li>
</ol>
10. Lokalizacja tarczycy
<ol>
	<li>Zlokalizuj chrząstkę tarczycy i chrząstkę grzastą jako górną granicę w obszarze operacyjnym. Zidentyfikuj chrząstkę tarczycy na podstawie kształtu tarczy i chrząstki cricoid na podstawie kształtu pierścienia.</li>
	<li>Zlokalizuj tchawicę jako dolną granicę w obszarze operacyjnym. Poszukaj tchawicy z przodu i pośrodku szyi, w oparciu o kształt pierścienia chrząstki rurkowej.</li>
	<li>Zlokalizuj tarczycę między górną i dolną granicą - czerwony gruczoł w kształcie motyla po przeciwnej stronie tchawicy.</li>
</ol>
11. Identyfikacja wizualna PG
<ol>
	<li>Zlokalizuj PG na górnej i zewnętrznej stronie tarczycy. Poszukaj dwóch PG w wrzecionowatym kształcie o długości około 1,2-2 mm i szerokości 1,0-1,5 mm, które są czerwonawe, ale jaśniejsze niż otaczająca tarczyca z pewną granicą.</li>
	<li>Wykonaj przednie zdjęcie PG z tchawicą, tarczycą i krtanią, aby ilościowo porównać działanie IONP przed i po wstrzyknięciu. </li>
	<li>Rozetnij tylną część przełyku, a następnie użyj retraktora, aby odsłonić prawą stronę PG. Zrób zdjęcie PG po prawej stronie z tarczycą i tchawicą.</li>
	<li>Zamień retraktor, aby naświetlić przeciwną stronę PG i zrób zdjęcie po lewej stronie z tarczycą i tchawicą.</li>
</ol>
12. Wstrzyknięcie IONPs do tarczycy
<ol>
	<li>Za pomocą strzykawki insulinowej wstrzyknąć miejscowo 10 μl zawiesiny IONPs (20 mg/ml w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami) do środka tarczycy. Delikatnie uciskać miejsce wstrzyknięcia gazą przez 5 sekund.</li>
</ol>
13. Identyfikacja PG po wstrzyknięciu IONPs
<ol>
	<li>Po wstrzyknięciu obserwuj szybką dyfuzję IONP w tarczycy, ale nie w PG, ponieważ negatywnie zabarwia PG i odróżnia je od otaczającej tarczycy.</li>
	<li>Zrób zdjęcie z przodu negatywowo wybarwionego PG wraz z tchawicą, tarczycą i krtanią.</li>
	<li>Zrób zdjęcia po lewej i prawej stronie negatywowo wybarwionego PG, stosując te same procedury, jak opisano powyżej.</li>
</ol>
14. Resekcja gardła i tchawicy z tarczycą i PG
<ol>
	<li>Gdy szczury wdychają nadmiar izofluranu (5% izofluranu przez ponad 5 minut) i są pod głęboką narkozą, należy je poddać eutanazji przez dosercowe wstrzyknięcie 0,5 ml nasyconego roztworu chlorku potasu.</li>
	<li>Pośmiertnie usuń gardło, tchawicę, tarczycę i PG.</li>
	<li>Pod wyciągiem umieść usunięte gardło, tchawicę, tarczycę i próbki PG w 4% roztworze paraformaldehydu na 24 godziny.</li>
</ol>
15. Badania histopatologiczne
<ol>
	<li>Odwodnić tkanki i zanurzyć je w parafinie. Pokrój na kawałki o grubości 5 μm. Piecz kawałki w temperaturze 37 °C w piekarniku przez noc i w temperaturze 65 °C przez 1 godzinę.</li>
	<li>Wybarwieć skrawki hematoksyliną i eozyną (H&E) po umyciu 3 x 5 min alkoholem gradientowym 75%, 95%, 100% i praniem wodą w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Poproś patologów o zbadanie skrawków wybarwionych H&E pod mikroskopem świetlnym.</li>
</ol>

<ol><li>Cope, O., Donaldson, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relation+of+thyroid+and+parathyroid+glands+to+calcium+and+phosphorus+metabolism.+Study+of+a+case+with+coexistent+hypoparathyroidism+and+hyperthyroidism%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Relation of thyroid and parathyroid glands to calcium and phosphorus metabolism. Study of a case with coexistent hypoparathyroidism and hyperthyroidism.</a> The Journal of Clinical Investigation. 16 (3), 329-341 (1937).</li>
<li>Mansberger, A. R., Wei, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+embryology+and+anatomy+of+the+thyroid+and+parathyroid+glands%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+Clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Surgical embryology and anatomy of the thyroid and parathyroid glands.</a> Surgical Clinics of North America. 73 (4), 727-746 (1993).</li>
<li>Koch, A., Hofbeck, M., Dorr, H. G., Singer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypocalcemia-induced+heart+failure+as+the+initial+symptom+of+hypoparathyroidism%5BTitle%5D)+AND+%22Zeitschrift+f%C3%BCr+Kardiologie%22%5BJournal%5D)">Hypocalcemia-induced heart failure as the initial symptom of hypoparathyroidism.</a> Zeitschrift für Kardiologie. 88 (1), 10-13 (1999).</li>
<li>Shoback, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Presentation+of+hypoparathyroidism%3A+etiologies+and+clinical+features%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Endocrinology+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Presentation of hypoparathyroidism: etiologies and clinical features.</a> The Journal of Clinical Endocrinology & Metabolism. 101 (6), 2300-2312 (2016).</li>
<li>Arneiro, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-report+of+psychological+symptoms+in+hypoparathyroidism+patients+on+conventional+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Endocrinology+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Self-report of psychological symptoms in hypoparathyroidism patients on conventional therapy.</a> Archives of Endocrinology Metabolism. 62 (3), 319-324 (2018).</li>
<li>Olson, E., Wintheiser, G., Wolfe, K. M., Droessler, J., Silberstein, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+thyroid+cancer%3A+a+review+of+the+national+cancer+database%2C+2000-2013%5BTitle%5D)+AND+%22Cureus%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of thyroid cancer: a review of the national cancer database, 2000-2013.</a> Cureus. 11 (2), 4127(2019).</li>
<li>Du, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+thyroid+cancer%3A+incidence+and+mortality+in+China%2C+2015%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Oncology%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of thyroid cancer: incidence and mortality in China, 2015.</a> Frontiers in Oncology. 10, 1702(2020).</li>
<li>Barrios, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incidental+parathyroidectomy+in+thyroidectomy+and+central+neck+dissection%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Incidental parathyroidectomy in thyroidectomy and central neck dissection.</a> Surgery. 169 (5), 1145-1151 (2021).</li>
<li>Sitges-Serra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inadvertent+parathyroidectomy+during+total+thyroidectomy+and+central+neck+dissection+for+papillary+thyroid+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Inadvertent parathyroidectomy during total thyroidectomy and central neck dissection for papillary thyroid carcinoma.</a> Surgery. 161 (3), 712-719 (2017).</li>
<li>Sakorafas, G. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incidental+parathyroidectomy+during+thyroid+surgery%3A+an+underappreciated+complication+of+thyroidectomy%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Incidental parathyroidectomy during thyroid surgery: an underappreciated complication of thyroidectomy.</a> World Journal of Surgery. 29 (12), 1539-1543 (2005).</li>
<li>Sahyouni, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rate+of+incidental+parathyroidectomy+in+a+pediatric+population%5BTitle%5D)+AND+%22OTO+Open%22%5BJournal%5D)">Rate of incidental parathyroidectomy in a pediatric population.</a> OTO Open. 5 (4), (2021).</li>
<li>Erickson, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incidence%2C+survival+time%2C+and+surgical+treatment+of+parathyroid+carcinomas+in+dogs%3A+100+cases+%282010-2019%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Veterinary+Medical+Association%22%5BJournal%5D)">Incidence, survival time, and surgical treatment of parathyroid carcinomas in dogs: 100 cases (2010-2019).</a> Journal of the American Veterinary Medical Association. 259 (11), 1309-1317 (2021).</li>
<li>Bi, R., Fan, Y., Luo, E., Yuan, Q., Mannstadt, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+techniques+to+create+hypoparathyroid+mice%3A+parathyroidectomy+using+GFP+glands+and+diphtheria-toxin-mediated+parathyroid+ablation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Two techniques to create hypoparathyroid mice: parathyroidectomy using GFP glands and diphtheria-toxin-mediated parathyroid ablation.</a> Journal of Visualized Experiments. (121), e55010(2017).</li>
<li>Soulsby, S. N., Holland, M., Hudson, J. A., Behrend, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasonographic+evaluation+of+adrenal+gland+size+compared+to+body+weight+in+normal+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Radiology+%26+Ultrasound%22%5BJournal%5D)">Ultrasonographic evaluation of adrenal gland size compared to body weight in normal dogs.</a> Veterinary Radiology & Ultrasound. 56 (3), 317-326 (2015).</li>
<li>Zheng, W. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biodegradable+iron+oxide+nanoparticles+for+intraoperative+parathyroid+gland+imaging+in+thyroidectomy%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS+Nexus%22%5BJournal%5D)">Biodegradable iron oxide nanoparticles for intraoperative parathyroid gland imaging in thyroidectomy.</a> PNAS Nexus. 1 (3), 087(2022).</li>
</ol>

P.G. i W.Z. są współtwórcami wniosku patentowego złożonego przez Szpital Onkologiczny Uniwersytetu Chińskiej Akademii Nauk (Zhejiang Cancer Hospital) w oparciu o projekt. Pozostali autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Demonstrujemy technikę obrazowania negatywnego PG szczura pod kontrolą IONPs przy użyciu czarnych IONPs, które zostały wstrzyknięte lokalnie w środek tarczycy i rozproszone w obrębie tarczycy, ale nie PG. Umożliwia wyraźną identyfikację PG gołym okiem bez pomocy mikroskopu. Chociaż zgłoszono transgeniczne myszy z białkiem zielonej fluorescencji selektywnie eksprymowanym w PG13, model opisany w tym artykule jest prostszy do wykonania. Zajmuje to tylko ~1 minutę na szczura po wstrzyknięciu, a wyraźn...

Przytarczyce (PG) to małe, owalne gruczoły dokrewne znajdujące się na szyi ludzi i innych kręgowców, które produkują i wydzielają parathormony do regulacji i równoważenia poziomu wapnia i fosforu we krwi i kościach1. Ludzie zwykle mają dwie pary PG zlokalizowane za płatami tarczycy w różnych lokalizacjach; rozmiar ludzkiego PG zwykle mierzy 6 mm x 4 mm x 2 mm, przy wadze około 35-40 mg2. Usunięcie lub uszkodzenie PG powoduje niedoczynność przytarczyc (HP), zaburzenie endokrynologiczne charakteryzujące się hipokalcemią i niskim lub niewykrywalnym poziomem parathormonów, które powodują szeroki zakres objawów, od skurczów przypominających skurcze, przez zniekształcone zęby, po przewlekłe choroby nerek. Niektóre z tych powikłań są śmiertelne (np. niewydolność serca i drgawki)3,4,5; dlatego PG jest niezbędny w regulacji metabolizmu organizmu i podtrzymywaniu życia.
HP jest jednym z najczęstszych powikłań po operacji przedniej części szyi, szczególnie w tyreoidektomii, uznanej metodzie leczenia raka tarczycy, który jest najczęstszym nowotworem endokrynnym na świecie6,7. HP po tyreoidektomii jest głównie spowodowane bezpośrednim urazem, niedokrwieniem lub usunięciem PG podczas operacji z powodu poważnego braku zdolności do niezawodnego odróżnienia PG od płatów tarczycy i innych otaczających tkanek (np. węzłów chłonnych i obwodowych cząstek tłuszczu) w czasie rzeczywistym na sali operacyjnej. W 2021 roku Barrios i in. zgłosili średni wskaźnik błędnych sekcji PG wynoszący 22,4% w 1,114 przypadkach tyreoidektomii, a nawet doświadczeni chirurdzy, którzy mieli minimalny wskaźnik błędu 7,7%8. Tak wysokie wskaźniki błędnych sekcji PG są zgodne z innymi podobnymi raportami9,10,11. Tak więc nieprawidłowa paratyreoidektomia jest niezależnym czynnikiem ryzyka przemijającego i trwałego pooperacyjnego HP.
Opracowanie skutecznych metod śródoperacyjnej identyfikacji PG jest kluczem do rozwiązania tej krytycznej, niezaspokojonej potrzeby medycznej; jednak zostało to poważnie ograniczone przez brak modeli zwierzęcych w badaniach przedklinicznych. Do tej pory większość śródoperacyjnych badań identyfikacyjnych PG przeprowadzono na ludziach i dużych zwierzętach (np. psach)12, które są drogie i trudne do uzyskania aprobaty etycznej, rozszerzają liczbę pacjentów i powtarzają testy. Tymczasem mysz, najczęściej używany model kręgowca w badaniach biologicznych, ma niezwykle małe PG, o rozmiarze mniejszym niż 1 mm13. Ze względu na to ograniczenie, mysie modele PG rzadko były używane w śródoperacyjnych badaniach nad identyfikacją PG.
Ten artykuł informuje o stworzeniu prostego, nieskomplikowanego i skutecznego modelu szczura do śródoperacyjnych badań nad identyfikacją PG. Zbadaliśmy wykorzystanie rodzimych szczurów Sprague-Dawley (SD) bez żadnych modyfikacji chirurgicznych lub inżynierii genetycznej jako wiarygodnego modelu zwierzęcego do testowania środka kontrastowego do obrazowania PG, IONPs, podczas operacji tyreoidektomii. Ten model szczurzy wykazuje bardzo podobną strukturę fizjologiczną PG i otaczającego mikrośrodowiska do ludzkiej, a rozmiar PG szczura jest wystarczająco duży, aby można go było wykryć wizualnie w porównaniu z modelami u myszy. Większość szczurów ma po jednym PG po każdej stronie tarczycy. Prostota i skuteczność tego modelu szczurzego została wykazana poprzez wykonanie śródoperacyjnego obrazowania PG wzmocnionego IONP podczas operacji tyreoidektomii.

<table><tbody><tr><td>alkohol</td><td>Li feng</td><td>9400820067</td><td></td></tr><tr><td>aparat anestezjologiczny</td><td>RWD Firma</td><td>R520IE</td><td>Numer maszyny</td></tr><tr><td>ostrze</td><td>Daopian</td><td>TB-JZ-10#</td><td></td></tr><tr><td>cylindryczna poduszka</td><td></td><td></td><td>wykonana przez nas</td></tr><tr><td>krem do depilacji</td><td>Nair</td><td>TMG-001</td><td></td></tr><tr><td>waga elektroniczna</td><td>Hong xingda</td><td>CN-HXD2</td><td></td></tr><tr><td>eosin</td><td>Thermo Fisher (Waltham, Stany Zjednoczone).</td><td>C0105S-2</td><td></td></tr><tr><td>erytromycyna</td><td>Shuang ji (Pekin, Chiny)</td><td>200409</td><td></td></tr><tr><td>gaza</td><td>Fulanns</td><td>YY0331-2006</td><td></td></tr><tr><td>poduszka grzewcza</td><td>Johon (ShenZhen, Chiny)</td><td>JH-36-2006</td><td></td></tr><tr><td>hematoksylina</td><td>Thermo Fisher (Waltham, USA).</td><td>C0105S-1</td><td></td></tr><tr><td>igła do wstrzykiwań insuliny</td><td>Jiangyin NanquanMakrocząsteczka</td><td>20170702</td><td></td></tr><tr><td>wacik jodoforowy</td><td>HOYON</td><td>19-6007</td><td></td></tr><tr><td>roztwór nanocząsteczek tlenku żelaza</td><td>Zhongke Leiming Technology (Pekin, Chiny)</td><td>Mag9110-05</td><td></td></tr><tr><td>izofluran</td><td>Sigma Aldrich (St Louis, USA).</td><td></td><td></td>21112801</tr><tr><td>uchwyt na igłę</td><td>Stół operacyjny Meijun</td><td>MH0587</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór paraformaldehydu</td><td>BioJane</td><td></td> BJ-P-M Maszyna skanująca z gumy 21269333 <td></td></tr><tr><td></td><td>G-CLONE</td><<td>br/> XT41050</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Kleszcze</td><td></td> chirurgiczne Olympus Slideview VS200 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Suping</td><td>SPHC-0676</td><td></td></tr><tr><td>rękojeść noża chirurgicznego</td><td>Aladdin</td><td>S3052-06-1EA</td><td></td></tr><tr><td>retraktor chirurgiczny</td> Nożyczki chirurgiczne <td>TOCYTO</td><td>18-4010</td><td></td></tr> Ręcznik <tr><td>chirurgiczny</td><td>Suping</td><td>SPHC-0795</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Wzdłuż technologii</td><td>YCKJ-RJ-036205</td><td></td></tr><tr><td>szew</td><td>Ethicon</td><td>SA84G</td><td></td></tr><tr><td>szew z igła</td><td>Jinhuan (Szanghaj, Chiny)</td> Kleszcze naczyniowe <td>F301</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Wzdłuż technologii</td><td>YCKJ-RJ-016218</td><td></td></tr><tr><td>Suszarka do kąpieli wodnej</td><td>Hua su (Jinhua, Chiny)</td> <td>HS-1145</td><td></td></tr></tbody></table>

opracowanie prostego i skutecznego modelu szczura do śródoperacyjnego obrazowania przytarczyc

Establishment of a Simple and Effective Rat Model for Intraoperative Parathyroid Gland Imaging

Identyfikacja przytarczyc (PG) jest krytyczną, niezaspokojoną potrzebą w tyreoidektomii. Identyfikacja PG jest trudna w chirurgii tarczycy, ponieważ ma ona kolor podobny do tarczycy. Brak skutecznych modeli zwierzęcych w badaniach przedklinicznych jest poważnym ograniczeniem dla rozwoju technik identyfikacji PG. Protokół ten pozwala na stworzenie prostego i skutecznego modelu szczura do identyfikacji PG. W tym modelu czarne nanocząstki tlenku żelaza (IONP) są wstrzykiwane lokalnie do tarczycy i szybko dyfundują w tarczycy, ale nie w PG. Ujemnie zabarwiony PG i dodatnio zabarwiony tarczyca mogą być łatwo zidentyfikowane gołym okiem bez konieczności stosowania zewnętrznych mikroskopów. Położenie PG można zidentyfikować, zwiększając kontrast kolorów między tarczycą a PG, w oparciu o kolor czarnych IONPs. Ten model szczura jest tani i wygodny do identyfikacji PG, a IONPs są nowym środkiem kontrastowym PG.

W tym modelu zwierzęcym chirurgicznie nacięto szyję szczura rasy SD, aby odsłonić tchawicę, krtań i otaczające je tkanki. Następnie zlokalizowano wzrokowo gruczoł tarczowy po obu stronach tchawicy; ma on kształt motyla i rozmiary około 3 mm x 5 mm. Para PG znajduje się zazwyczaj w górnej części gruczołu tarczowego, a ich kolor jest bardzo podobny do koloru płatów gruczołu tarczowego, co sprawia, że ich rozróżnienie gołym okiem jest niezwykle trudne (Rysunek 1).
Po...

Do tej pory rozwój metod identyfikacji przytarczyc (PG) jest ograniczony przez brak modeli zwierzęcych w badaniach przedklinicznych. W tym miejscu tworzymy prosty i skuteczny model szczura do śródoperacyjnego obrazowania PG i oceniamy jego skuteczność, wykorzystując nanocząstki tlenku żelaza jako nowy środek kontrastowy PG.

Opracowanie prostego i skutecznego modelu szczura do śródoperacyjnego obrazowania przytarczyc

Parathyroid gland (PG) identification is a critical unmet need in thyroidectomy. The identification of the PG is challenging in thyroid surgery as it is ...

Przytarczyce to mały narząd o bardzo ważnych funkcjach. Nasz protokół może być wykorzystany do opracowania nowych technologii identyfikacji PG, które mogą pomóc chirurgom w ochronie przed tyreoidektomią w przypadku raka tarczycy. Główną zaletą tego modelu jest to, że może on zaobserwować wyraźną różnicę między tarczycą a PG poprzez negatywne obrazowanie IONP.Ponadto koszt i trudność operacyjna są znacznie niższe w przypadku tego modelu szczurzego niż w przypadku dużych modeli zwierzęcych. Na początek umieść podgrzaną poduszkę grzewczą na stole operacyjnym, aby utrzymać temperaturę ciała zwierzęcia podczas operacji, a następnie przenieś znieczulonego szczura na serwetę chirurgiczną umieszczoną na stole operacyjnym. Za pomocą gumek przymocuj kończyny szczura do stołu operacyjnego i umieść cylindryczną poduszkę wykonaną z zasłony pod ramieniem szczura, aby odchylić głowę do tyłu, całkowicie odsłaniając obszar szyi, a następnie nałóż krem do depilacji na okolicę szyi, aż do przestrzeni podżuchwowej, w dół do wyrostka mieczykowatego i po obu stronach na zewnątrz mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego.Po trzech minutach delikatnie przetrzyj chusteczką włosy i krem do depilacji. Następnie za pomocą wacika jodoforowego wysterylizuj środek szyi i okolice. z którego usuwa się włosy.Przykryj zwierzę obłożeniem chirurgicznym, utrzymując otwór w jednej linii z dezynfekowanym obszarem. Za pomocą skalpela wykonaj około pięciocentymetrowe podłużne nacięcie w przedniej linii środkowej szyi szczura. Podnieś skórę po obu stronach nacięcia i za pomocą nożyczek przetnij wzdłużnie wzdłuż linea alba cervicalis.Użyj kleszczy, aby oddzielić mięsień mostkowo-gnykowy i mostkowy. Zaciśnij oddzielone mięśnie przed szyją za pomocą kleszczy naczyniowych i wyciągnij zaciśniętą tkankę na zewnątrz. Za pomocą igły przełóż szew przez zaciśniętą tkankę.Zrób węzeł i przymocuj szew do serwety chirurgicznej stołu operacyjnego. Zlokalizuj chrząstkę tarczycy na podstawie kształtu tarczy i chrząstki sercowej na podstawie kształtu pierścienia jako górnej granicy w obszarze operacyjnym, a następnie zlokalizuj tchawicę na podstawie kształtu pierścienia chrząstki rurkowej z przodu i pośrodku szyi jako dolną granicę w obszarze operacyjnym. Zlokalizuj tarczycę, czerwony gruczoł w kształcie motyla po przeciwnej stronie tchawicy między górną i dolną granicą.Następnie zlokalizuj dwa przytarczyce w wrzecionowatym kształcie, które są czerwonawe, ale jaśniejsze niż otaczająca tarczyca z pewną granicą na górnej i zewnętrznej stronie tarczycy. Zrób zdjęcie czołowe przytarczyc z tchawicą, tarczycą i krtanią. Wypreparuj tylną część przełyku i za pomocą retraktora odsłoń prawą stronę przytarczyc.Zrób zdjęcie przytarczyc po prawej stronie z tarczycą i tchawicą, a następnie podobnie naświetl i uchwyć lewą stronę gruczołów. Użyj strzykawki insulinowej, aby miejscowo wstrzyknąć 10 mikrolitrów zawiesiny nanocząstek czarnego tlenku żelaza do środka tarczycy i delikatnie dociśnij miejsce wstrzyknięcia gazą przez pięć sekund, a następnie obserwuj szybką dyfuzję czarnych nanocząstek tlenku żelaza w tarczycy, ale nie w przytarczycach, ponieważ negatywnie barwi przytarczyce i odróżnia je od otaczającej tarczycy. Zrób zdjęcia z przodu, z lewej i prawej strony ujemnie zabarwionych przytarczyc wraz z tchawicą, tarczycą i krtanią.Po wstrzyknięciu środek kontrastowy, czarne nanocząstki tlenku żelaza, łatwo dyfundują w tarczycy i barwią ją na czarno, ale nie mogą przeniknąć do przytarczyc ze względu na dużą gęstość tkanki. Analiza histologiczna czarnych nanocząstek tlenku żelaza wstrzykiwanych do tarczycy wykazała, że przytarczyce są wzbogacone w ściśle ustawione komórki główne, podczas gdy tarczyca ma wiele luźnych światła, co wskazuje na znacznie niższą gęstość tkanki. W tej procedurze należy pamiętać o dwóch ważnych rzeczach.Po pierwsze, postawa szczura. Zalecamy odchylenie uszu i głowę do tyłu, całkowicie odsłaniając okolice szyi. Po drugie, kiedy wstrzykujemy jony, powinniśmy używać igły zapewniającej drobną ochronę, ponieważ powierzchnia tarczycy jest pełna naczyń krwionośnych.Procedurę tę można również wykonać za pomocą obrazowania autofluorescencyjnego PG, które jest nieinwazyjne, dostarcza informacji w czasie rzeczywistym i nie wykorzystuje barwnika jako środka kontrastowego, ale sygnał autofluorescencji jest słaby, a wydajność obrazowania jest również słaba. Inni badacze mogą wykorzystać ten prosty i skuteczny model szczura do opracowania i oceny nowych technologii i produktów identyfikacji PG, zamiast używać bardziej skomplikowanych i kosztownych dużych zwierząt, takich jak psy i świnie.

establishment-simple-effective-rat-model-for-intraoperative

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Źródło: Shannonhouse, J., et al. In vivo Obrazowanie wapniowe zespołów neuronalnych w sieciach pierwotnych neuronów czuciowych w nienaruszonych zwojach korzenia grzbietowego. J. Vis. Exp. (2023). Film przedstawia technikę obrazowania wapnia in vivo w celu monitorowania aktywności neuronalnej w zwojach korzenia grzbietowego (DRG) myszy transgenicznej. Neurony DRG wyrażają wskaźnik wapnia, który zwiększa intensywność fluorescencji po związaniu się z wapniem. Bodźce mechaniczne lub termiczne...

Obrazowanie in vivo wapnia zespołów neuronalnych w nienaruszonych zwojach korzenia grzbietowego myszy

Myszy z nabytą niedoczynnością przytarczyc byłyby przydatne do badania nowych terapii lekowych na niedoczynność przytarczyc. Zademonstrowano dwie procedury tworzenia takich myszy.  Mysz GFP-PTX jest generowana przez chirurgiczną paratyreoidektomię pod kontrolą zielonych fluoryzujących przytarczyc.  Drugie, niechirurgiczne podejście opiera się na specyficznej dla przytarczyc ekspresji receptora toksyny błoniczej.

Dwie techniki tworzenia myszy z niedoczynnością przytarczyc: paratyreoidektomia przy użyciu gruczołów GFP i ablacja przytarczyc za pośrednictwem toksyny błoniczej

To badanie ma na celu opracowanie standardowego protokołu śródoperacyjnego monitorowania neuronalnego operacji tarczycy na modelu świniowym. W tym miejscu przedstawiamy protokół demonstracji znieczulenia ogólnego, porównania różnych typów elektrod oraz zbadania charakterystyki elektrofizjologicznej prawidłowych i uszkodzonych nerwów krtaniowych wstecznych.

Śródoperacyjne monitorowanie neuronalne operacji tarczycy w modelu świni

Bezpieczne zastosowanie nowo opracowanych urządzeń do chirurgii chirurgicznej tarczycy/przytarczyc przyciąga uwagę chirurgów. Eksperymentalne modele zwierzęce pozwalają uniknąć niepotrzebnych prób i błędów w chirurgii ludzkiej. Niniejszy raport ma na celu zademonstrowanie metod elektrofizjologicznych i termograficznych do oceny parametrów bezpieczeństwa SED w chirurgii tarczycy/przytarczyc.

Badanie parametrów bezpieczeństwa elektrofizjologicznego i termograficznego urządzeń energetycznych podczas operacji tarczycy i przytarczyc w modelu świniowym

Zwierzęcy model nabytej niedoczynności przytarczyc (HypoPT) jest kluczowy dla zrozumienia, jak HypoPT wpływa na homeostazę jonów mineralnych i do weryfikacji skuteczności nowych metod leczenia. W tym miejscu przedstawiono technikę generowania modelu szczura nabytej niedoczynności przytarczyc (AHypoPT) za pomocą paratyreoidektomii (PTX) przy użyciu nanocząstek węgla.

Generowanie szczurów z niedoczynnością przytarczyc za pomocą przytarczyc wspomaganej nanocząstkami węgla

Ten protokół opisuje chirurgiczną ekspozycję zwoju korzenia grzbietowego (DRG), a następnie GCaMP3 (genetycznie kodowany wskaźnik Ca2+; Białko zielonej fluorescencji-białko kalmoduliny-M13 3) Ca2 + obrazowanie zespołów neuronalnych przy użyciu myszy Pirt-GCaMP3 przy jednoczesnym stosowaniu różnych bodźców do ipsilateralnej tylnej łapy.

In vivo (in vivo) Obrazowanie wapniowe zespołów neuronalnych w sieciach pierwotnych neuronów czuciowych w nienaruszonych zwojach korzenia grzbietowego

Ten protokół przedstawia szybką i nieśmiercionośną metodę pozyskiwania przytarczyc od świń. Procedura składa się z trzech głównych etapów: preparatyki świńskiej w znieczuleniu, jednostronnego pobrania grasicy oraz identyfikacji ex vivo i ekstrakcji przytarczyc wewnątrz grasicy.

Pobieranie przytarczyc od żywych świń dawców i identyfikacja ex vivo

Celem tego artykułu jest przedstawienie metody identyfikacji i ochrony nawracającego nerwu krtani podczas robotycznej tarczycy za pomocą podejścia przedsionkowego w doustnym przypadku bez monitora nerwu krtaniowego.

Identyfikacja i ochrona nawracającego nerwu krtaniowego podczas transoralnej robotycznej tarczycy

Wywoływanie przerwania bariery krew-mózg (BBB) za pomocą skupionego ultradźwięku z wykorzystaniem mikropęcherzyków jest obiecującą techniką nieinwazyjnego, celowanego dostarczania leków do mózgu1-3. Niniejszy protokół opisuje procedurę eksperymentalną dla transkranialnego przerwania BBB pod kontrolą MRI w modelu szczura.

Przełamywanie bariery krew-mózg pod kontrolą MRI z użyciem przezczaszkowego ultradźwiękowego ogniskowania w modelu szczura

Modele zwierzęce są często wykorzystywane do naśladowania poważnych uszkodzeń kości w badaniach biomedycznych. Ze względu na ich niewielkie rozmiary, ustalenie ustabilizowanych zmian kostnych u myszy wykracza poza możliwości większości grup badawczych. W tym artykule opisujemy prostą metodę ustalania i analizowania eksperymentalnych wad kości udowej u myszy.

Prosty model ubytku kości udowej o krytycznej wielkości u myszy

Poznaj prosty model szczura do śródoperacyjnego obrazowania przytarczyc z wykorzystaniem nanocząstek tlenku żelaza jako środka kontrastowego. Ta metoda poprawia identyfikację gruczołów podczas zabiegów chirurgicznych.

Opracowanie prostego i skutecznego modelu szczura do śródoperacyjnego obrazowania przytarczyc

Przeglądaj więcej filmów