Name: Ocena funkcji dwukomorowej myszy ex vivo w modelu Langendorffa (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-12-23T13:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 54 s
Description: Poznaj metodę oceny funkcji lewej i prawej komory serca myszy ex vivo po zimowej konserwacji w układzie perfuzji Langendorffa. Technika ta umożliwia precyzyjne badanie biologii konserwacji i skuteczne testowanie nowych terapii poprawiających funkcję serca dawcy przed transplantacją.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach w tym protokole zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Michigan w Ann Arbor. Wszystkie myszy trzymano w cyklu świetlnym o godzinie 12:12 w pomieszczeniach wolnych od patogenów. Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów, zwierząt i sprzętu użytego w tym protokole można znaleźć w Tabeli Materiałów.
1. Budowa silikonowego cewnika balonowego
UWAGA: Balon silikonowy jest wykonany zgodnie z wcześniejszym opisem13.
<ol>
	<li>Do zlewki o pojemności 100 ml dodaj 9,5 ml wody destylowanej, 14,2 ml jasnego syropu kukurydzianego i 33,8 g sacharozy. Podgrzej i mieszaj roztwór, aż cukier całkowicie się rozpuści.</li>
	<li>Przygotuj ciasto, mieszając 10 g mąki pszennej i 5 g wody, aż do uzyskania jednolitej konsystencji i odstaw na 10 minut.</li>
	<li>Uformuj mały kawałek ciasta w owal - "głowę" - i przymocuj go do końca suchego pasma spaghetti. Następnie zanurz tę głowę w roztworze cukru i powoli wyjmij z roztworu, ponieważ głowa jest teraz całkowicie pokryta. 
	UWAGA: Ciasto powinno być gładkie i mieć równą konsystencję. Rozmiary ciasta można zmieniać, aby uzyskać różne rozmiary balonów, od 5 mm (krótka średnica) do 7 mm (długa średnica). Spróbuj przykryć je cienką warstwą roztworu cukru.</li>
	<li>Zawieś pasmo spaghetti na bloku styropianu lub innych uchwytach, aby równomiernie uformować błyszczącą powłokę na głowie i wyschnąć przez noc.</li>
	<li>Zanurz formę w dyspersji silikonowej (elastomer silikonowy zdyspergowany w ksylenie). Umieść pasmo spaghetti z powrotem w bloku styropianu w temperaturze 37 °C na 2 godziny lub do wyschnięcia. Powtórz ten krok raz. 
	UWAGA: Istotne jest, aby zapobiec utlenianiu silikonowego żelu dyspersyjnego w wyniku ekspozycji na powietrze, ponieważ spowoduje to powstanie nierównej grubości balonu.</li>
	<li>Umieść formę w wodzie, aby oddzielić i zebrać balon. Przechowywać balon w 0,02% azydku sodu.</li>
	<li>Wytnij końcówkę z dwoma końcami z igły 22 G; zamontuj jeden koniec do silikonowego balonu, a drugi koniec do rurki PE. Użyj jedwabiu 4-0, aby zawiązać balon na miejscu na igle. 
	UWAGA: Przetestuj integralność balonu, wstrzykując do niego wodę. Po napełnieniu balonu delikatnie dociśnij balon, aby sprawdzić, czy balon utrzymuje napięcie w środku. Użyj nowego balonu, jeśli przecieka. Zamontowane balony można przechowywać do wykorzystania w przyszłości.</li>
</ol>
2. Przygotowanie systemu perfuzji serca
<ol>
	<li>Przygotować 1 l buforu perfuzyjnego Krebs-Henseleit (KH) i przenieść go do zbiornika wodnego systemu Langendorff.</li>
	<li>Podłącz rurkę powietrzną do zbiornika na wodę i włącz przepływ powietrza, aby zrównoważyć bufor KH z 5% CO2 i 95% O2 przez co najmniej 30 minut.</li>
	<li>Ustawić łaźnię wodną na 41,5 °C i wprowadzić cyrkulację wody w zewnętrznej warstwie systemu Langendorff, aby rozgrzać system i bufor KH. 
	UWAGA: Temperatura łaźni wodnej wymaga optymalizacji dla każdego systemu. W przypadku tego systemu temperatura łaźni wodnej utrzyma KH na poziomie 37-37,5 °C podczas przenikania do serca.</li>
</ol>
3. Izolacja, montaż i kaniulacja serca myszy
<ol>
	<li>W celu przeciwdziałania zakrzepom należy podać 200 jednostek heparyny w roztworze fizjologicznym przez wstrzyknięcie dootrzewnowe (i.p.) do prawej ćwiartki brzucha myszy C57/B6. Odessać strzykawkę przed wstrzyknięciem, aby upewnić się, że skos igieł nie znajduje się w pęcherzu moczowym lub świetle przewodu pokarmowego. Użyj co najmniej czterech myszy w każdym warunku eksperymentalnym (ale należy również wziąć pod uwagę wielkość efektu leczenia).
	<ol>
		<li>Po 30 minutach podaj 80 mg/kg ketaminy i 10 mg/kg ksylazyny dożylnie w celu znieczulenia myszy. Sprawdź, czy znieczulona mysz jest nieprzytomna, wykonując uszczypnięcie palca u nogi i upewniając się, że nie obserwuje się żadnej reakcji. Acepromazyna 2 mg/kg może być dodana do koktajlu ket/xyl, jeśli użyty szczep myszy nie osiągnie odpowiedniego poziomu znieczulenia tylko ket/xyl.</li>
		<li>Wykonaj nacięcie tuż pod mostkiem. Użyj nożyczek, aby otworzyć klatkę piersiową, przecinając przeponę i żebra. Złóż przednią ścianę klatki piersiowej, aby całkowicie odsłonić klatkę piersiową. Przeciąć w aorcie zstępującej (zamkniętej do łuku aorty). Przenieś serce, płuca i grasicę myszy do zimnego buforu histydyna-tryptofan-ketoglutaran (HTK). Odizoluj narządy pod lodowatym buforem HTK. Odsłoń aortę, usuwając wszelkie tkanki łączne. 
		UWAGA: Zmaksymalizuj długość aorty, uwzględniając w wycięciu zarówno aortę wstępującą, jak i obszar łuku aorty, aby zapewnić wystarczająco dużo miejsca na połączenie z igłą.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Połącz koniec aorty z igłą 22 G i zawiąż jedwabnym szwem 6-0. Upewnij się, że kaniula znajduje się powyżej korzenia aorty, aby nie kolidować z zastawką aortalną. Ukrwić aortę 10 ml zimnego (4 °C) buforu HTK przez około 10 minut. 
	UWAGA: Od usunięcia serca do kaniulacji aorty mija mniej niż 15 minut; Ważne jest jednak, aby utrzymać prędkość perfuzji na odpowiednim poziomie. Zastrzyki, które są zbyt szybkie i energiczne, mogą generować wysokie ciśnienie i powodować uszkodzenie naczyń krwionośnych/serca.</li>
	<li>Przechowywać serce w probówce o pojemności 50 ml z lodowatym HTK przez 8 godzin lub natychmiast wykonać perfuzję (nie przechowywać kontrolki) i unikać bezpośredniego kontaktu z lodem. 
	UWAGA: Bezpośredni kontakt tkanki serca z lodem może prowadzić do obrażeń spowodowanych zimnem.</li>
	<li>Podłącz igłę serca do kaniuli w aparacie Langendorffa i zawiąż je jedwabnym szwem. 
	UWAGA: Aby ustandaryzować procedurę, przed perfuzją odczekaj łącznie 3 minuty na proces kaniulacji.</li>
	<li>Rozpocznij perfuzję w trybie stałego przepływu przy 3 ml/min, następnie zmień na tryb stałego ciśnienia przy 70-80 mmHg i ustaw serce na ~6 ml/min. 
	UWAGA: Delikatne badanie palpacyjne serca może przyspieszyć reanimację serca. Jeśli natężenie przepływu perfuzyjnego jest znacznie wyższe niż 6 ml / min w trybie stałego ciśnienia, może to oznaczać nieszczelność kaniulacji lub zastawkę aorty może nie działać prawidłowo. Wyreguluj połączenia, aby naprawić wyciek. Tryb stałego przepływu zastępuje samoregulację napięcia naczyniowego serca. Tryb stałego ciśnienia pozwala sercu regulować przepływ perfuzji wieńcowej. Dlatego tryb stałego ciśnienia precyzyjnie zmierzy czynność serca i jakość zachowania serca.</li>
	<li>Podłącz opróżniony, wypełniony wodą balon do przetwornika ciśnienia i strzykawki wypełnionej wodą z trójdrożnym kranem. Po 15-20 minutowym okresie równowagi przetnij prawe przedsionek (RA) i włóż balon do RV przez RA. Użyj taśmy, aby przytrzymać balon wewnątrz kampera. Zminimalizuj otwartą przestrzeń RA, aby pomóc uwięzić balon w komorze (patrz <silna klasa = "xfig" >Rysunek 1 dla konfiguracji). 
	UWAGA: Konieczny jest okres równowagi, ponieważ skurcz i rozluźnienie serca nie są na początku stabilne, a pomiar jest mniej dokładny i reprezentatywny. Jeśli węzeł przedsionkowo-komorowy zostanie uszkodzony podczas otwarcia RZS, serce będzie wykazywać częste arytmie.</li>
	<li>Po 20 minutach zbierania danych funkcjonalnych RV przetnij lewe przedsionek (LA) i włóż opróżniony balon wypełniony wodą do LV przez LA. Użyj taśmy, aby przytrzymać balon wewnątrz LV. 
	UWAGA: Serce powinno utrzymywać stabilną hemodynamikę przez ponad 1,5 godziny.</li>
</ol>
4. Zapis danych funkcjonalnych
<ol>
	<li>Kalibracja przetwornika ciśnienia
	<ol>
		<li>Napełnij strzykawkę o pojemności 10 ml ciepłym roztworem soli fizjologicznej i podłącz strzykawkę do kopuły za pomocą kranu trójdrożnego. Otwórz kran i powoli napełnij kopułę solą fizjologiczną, a następnie zamknij wszystkie krany i wyjmij strzykawkę. Podłącz wypełnioną kopułę do przetwornika; Podłącz manometr do trzeciego końca kranu trójdrożnego.</li>
		<li>W oprogramowaniu do nagrywania wybierz Bridge Amp z menu rozwijanego kanału łączącego się z przetwornikiem. Zmień nazwę kanału na Ciśnienie perfuzji. Kliknij przycisk Zero, aby wyzerować przetwornik.</li>
		<li>Rozpocznij nagrywanie, klikając Start, aby przetwornik odczytywał teraz 0 mmHg. Po kilku sekundach nagrywania powoli popchnij strzykawkę i zwiększ ciśnienie do 100. Kliknij przycisk Zatrzymaj, aby zatrzymać nagrywanie.</li>
		<li>W oknie dialogowym Konwersja jednostek wybierz obszar zapisu dla 0 mmHg i kliknij strzałkę do Punkt 1 i wpisz 0 mmHg. Wybierz obszar nagrywania dla 100 mmHg, kliknij strzałkę do punktu 2 i wpisz 100 mmHg. Kliknij przycisk OK, aby skalibrować przetwornik.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zmień nazwę kanału odpowiadającego przetwornikowi ciśnienia z balonem na ciśnienie w komorze mózgu. Rozpocznij nagrywanie, gdy serce jest podłączone do systemu. Po włożeniu balonu do komory należy wyregulować objętość wody w balonie za pomocą strzykawki mikrometrycznej przez kran trójdrożny, aby utrzymać ciśnienie końcoworozkurczowe na poziomie 5-10 mmHg. 
	UWAGA: Miara końcoworozkurczowa może się zmniejszyć podczas pomiaru, najlepiej zaczynając od blisko 10 mmHg.</li>
	<li>Zmień nazwę pustego kanału na dP/dt. Z menu rozwijanego wybierz Pochodna | kanał źródłowy jako Ciśnienie w komorze . Kanał będzie rejestrował stosunek zmian ciśnienia w komorze w okresie skurczu.</li>
	<li>Wybierz stabilny okres pomiaru, a następnie kliknij przycisk Ustawienia w module Ciśnienie krwi.
	<ol>
		<li>Wybierz ciśnienie w komorze jako kanał wejściowy i kliknij zaznaczenie, aby przejść do okresu obliczeń | Dobrze.</li>
		<li>Kliknij Widok klasyfikatora, aby usunąć odstający cykl pracy serca (np. nieprawidłowy czas cyklu lub ciśnienie).</li>
		<li>Kliknij widok tabeli, aby wygenerować tabele średniej maksymalnej wartości dP/dt (skurcz) i minimalnej wartości dP/dt (rozluźnienie) dla wybranego okresu. 
		UWAGA: Zapisz plik nagrania dla każdej próbki i zapisz tabelę średniej czynności serca do analizy statystycznej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Kim, I. C., Youn, J. C., Kobashigawa, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+past%2C+present+and+future+of+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+Circulation+Journal%22%5BJournal%5D)">The past, present and future of heart transplantation.</a> Korean Circulation Journal. 48 (7), 565-590 (2018).</li>
<li>Gaffey, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+%26%2334%3Bhigh-risk%26%2334%3B+donor+hearts%3A+Implications+for+infection%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Transplantation of &#34;high-risk&#34; donor hearts: Implications for infection.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 152 (1), 213-220 (2016).</li>
<li>Hsich, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Matching+the+market+for+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%3A+Heart+Failure%22%5BJournal%5D)">Matching the market for heart transplantation.</a> Circulation: Heart Failure. 9 (4), 002679(2016).</li>
<li>Piperata, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+transplantation+in+the+new+era+of+extended+donor+criteria%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiac+Surgery%22%5BJournal%5D)">Heart transplantation in the new era of extended donor criteria.</a> Journal of Cardiac Surgery. 36 (12), 4828-4829 (2021).</li>
<li>Huckaby, L. V., Hickey, G., Sultan, I., Kilic, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trends+in+the+utilization+of+marginal+donors+for+orthotopic+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiac+Surgery%22%5BJournal%5D)">Trends in the utilization of marginal donors for orthotopic heart transplantation.</a> Journal of Cardiac Surgery. 36 (4), 1270-1276 (2021).</li>
<li>Singh, S. S. A., Dalzell, J. R., Berry, C., Al-Attar, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primary+graft+dysfunction+after+heart+transplantation%3A+a+thorn+amongst+the+roses%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Failure+Reviews%22%5BJournal%5D)">Primary graft dysfunction after heart transplantation: a thorn amongst the roses.</a> Heart Failure Reviews. 24 (5), 805-820 (2019).</li>
<li>Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retrograde+heart+perfusion%3A+the+Langendorff+technique+of+isolated+heart+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+and+Cellular+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Retrograde heart perfusion: the Langendorff technique of isolated heart perfusion.</a> Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50 (6), 940-950 (2011).</li>
<li>Rossello, X., Hall, A. R., Bell, R. M., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+Langendorff+perfused+isolated+mouse+heart+model+of+global+ischemia-reperfusion+injury%3A+impact+of+ischemia+and+reperfusion+length+on+infarct+size+and+LDH+release%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Pharmacology+and+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Characterization of the Langendorff perfused isolated mouse heart model of global ischemia-reperfusion injury: impact of ischemia and reperfusion length on infarct size and LDH release.</a> Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 21 (3), 286-295 (2016).</li>
<li>Matsuura, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Positive+inotropic+effects+of+ATP+released+via+the+maxi-anion+channel+in+Langendorff-perfused+mouse+hearts+subjected+to+ischemia-reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cell+Development+Biology%22%5BJournal%5D)">Positive inotropic effects of ATP released via the maxi-anion channel in Langendorff-perfused mouse hearts subjected to ischemia-reperfusion.</a> Frontiers in Cell Development Biology. 9, 597997(2021).</li>
<li>Tse, G., Hothi, S. S., Grace, A. A., Huang, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventricular+arrhythmogenesis+following+slowed+conduction+in+heptanol-treated%2C+Langendorff-perfused+mouse+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Ventricular arrhythmogenesis following slowed conduction in heptanol-treated, Langendorff-perfused mouse hearts.</a> The Journal of Physiological Sciences. 62 (2), 79-92 (2012).</li>
<li>Kobashigawa, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Report+from+a+consensus+conference+on+primary+graft+dysfunction+after+cardiac+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Report from a consensus conference on primary graft dysfunction after cardiac transplantation.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (4), 327-340 (2014).</li>
<li>Lei, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+inflammatory+responses+of+the+native+left+and+right+ventricle+associated+with+donor+heart+preservation%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reports%22%5BJournal%5D)">Differential inflammatory responses of the native left and right ventricle associated with donor heart preservation.</a> Physiological Reports. 9 (17), 15004(2021).</li>
<li>Miller, A., Wright, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+murine+ventricular+balloons+for+the+Langendorff+heart+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biotechnology+%26+Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Fabrication of murine ventricular balloons for the Langendorff heart preparation.</a> Journal of Biotechnology & Biomaterials. 1 (101), (2011).</li>
<li>Madsen, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+the+immunology+of+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Advances in the immunology of heart transplantation.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 36 (12), 1299-1305 (2017).</li>
<li>Voelkel, N. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Right+ventricular+function+and+failure%3A+report+of+a+National+Heart%2C+Lung%2C+and+Blood+Institute+working+group+on+cellular+and+molecular+mechanisms+of+right+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Right ventricular function and failure: report of a National Heart, Lung, and Blood Institute working group on cellular and molecular mechanisms of right heart failure.</a> Circulation. 114 (17), 1883-1891 (2006).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów, które mogliby ujawnić.

Protokół ten opisuje wsteczną perfuzję Langendorffa metodą kaniulacji aorty. Technikę tę można wykorzystać do oceny funkcji LV i RV mysich serc po przechowywaniu w chłodni. Wyniki pokazują, że długotrwałe przechowywanie serc dawców w niskiej temperaturze prowadzi do zmniejszenia czynności serca zarówno w lewej dawce, jak i w RV przy użyciu tego protokołu. 
Badania nad ostrym i przewlekłym odrzuceniem przeszczepu serca szeroko koncentrują się na immunobiologii14. Wpływ komórek natywnych na PGD podczas przechowywania w chłodni jest słabiej zbadany. PGD występuje w ~10%-20% przeszczepów serca i odpowiada za 66% przedwczesnych zgonów w ciągu 30 dni po przeszczepie. W szczególności częstość występowania PGD wpływającej na LV i RV różni się po przeszczepieniu11. Bez udziału odpowiedzi komórkowej biorcy, ta metoda ex vivo koncentruje się na udziale natywnych komórek serca w PGD po zimnym zakonserwowaniu serc dawców. Dalsze badania mogą obejmować reakcje biorców w modelu przeszczepu mysiego serca. 
W tym protokole perfuzja Langendorffa zimnych zachowanych serc dawców koncentrowała się na natywnych reakcjach serca na ciepłą perfuzję krystaloidów bez infiltracji odporności komórkowej. Aby uzyskać powtarzalne wyniki, ustandaryzowano kilka krytycznych etapów. Serca myszy zostały zatrzymane za pomocą roztworu HTK i przechowywane w lodowatym HTK, podobnie jak w praktyce klinicznej. Objętość perfuzji i czas infuzji roztworu HTK dla każdego serca był ściśle monitorowany za pomocą timera. Serce dawcy przechowywano we wstępnie schłodzonych probówkach na lodzie zawierającym HTK w pomieszczeniu o temperaturze 4 °C. Czas kaniulacji został ustandaryzowany na ~3 minuty przed perfuzją. Wszystkie te kroki sprawiły, że czas przechowywania w niskiej temperaturze był główną zmienną w badaniu. 
Okres nieregularnej kurczliwości mięśnia sercowego przez ~20 minut był często obserwowany na początku perfuzji. Ten okres równowagi i rekonwalescencji był ułatwiony dzięki stopniowemu nagrzewaniu i dotlenianiu tkanek serca. Po początkowych 20 minutach spodziewano się względnie stabilnego okresu. Balon został wprowadzony do jamy komory po ~18 minutach po początkowym okresie równoważenia. Zaczęliśmy rejestrować hemodynamikę po tym, jak serce było stabilne przez ~25 minut, po włożeniu balonu. Perfuzja z buforem KH utrzymywała stabilną wydolność serca przez ~1,5-2 h. Dlatego zdecydowaliśmy się rejestrować hemodynamikę przez 20 minut w każdej z lewej i prawej komory.
Istnieje kilka ograniczeń perfuzji wstecznej do badania PGD serc po przechowywaniu w chłodni. Po pierwsze, ze względu na rozmiar balonu i brak miejsca w każdej jamie komorowej (w szczególności w RV), jednoczesne wprowadzenie dwóch balonów zarówno do LV, jak i RV jest bardzo trudne. W ten sposób mierzymy funkcję RV i LV sekwencyjnie. Należy zauważyć, że przegroda międzykomorowa znacząco przyczynia się zarówno do funkcjonowania lewej, jak i prawej komory. Przegroda przyczynia się do ~50% funkcji prawej komory, więc istnieje zależność międzykomorowa15. Należy również zauważyć, że o ile zabiegi reperfuzji mysiego serca w urządzeniu Langendorffa trwają ~3 min, o tyle chirurgiczne wszczepienie ludzkiego serca w stosunkowo ciepłym polu operacyjnym trwa ~45 min. Dla porównania, mysie serce w tym układzie Langendorffa ma mniej czasu niedokrwiennego. Należy to wziąć pod uwagę przy rozważaniu tłumaczenia klinicznego.
Ponieważ użyliśmy buforu KH do perfuzji serca bez krwi, może to również mieć mniejszą wydajność w dostarczaniu tlenu. Jednak czynność serca jest stosunkowo stabilna przez początkowe 1,5-2 godziny perfuzji, co pozwala na wiarygodne pomiary hemodynamiczne. Niestety, obecnie nie ma realnych działających modeli perfuzji serca dla tych mniejszych mysich serc, a wpływ obciążenia komorowego nie może być oceniany w tym systemie. Mimo to system perfuzyjny jest wysoce powtarzalny i mniej pracochłonny i czasochłonny niż modele przeszczepowe. Jest również mniej kosztowne niż badania transplantacyjne, co może sprawić, że będzie bardziej odpowiednie do badań przesiewowych różnych opcji terapeutycznych i różnych szlaków molekularnych. Dzięki modyfikacjom rozwiązań konserwujących poprzez dodanie potencjalnych leków, platforma ta może być wykorzystywana do oceny wpływu środków farmakologicznych na zmniejszenie PGD zarówno w LV, jak i RV.

Transplantacja serca poprawia przeżywalność i jakość życia u pacjentów ze schyłkową niewydolnością serca1. Niestety, niedobór dawców serca ogranicza liczbę pacjentów, którzy mogliby skorzystać z tej terapii i ogranicza zdolność klinicystów do optymalnego dopasowania dawców do biorców2,3,4. Co więcej, nowy system alokacji przyczynił się do wydłużenia czasu niedokrwienia i znacznie zwiększył wykorzystanie dawców marginalnych od 2018 roku5. W związku z tym średni wiek dawców serca i czas niedokrwienia wydłuża się z czasem, co prowadzi do wyższego wskaźnika pierwotnej dysfunkcji przeszczepu (PGD) pomimo znacznej poprawy w strategiach konserwacji serca 6.
PGD może wpływać na lewą, prawą lub obie komory i pozostaje zagrażającym życiu powikłaniem, które stanowi główną przyczynę przedwczesnych zgonów po przeszczepie serca. Badanie mechanizmów PDG i opracowanie strategii lepszej konserwacji serca to ważne kwestie, biorąc pod uwagę potencjalny wpływ na ratowanie życia biorców serca. W związku z tym modele eksperymentalne, które umożliwiają solidną i wiarygodną ocenę funkcji serca dawcy po dłuższym czasie przechowywania, są niezbędne do pogłębienia naszej wiedzy na temat PGD i ułatwienia opracowania nowych terapii. Zdolność do dokładnej oceny funkcji serca myszy umożliwia dostęp do szerokiego repertuaru transgenicznych modeli mysich, które mogą dokładnie zidentyfikować mechanizmy PGD.
W badaniach fizjologicznych i farmakologicznych model perfuzji wstecznej Langendorffa jest powszechnie stosowany do oceny czynności serca7. W szczególności wydolność serca jest wykrywana przez silikonowy balon podłączony do przetwornika ciśnienia w jamie lewej komory (LV). Kluczową cechą PGD jest nieodpowiedni skurcz i rozluźnienie mięśnia komorowego. Wcześniejsze badania Langendorffa koncentrowały się na wykorzystaniu balonu niskiego napięcia do uzyskania wiarygodnych i powtarzalnych wyników oceny funkcjonalnej niskiego napięcia8,9,10. Jednak zastosowanie balonu dojamowego do oceny funkcji prawej komory (RV) za pomocą systemu balonowego jest mniej znane.
Biorąc pod uwagę znaczny wskaźnik PGD obejmujący RV po transplantacji11, eksperymentalne metody badania zarówno funkcji LV, jak i RV pomogłyby określić molekularne i fizjologiczne mechanizmy, które przyczyniają się do RV PGD. Protokół ten pokazuje, że wewnątrzjamitacyjne balony silikonowe mogą zapewnić wiarygodną ocenę funkcji LV i RV w tym samym mysim sercu12. Aby ocenić potencjalne zastosowanie systemu Langendorffa w badaniu PGD, zbadaliśmy funkcje serca z różnymi okresami przechowywania i stwierdziliśmy zmniejszoną czynność serca w skurczach i relaksacjach przy długotrwałym przechowywaniu w niskiej temperaturze mysich serc. Co ciekawe, LV ma wyższą redukcję funkcjonalną niż RV. Podsumowując, opisany tutaj protokół może być wykorzystany do oceny wpływu potencjalnego leku i szlaków molekularnych zarówno na funkcję LV, jak i RV. Możliwość zastosowania tej metody na mysich sercach ułatwi wykonywanie szczegółowych badań mechanistycznych.

<table><tbody><tr><td>Szew jedwabny 4-0</td><td>Braintree Scientific</td><td>SUTS108</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Szew jedwabny</td><td>Braintree Scientific</td><td>SUTS104</td><td></td></tr><tr><td>Mąka uniwersalna</td><td>Igły</td> podskórne Kroger <td></td><td></td></tr><tr><td>BD ogólnego zastosowania i PrecisionGlide 22 G</td><td>Fisher scientific</td><td>14-826-5A</td><td></td></tr><tr><td>BD Strzykawka z końcówkami Luer-Lok (bez igły)</td><td>Fisher scientific</td><td>14-823-16E</td><td></td></tr><tr><td>Syrop kukurydziany</td><td>Kroger</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Custodiol HTK Solution</td><td>Essential Pharmaceuticals LLC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne&nbsp;</td><td>World Precision Instruments</td><td>14393/14394</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 50 ml probówki stożkowe</td><td>Fisher scientific</td><td>14-959-49A</td><td></td></tr><tr><td>Sól sodowa heparyny z błony śluzowej jelit świń&nbsp; &nbsp;</td><td>Sigma</td><td>H4784</td><td></td></tr><tr><td>Bufor Krebs Henseleit</td><td>Sigma</td><td>K3753</td><td></td></tr><tr><td>Dyspersje silikonowe nusilowe</td><td>System</td> perfuzyjny Avantor <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Radnoti</td><td>130101BEZ</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab</td><td>ADInstruments</td><td>PL3508</td><td></td></tr><tr><td>Azydek sodu</td><td>Sigma</td><td>S2002</td><td></td></tr><tr><td>Wodorowęglan sodu&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>Sacharoza</td><td>Sigma</td><td>S0389</td><td></td></tr><tr><td>Sacharoza</td><td>Sigma</td><td>S0389</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna</td><td>Sigma</td><td>X1126</td><td></td></tr></tbody></table>

ocena funkcji dwukomorowej myszy ex vivo w modelu langendorffa

Assessment of Ex Vivo Murine Biventricular Function in a Langendorff Model

Pierwotna dysfunkcja przeszczepu (PGD) pozostaje główną przyczyną przedwczesnej śmierci po przeszczepie serca. Wydłużony czas niedokrwienny podczas przechowywania w niskiej temperaturze jest ważnym czynnikiem ryzyka PGD, a wiarygodna ocena czynności serca jest niezbędna do zbadania funkcjonalnych odpowiedzi serca dawcy po konserwacji w niskiej temperaturze. Załączony film opisuje technikę oceny funkcji prawej i lewej komory myszy za pomocą perfuzji ex vivo opartej na modelu Langendorffa po zachowaniu w niskiej temperaturze przez różny czas. Krótko mówiąc, serce jest izolowane i przechowywane w zimnym roztworze histydyny-tryptofanu-ketoglutaranu (HTK). Następnie serce jest perfundowane buforem Kreba w modelu Langendorffa przez 60 minut. Do lewej i prawej komory wprowadza się silikonowy balon i rejestruje parametry czynnościowe serca (dP/dt, zależności ciśnienie-objętość). Protokół ten pozwala na wiarygodną ocenę czynności serca po zastosowaniu różnych protokołów konserwacji serca. Co ważne, technika ta pozwala na badanie reakcji zachowawczych serca, szczególnie w natywnych komórkach serca. Wykorzystanie bardzo małych mysich serc umożliwia dostęp do ogromnej liczby transgenicznych myszy w celu zbadania mechanizmów PGD.

Serca dorosłych myszy C57Bl/6 w wieku 3 miesięcy zostały pobrane i zamontowane w systemie Langendorffa. Serce dawcy przechowywano w roztworze HTK przez 0 i 8 h, a następnie poddano perfuzji natlenionym buforem KH. Do pomiaru skurczu i rozkurczu lewej oraz prawej komory (LV i RV) wykorzystano balon silikonowy połączony z przetwornikiem ciśnienia.
Ciśnienia w aorcie utrzymywano w zakresie 70-80 mmHg. Częstość akcji serca była porównywalna w sercach myszy po 0 i 8 h przechowywania. Funkcję LV i RV badano poprzez pomiar ciśnienia skurczowego i rozkurczowego. W celu określenia dynamiki ciśnienia obliczono dP/dt, czyli pochodną służącą do wyznaczenia szybkości zmiany ciśnienia. Bezwzględna wartość max dP/dt oraz min dP/dt mogła reprezentować poziom skurczu i rozkurczu mięśnia. Przy 0 h przechowywania LV wykazywało wyższe ciśnienie skurczowe w porównaniu do RV (Rycyna 2C i Rycina 3A). Po perfuzji przy 0 h przechowywania LV wykazało silniejszy skurcz i rozkurcz mięśnia niż RV (Rycyna 2C i Rycina 3B,C). Jednak po 8 h chłodniczego przechowywania zarówno LV, jak i RV wykazały znaczną redukcję funkcji w porównaniu do wartości bazowej przy 0 h (Rycyna 2A-D i Rycina 3B,C). Spadki kurczliwości serca były bardziej dotkliwe w LV. Po 8 h przechowywania skurcz i rozkurcz LV stanowiły odpowiednio 25,1% i 30,7% wartości bazowej przy 0 h, podczas gdy RV zachowało 32,5% i 29,1% funkcji w porównaniu do wartości bazowej przy 0 h (Rycina 3B,C). Wyniki te wykazały, że PGD w LV po przedłużonym przechowywaniu charakteryzowało się bardziej znacznym upośledzeniem skurczu serca niż w RV.
<img alt="Układ do perfuzji narządu; przygotowanie serca do badań; szczegółowe połączenia naczyniowe." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64384/64384fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Montaż i kaniulacja serca myszy. (A) Ogólny schemat układu perfuzyjnego. 1. Rezerwuar perfuzyjny. 2. Komora natleniająca. 3. Komora pułapki powietrznej. 4. Komora serca. 5. Przełącznik zaworowy dla stałego przepływu i ciśnienia. 6 i 7. Dopływ tlenu. (B) Kaniulowane serca z prawą komorą (RV) z przodu. (C) Pozycja RV w celu nacięcia i otwarcia jego jamie. (D) Wprowadzenie rurki balonika z kaniulą. Skrót: RV = prawa komora. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64384/64384fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres funkcji serca; rdp dt, perfuzja, ciśnienie w czasie; dane RV, LV w 0h, 8h; analiza naukowa." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64384/64384fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Porównanie funkcji LV względem RV. (A) Zapis maksymalnej i minimalnej dP/dt w RV i LV w sercu dawcy po 0 h przechowywania. (B) Zapis maksymalnej i minimalnej dP/dt w RV i LV w sercu dawcy po 8 h przechowywania. (C,D) Szczegóły dP/dt, ciśnienia w LV, częstości akcji serca i ciśnienia perfuzyjnego w LV i RV w 0 h i 8 h. Skróty: RV = prawa komora; LV = lewa komora; dP/dt = zależność ciśnienia od czasu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64384/64384fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykresy słupkowe funkcji serca przedstawiające zmiany ciśnienia i dP/dt w 0h i 8h, skurczowe i rozkurczowe." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64384/64384fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Porównanie funkcji LV i RV po przechowywaniu i perfuzji. (A) Ciśnienie skurczowe i rozkurczowe LV i RV po 0 h i 8 h przechowywania. (B) Maksymalne dP/dt oraz (C) minimalne dP/dt LV i RV po perfuzji przy 0 h i 8 h przechowywania. Rycina pochodzi z pracy Lei et al.12. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64384/64384fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Prezentowany tutaj jest protokół do wiarygodnego ilościowego określenia funkcji prawej i lewej komory serca dawcy po konserwacji na zimno przy użyciu systemu perfuzji ex vivo.

Ocena funkcji dwukomorowej myszy ex vivo w modelu Langendorffa

Primary graft dysfunction (PGD) remains the leading cause of early death following heart transplantation. Prolonged ischemic time during cold preservation ...

Dzięki opisanemu protokołowi możemy porównać lewą komorę serca dawcy i funkcję komory po zachowaniu, a także możemy zbadać różnicę w biologii konserwatorskiej w obu komorach podczas tego procesu konserwacji. Technika ta wykorzystuje system perfuzji ex vivo do badania funkcji serca po konserwacji. Zapewnia solidne i niezawodne narzędzia do badań przesiewowych nowych metod leczenia w celu poprawy funkcji serca dawcy po jego zachowaniu.Rozpocznij od przygotowania ciasta zgodnie z opisem w tekście i uformuj mały kawałek ciasta w owalny kształt, aby uzyskać głowę. Przymocuj go do końca suchego pasma spaghetti. Zanurz głowę w już przygotowanym roztworze cukru i powoli ją wyjmij, gdy zostanie dobrze pokryta cienką warstwą roztworu.Następnie zawieś pasmo spaghetti na bloku styropianu lub innych uchwytach, aby umożliwić utworzenie równej i błyszczącej powłoki na głowie i wysusz je przez noc. Następnego dnia zanurz formę w elastomerze silikonowym zdyspergowanym w ksylenie i umieść pasmo spaghetti z powrotem w bloku styropianu w temperaturze 37 stopni Celsjusza na dwie godziny lub do wyschnięcia. Powtórz ten krok jeszcze raz.Następnie umieść formę w wodzie, aby oddzielić i zebrać balon. Przechowywać balon w 0,02% azydku sodu. Teraz odetnij dwie końcówki z igły o rozmiarze 22 i zamontuj jeden koniec do silikonowego balonu, a drugi koniec do rurki PE.Użyj jedwabnego szwu 4-0, aby zawiązać balon na miejscu na igle. Weźmy mysz C57Black/6 i wstrzyknąć dootrzewnowo 200 jednostek heparyny do brzucha zwierzęcia w celu antykoagulacji. Po potwierdzeniu prawidłowego znieczulenia za pomocą uszczypnięcia palca u nogi należy wykonać nacięcie tuż pod mostkiem.I za pomocą nożyczek otwórz klatkę piersiową, przecinając przeponę w żebrach. Następnie złóż przednią ścianę klatki piersiowej, aby całkowicie odsłonić klatkę piersiową przed wykonaniem nacięcia w aorcie zstępującej w pobliżu łuku aorty. Teraz przenieś serce, płuca i grasicę myszy do lodowatego buforu histydyno-tryptofanu-ketoglutaranu lub HTK, aby wyizolować narządy.Odsłoń aortę, usuwając tkankę łączną. Połącz koniec aorty z igłą o rozmiarze 22 i zawiąż ją jedwabnym szwem 6-0. Upewnij się, że kaniula znajduje się powyżej korzenia aorty, aby nie kolidować z zastawką aortalną.Płucz aortę przez około 10 minut za pomocą 10 mililitrów buforu HTK, wstępnie schłodzonego do czterech stopni Celsjusza. W zależności od rodzaju eksperymentu, albo przechowuj serce w 50-mililitrowej tubce z lodowatym HTK przez osiem godzin, albo natychmiast wykonaj obfitość. Aby wykonać profuzję, należy połączyć serce zamontowane na igle z kaniulą w aparacie Langendorffa i zawiązać je jedwabnym szwem.Rozpocznij obfitowanie w trybie stałego przepływu przy trzech mililitrach na minutę, a następnie po zmianie na tryb stałego ciśnienia przy 70 do 80 milimetrach słupa rtęci dostosuj szybkość perfuzji do około sześciu mililitrów na minutę. Następnie podłącz opróżniony balon silikonowy wypełniony wodą do przetwornika ciśnienia i strzykawki wypełnionej wodą za pomocą kranu trójdrożnego. Po 15 do 20 minutach okresu równowagi następującego po poprzedniej perfuzji, przeciąć prawy przedsionek lub RA i włożyć balon do prawej komory lub RV przez RA. Użyj taśmy, aby przytrzymać balon wewnątrz RV i zminimalizować otwartą przestrzeń RA, aby pomóc unieruchomić balon w komorze.Po 20 minutach zbierania danych funkcjonalnych dla RV przetnij lewy przedsionek lub LA i włóż opróżniony balon wypełniony wodą do lewej komory lub LV przez LA. Użyj taśmy, aby przytrzymać balon wewnątrz LV.To skalibruj przetwornik ciśnienia, najpierw napełnij 10-mililitrową strzykawkę ciepłą solą fizjologiczną i podłącz strzykawkę do kopuły przez trójdrożny kran. Otwórz kran i powoli napełnij kopułę solą fizjologiczną, a następnie zamknij wszystkie krany i wyjmij strzykawkę. Następnie przymocuj napełnioną kopułę do przetwornika, podłączając manometr do trzeciego końca kranu trójdrożnego.W oprogramowaniu do nagrywania, z menu rozwijanego kanału łączącego się z przetwornikiem, wybierz opcję Bridge Amp. Kliknij 0 przed rozpoczęciem nagrywania, aby ustawić odczyt przetwornika na zero milimetrów słupa rtęci. Po kilku sekundach nagrywania powoli popchnij strzykawkę i zwiększ ciśnienie do 100.Kliknij przycisk Zatrzymaj, aby zakończyć nagrywanie. W oknie dialogowym Konwersja jednostek wybierz obszar zapisu dla zera milimetrów słupa rtęci i kliknij strzałkę do 1 przed wpisaniem zero milimetrów słupa rtęci. Podobnie wybierz obszar nagrywania dla 100 milimetrów słupa rtęci.Kliknij strzałkę 2 i wpisz 100 milimetrów słupa rtęci. Teraz kliknij OK, aby skalibrować przetwornik. Po zakończeniu kalibracji zmień nazwę kanału odpowiadającego przetwornikowi ciśnienia z balonem na Ciśnienie w komorze lub Ciśnienie LV i rozpocznij nagrywanie, gdy serce jest podłączone do systemu.Po włożeniu balonu do komory wyreguluj objętość wody w balonie za pomocą strzykawki mikrometrycznej przez trzykierunkowy kran, aby utrzymać końcowe ciśnienie rozkurczowe na poziomie od pięciu do 10 milimetrów słupa rtęci. Następnie zmień nazwę pustego kanału na dP/dt i zachowaj pochodny kanał źródłowy jako ciśnienie w komorze ciśnienia. Kanał ten rejestruje stosunek zmian ciśnienia w komorze podczas skurczu.Wybierz stabilny okres pomiaru przed przejściem do ustawień w module ciśnienia krwi. Następnie wybierz LV Pressure jako kanał wejściowy i kliknij wybór przed naciśnięciem OK. Teraz kliknij Widok klasyfikatora, aby usunąć wszelkie odstające cykle serca, i Widok tabeli, aby wygenerować tabele dla średniej maksymalnej wartości dP/dt i minimalnej wartości dP/dt dla wybranego okresu. Gdy serce myszy było przechowywane w buforze HTK przez zero godzin przed perfuzją, zarejestrowano wyższe ciśnienie skurczowe dla LV w porównaniu z RV. Dodatkowo, w porównaniu do RV, LV wykazywał również znacznie większy skurcz mięśni, a także rozluźnienie.Jednakże, gdy perfuzja została przeprowadzona na sercu po poddaniu go ośmiogodzinnemu przechowywaniu w chłodni, zarówno LV, jak i RV wykazały znaczną redukcję funkcjonalną w porównaniu z etapem godziny zero. Zaobserwowano, że spadki były bardziej dotkliwe w LV w porównaniu z RV. Skurczenie i złagodzenie LV po ośmiogodzinnym przechowywaniu wynosiło 25,1% i 30,7% funkcji odpowiadającej przechowywaniu zerogodzinnemu, podczas gdy RV wykazywało 32,5% i 29,1% funkcji, w porównaniu z punktem odniesienia zerogodzinnym. Wskazanie pierwotnej dysfunkcji przeszczepu LV po długotrwałym przechowywaniu było bardziej znaczące niż w przypadku RV. Jakość konserwacji zależy w dużej mierze od perfuzji HTK.Ważne jest, aby upewnić się, że perfuzja jest spójna, aby precyzyjnie porównać różne zabiegi. Dzięki precyzyjnemu pomiarowi funkcji zachowania serca dawcy, metodę tę można łatwo dostosować do badań przesiewowych leków, które mogą poprawić czynność serca dawcy, a następnie przeprowadzić dalszą walidację przy użyciu heterotopowego modelu przeszczepu.

assessment-ex-vivo-murine-biventricular-function-langendorff

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Celem jest monitorowanie stanu redoks mitochondriów w izolowanych sercach w kontekście fizjologicznych ciśnień obciążenia wstępnego i następczego. Przedstawiono biventrykularny model pracującego serca królika. Do monitorowania stanu redoks mitochondriów w tkance epikardialnej wykorzystano obrazowanie fluorescencyjne NADH o wysokiej rozdzielczości czasowo-przestrzennej.

Obrazowanie fluorescencyjne NADH w izolowanych, pracujących sercach królika z obiema komorami

W tym filmie wykonujemy retrogradacyjną perfuzję Langendorffa izolowanego serca myszy. Podczas zabiegu czynność serca jest utrzymywana poprzez jego wsteczne perfuzję roztworem perfuzyjnym przez tętnice wieńcowe za pomocą kaniuli wprowadzanej do aorty wstępującej. Model służy do badania patofizjologii serca serca.

Wsteczna perfuzja serca Langendorffa: technika ex vivo perfuzji izolowanego serca myszy

Tutaj prezentujemy protokół modulacji wewnątrzsercowego autonomicznego układu nerwowego i oceny jego wpływu na podstawową elektrofizjologię, arytmogenezę i dynamikę cAMP przy użyciu układu Langendorffa ex vivo.

Wpływ neuronów wewnątrzsercowych na elektrofizjologię serca i arytmogenezę w układzie Langendorffa ex vivo

Celem tego badania było ustalenie metody badania dynamiki serca za pomocą translacyjnego modelu zwierzęcego. Opisane podejście eksperymentalne obejmuje optokardiografię podwójnej emisji w połączeniu z badaniem elektrofizjologicznym w celu oceny aktywności elektrycznej w izolowanym, nienaruszonym modelu serca świni.

Badania optokardiograficzne i elektrofizjologiczne serca perfundowanego ex vivo Langendorffem

Prezentowany tutaj jest protokół oceny dwukomorowej funkcji serca u myszy poprzez generowanie pętli ciśnienie-objętość (PV) z prawej i lewej komory u tego samego zwierzęcia za pomocą zamkniętego cewnikowania klatki piersiowej. Nacisk kładziony jest na techniczny aspekt chirurgii i pozyskiwania danych.

Dwukomorowa ocena czynności serca i pętli ciśnienie-objętość za pomocą cewnikowania w zamkniętej klatce piersiowej u myszy

Obecny protokół opisuje kaniulację aorty i wsteczną perfuzję mysiego serca ex-vivo.  Strategia dwuosobowa, wykorzystująca mikroskop preparacyjny i igłę o małym grubym rozmiarze, pozwala na niezawodną kaniulację. Kwantyfikacja podłużnego napięcia skurczowego uzyskuje się za pomocą przetwornika siły podłączonego do wierzchołka lewej komory.

Zmodyfikowana technika wykorzystania mysich serc noworodków w preparacie Langendorffa

Obecny protokół opisuje metody ekspresji transgenu w sercach szczurów i myszy poprzez bezpośrednie wstrzyknięcie wirusa do mięśnia sercowego pod kierunkiem echokardiografii. Wyjaśniono również metody oceny podatności serca na komorowe zaburzenia rytmu serca poprzez programowaną stymulację elektryczną izolowanych serc z perfuzją Langendorffa.

Ekspresja transgenu wirusa w sercach gryzoni i ocena ryzyka arytmii serca

Obecny protokół opisuje uzyskanie zależności ciśnienie-objętość poprzez stymulację przezprzełykową, co służy jako cenne narzędzie do oceny funkcji rozkurczowej w mysich modelach niewydolności serca.

Kontrolowana stymulacja procedura oceny funkcji rozkurczowych zależnych od częstości akcji serca w modelach mysiej niewydolności serca

Protokół ten przedstawia zaawansowane metody wytwarzania materiałów i ex vivo badania serca szczurów do optycznego i elektrycznego dwukierunkowego biointerfejsu, umożliwiając precyzyjną stymulację serca, rejestrację i modelowanie zawału na potrzeby badań bioelektronicznych.

Dwukierunkowe interfejsy elektryczne i optoelektroniczne w zdrowych i niedokrwionych sercach szczurów ex vivo

Miażdżyca jest przewlekłym procesem zapalnym. Manuskrypt ten ilustruje łatwy w użyciu model ex vivo do badania świeżych blaszek miażdżycowych tętnic szyjnych lub wieńcowych. Model ex vivo pozwala na badanie potencjalnych substancji w środowisku zapalnym w zmianach miażdżycowych u ludzi, a wyniki mogą być analizowane różnymi metodami.

Ludzki model blaszki miażdżycowej ex vivo do badania biologii zmian chorobowych

Poznaj metodę oceny funkcji lewej i prawej komory serca myszy ex vivo po zimowej konserwacji w układzie perfuzji Langendorffa. Technika ta umożliwia precyzyjne badanie biologii konserwacji i skuteczne testowanie nowych terapii poprawiających funkcję serca dawcy przed transplantacją.

Ocena funkcji dwukomorowej myszy ex vivo w modelu Langendorffa

Przeglądaj więcej filmów