Name: Translacyjny model królika przewlekłego stymulowania serca (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-01-06T13:15:00.000+00:00
Duration: 6 min 14 s
Description: Poznaj minimalnie inwazyjny model stymulacji serca u królika do badań przewlekłego rozruszania. Ta metoda umożliwia badanie kardiomiopatii wywołanej stymulacją oraz rozwój nowych terapii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy pragną z wdzięcznością podziękować za rady i pomoc Marii Kim, Jany Bortelovej, Aleni Ehrlichowej, Matěja Hrachoviny, Leoša Tejkla, Jany Míškovej oraz Terezy Vavříkovej za inspirację, pracę i wsparcie techniczne. Prace te zostały sfinansowane przez MH CZ-DRO (NNH, 00023884), IG200501 grant.

Ten protokół eksperymentalny został zrecenzowany i zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet Ekspertów ds. Zwierząt przy Pierwszym Wydziale Medycyny Uniwersytetu Karola i przeprowadzony w laboratorium eksperymentalnym Uniwersytetu, Katedrze Fizjologii, Pierwszym Wydziale Lekarskim Uniwersytetu Karola w Pradze, Czechy, zgodnie z ustawą nr 246/1992 Zb. o ochronie zwierząt przed okrucieństwem. Wszystkie zwierzęta były traktowane i objęte opieką zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych, wydanie 8, opublikowanym przez National Academies Press w 2011 roku. Wszystkie procedury były wykonywane zgodnie ze standardowymi konwencjami weterynaryjnymi w obecności i pod okiem licencjonowanego weterynarza. W tej serii eksperymentów uwzględniono sześć nowozelandzkich królików białych. Ich średnia masa ciała wynosiła 3,5 kg ± 1 kg w dniu wszczepienia rozrusznika serca. Wszystkie wartości wyrażane są jako średnia ± SEM, a jeśli to stosowne, w zakresach minimalnych i maksymalnych mierzonych wartości. Wartość P < 0,05 uznano za istotną. Aby skutecznie opanować tę technikę, niezbędne są podstawowe umiejętności znieczulenia zwierząt i chirurgii; Zalecane jest wcześniejsze doświadczenie w stymulowaniu serca, ale nie jest wymagane.
1. Opieka przedoperacyjna
<ol>
	<li>Pozwól królikom przyzwyczaić się do swojego miejsca zamieszkania przez co najmniej 2 tygodnie i poczuć się swobodnie w dotyku i manipulacji z człowiekiem, aby ułatwić ich obsługę i zarządzanie zwierzętami w dniu operacji.</li>
	<li>Karm zwierzęta sianem oraz dietą dla królików z granulkami na bazie siana. Dostarczaj świeżą wodę w regularnych odstępach czasu.</li>
	<li>Przeprowadz krótką codzienną kontrolę ich parametrów życiowych (temperatura ciała, częstość oddychania) oraz ogólnego stanu, w tym optymalnego spożycia diety i braku niepokoju.</li>
</ol>
2. Znieczulenie, premedykacja i monitorowanie
<ol>
	<li>Po 30 minutach postu podaj premedykację: buprenorfinę (0,01-0,04 mg/kg domięśniowo), midazolam (0,3-0,6 mg/kg domięśniowo), medetomidynę (0,03-0,06 mg/kg domięśniowo) oraz ketaminę (5-10 mg/kg domięśniowo).</li>
	<li>Do brzegowej żyły ucha należy wprowadzić kaniulę do podania leku dożylnie. Pobieranie próbek krwi za mało objętościowe probówki (0,5 mL) do analiz hematologicznych i biochemicznych.</li>
	<li>Gol skórę królika golarką w prawym obszarze szyi szyjnej — miejscu operacji — oraz na kończynach, aby przymocować elektrody do monitorowania EKG. Gol się ostrożnie, ponieważ skóra królików łatwo się podrażnia, a drobne pęknięcia często się pojawiają.</li>
	<li>Połóż zwierzę na termoforze, aby zapobiec hipotermii.</li>
	<li>Monitoruj funkcje życiowe, w tym EKG, temperaturę ciała odbytniczego oraz saturację tlenem za pomocą pulsoksymetru, zgodnie z protokołem znieczulającym.</li>
	<li>Załóż maskę na pysk i nos zwierzęcia i zabezpiecz ją gumową uszczelką wokół jego twarzy. Stosuj maść, aby chronić oczy zwierzęcia przed suchością.</li>
	<li>Aby osiągnąć odpowiednią sedację, podaj zwierzętom izofluran (zmieszany z tlenem) za pomocą maseczki na twarz. Zacznij od stężenia 3,5% i zmniejszaj go w zależności od reakcji zwierzęcia, czyli tłumionego odruchu rogówkowego i bólu ruchowego. UWAGA: Aby zmniejszyć ryzyko uszkodzenia płuc podczas znieczulenia, zaleca się samoistną wentylację, ale na wypadek niedoczynności musi być w stanie przygotowania ręczny lub automatyczny respirator noworodka.</li>
	<li>Przygotuj wszystkie sterylne instrumenty.</li>
	<li>Umieść zwierzę na stole fluoroskopowym. Zakładaj pełne środki ochrony osobistej rentgenowskiej.</li>
</ol>
3. Implantacja ołowiu komorowego
<ol>
	<li>Zlokalizuj żyłę szyjną zewnętrzną i oznacz jej pozycję na skórze.</li>
	<li>Sterylizuj cały region za pomocą jodu povidonu i przykryj miejsce operacji sterylną zasłoną z otworem nad zaznaczoną okolicą szyjną.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie na skórze równolegle do oznaczonej żyły szyjnej. Zlokalizuj żyłę szyjną zewnętrzną i odizoluj długość 1 cm od sąsiedniej tkanki włóknistej i pęczka naczyniowego. Znajdź tętnicę szyjną dla orientacji i zapobiegania jej uszkodzeniu.</li>
	<li>Stwórz kieszeń w tkance podskórnej, aby pomieścić rozrusznik serca. Używaj nożyczek do sekcji, aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu i uszkodzeniom tkanek.</li>
	<li>Zabezpiecz naczynie gumowym opaską na obu końcach odizolowanego segmentu naczynia i zablokuj przepływ krwi (Rysunek 1).</li>
	<li>Stosując standardową technikę cięcia na dół, wykonaj cięcie na około 1/3 obwodu ściany naczynia za pomocą ostrza.</li>
	<li>Użyj wykończenia do naczyń, aby szeroko otworzyć przejście i wprowadzić pojedynczy pasywny przewod do rozstrzygnięcia do lumen.</li>
	<li>Pod kierunkiem fluoroskopowym przesunąć jego czubek do wierzchołka prawej komory (Rysunek 2). Ukształtuj stylet w kształcie krzywizny i użyj go do prowadzenia przewodu przez pierścień trójkątny. Upewnij się, że czubek smyczy nie jest podparty przez stylet, aby omot pozostał elastyczny i bez urazów przy dotyku tkanki.</li>
	<li>Sprawdź parametry tempa. Sygnał i impedancja wykrywana przez przewody komorowe muszą być stabilne, a próg stymulacji powinien być niski. Nie powinno być fascykulacji sąsiednich mięśni (Rysunek 3).</li>
	<li>Zabezpiecz pozycję ołowiu, przyszywając go na ochronną gumową rękawę do tkanki włóknistej pod spodem i uszczelniając lumen naczynia wokół ołowiu za pomocą jedwabnego wiązania (Rysunek 4).</li>
</ol>
4. Wszczepienie rozrusznika serca
<ol>
	<li>Podłącz rozrusznik do przewodu stymulacyjnego i zabezpiecz złącze IS-1 za pomocą. Jeśli podczas obserwacji zostanie wykorzystana funkcja badania nieinwazyjnego stymulacji (patrz krok 6), podłącz rozrusznik do gniazda kanału przedsionkowego.</li>
	<li>Zakop rozrusznik i dodatkową długość ołowiu w przygotowanej kieszeni podskórnej (Rysunek 5).</li>
	<li>Przepłucz kieszeń povidon-jodem. Zszyj ranę skórną nitem monofilamentowym.</li>
	<li>Ustaw pożądany program tempa i wykonaj ostateczną kontrolę parametrów tempa (Rysunek 3).</li>
</ol>
5. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Odstaw środki znieczulające i uważnie obserwuj zwierzę, aż odzyska odpowiednią świadomość.</li>
	<li>Podaj atipamezol (0,01-0,03 mg/kg domięśniowo), aby cofnąć działanie medetomidyny.</li>
	<li>Po przywróceniu świadomości i osiągnięciu optymalnej temperatury ciała, podaj meloksykam (0,4-0,6 mg/kg) podskórnie w celu złagodzenia bólu. Dodaj buprenorfinę po 6-8 godzinach, jeśli ulga w bólu nie jest wystarczająca według ważnej skali oceny bólu (np. skala grymasu królika).</li>
	<li>Podawaj metoklopramid (0,5-1 mg/kg dożylnie), aby zapobiec dalszej stagnacji układu pokarmowego i pobudzić motorykę żołądka, i kontynuuj 3 razy dziennie, aż do przywrócenia odpowiedniego spożycia pokarmu i produkcji stolca.</li>
	<li>Stosuj szerokspektralną dożylną terapię antybiotykową aż do zagojenia ran (enrofloksacyna w dawce 10-20 mg/kg 2 razy dziennie przez 3-7 dni).</li>
	<li>Przenieś zwierzę do komfortowego i znajomego otoczenia i obserwuj je, aż odzyska wystarczającą świadomość. Nie oddaj królika do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie wyzdrowieje całkowicie.</li>
	<li>Utrzymuj codzienne podawanie meloksykamu (0,4-0,6 mg/kg SC) przez co najmniej 5 dni.</li>
	<li>Regularnie monitoruj i opatruj rany, aby zapewnić bezpieczne i szybkie gojenie.</li>
	<li>Po pełnym zagojeniu, około 14 dni po zabiegu, usuń niewchłaniające się szwy skórne.</li>
	<li>Przeprowadzaj zdalne przesłuchanie i regularnie sprawdzaj parametry stymulacji (np. próg stymulacji, wykrywanie mięśnia sercowego i impedancję przewodu). UWAGA: Uzyskane wartości powinny podążać za stabilnym trendem.</li>
</ol>
6. Protokół tempa i zbieranie danych
<ol>
	<li>Przesłuchaj rozrusznik serca i ustaw tryb zapasowego tempa, wybierając minimalną bazową szybkość w menu Parametrów. UWAGA: Dzięki wysokiemu tętnu i dużej zmienności charakterystycznej dla małych zwierząt, ciągłe sztuczne stymulowanie można osiągnąć w tempie 300-400 uderzeń na minutę, zgodnie z określonymi wymaganiami. Podczas każdego badania rozrusznika można uzyskać przerywane tempo (postępuj zgodnie z krokiem 6.4 i rysunkiem 6).</li>
	<li>Rejestruj impedancję przewodu w tempie ciągłe; w menu diagnostyki programatora rozrusznika rozpocznij zbieranie danych.</li>
	<li>Rejestruj potencjał mięśnia sercowego na bieżąco i sprawdzaj go ręcznie co tydzień, przesłuchując rozrusznik serca; w menu testowym programatora rozruszników w zakładce Sensing zmierz amplitudy potencjału mięśnia sercowego unipolarnego i dwubiegunowego.</li>
	<li>Regularnie (co tydzień) oceniaj próg tempa poprzez przesłuchania. Użyj funkcji badania nieinwazyjnego stymulacji (wybierz NIPS w menu testowym), aby zmierzyć próg stymulacji przy odpowiedniej szybkości (Rysunek 6). Oceń próg tempa dla różnych czasów trwania bodźców (od 0,1 ms do 1,5 ms) i wyraź go w woltach. Do określenia utraty uchwycenia impulsu, gdy sygnał stymulacyjny staje się poniżej progu, używaj elektrogramów wewnątrzsercowych lub EKG powierzchniowego.</li>
	<li>Wykonanie wszystkich procedur zgodnie ze standardowymi konwencjami weterynaryjnymi, złożenie zwierzęcia w ofierze zgodnie z przepisami instytucjonalnymi po zakończeniu każdego badania oraz wykonanie sekcji zwłok. Usuń rozrusznik i elektrodź oraz zbadaj je pod kątem reakcji zapalnych, tworzenia biofilmu i włóknienia. UWAGA: Przedawkowanie potasu zostało podane pod głęboką anestezją w celu uśpienia zwierząt objętych tym protokołem.</li>
</ol>

<ol><li>Power, J. M., Tonkin, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large+animal+models+of+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Australian+and+New+Zealand+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Large animal models of heart failure.</a> Australian and New Zealand Journal of Medicine. 29 (3), 395-402 (2008).</li>
<li>Hála, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tachycardia-induced+cardiomyopathy+as+a+chronic+heart+failure+model+in+swine%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Tachycardia-induced cardiomyopathy as a chronic heart failure model in swine.</a> Journal of Visualized Experiments. (132), e57030(2018).</li>
<li>Powers, J. C., Recchia, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Canine+model+of+pacing-induced+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Canine model of pacing-induced heart failure.</a> Methods in Molecular Biology. 1816, 309-325 (2018).</li>
<li>Whipple, G. H., Sheffield, L. T., Woodman, E. G., Theophilis, C., Friedman, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+congestive+heart+failure+due+to+chronic+rapid+stimulation+of+the+normal+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+New+England+Cardiovascular+Society%22%5BJournal%5D)">Reversible congestive heart failure due to chronic rapid stimulation of the normal heart.</a> Proceedings of the New England Cardiovascular Society. 20, 39-40 (1962).</li>
<li>Laughner, J. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+fully+implantable+pacemaker+for+the+mouse%3A+From+battery+to+wireless+power%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A fully implantable pacemaker for the mouse: From battery to wireless power.</a> PLoS One. 8 (10), 76291(2013).</li>
<li>Yue-Chun, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+a+canine+model+of+cardiac+memory+using+endocardial+pacing+via+internal+jugular+vein%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Cardiovascular+Disorders%22%5BJournal%5D)">Establishment of a canine model of cardiac memory using endocardial pacing via internal jugular vein.</a> BMC Cardiovascular Disorders. 10, 30(2010).</li>
<li>Gutruf, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless%2C+battery-free%2C+fully+implantable+multimodal+and+multisite+pacemakers+for+applications+in+small+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Wireless, battery-free, fully implantable multimodal and multisite pacemakers for applications in small animal models.</a> Nature Communications. 10 (1), 5742(2019).</li>
<li>Zhou, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+percutaneously+implantable+fetal+pacemaker%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+International+Conference+of+the+IEEE+Engineering+in+Medicine+and+Biology+Society%22%5BJournal%5D)">A percutaneously implantable fetal pacemaker.</a> Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2014, 4459-4463 (2014).</li>
<li>Zhou, L., Chmait, R., Bar-Cohen, Y., Peck, R. A., Loeb, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneously+injectable+fetal+pacemaker%3A+Electrodes%2C+mechanical+design+and+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+International+Conference+of+the+IEEE+Engineering+in+Medicine+and+Biology+Society%22%5BJournal%5D)">Percutaneously injectable fetal pacemaker: Electrodes, mechanical design and implantation.</a> Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2012, 6600-6603 (2012).</li>
<li>Jordan, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+resynchronization+pacemaker%3A+A+pediatric+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive resynchronization pacemaker: A pediatric animal model.</a> The Annals of Thoracic Surgery. 96 (6), 2210-2213 (2013).</li>
<li>Freeman, G. L., Colston, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+depression+produced+by+sustained+tachycardia+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Myocardial depression produced by sustained tachycardia in rabbits.</a> American Journal of Physiology. 262, 63-67 (1992).</li>
<li>Ryu, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force-frequency+relations+in+the+failing+rabbit+heart+and+responses+to+adrenergic+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiac+Failure%22%5BJournal%5D)">Force-frequency relations in the failing rabbit heart and responses to adrenergic stimulation.</a> Journal of Cardiac Failure. 3 (1), 27-39 (1997).</li>
<li>Hulsmans, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+miniaturized%2C+programmable+pacemaker+for+long-term+studies+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">A miniaturized, programmable pacemaker for long-term studies in the mouse.</a> Circulation Research. 123 (11), 1208-1219 (2018).</li>
<li>Nishida, K., Michael, G., Dobrev, D., Nattel, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+atrial+fibrillation%3A+Clinical+insights+and+scientific+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22Europace%22%5BJournal%5D)">Animal models for atrial fibrillation: Clinical insights and scientific opportunities.</a> Europace. 12 (2), 160-172 (2010).</li>
<li>Clementy, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pacemaker+complications+and+costs%3A+A+nationwide+economic+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Economics%22%5BJournal%5D)">Pacemaker complications and costs: A nationwide economic study.</a> Journal of Medical Economics. 22 (11), 1171-1178 (2019).</li>
<li>Armoundas, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+and+molecular+determinants+of+altered+Ca2%2B+handling+in+the+failing+rabbit+heart%3A+primary+defects+in+SR+Ca2%2B+uptake+and+release+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Cellular and molecular determinants of altered Ca2+ handling in the failing rabbit heart: primary defects in SR Ca2+ uptake and release mechanisms.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (3), 1607-1618 (2007).</li>
<li>Giraldo, A., Talavera López, J., Brooks, G., Fernández-Del-Palacio, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transthoracic+echocardiographic+examination+in+the+rabbit+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Transthoracic echocardiographic examination in the rabbit model.</a> Journal of Visualized Experiments. (148), e59457(2019).</li>
<li>Spannbauer, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large+animal+models+of+heart+failure+with+reduced+ejection+fraction+%28HFrEF%29%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cardiovascular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF).</a> Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117(2019).</li>
<li>Byrne, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+ovine+model+of+tachycardia-induced+degenerative+dilated+cardiomyopathy+and+heart+failure+with+prolonged+onset%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiac+Failure%22%5BJournal%5D)">An ovine model of tachycardia-induced degenerative dilated cardiomyopathy and heart failure with prolonged onset.</a> Journal of Cardiac Failure. 8 (2), 108-115 (2002).</li>
<li>Hála, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increasing+venoarterial+extracorporeal+membrane+oxygenation+flow+puts+higher+demands+on+left+ventricular+work+in+a+porcine+model+of+chronic+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Increasing venoarterial extracorporeal membrane oxygenation flow puts higher demands on left ventricular work in a porcine model of chronic heart failure.</a> Journal of Translational Medicine. 18 (1), 75(2020).</li>
<li>Riehle, C., Bauersachs, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Small animal models of heart failure.</a> Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).</li>
</ol>

Autorzy nie mają konfliktu interesów.

Pomimo specyficznych ograniczeń, modele małych ssaków oferują korzyści dla badań klinicznych13. Dzięki ugruntowanej metodologii modele stymulacji serca mogą stanowić optymalną platformę do symulacji szerokiego zakresu chorób sercowo-naczyniowych i stanów patologicznych krążenia 7,14 przy znacznie niższych wymaganiach zasobów w porównaniu do modeli dużych zwierząt czy badań klinicznych. Niniejszy artykuł przedstawia innowacyjny, minimalnie inwazyjny model długotrwałego stymulowania serca u królików. Stosując ten protokół, możliwe jest zastosowanie w pełni wszczepionego, pełnowymiarowego systemu rozrusznika serca u człowieka, w tym pełnowymiarowego przewodu stymulacyjnego, w modelu małych ssaków.
W momencie wszczepienia rozrusznika serca udało nam się ustawić ołów w stabilnym, optymalnym miejscu na wierzchołku prawej komory u wszystkich zwierząt. Inwazyjne parametry stymulacji mieściły się w normie, podobnie jak wartości powszechne w eksperymentach na dużych zwierzętach lub medycynie ludzkiej 2,3. Zmierzony średni potencjał mięśnia sercowego 6,5 mV ± 1,9 mV w prawej komorze królika jest wyraźnie rozpoznawany przez standardowy wszczepialny rozrusznik serca. Maksymalny zmierzony próg stymulacji wynosił 2,5 V, z czasem trwania bodźca 0,4 ms, a impedancja pozostawała w normie podczas obserwacji. Ogólnie rzecz biorąc, stanowią one optymalne parametry tempa.
Podczas obserwacji parametry stymulacji zostały zweryfikowane nieinwazyjne poprzez przesłuchanie wszczepionego rozrusznika serca, a te parametry są podsumowane na Rysunkach 7, Rysunku 9 oraz Tabeli 1. Czujnik komory i impedancja ołowiu nie wykazały istotnych zmian w ciągu 6 miesięcy. Pomimo rosnącego trendu progu tempa uśrednionego u wszystkich uczestników, nie zaobserwowano istotnych zmian, co pozwoliło na bezpieczne przeprowadzanie tempa przez cały okres badania. Niewielkie wahania parametrów stymulacji można przypisać miejscowym reakcjom zapalnym lub włóknieniu i można je złagodzić poprzez zastosowanie materiałów uwalniających sterydy. Do zastosowań w długoterminowych badaniach stymulacji parametry powinny być często monitorowane i korygowane.
Analiza krwi nie wykazała stanów ogólnoustrojowych ani anemii w pierwszym tygodniu po implantacji. Tendencję wzrostu liczby płytek krwi przed zabiegiem można przypisać ostremu stresowi wywołanemu manipulacją ze zwierzętami i sedacją, ponieważ wartości pozostawały stabilne podczas obserwacji. Jednym z obawianych powikłań związanych z wszczepieniem rozrusznika serca jest penetracja ołowiu. Zwłaszcza przy kruchości tkanek małych ssaków, należy podejrzewać penetrację, gdy parametry stymulacji gwałtownie się zmieniają, i należy podkreślić, że ołów zawsze powinien być ostrożnie doprowadzony do właściwej pozycji. Zdjęcie rentgenowskie może potwierdzić przebicie ołowiu. Ostra infekcja bakteryjna związana z implantowalnym elektronicznym urządzeniem sercowym (CIED) to kolejne potencjalnie poważne powikłanie, które znacząco przyczynia się do śmiertelności i wskaźników zachorowalności15. Dlatego niezwykle ważne jest badanie nowych materiałów, technik stymulacji oraz udoskonaleń ołowiu, aby zmniejszyć ryzyko infekcji i wydłużyć trwałość systemów stymulacji. Przedstawiona metodologia stanowi odpowiedni model zwierzęcy dla tak istotnych badań eksperymentalnych.
Ryu i in. wywołali kardiomiopatię z postępującą niewydolnością serca przy użyciu chirurgicznie wszczepionych elektrodow do stymulacji przedsionków oraz zewnętrznego generatora tętna12. Podobnie Freeman i in. doszli do wniosku, że utrzymujące się stymulowanie komór prowadzi do depresji mięśnia sercowego u królików powyżej 3-4 tygodnia11. Ze względu na wysokie, naturalne tętno małych zwierząt, rozrusznik musi być zdolny do stymulacji częstotliwości około 300-400 uderzeń na minutę, aby utrzymać pełne tempo rytmu. Ponieważ te wyższe częstotliwości stymulacji prowadzą do postępującej niewydolności serca w tygodniach11 i 12, przedstawiony model leporyzowy jest optymalny do rozwoju i badania powstałej kardiomiopatii. Biorąc pod uwagę ich rozmiar, te małe modele są idealne do konkretnych zastosowań, takich jak ocena zmian tkanek humoralnych lub mięśniowo-sercowych11,16. Echokardiografia może być również wykorzystywana do oceny rozmiarów i kurczliwości serca leporyzowego 12,17. Dla porównania, większe modele zwierzęce niewydolności serca mają inne zalety, takie jak możliwość szczegółowej inwazyjnej oceny hemodynamicznej, w tym oceny krążenia wieńcowego czy oceny ciśnienia i objętości2.
Specyficzny wybór modelu leporynowego do badań stymulacji opierał się na jego licznych zaletach. Króliki dobrze tolerują ten zabieg, należą do najmniejszych ssaków, które wykazują zdolność do przyjmowania rozrusznika wielkości człowieka, i wymagają wykorzystania mniejszej ilości zasobów niż inne większe zwierzęta. Niektórzy autorzy (18) uważają, że fizjologia małych ssaków może nie odzwierciedlać fizjologii ludzi, jednak odkryliśmy, że parametry stymulacji obserwowane u tych małych ssaków są bardzo podobne do tych obserwowanych u ludzi lub dużych zwierząt 1,2,3,19, co oznacza, że mogą być łatwo wykorzystywane do badań translacyjnych.
Podczas zakładania ołówu i implantacji rozrusznika serca w tym modelu z małym ssakiem napotkaliśmy podobieństwa do wcześniejszych eksperymentów na dużych modelach zwierzęcych, ale istotne różnice należy podkreślić. Tkanki leporyzowe są delikatne, a naczynia i ściany komór są cienkie. Delikatna manipulacja jest konieczna przez cały proces; Końcówka ołowiu powinna zawsze nie być podparta przez stylet, a więc elastyczna (flex). Zwłaszcza podczas przechodzenia przez pierścień trójkątny i ustawiania końcówki ołowiu na wierzchołek prawej komory, manipulacje muszą być wykonywane z niezwykłą ostrożnością i pod nadzorem fluoroskopowowy, aby uniknąć urazów. Umieszczenie końcówki w innych miejscach również powinno być możliwe. Testowaliśmy położenie prawego przedsionka i drogi wypływu komorowego z optymalnymi parametrami okołoproceduralnymi, ale stabilność ołowiu może być ograniczona, a obecne dane nie mogą wspierać alternatywnych miejsc stymulacji. Zewnętrzna żyła szyjna królika jest odpowiednio dobrana do włożenia pojedynczego przewodu stymulacyjnego. Jeśli planowane jest wszczepienie wielu elektrow, zaleca się użycie większego zwierzęcia.
Umocowanie ołowiu w trabekulacji mięśnia sercowego realizowano pasywnie za pomocą krzemowych jamek na końcu ołowiu. Na podstawie naszego doświadczenia należy unikać aktywnego fiksacji za pomocą helisy wkręconej w cienką warstwę mięśnia sercowego, aby zapobiec uszkodzeniom tkanek spowodowanych tamponadą lub krwawieniem z klatki piersiowej. Pomimo niewielkiego rozmiaru prawej komory królika, para elektrod stymulujących odstęp 25 mm umożliwiała zarówno jednobiegunowe, jak i dwubiegunowe konfiguracje detekcji i stymulacji (Rysunek 10). To może zapewnić wszechstronność w badaniach stymulacji serca.
Ze względu na wysokie, naturalne tętno małych ssaków18, ciągłe stymulowanie można osiągnąć poprzez indywidualne programowanie wszczepialnego rozrusznika. Alternatywnie, można zastosować metodę prostej wewnętrznej modyfikacji powszechnego, certyfikowanego przez człowieka systemu stymulacji, aby uzyskać wysokie częstotliwości stymulacji, jak opisano szczegółowo wcześniejw 2,20. Utrata przechwytu została oceniona za pomocą funkcji badania stymulacji nieinwazyjnej, która jest unikalnym podejściem umożliwiającym testowanie nawet przy wysokim, natywnym tętnie. Zgłoszone parametry stymulacji były regularnie mierzone. Wszczepiony rozrusznik był w stanie automatycznie i ciągle rejestrować wykrywanie potencjałów mięśniowych i impedancji przewodu, jednak próg stymulacji musiał być mierzony ręcznie ze względu na wysokie tętno natywne. Dlatego jeśli wymagane jest ciągłe stymulowanie, zaleca się częste oceny, aby zapobiec utracie złowienia.
Gutruf i in. wcześniej opisali użycie wysoce miniaturowych, bezprzewodowych, bezbateriowych rozruszników w modelach małych zwierząt7. W porównaniu z ich badaniami, wszczepienie rozrusznika o rozmiarze człowieka, opisanego tutaj, stanowi inne podejście, które daje możliwość innowacyjnych testów ołowiu, ścisłego zastosowania w badaniach klinicznych oraz szerszych zastosowań z powszechnie dostępnymi materiałami. Zhou i in. przedstawili opracowanie miniaturowego rozrusznika serca zaprojektowanego do wszczepienia przezskórnie do serca płodu w celu leczenia bloku przedsionkowo-komorowego. Zgłosili wykorzystanie eksperymentów z dorosłymi królikami, aby potwierdzić wykonalność takiego urządzenia9. Inni wcześniej zgłaszali zalety intubacji królika w procedurach inwazyjnych. Na podstawie naszego doświadczenia, podejście polegające na utrzymaniu spontanicznego oddychania z maską nosową przynosi więcej korzyści przy tak krótkich zabiegach, ponieważ minimalizuje ryzyko powikłań spowodowanych manipulacją drogami oddechowymi. Ponadto można zapobiegać urazom płuc spowodowanym uciskiem uciskowym.
Chociaż protokół badania został przygotowany starannie, a łączna liczba włączonych zwierząt była wystarczająca, należy zwrócić uwagę na kilka ograniczeń. Niewielki rozmiar prawej komory królika nie pozwalał na wielokrotne umieszczenie smyczy. Chociaż próbowaliśmy przetestować położenie ołowianej końcówki w prawej komorze wypływowej, mamy ograniczoną wiedzę na temat jej stabilności i spodziewamy się, że będzie ona dość ograniczona. Trend impedancji tempa zanotował spadek w ciągu pierwszego tygodnia po umieszczeniu ołowia. Może to wynikać z miejscowego stanu zapalnego i łagodnego włóknienia, ale wkrótce potem przywrócono impedancję ołowiu, a trend stabilności był nieustannie utrzymywany. W tym badaniu zastosowano jednokomorowy system stymulacji. W przyszłych badaniach należy również zbadać przesuwanie pary przewodów stymulacyjnych przez jednostronną żyłę szyjną. Chociaż nie było to testowane w tym badaniu, uważamy, że można wprowadzić i ustabilizować drugi odwód w prawym przedsionku.
Ogólnie rzecz biorąc, zwierzęce modele stymulacji serca mają liczne zastosowania w badaniach sercowo-naczyniowych. Po pierwsze, stymulacja w niefizjologicznym wysokim tempie przez kilka tygodni prowadzi do kardiomiopatii wywołanej tachykardią, jak wcześniej opisano, i umożliwia badanie patofizjologii oraz leczenia przewlekłej niewydolności serca 2,3,11,12. Ponadto badania nad udoskonalonymi materiałami i technologiami mogą wykorzystywać prezentowany model leporyny, który może być sugerowany w średnioterminowych badaniach tempa. Z naszej wiedzy wynika, że to badanie jako pierwsze pokazuje korzyści płynące z tak małego modelu ssaka dla złożonych eksperymentów z stymulacją serca21. Podsumowując, dzięki opisanej metodologii system stymulacji wielkości człowieka może być skutecznie wszczepiony małym ssakom, mimo kruchości tkanek i delikatnej anatomii. Po treningu technika ta jest łatwa do powtórzenia i stanowi podstawę modelowania tachykardii o uwolnionym tempie, z szerokim zastosowaniem w badaniach sercowo-naczyniowych.

W badaniach nad niewydolnością serca i rozwojem stymulacji serca modele translacyjne są często wymagane do badań przedklinicznych1. Ponadto nowatorskie urządzenia, materiały i udoskonalenia ołowiu muszą być testowane pod kątem potencjalnych komplikacji przed zastosowaniem klinicznym. W związku z tym modele stymulacji serca mają szeroki zakres zastosowań, w tym analizę sztucznie wyregulowanego rytmu serca oraz badanie ich patofizjologicznych wpływów na funkcjonowanie serca 2,3. Eksperymenty kardiomiopatii wywołanej stymulacją serca lub tachykardią mogą wykorzystywać modele o różnych rozmiarach zwierząt, z rozwojem niewydolności serca w ciągu kilku tygodni od wysokiego tempa stymulacji 1,3,4,5.
Wcześniejsze badania wykazały wykorzystanie modeli dużych zwierząt — świń, psów i owiec — w takich zastosowaniach 2,3,6. Jednak dostępność tych modeli jest ograniczona, a do chirurgii i obsługi zwierząt wymagają one dużych zasobów. Dla porównania, wykorzystanie małych ssaków mogłoby rozwiązać powyższe obawy i w konsekwencji stanowić optymalny i przystępny cenowo model badawczy. Jednak badania stymulacji serca u małych ssaków rzadko były raportowane, co może wynikać z ich delikatnej anatomii, kruchości tkanek oraz wyższego tempa stymulacji wymaganego 7,8,9,10,11,12.
Jedynie modele chirurgiczne częściowo wszczepionych elektrodygów z zewnętrznymi rozrusznikami11,12 lub bezprzewodowymi mikroskopijnymi urządzeniami do stymulacji 5,7,8,9 były stosowane w badaniach rozruszników u małych ssaków, ale według naszej wiedzy nie odnotowano dotąd użycia w pełni wszczepionych, ludzkich rozmiarów systemów rozruszników przezżyłowych. Wcześniejsze dowody z modeli leporyzowych pokazują, że szybkie tempo bicia serca przez tygodnie prowadzi do depresji mięśnia sercowego11,12. Niniejszy artykuł przedstawia pierwszy praktycznie opłacalny model małych ssaków, demonstrujący pomyślną implantację rozrusznika wielkości człowieka u królików. Opisana metodologia ma na celu przedstawienie klinicznie istotnego modelu stymulacji serca i może być ściśle przetłumaczona na badania na ludziach kardiomiopatii wywołanej tachykardią lub stymulacją oraz na patofizjologię niewydolności serca 2,11,12.

<table><tbody><tr><td><silny>Lek</mocny></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Atipamezol</td><td>Eurovet Animal Health, B.V.</td><td>Atipam</td><td>Znieczulenie</td></tr><tr><td>buprenorfina</td><td>Wetochinol</td><td>Bupaq</td><td>Środek przeciwbólowy</td></tr><tr><td>enrofloxacyna</td><td>Krka</td><td>Enroxil</td><td>Antybiotyk</td></tr><tr><td>izofluran</td><td>Baxter</td><td>Aerrane</td><td>Znieczulenie</td></tr><tr><td>Chlorowodorek ketaminy</td><td>Richter Gedeon</td><td>Kalipsol</td><td>Znieczulenie</td></tr><tr><td>Medetomidyna</td><td>Orion Corp.</td><td>Domitor</td><td>Znieczulenie</td></tr><tr><td>meloksykam</td><td>Cymedica</td><td>Melovem</td><td>Środek przeciwbólowy</td></tr><tr><td>jod povidonu</td><td>Egis Praha</td><td>Betadyna</td><td>Dezynfekcja</td></tr><tr><td>Aerozol srebrno-aluminiowy</td><td>Henry Schein</td><td>9003273</td><td>Nalewka</td></tr><tr><td><Mocne>Materiały chirurgiczne</wytrzymałe></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2-0 Jedwab Perma-Hand</td><td>Ethicon</td><td>A185H</td><td>Szew jedwabny wiązany</td></tr><tr><td>2-0 Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>V323H</td><td>Chłonne plecione szwy</td></tr><tr><td>4-0 Monocryl</td><td>Ethicon</td><td>MCP494G</td><td>Monofilament</td></tr><tr><td>BearHugger</td><td>3M</td><td>BearHugger</td><td>Poduszka grzewcza</td></tr><tr><td>kauteryzator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki Metzenbaum, lancet z ostrzem #22, kleszcze DeBakey, wkręt do igieł</td><td></td><td></td><td>Podstawowy sprzęt chirurgiczny</td></tr><tr><td>Sterylne zasłony</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td><Mocne>Urządzenia diagnostyczne</mocne></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acuson VF10-5</td><td>Siemens Healthcare</td><td></td><td>Sonograficzna sonda naczyniowa</td></tr><tr><td>Acuson x300</td><td>Siemens Healthcare</td><td></td><td>System ultrasonografii</td></tr><tr><td>ESP C-arm</td><td>GE Healthcare</td><td>ESP</td><td>Ramię C fluoro-rentgenowskie</td></tr><tr><td><silne>urządzenia do tempa</mocne></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>400</td><td>Medico</td><td>CAT400</td><td>Lider paceing z zaburzeniami dwubiegunowym</td></tr><tr><td>Effecta DR</td><td>Biotronik</td><td>371199</td><td>Wszczepialny rozrusznik</td></tr><tr><td>ERA 3000</td><td>Biotronik</td><td>128828</td><td>Rozrusznik zewnętrzny</td></tr><tr><td>ICS 3000</td><td>Biotronik</td><td>349528</td><td>Programator rozrusznika</td></tr></tbody></table>

translacyjny model królika przewlekłego stymulowania serca

Translational Rabbit Model of Chronic Cardiac Pacing

Modele zwierzęce stymulacji serca są przydatne do testowania nowych urządzeń, badania patofizjologii sztucznie wymierzanego rytmu serca oraz badania kardiomiopatii wywołanych arytmią i późniejszej niewydolności serca. Obecnie dostępnych jest tylko kilka takich modeli, które wymagają one głównie dużych zasobów. Przedstawiamy nowy eksperymentalny model stymulacji serca u małych ssaków, który ma potencjał do badania niewydolności serca wywołanej arytmią.
U sześciu nowozelandzkich królików białych (średnia masa: 3,5 kg) pod znieczuleniem wdechowym ogólnym region szyjny został przecięty, a pojedynczy smycz stymulacyjny wprowadzono przez prawą żyłę szyjną zewnętrzną. Przy użyciu fluoroskopowego prowadzenia ołów został dalej przesunięty do wierzchołka prawej komory, gdzie został ustabilizowany za pomocą pasywnej fiksacji. Następnie podłączono rozrusznik serca i zakopano go w kieszeni podskórnej.
Wszczepienie rozrusznika serca zakończyło się sukcesem i dobrze się goiło; anatomia królika sprzyja umiejscowieniu smyczy. Podczas 6 miesięcy obserwacji z przerywanym stymulowaniem średni wykrywany potencjał mięśnia sercowego wynosił 6,3 mV (min: 2,8 mV, maksymalnie: 12 mV), a średnia zmierzona impedancja obiegu wynosiła 744 Ω (min: 370 Ω, maksymalnie: 1014 Ω). Próg stymulacji początkowo wynosił 0,8 V ± 0,2 V i pozostał stabilny podczas obserwacji.
Niniejsze badanie jest pierwszym, które z powodzeniem zaprezentowało transvenalne stymulowanie serca w modelu z udziałem małych ssaków. Pomimo rozmiaru i kruchości tkanek, instrumenty ludzkie z regulacjami mogą być bezpiecznie stosowane do przewlekłego stymulowania serca, dlatego ten innowacyjny model nadaje się do badania rozwoju kardiomiopatii wywołanej arytmią oraz patofizjologii niewydolności serca.

W badaniu wzięło udział sześć zwierząt. U wszystkich zwierząt elektrowoda stymulacyjna została pomyślnie wszczepiona przez żyłę szyjną zewnętrzną do wierzchołka prawej komory (Ilustracja uzupełniająca S1). Pozycja została zweryfikowana fluoroskopią, a ołów przyszyto do sąsiednich tkanek na gumowej rękawie. Według obrazowania rentgenowskiego, ołówka utrzymywała swoją pozycję przez cały okres protokołu stymulacji. Przymocowany rozrusznik był wyczuwalny w bocznej części szyi, nie powodując widocznych problemów dla zwierzęcia. Wszystkie rany zagoiły się całkowicie i bez lokalnych komplikacji.
Końcówka ołowiana była wyposażona w dwie elektrody z tytanu i platyny — dystalny pierścień półkulisty oraz bliższą cylindryczną elektrodę — o odległości między elektrodami 25 mm (Rysunek 2). Przewody były swobodnie przesuwane do wierzchołka i pasywnie tam mocowane za pomocą krzemowych zębów mocujących. Pozwalało to na stymulację unipolarną od elektrody na końcówce oraz na stymulację bipolarną między obiema elektrodami zlokalizowanymi w prawej komorze.
Reprezentatywny sygnał wykrywany potencjału mięśnia sercowego komory przedstawiono na Rysunku 3, a zmierzone parametry stymulacji przedstawiono szczegółowo w Tabeli 1 i Rysunku 7. W momencie zabiegu średni wykrywany potencjał mięśnia sercowego wynosił 5,6 V ± 0,8 mV (min: 2,8 mV, maksymalnie: 8 mV), impedancja ołowiu wynosiła 675 Ω ± 74 Ω (min: 468 Ω, maksymalnie: 951 Ω), a próg stymulacji to 0,8 V ± 0,26 V (min: 0,2 V, maksymalnie: 2,2 V), przy standardowym czasie trwania bodźca na standardowe 0,4 ms.
Po obserwacji trwającej 3 i 6 miesięcy z przerywanym stymulowaniem, średni wykrywany potencjał mięśnia sercowego wynosił odpowiednio 7,4 mV ± 1,2 mV (min: 4,0 mV, maksymalnie: 12,0 mV) i 6,3 mV ± 1,0 mV (min: 4,2 mV, maksymalnie: 10,3 mV). Średnia zmierzona impedancja obiegu wynosiła odpowiednio 869 Ω ± 32 Ω (min: 760 Ω, maksymalnie: 975 Ω) i 725 Ω ± 96 Ω (min: 370 Ω, maksymalnie: 1014 Ω), a próg tempa zmienił się na 1,2 V ± 0,3 V (min: 0,2 V, maksymalnie: 2,2 V) oraz na 1,4 V ± 0,3 V (min: 0,5 V, maksymalnie: odpowiednio 2,3 V). Wszystkie zmiany parametrów nie były statystycznie istotne w tym okresie (P > 0,05), a parametry dwubiegunowe i unipolarne podążały za podobnymi trendami (Rysunek 7 i Tabela 1).
Jeden przypadek został przedwcześnie zakończony z powodu częściowego przebicia ołowiu, które objawiło się nagłym spadkiem impedancji, zaobserwowanym drugiego dnia po implantacji. Później, w drugim miesiącu obserwacji, zauważono stopniowe podwyższanie progu, a tempo przy wysokim wyciągu powodowało napięcie mięśni. Zwierzę pozostało bezobjawowe, ale podczas sekcji zwłok stwierdzono, że czubek przewodu do stymulacji przebił się przez dolną ścianę mięśnia sercowego do osierdzia o długości około 3 mm. Nie zaobserwowano krwawienia ani oznak infekcji.
Przed zabiegiem, w pierwszym dniu po zabiegu i 7. dniu po zabiegu, średnia liczba białych krwinek wynosiła odpowiednio 5,9 × 109/L, 7,37 × 109/L oraz 7,42 × 109/L, średnie poziomy hemoglobiny wynosiły odpowiednio 105 g/L, 113 g/L i 110 g/L, a średnia liczba płytek krwi 317 × 109/L. 274 × 109 L, a 219 × 109 L, odpowiednio. Wartości laboratoryjne nie wykazały istotnych zmian w pierwszym tygodniu po zabiegu (P > 0,05 dla wszystkich). Pod mikroskopową oceną powierzchnia krzemu ołowiowego do stymulacji została pokryta tkanką włóknistą (o grubości około 100 μm), ale nie znaleziono żadnych komórek (Rysunek 8).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig01.jpg" /> 
Rysunek 1: Chirurgiczne przecięcie żyły szyjnej. Po przecięciu skóry tworzy się kieszonka podskórna, a żyła szyjna jest odsłaniana, podwiązana dystykalnie i podtrzymywana niebieską gumką w bliższym położeniu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig01large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig02.jpg" /> 
Rysunek 2: Fluoroskopia podczas wszczepiania elektrowodu z rozrusznika serca. Przewod do stymulacji jest wprowadzany przez żyłę szyjną zewnętrzną, a za pomocą wcześniej ukształtowanego styletu omot przesuwa się do wierzchołka prawej komory, gdzie jest zabezpieczany pasywnym stabilizacją przez zęby krzemowe. Podłączony rozrusznik serca jest umieszczony w kieszeni podskórnej w okolicy szyi. Strzałka wskazuje na dystalny pierścień półkulisty (zielony) oraz bliżalny pierścień cylindryczny (czerwony). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig02large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig03.jpg" /> 
Rysunek 3: Reprezentatywne pomiary wykrywanych potencjałów mięśnia sercowego komory. Pomiar komory i jego pomiary amplitudy są prezentowane w fazie ostrej po ustawieniu elektrowodu stymulacji (po lewej) oraz po wszczepieniu rozrusznika serca (po prawej). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig03large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig04.jpg" /> 
Rysunek 4: Zabezpieczenie prowadzenia tempa. Przymocowanie ołowiu dwoma niechłannymi szwami na gumowej rękawie (strzałie) do tkanki pod spodem zabezpiecza go w pozycji i zapobiega zwichnięciu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig04large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig05.jpg" /> 
Rysunek 5: Umiejscowienie rozrusznika serca. Rozrusznik serca jest wtopiony w kieszeni podskórnej i przepłuknięty jodem povidonowym. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig05large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig06.jpg" /> 
Rysunek 6: Pomiar progu tempa. Korzystając z funkcji nieinwazyjnego badania stymulacji rozrusznika, stymulacja jest prowadzona z wyższą niż natywne tętno. Bodźce stymulujące są oznaczone literą P. Próg tempa jest oceniany przy zmiennych efektach bodźców. (A) Reprezentatywny przykład potencjału wsierdziowego przechwytywania komory przedstawiono dla wyjścia 0,8 V przy 0,4 ms, (B) ale utrata przechwytu widoczna jest przy zmniejszeniu napięcia wyjściowego do 0,6 V przy 0,4 ms. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig06large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig07.jpg" /> 
Rysunek 7: Monitorowanie parametrów stymulacji serca w modelu leporyny. Trendy progu tempa (A), impedancji tempa (B) oraz (C) wykrywania mięśnia sercowego dla wszystkich uczestników są przedstawione na wykresie. Średnie wartości unipolarne (pełna linia) i bipolarne (przerywana linia) są pogrubione. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig07large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig08.jpg" /> 
Rysunek 8: Wysadzona próbka ołowiu z stymulacji. Część komorowa przecięta z wyjętego ołowiu stymulacyjnego. (A) Obraz makroskopowe oraz (B) mikroskopowe zabarwienie na toluidynowy niebieski ukazują powierzchnię krzemu pokrytą warstwą tkanki włóknistej. Paski skalowe = (A) 1 cm, (B) 10 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig08large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figury.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig09.jpg" /> 
Rysunek 9: Czujnik komory i trendy impedancji ołowiu. Reprezentatywny przykład (A) ciągłego i stabilnego wykrywania mięśnia sercowego komory oraz (B) trendów impedancji przewodu komorowego przez 236 dni obserwacji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig09large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64512/64512fig10.jpg" /> 
Rysunek 10: Elektrogramy endomiokardowe komory . Potencjały komorowe wykrywane przez rozrusznik serca są przedstawione z (A) połączeniami jednobiegunowym i (B) dwubiegunowym. Potencjał fali T jest bardziej wyraźny przy połączeniu unipolarnym, ale nie powoduje nadczucia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512fig10large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td rowspan="2">Jednobiegunowy</td>
			<td colspan="3" rowspan="2">Peryproceduralny</td>
			<td colspan="6">Dalszy krok</td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="3">3 miesiące</td>
			<td colspan="3">6 miesięcy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wykrywany potencjał mięśnia sercowego [mV]</td>
			<td colspan="3">5.6 ± 0.8</td>
			<td colspan="3">7.4 ± 1.2</td>
			<td colspan="3">6.3 ± 1.0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Próg tempa [V przy 0,4 ms]</td>
			<td colspan="3">0.8 ± 0.3</td>
			<td colspan="3">1.2 ± 0.3</td>
			<td colspan="3">1.4 ± 0.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Impedancja ołowiu [Ω]</td>
			<td colspan="3">675 ± 74</td>
			<td colspan="3">869 ± 32</td>
			<td colspan="3">725 ± 96</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Monitorowanie parametrów stymulacji serca w modelu leporyny. Wartości wykrywanego potencjału mięśniowego sercowego, progu stymulacji i impedancji obiegu wyrażane są jako średnia ± SEM przez 3 miesiące i 6 miesięcy obserwacji.
Rysunek uzupełniający S1: Schemat wszczepionego systemu transvenalnego stymulacji wielkości człowieka u królika. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64512/64512_Figure-schematic.pdf" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>

Przedstawiamy minimalnie inwazyjny model długoterminowego stymulowania serca z leporyną, który można wykorzystać do sztucznego stymulowania i rozwoju niewydolności serca w badaniach przedklinicznych.

Translacyjny model królika przewlekłego stymulowania serca

Animal models of cardiac pacing are beneficial for testing novel devices, studying the pathophysiology of artificially paced heart rhythms, and studying ...

Ta metoda może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie kardiologii, takie jak konsekwencje przewlekłego rytmu serca. Może również pomóc w rozwoju nowych technik i wprowadzaniu ich do praktyki. Główną zaletą tego modelu jest minimalnie inwazyjne podejście do przezżylnej implantacji ołowiu.Model ten wykorzystuje proste techniki chirurgiczne, a wyniki są wysoce powtarzalne. Na początek zlokalizuj zewnętrzną żyłę szyjną i zaznacz jej pozycję na skórze zwierzęcia znieczulonego. Sterylizuj cały obszar operacyjny za pomocą jodu povidonu i załóż sterylną zasłonę, aby przykryć miejsce operacji, z otworem nad zaznaczoną okolicą szyjną.Wykonaj nacięcie na skórze równolegle do oznaczonej żyły szyjnej. Zlokalizuj żyłę szyjną zewnętrzną i odizoluj długość jednego centymetra od sąsiedniej tkanki włóknistej i pęczka naczyniowego. Znajdź tętnicę szyjną w celu orientacji i zapobiegania jej uszkodzeniu.Stwórz kieszeń w tkance podskórnej, aby pomieścić rozrusznik serca. Używaj nożyczek do sekcji, aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu i uszkodzeniom tkanek. Zabezpiecz naczynie gumową opaską na obu końcach izolowanego segmentu naczynia i zatkaj przepływ krwi.Stosując standardową technikę cięcia, wycina około jedną trzecią obwodu ściany naczynia sterylnym ostrzem. Użyj wykończenia do naczyń, aby szeroko otworzyć przecięcie i wprowadź pojedynczy pasywny kabel do stymulacji do lumenu. Pod nadzorem fluoroskopowym przesuń czubek elektrodu do wierzchołka prawej komory.Ukształtuj stylet w kształcie krzywej i użyj go do prowadzenia przewodu do przejścia pierścienia trójkątnego w kierunku wierzchołka prawej komory. Upewnij się, że czubek smyczy nie jest podparty przez stylet, aby omot pozostał elastyczny i bez urazów przy dotyku tkanki. Następnie przetestuj parametry tempa.Sygnał i impedancja wykrywana przez komory muszą być stabilne, a próg tempa powinien być niski. Nie powinno być fascykulacji sąsiednich mięśni. Zabezpiecz pozycję ołowiu, przyszywając ją na ochronną gumową rękawę do tkanki włóknistej pod spodem.Zdejmij gumowe wiązki i zabezpiecz lumen naczynia wokół ołowiu i dystalnie, używając jedwabnych wiązań. Podłącz rozrusznik do przewodu stymulacyjnego i zabezpiecz złącze IS-1 za pomocą. Zakop rozrusznik i dodatkową długość smyczy do przygotowanej kieszeni podskórnej.Przepłucz kieszeń povidonem jodem. Zszyj ranę skórną nitem monofilamentowym. Ustaw pożądany program tempa i wykonaj ostateczną kontrolę parametrów tempa.Po wykonaniu procedury pooperacyjnej przesłuchaj rozrusznik serca i ustaw tryb zapasowego stymulacji, wybierając minimalną bazową częstotliwość w menu Parametrów. Rejestruj impedancję przewodu w trybie ciągłym, rozpoczynając zbieranie danych w menu diagnostyki programatora rozrusznika. W programatorze rozruszników wybierz Menu Test, a w zakładce Czujnik zapisz potencjał mięśnia sercowego, mierząc amplitudę zmysłu komory.Mierz zarówno potencjały mięśnia sercowego unipolarnego, jak i dwubiegunowego. Użyj funkcji badania nieinwazyjnego stymulacji do pomiaru progu stymulacji. Oceń próg tempa dla różnych okresów trwania bodźców i wyraź go w woltach.Do określenia utraty utraty wychwytu przed wynikiem stymulacji przed osiągnięciem stymulacji wykorzystaj elektrogramy wewnątrzsercowe lub EKG powierzchniowe. Powtarzaj to regularnie podczas cotygodniowych przesłuchań. W badaniach uwzględniono łącznie sześć zwierząt, z pomyślnym wszczepieniem systemu stymulacji z końcówką przewodu do stymulacji umieszczoną w prawym wierzchołku komory.W momencie implantacji średni wykrywany potencjał mięśnia sercowego wynosił 5,6 wolta. Impedancja przewodu wynosiła 675 omów, a zmierzony próg tempa 0,8 V przy czasie trwania bodźca ustawionym na 0,4 milisekundy. Po obserwacji w ciągu trzech miesięcy z przerywanym stymulacją, średni wykrywany potencjał mięśnia sercowego wynosił odpowiednio około 7,4 miliwolta i 6,3 miliwolta.Średnia zmierzona impedancja ołowiu wynosiła odpowiednio około 869 omów i 725 omów. Chociaż próg stymulacji zmienił się odpowiednio na 1,2 i 1,4 wolta/Wszystkie zmiany parametrów nie były statystycznie istotne w tym okresie, a parametry dwubiegunowe i unipolarne podążały za podobnymi trendami. Nie zaobserwowano istotnych zmian w białych krwinkach, hemoglobinie i płytkach krwi w pierwszym tygodniu po zabiegu.Pod mikroskopową oceną powierzchnia silikonu ołowiowego do stymulacji została pokryta tkanką włóknistą, ale nie znaleziono żadnych komórek. Po szkoleniu operacja może zostać wykonana w 30 minut. Podczas zabiegu konieczne jest delikatne obchodzenie się z tkankami, a podczas manipulacji elektrownikiem należy zachować fluoroskopowe prowadzenie, aby uniknąć urazu.Procedura ta zapewnia dobre zrozumienie wszczepienia systemu stymulacji. Opracowany model służy następnie optymalnie do badania przewlekłego rytmu serca oraz badania wynikającej z tego kardiomiopatii.

translational-rabbit-model-of-chronic-cardiac-pacing

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Niniejszy artykuł opisuje podstawowe procedury przeprowadzania eksperymentów mapowania optycznego w sercu królika perfundowanym metodą Langendorffa z wykorzystaniem panoramicznego systemu obrazowania oraz podwójnej modalności obrazowania (napięciowego i wapniowego).

Multiparametryczne mapowanie optyczne serca królika perfundowanego metodą Langendorffa

Przedstawiono ustanowienie modelu przewlekłej asynchronicznej niewydolności serca (HF) poprzez szybką stymulację połączoną z ablacją lewej gałęzi pęczka Hisa. Dwuwymiarowe obrazowanie ze śledzeniem plamek i całka w czasie prędkości aorty są stosowane do walidacji tego stabilnego modelu HF z asynchronicznością lewej komory i korzyściami płynącymi z terapii resynchronizującej serce.

Korzyści z terapii resynchronizującej serce w asynchronicznym modelu niewydolności serca wywołanej ablacją lewej gałęzi pęczka Hisa i szybką stymulacją

Tutaj prezentujemy protokół do wywołania kardiomiopatii wywołanej tachykardią u świń. Model ten stanowi skuteczny sposób badania hemodynamiki postępującej przewlekłej niewydolności serca i skutków zastosowanego leczenia.

Kardiomiopatia wywołana tachykardią jako model przewlekłej niewydolności serca u świń

Tutaj opisujemy, krok po kroku, szczegółowy protokół wykonywania echokardiografii w modelu królika. Pokazujemy, jak prawidłowo uzyskać różne widoki echokardiograficzne i płaszczyzny obrazowania, a także różne tryby obrazowania dostępne w systemie echokardiografii klinicznej rutynowo stosowanym u pacjentów i pacjentów weterynaryjnych.

Badanie echokardiograficzne przezklatkowe w modelu królika

Przedstawiamy protokół oceny elektromechanicznych efektów aktywacji GtACR1 w kardiomiocytach królików. Dostarczamy szczegółowych informacji na temat izolacji komórek, hodowli i transdukcji adenowirusa oraz na temat eksperymentów funkcjonalnych z użyciem technik patch-clamp i włókna węglowego.

Elektromechaniczna ocena optogenetycznie modulowanej aktywności kardiomiocytów

Opisujemy sterylny model zapalenia osierdzia u świnek miniaturowych w celu zbadania miopatii przedsionków i migotania przedsionków (AF). Przedstawiamy techniki chirurgiczne i anestezjologiczne, strategie dostępu naczyniowego oraz protokół badania indukowalności migotania przedsionków.

Sterylne zapalenie osierdzia u świnek Aachener jako model miopatii przedsionkowej i migotania przedsionków

Obecny protokół opisuje krok po kroku procedurę tworzenia modelu miniświni niewydolności serca z zachowaną frakcją wyrzutową przy użyciu zstępującego zwężenia aorty. Przedstawiono również metody oceny morfologii, histologii i funkcji tego modelu choroby serca.

Chirurgiczny model niewydolności serca z zachowaną frakcją wyrzutową u tybetańskich świnek miniaturowych

Niniejsza praca opisuje eksperymentalny protokół stymulacji przezprzełykowego rozsadzania przedsionków w celu efektywnej indukcji migotania przedsionków (AF) u szczurów. Protokół może być stosowany u szczurów ze zdrowym lub przebudowanym sercem, umożliwiając badanie patofizjologii migotania przedsionków, identyfikację nowych celów terapeutycznych i ocenę nowych strategii terapeutycznych.

Stymulacja przezprzełykowego pęknięcia przedsionków w indukcji migotania przedsionków u szczurów

Obecny protokół opisuje metody ekspresji transgenu w sercach szczurów i myszy poprzez bezpośrednie wstrzyknięcie wirusa do mięśnia sercowego pod kierunkiem echokardiografii. Wyjaśniono również metody oceny podatności serca na komorowe zaburzenia rytmu serca poprzez programowaną stymulację elektryczną izolowanych serc z perfuzją Langendorffa.

Ekspresja transgenu wirusa w sercach gryzoni i ocena ryzyka arytmii serca

Niniejszy protokół opisuje optymalizację parametrów eksperymentalnych przy użyciu stymulacji przezprzełykowej do oceny podatności na migotanie przedsionków u myszy.

Optymalizacja stymulacji przezprzełykowej w celu oceny podatności na migotanie przedsionków u myszy

Obecne badanie demonstruje wysoce powtarzalny model zwierzęcy ostrego regionalnego niedokrwienia mięśnia sercowego i uszkodzenia reperfuzyjnego u królików przy użyciu mini-torakotomii lewej dla przypadków przeżycia lub sternotomii linii środkowej dla przypadków nieprzeżytych.

Model uszkodzenia niedokrwiennego i reperfuzyjnego u królików

Poznaj minimalnie inwazyjny model stymulacji serca u królika do badań przewlekłego rozruszania. Ta metoda umożliwia badanie kardiomiopatii wywołanej stymulacją oraz rozwój nowych terapii.

Translacyjny model królika przewlekłego stymulowania serca

Przeglądaj więcej filmów