Name: Zmodyfikowany protokół przeszczepu serca heterotopowego u myszy zgodny ze współczesnymi standardami techniki aseptycznej, anestezjologii i analgezji (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-28T13:20:00.000+00:00
Duration: 12 min 40 s
Description: Poznaj zmodyfikowaną technikę heterotopowego przeszczepu serca u myszy z nowoczesnymi standardami aseptyki i analgezji. Model ten umożliwia badanie odpowiedzi immunologicznej oraz odrzucania przeszczepu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy pragną podziękować za wspaniałe wysiłki personelu zajmującego się opieką nad zwierzętami z Uniwersytetu Australii Zachodniej i Instytutu Badań Medycznych Harry'ego Perkinsa, których poświęcenie i wiedza przyczyniły się do wykonalności i sukcesu tych operacji.

<ol><li>Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+the+intact+mammalian+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Transplantation of the intact mammalian heart.</a> Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).</li>
<li>Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+homologous+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Complete homologous heart transplantation.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).</li>
<li>Downie, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Homotransplantation+of+the+dog+heart%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Homotransplantation of the dog heart.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).</li>
<li>Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+homotransplantation+of+canine+heart+and+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Complete homotransplantation of canine heart and lungs.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).</li>
<li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">A technique for heart transplantation in the rat.</a> Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).</li>
<li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D%2C+H-2K%2C+and+non-H-2+antigens+in+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li>
<li>Joffre, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+acute+and+chronic+allograft+rejection+with+CD4%2BCD25%2BFoxp3%2B+regulatory+T+lymphocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes.</a> Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).</li>
<li>Gregori, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+T+cells+induced+by+1+alpha%2C25-dihydroxyvitamin+D3+and+mycophenolate+mofetil+treatment+mediate+transplantation+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance.</a> The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).</li>
<li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%3A+Experience+of+3000+operations+by+one+surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li>
<li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).</li>
<li>Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+in+aseptic+rodent+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Techniques in aseptic rodent surgery.</a> Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).</li>
<li>Navarro, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+anesthesia%3A+The+art+and+science%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Mouse anesthesia: The art and science.</a> ILAR Journal. , (2021).</li>
<li>Adams, S., Pacharinsak, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+anesthesia+and+analgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Mouse+Biology%22%5BJournal%5D)">Mouse anesthesia and analgesia.</a> Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).</li>
<li>Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes">https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes</a> (2013).</li>
<li>Prosser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+changes+to+tissue-resident+immunity+after+MHC-matched+and+MHC-mismatched+solid+organ+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation.</a> Cell Reports. 35 (7), 109141(2021).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Mysi ortotopowy model przeszczepu serca jest solidnym modelem przedklinicznym wykorzystywanym przede wszystkim do badania wpływu niedopasowania MHC na poziom i charakter odrzucenia immunologicznego, a ostatnio także wpływu przeszczepu na zachowanie odporności rezydentnej w tkance przeszczepu16. Początkowo ściśle przestrzegaliśmy protokołu Corry i wsp.7 , udoskonaliliśmy go, aby uwzględnić standardy najlepszych praktyk w zakresie techniki aseptycznej, analgezji i znieczuleni...

Wiele z naszej wiedzy na temat immunologii i transplantacji zawdzięczamy badaniom opartym na eksperymentalnych modelach przeszczepiania narządów litych na zwierzętach. Od czasu pierwszego opisu unaczynionego przeszczepu serca u ssaków1, takie modele przyczyniły się do rozwoju wiedzy w wielu dziedzinach, w tym w terapeutycznym zastosowaniu hipotermii2, korzyściach płynących ze stosowania specjalistycznych szwów3, oraz technikach całkowitej homotransplantacji płuc i serca4. Opracowanie modeli transplantacji serca u szczurów5,6 zapewniło szerszy zakres eksperymentów immunologicznych ze względu na dostępność różnych linii hodowlanych. Znacznie szerszy zakres dostępnych wsobnych i zmutowanych szczepów myszy skłonił Corry'ego i wsp.7 do opracowania techniki mysiego heterotopowego przeszczepu serca ze względu na znaczne korzyści, jakie ten zakres przynosi badaniom transplantacyjnym. Model ten był szeroko stosowany i przyczynił się do lepszego zrozumienia odrzucania przeszczepów8 i therapeutics9. Jednak od czasu pierwszego opisu technika pozostała w dużej mierze niezmieniona, poza kilkoma drobnymi szczegółami technicznymi, takimi jak korekty położenia miejsc zespolenia10,11.
Od czasu włączenia techniki Corry et al.7 do naszych eksperymentów, zidentyfikowaliśmy obszary obiecujące do ulepszenia protokołu, a mianowicie techniki aseptycznej, anestezjologii i analgezji. Oczekiwano, że ulepszenia w tych obszarach będą miały pozytywny wpływ na wyniki eksperymentów i poprawią dobrostan zwierząt. Wykazano to wcześniej, gdy technika aseptyczna jest stosowana w operacjach na małych zwierzętach, ponieważ pomaga w zmniejszeniu liczby zakażeń pooperacyjnych12, co nie tylko wpływa na zachorowalność i śmiertelność, ale może również zagrozić eksperymentom mającym na celu ocenę odpowiedzi immunologicznej po operacji transplantacji. Z punktu widzenia znieczulenia i leczenia przeciwbólowego, zastosowanie wyrafinowanego schematu pomaga obniżyć koszty ponoszone przez zwierzęta i zrównoważyć etyczny argument tego modelu chirurgicznego poprzez złagodzenie bólu i cierpienia osób badanych eksperymentalnie. Co więcej, odpowiednie znieczulenie i analgezja ograniczają reakcję na stres związany z bólem, poprawiając jakość rekonwalescencji pooperacyjnej i ostatecznie zwiększając wskaźnik sukcesu chirurgicznego13.
W celu poprawy zarówno dobrostanu zwierząt, jak i wyników eksperymentalnych, opracowano protokół z poprawkami, które mają wypełnić te luki. Protokół ten został zaadaptowany z pierwotnie opisanego przez Corry'ego i wsp.7 po konsultacji z anestezjologiem weterynaryjnym i z należytym uwzględnieniem zarówno efektów, jak i czasu trwania efektów interwencji farmakologicznych stosowanych w schemacie anestezjologicznym i przeciwbólowym. Podejście to opierało się na zasadach zrównoważonego znieczulenia i analgezji multimodalnej, aby zapewnić odpowiednią opiekę okołooperacyjną14. Oprócz zastosowania techniki aseptycznej, opioid buprenorfina i miejscowo znieczulająca bupiwakaina były podawane prewencyjnie. Znieczulenie ogólne wykonano przy użyciu wziewnego środka znieczulającego izofluranu.

<table><tbody><tr><td>2030 Kaniula irygacyjna Rycroft 30 G</td><td>McFarlane</td><td>56005HU</td><td></td></tr><tr><td>Pleciony jedwab chirurgiczny 7-0</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zacisk Bulldog zakrzywiony - 35 mm&nbsp;</td><td>Roboz</td><td>RS-7441-5</td><td></td></tr><tr><td>Bupiwakaina 0.25%&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo uchwyt igły zakrzywiony -&nbsp; 145 mm</td><td>Haag-Streit</td><td>11.62.15</td><td></td></tr><tr><td>Chlorheksydyna 5% roztwór</td><td>Ebos</td><td>JJ61371</td><td></td></tr><tr><td>Aplikator z bawełnianą końcówką - 7,5 cm</td><td>Dove</td><td>SN109510</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 70% roztwór</td><td>Ebos</td><td>WH130192EE</td><td></td></tr><tr><td>Gaza 5 x 5 cm biała</td><td>Aero</td><td>AGS50</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam 80 mm x 125 mm&nbsp;</td><td>Pfizer</td><td>7481D</td><td></td></tr><tr><td>Maszynka do strzyżenia włosów</td><td>Wahl</td><td>9860L</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna 1 000 IU w 1 ml</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki Iris SuperCut proste - 11,5 cm&nbsp; &nbsp;</td><td>Inka chirurgiczna&nbsp;</td><td>11550.11</td><td></td></tr><tr><td>Parownik izofluranu</td><td>Darvall</td><td>9176</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk Micro bulldog - 3,7 cm</td><td>Greman</td><td>14119-G</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki mikro zakrzywione 105 mm&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna z papieru zwykłego Micropore - szerokość 2,5 cm</td> Nożyczki mikrochirurgiczne <td>Ebos</td><td>7810L</td><td></td></tr><tr><td>- zakrzywiona końcówka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Szew polipropynowy monofilamentowy - 5/0</td><td>Surgipro</td><td>P-205-X</td><td></td></tr><tr><td>Myweigh i101 Waga precyzyjna 100 g x 0,005 g</td> Zestaw <td>Mywagh0053</td><td></td><td></td></tr><tr><td>- 30 G x 0,5</td><td>cala BD</td><td>BD304000</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na igłę 15 cm zakrzywiony "super cienki"Specjaliści</td> <td>chirurgiczni</td><td>ST-B-15-8.2</td><td></td></tr><tr><td>Nylene 10/0 x 15 cm na 3,8 mm okrągły okrągły stożek o średnicy 3,07 mm CV300</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze do szwów okrągłych zakrzywione 0,3 mm 120 mm</td><td>B. Braun</td><td>FD281R</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze do szwów okrągłych prostych 0,3 mm 120 mm</td><td>B. Braun</td><td>FD280R</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe vannas z okrągłym uchwytem-str/12,5 cm</td><td></td><td>15400-12</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe-ostrza Cvd Sm</td><td></td><td>15001-08</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki Stevens proste 110 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tablica</td><td></td><td></td> chirurgiczna <td>Sztywna tektura laminowana. 15 x 15 cm</td></tr><tr><td>Obłożenia</td><td></td><td></td> chirurgiczne <td>Pocięte na dwa rozmiary. 25 cm x 25 cm i 25 cm x 40 cm&nbsp;</td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td></td><td></td><td></td>chirurgiczny</tr><tr><td>Strzykawka - 1 ml</td><td>BD</td><td>592696</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka - 3 ml</td><td>Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze zębate</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>University of Wisconsin Rozwiązanie</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Podkładka</td><td></td><td></td><td>rozgrzewająca Podkładka grzewcza dalekiej podczerwieni Nożyczki sprężynowe Westcott 20 x 25 cm</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Yasargil clip applier bagnet</td><td>Aesculap</td><td>FE582K</td><td></td></tr><tr><td>Yasargil tytanowy klips do trwałej ondulacji 6,6 mm</td><td>Aesculap</td><td>A19FT222T</td><td></td></tr><tr><td><silny>Użycie myszy</silny></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td><silny>Odmiana/SEX/Waga</silny></td><td><silny>Dawca</silny</td><td>><silny>Odbiorca</silny></td><td></td></tr><tr><td>BALB/c, suka, 19-23 g</td><td>7</td><td>21</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6, suka, 17-20 g</td><td>7</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CD45.1 BALB/c, suka, 17-21 g</td><td>5</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

zmodyfikowany protokół przeszczepu serca heterotopowego u myszy zgodny ze współczesnymi standardami techniki aseptycznej, anestezjologii i analgezji

A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

Rozwój eksperymentalnych modeli transplantacji serca u zwierząt przyczynił się do wielu postępów w dziedzinie immunologii i transplantacji narządów stałych. Podczas gdy heterotopowy, unaczyniony model przeszczepu serca myszy był początkowo wykorzystywany w badaniach nad odrzuceniem przeszczepu przy użyciu kombinacji niedopasowanych szczepów myszy wsobnych, dostęp do genetycznie zmodyfikowanych szczepów i metod terapeutycznych może dostarczyć nowych, potężnych spostrzeżeń przedklinicznych. Zasadniczo metodologia chirurgiczna tej techniki nie zmieniła się od czasu jej opracowania, zwłaszcza w odniesieniu do ważnych czynników, takich jak technika aseptyczna, znieczulenie i analgezja, które mają istotny wpływ na zachorowalność i śmiertelność pooperacyjną. Ponadto oczekuje się, że poprawa postępowania okołooperacyjnego zapewni poprawę zarówno dobrostanu zwierząt, jak i wyników eksperymentalnych. W artykule przedstawiono protokół opracowany we współpracy z ekspertem w dziedzinie anestezjologii weterynaryjnej i opisano technikę chirurgiczną z naciskiem na postępowanie okołooperacyjne. Ponadto omawiamy implikacje tych udoskonaleń i podajemy szczegółowe informacje na temat rozwiązywania problemów z krytycznymi krokami chirurgicznymi dla tej procedury.

Aby ocenić skuteczność techniki chirurgicznej w promowaniu pomyślnych wyników gojenia ran oraz rekonwalescencji myszy, w ramach wstępnych eksperymentów laboratoryjnych określono charakterystykę przeżywalności szeregu przeszczepów serca o różnym stopniu immunogenności w stosunku do biorcy. Obejmowały one przeszczepy kongeniczne (n = 5) i syngeniczne (n = 5), które posiadają te same markery głównego układu zgodności tkankowej (MHC) co biorca, oraz przeszczepy z główną niezgodnością (n = 9), w których przeszczep i biorca ma...

Niniejszy artykuł opisuje zmodyfikowaną technikę heterotopowego przeszczepu unaczynionego serca z zaktualizowaną techniką aseptyczną, analgezją i znieczuleniem.

Zmodyfikowany protokół przeszczepu serca heterotopowego u myszy zgodny ze współczesnymi standardami techniki aseptycznej, anestezjologii i analgezji

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

Jest to ekonomiczny i powtarzalny model przeszczepu serca. Może być stosowany zarówno w celu poprawy umiejętności mikrochirurgicznych, jak i pozwala na wykorzystanie genetycznie modyfikowanych szczepów myszy jako dawców lub biorców. Technika ta szeroko obejmuje całą złożoność leczenia bólu i znieczulenia normalnej chirurgii u ludzi, aby ograniczyć zachorowalność po operacji.Model ten ma kluczowe znaczenie dla badania odporności indukowanej chirurgicznie, wpływu niedopasowania na odrzucenie przeszczepu i długowieczność przeszczepu. Ogólne metody chirurgiczne tego modelu mogą być stosowane w zmodyfikowanej formie do innych przeszczepów narządów litych u myszy. Skala mikroskopowa i związane z nią ograniczenia czasowe pozostawiają niewielki margines błędu.Kluczem do sukcesu jest regularna praktyka pod profesjonalnym nadzorem, udzielanie konkretnych informacji zwrotnych na temat obszarów trudności. Procedurę zademonstruje Pani Liu Liu, asystentka naukowa z mojego laboratorium. W zabiegach chirurgicznych będą asystować dr Wen Hua Huang, pani Jas Kaur i pani Xiao Zhang.Po znieczuleniu i wyjęciu myszy z komory indukcyjnej usuń włosy, dokładnie goląc brzuszną część brzucha za pomocą maszynki do strzyżenia. W przypadku dawcy należy ogolić obszar rozciągający się od narządów płciowych do górnego brzegu brzusznej części klatki piersiowej. Upewnij się, że ogolony obszar sięga bocznie do linii środkowej pachy.Monitoruj temperaturę, wkładając czystą, nasmarowaną sondę doodbytniczą do odbytnicy zwierzęcia, a następnie mocując ją do deski chirurgicznej za pomocą taśmy z mikroporami. Oceń głębokość znieczulenia, obserwując reakcje na stymulację łapy lub ogona pod wpływem nacisku wywieranego przez kleszcze urazowe, odruch powiekowy i napięcie mięśniowe. Zmierz częstość oddechów, obserwując ruch ściany klatki piersiowej podczas obserwacji wysiłku oddechowego, aby ocenić objętość oddechową, a następnie oblicz częstość oddechów zgodnie z opisem w manuskrypcie.Po zdezynfekowaniu pola operacyjnego za pomocą sterylnych aplikatorów z bawełnianą końcówką, trzykrotnie nałóż chlorheksydynę okrężnymi ruchami od środka pola operacyjnego do krawędzi, a następnie kombinację chlorheksydyny i etanolu w tym samym wzorze. Przygotuj pole operacyjne, umieszczając sterylne obłożenia chirurgiczne po obu stronach deski operacyjnej jako miejsce do umieszczenia sterylnych narzędzi. Po wykonaniu małego owalnego otworu w zasłonie, umieść zasłonę z okienkami w proponowanym miejscu nacięcia.Po przygotowaniu zwierzęcia, jak pokazano wcześniej, nałóż lubrykant do oczu. Za pomocą strzykawki insulinowej o rozmiarze 29 wzdłuż planowanego miejsca nacięcia, podskórnie wstrzyknąć dawkę bupiwakainy w zależności od masy ciała do brzusznej części brzucha i poszukać prostej linii widocznego pęcherzyka, która pokrywa zakres planowanego nacięcia. Następnie użyj sterylnego ostrza skalpela chirurgicznego, aby wykonać brzuszne nacięcie skóry w linii środkowej pod ośmiokrotnym powiększeniem.Upewnij się, że laparotomia obejmuje dolną część brzucha do brzegu żebrowego. I włóż retraktor, aby zmaksymalizować pole operacyjne. Zwilż segment sterylnej gazy podgrzanym 0,9% roztworem chlorku sodu i umieść go w górnej części pola operacyjnego.Teraz użyj zwilżonych sterylnych patyczków kosmetycznych, aby delikatnie wypatroszyć jelita. Umieść je na tej gazie i owiń gazę wokół narządu. Używając kombinacji aplikatorów z bawełnianą końcówką i kleszczyków do szycia okrągłego ciała, uwolnij i zmobilizuj aortę brzuszną i żyłę główną dolną z otaczających tkanek za pomocą techniki sekcji.Upewnij się, że obszar prześwitu znajduje się między podnerkową częścią naczyń i powyżej rozwidlenia aorty. Po zidentyfikowaniu tylnych naczyń brzusznych delikatnie pociągnij aortę w kierunku przeciwnym do kręgosłupa za pomocą kleszczy. Utwórz kanał po obu stronach tych naczyń mózgowo-ogonowo, przesuwając zakrzywione kleszcze z tyłu do naczyń brzusznych.Podwiązywać każde naczynie zidentyfikowane i zmobilizowane w planowanej strefie zespolenia za pomocą odcinków nylonu 10-O przywiązanych narzędziami w węzły chirurgiczne za pomocą jednego dodatkowego rzutu. Odizoluj miejsce zespolenia od krążenia, instalując zacisk chirurgiczny na głowie naczynia brzusznego i końcach naczynia brzusznego. Upewnij się, że zaciski przecinają oba naczynia w wystarczającym stopniu, aby zapewnić całkowitą okluzję.Użyj kleszczyków w ręce niedominującej, aby ustabilizować aortę. Wykonaj aortotomię za pomocą igły o rozmiarze 30 w przedniej części aorty. Przedłuż aortomię za pomocą nożyczek mikrochirurgicznych z prostą końcówką.Aby wykonać adenotomię, użyj prostych kleszczy i zastosuj delikatną trakcję przednią do żyły głównej dolnej w punkcie w linii ze środkiem aortomii. Użyj zakrzywionych nożyczek mikrochirurgicznych z wklęsłą stroną skierowaną do przodu, aby usunąć odcinek żyły głównej dolnej o długości równej aortomii. Umyć wnętrza otwartych naczyń krwionośnych pozostałą krwią roztworem chlorku sodu w postaci heparyny.Umieść serce dawcy w jamie brzusznej i upewnij się, że aorta wstępująca znajduje się bezpośrednio obok aortomii brzusznej, a serce jest obrócone, aby tętnica płucna mogła zostać przeciągnięta w poprzek do drugiego zespolenia. Używając nylonu 10-O, umieść szew podtrzymujący między pozycją aortotomii 12:00 a odpowiednim końcem światła aorty wstępującej. Używając kleszczyków z prostą końcówką w mikrochirurgicznym uchwycie na igły, zawiąż go trzema kolejnymi rzutami węzła chirurgicznego i odetnij końce, aby pozostawić około dwóch milimetrów szwu.Umieść drugi szew sztywny między pozycją aorttotomii 6:00 a odpowiednim aspektem aorty wstępującej. Ponieważ szew ten będzie również służył jako podstawa dla kolejnych szwów biegowych, pozostaw co najmniej 10 milimetrów ogona na ostateczne wiązanie. Umieść ciągły szew biegnący z nylonu 10-O w sposób wznoszący, aby przeciwstawić się anatomicznej prawej krawędzi aortotomii i odpowiadającej jej wolnej krawędzi aorty wstępującej.Wykonaj tę procedurę ostrożnie i użyj około czterech rzutów dla tej linii. Przełóż wolny koniec szwu wokół dystalnego szwu podpórkowego przed umieszczeniem drugiego ciągłego szwu biegnącego po anatomicznej lewej stronie, aby wpłynąć na zsunięcie się z pozostałą wolną krawędzią aortomii. Przywiąż szew do ogona za pomocą węzła chirurgicznego z dwoma dodatkowymi rzutami.Umieść szew podtrzymujący między pozycją 12:00 żyły głównej dolnej, wenotomii a odpowiednim końcem światła tętnicy płucnej. Od tego punktu kotwiczenia umieść ciągły szew biegnący między anatomiczną lewą krawędzią tętnicy płucnej a odpowiednią krawędzią wenotomii. Przełóż igłę przez pozycję 6:00 wenotomii i odpowiadającą jej końcówkę światła tętnicy płucnej.W sposób wznoszący przełóż igłę przez pozostałą wolną krawędź tętnicy płucnej i anatomiczną prawą stronę wenotomii. Użyj średnio czterech rzutów dla tej linii, a następnie narysuj razem ostatnie wolne krawędzie tętnicy płucnej i wenotomię. Przywiąż wolny koniec szwu do kotwicy i za pomocą przyrządu zawiąż węzeł chirurgiczny dwoma dodatkowymi rzutami i odetnij dodatkową nić.Sprawdź naczynia pod kątem skręcenia, które mogłoby zakłócić przepływ krwi. Umieść piankę żelową nad linią szwów. Umieść wokół nich dwa kawałki około dwumilimetrowej pianki żelowej i uformuj tak, aby wszystkie widoczne linie szwów zostały zakryte.Zwolnij zaciski naczyniowe, zaczynając od zacisku rozpieszczonego, a następnie zacisku głowowowego. Ponieważ spodziewany jest niewielki krwotok, zapobiegawczo umieść aplikatory z bawełnianą końcówką w miejscach zespolenia, aby zapewnić ciśnienie. Po naprawieniu widocznych nieszczelności sprawdź pulsację serca.Jeśli go nie ma, sprawdź, czy naczynia sercowe nie są skręcone, a następnie zmień położenie jelit nad sercem i wokół niego i zwilż jamę otrzewnej podgrzanym roztworem chlorku sodu, jeśli wydaje się suchy. Stosując technikę ciągłą, nieprzerwaną, zamknij jamę brzuszną za pomocą niewchłanialnej żyłki prolenu 6-O, zszywając najpierw warstwę mięśniową, a następnie skórę. Po zdjęciu biorcy z deski chirurgicznej i odłączeniu od środka znieczulającego, należy podać podskórnie jeden mililitr ciepłej soli fizjologicznej i umieścić biorcę w przygotowanej klatce z ogrzewaniem do obserwacji zgodnie z protokołami rekonwalescencji pooperacyjnej.Pełne wyzdrowienie i akceptację zaobserwowano w przypadku syngenicznych i kongennych heterotopowych przeszczepów mysiego serca przez 100 dni po operacji. Jednak szybkie odrzucenie zaobserwowano już siedem dni po operacji w przypadku dużych, niedopasowanych heterotopowych przeszczepów serca mysiego. Podczas zespoleń należy zachować świadomość tego, gdzie w polu operacyjnym znajduje się szew.Niezastosowanie się do tego może prowadzić do krytycznego uszkodzenia struktur lub splątania szwu. Te mikrochirurgiczne techniki rozwarstwiania i zespolenia mają szerokie zastosowanie w innych modelach chirurgicznych małych ssaków, w tym w heterotopowym przeszczepie nerki i ortotopowej wątroby, co pozwala naukowcom badać odrzucanie przeszczepu.

a-modified-murine-heterotopic-heart-transplant-protocol-matching

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Model heterotopowego przeszczepienia serca u myszy został uznany przez wielu badaczy za istotną metodę badania mechanizmów odrzutu i odpowiedzi immunologicznej. Jednak techniki z nią związane wciąż stanowią wyzwanie. Dzięki modyfikacji standardowych metod z sukcesem przeprowadziliśmy ponad 1000 przeszczepów.

Heterotopowe przeszczepienie serca u myszy

Model przeszczepu mysiego serca szyjnego doskonale nadaje się do badań immunologicznych i niedokrwiennych uszkodzeń reperfuzyjnych. Zmodyfikowaliśmy procedurę przy użyciu techniki mankietu bez szwów i przeprowadziliśmy ponad 1000 udanych przeszczepów przy użyciu tego podejścia. Niniejszym podajemy dodatkowe szczegóły tej techniki, aby uzupełnić film.

Mysi model przeszczepu szyjki macicy przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietowej

Technika jest demonstrowana dla procedury mikrochirurgicznej do heterotopowego przeszczepu serca u myszy, w tym uproszczone metody pobierania dawców i zespolenia naczyń biorców.

Zmodyfikowana metoda heterotopowego przeszczepu serca myszy

W manuskrypcie opisano kroki wymagane do przeprowadzenia heterotopowego przeszczepu serca u myszy.

Mysia heterotopowa technika przeszczepu serca

Technika mankietowa skraca i ułatwia model heterotopowego przeszczepu szyjki macicy u myszy, unikając technicznie trudnych zespoleń szwów w małych naczyniach. Szczegóły techniczne przedstawione w tym artykule wideo powinny pozwolić naukowcom na ustalenie tego modelu w swoich laboratoriach.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy

Opisujemy model heterotopowego przeszczepu serca w jamie brzusznej u szczurów, sugerując modyfikacje obecnych strategii, które prowadzą do uproszczonego podejścia chirurgicznego. Dodatkowo opisujemy nowatorski model odrzucania przeszczepu poprzez wstrzyknięcie do ucha ważnych komórek mięśnia sercowego, co pozwala na dalsze analizy immunologiczne przeszczepu u szczurów.

Model immunologiczny do heterotopowego przeszczepu komórek serca i mięśnia sercowego u szczurów

Wprowadzamy podejście z rurką wewnętrzną do techniki mankietu do heterotopowego przeszczepu szyjki macicy u myszy, aby pomóc w przeprowadzeniu naczynia nad mankietem. Odkryliśmy, że współpraca dwóch doświadczonych chirurgów znacznie skraca czas operacji.

Optymalizacja techniki mankietowej do przeszczepu serca u myszy

Przedstawiamy protokół wykorzystania normotermicznego systemu perfuzji krwi ex vivo do dostarczania środków terapeutycznych do całego alloprzeszczepu serca w heterotopowym modelu przeszczepu serca u świń.

Protokół heterotopowego przeszczepu serca u świń w celu dostarczenia leków do alloprzeszczepu serca

W obecnym protokole, model przeszczepu serca myszy jest używany do badania mechanizmu odrzucania przeszczepu alloprzeszczepu serca. W tym heterotopowym modelu przeszczepu serca poprawia się efektywność operacji, a przeżycie przeszczepów serca jest zapewnione dzięki zespoleniu implantacji serca w szyjce macicy od końca do końca przy użyciu zmodyfikowanej techniki Cuff.

Zmodyfikowana technika mankietowa dla heterotopowego modelu przeszczepu szyjki macicy serca u myszy

Modele transplantacji serca u myszy stanowią cenne narzędzia badawcze do badania immunologii transplantacyjnej. Niniejszy protokół szczegółowo opisuje heterotopowy przeszczep serca szyjki macicy u myszy, który polega na umieszczeniu mankietów na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy i pniu tętnicy płucnej dawcy, aby umożliwić laminarny przepływ krwi.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych

Ten protokół przedstawia uproszczoną technikę anastomozy szwu końcowo-bocznego do przeszczepu serca szyjnego u myszy, zapewniając solidny i możliwy do powtórzenia model do badania immunologii przeszczepów.

Przeszczepienie heterotopowe serca mysiego w okolicy szyjnej z zastosowaniem techniki anastomozy końca z boku w celu badania immunologii przeszczepów

Poznaj zmodyfikowaną technikę heterotopowego przeszczepu serca u myszy z nowoczesnymi standardami aseptyki i analgezji. Model ten umożliwia badanie odpowiedzi immunologicznej oraz odrzucania przeszczepu.

Zmodyfikowany protokół przeszczepu serca heterotopowego u myszy zgodny ze współczesnymi standardami techniki aseptycznej, anestezjologii i analgezji (Wideo) | JoVE Journal

Zmodyfikowany protokół przeszczepu serca heterotopowego u myszy zgodny ze współczesnymi standardami techniki aseptycznej, anestezjologii i analgezji

Przeglądaj więcej filmów