Name: Opracowanie modelu gojenia zębodołu po ekstrakcji zębów trzonowych żuchwy u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-01-13T13:40:00.000+00:00
Duration: 4 min 19 s
Description: Poznaj metodę ekstrakcji pierwszego trzonowca żuchwy u myszy, tworzącą model gojenia zębodołu. Technika ta pozwala badać mechanizmy regeneracji kości szczękowej i różnicowania osteoblastów poprzez ekspresję Sp7.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca jest wspierana przez National Natural Science Foundation of China 81825005 (L.Y.), 82201045 (F.Y.) i 82100982 (F.L.), oraz przez Program Nauki i Technologii Prowincji Sichuan 2021JDRC0144 (F.L.), 2022JDRC0130 (F.Y.).

Wszystkie procedury na zwierzętach w tym badaniu zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komitet Etyczny Szkoły Stomatologii Zachodniochińskiej, Uniwersytetu Sichuan (WCHSIRB-D-2017-041). Do niniejszego badania wykorzystano dorosłe myszy C57BL/6, pozyskane ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów).
1. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Przygotowanie instrumentu
	<ol>
		<li>Przygotuj różne igły lub jednorazowe strzykawki (26G, 25G, 23G; patrz Tabela Materiałów) do użycia jako windy. Odchyl igły o około 20°-40°, jak pokazano na rysunku <silna klasa="xfig">Rysunek 1.</li>
		<li>Przygotuj ząbkowaną pęsetę okulistyczną jako kleszcze. Upewnij się, że pasuje do rozmiaru zębów trzonowych myszy i może mocno chwycić zęby trzonowe. Idealny rozmiar pęsety jest pokazany w <silna klasa="xfig">Rysunek 1A, B3.</li>
		<li>Zaopatrz się w gumkę (którą można oderwać od medycznej rękawicy lateksowej), która będzie używana jako otwieracz do ust, tablicę piankową lub tablicę korkową jako platformę chirurgiczną, latarkę czołową do oświetlania obszaru operacyjnego oraz poduszkę grzewczą do ożywienia pooperacyjnego. Rozerwij suchy wacik na małe kawałki i przyłóż go do pola operacyjnego, jeśli podczas zabiegu wystąpi krwawienie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie znieczulenia
	<ol>
		<li>Mysz może być znieczulona za pomocą dowolnego odpowiedniego protokołu znieczulającego, który osiąga znieczulenie ogólne potwierdzone metodą "szczypania palców u stóp". Po znieczuleniu nałóż maść weterynaryjną na oczy myszy. 
		UWAGA: Preferowanym protokołem znieczulenia ogólnego może być: indukcja i leczenie podtrzymujące ksylazyną (10 mg/kg) i ketaminą (100 mg/kg) dootrzewnowo (IP); 
		W tym badaniu izofluran i 1% pentobarbital sodu (50 mg/kg, IP) stosowano do indukcji znieczulenia i leczenia podtrzymującego w dodatkowych dawkach w razie potrzeby.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie do dezynfekcji i sterylizacji
	<ol>
		<li>Zdezynfekuj platformę operacyjną i górną część boiska na świeżym powietrzu za pomocą opryskiwacza na etanol o stężeniu 75%. Przed każdym zabiegiem na myszach zaleca się użycie nowego zestawu jednorazowych igieł. 
		UWAGA: Pęseta zębata jest wielokrotnego użytku i może być sterylizowana dowolną preferowaną metodą, taką jak sterylizacja parowa.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Proces chirurgiczny
<ol>
	<li>Fiksacja myszy i jej żuchwy
	<ol>
		<li>Przywiąż mysz do platformy chirurgicznej w pozycji leżącej na plecach za pomocą taśmy klejącej. Przypnij dwie igły 26 G w linii z płaszczyzną ucha oczodołu, a kolejne dwie igły 26 G swobodnie poniżej żuchwy.</li>
		<li>Nałóż gumkę na igły i skrzyżuj siekacze, aby utrzymać otwarte usta. Lekko wyciągnij język i zamocuj go pod gumką po przeciwnej stronie chirurgicznej, aby nie zasłaniał pola widzenia (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Eliminacja oporu dystalnego
	<ol>
		<li>Przytrzymaj ząb trzonowy pęsetą mezjalnie, wbij igłę 23 G w kość wyrostka zębodołowego dystalnego korzenia i wykonaj interwał. 
		UWAGA: Ten krok należy wykonać z dużą ostrożnością, ponieważ igła, która jest osadzona zbyt głęboko, prawdopodobnie złamie korzeń.</li>
		<li>Następnie zmień na 25 G neede, aby kontynuować rozszerzanie interwału i delikatnie przesuwać się w kierunku obszaru okołowierzchołkowego, powoli obracając igłę do przodu i językowo (z anatomiczną pozycją myszy), aby wycisnąć korzeń z dołu wyrostka zębodołowego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Eliminacja oporu mezjalnego
	<ol>
		<li>Gdy jest wystarczająco dużo miejsca, użyj igły 23 G, aby włożyć ją do widełek korzeniowych i podnieść ząb trzonowy okluzyjnie. Po mocnym przytrzymaniu zęba trzonowego, weź kolejną igłę 23 G i wepchnij ją w błonę przyzębia językowego, aby utworzyć interwał.</li>
		<li>Następnie zastąp igłą 25 G i powoli obracaj do przodu i policzkowo. Jeśli jakieś ukryte przeszkody utrudniają zwichnięcie zęba trzonowego, użyj igły 26 G, aby przebić wierzchołek korzenia i powtórzyć operacje.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ekstrakcja końcowa
	<ol>
		<li>Usuń ząb i podczas ekstrakcji upewnij się, że korona wznosi się wysoko ponad płaszczyznę zgryzu i że wyraźnie widać dwa nienaruszone korzenie. 
		UWAGA: Zwichnięcie (zwichnięcie) zęba jest uważane za najbardziej bolesny i niepokojący moment zabiegu. Przed zwichnięciem zęba należy ponownie ocenić głębokość znieczulenia za pomocą testu szczypania palca u nogi, a w związku z tym w razie potrzeby podać umiarkowaną dawkę środka znieczulającego. </li>
	</ol>
	</li>
	<li>Opieka pooperacyjna
	<ol>
		<li>Po usunięciu zęba nałóż suchą bawełnę, aby zatrzymać krwawienie, zmień położenie języka, podawaj karprofen (5 mg/kg) podskórnie i umieść mysz na poduszce grzewczej o stałej temperaturze do czasu wyzdrowienia ze znieczulenia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Obrazowanie żuchwy myszy i gniazda ekstrakcyjnego
<ol>
	<li>Przygotowanie próbek
	<ol>
		<li>Poddaj mysz eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy. Użyj nożyczek okulistycznych, aby przeciąć mięśnie szkieletu przyczepione do żuchwy i łuku jarzmowego. Przeciąć od gardła wzdłuż dolnej krawędzi żuchwy do wstępującej gałęzi, a następnie do tylnej strony kłykcia, a następnie pociągnąć żuchwę w dół i przeciąć wzdłuż dolnej linii środkowej siekaczy. W ten sposób zbierane są dwie oddzielne żuchwy.</li>
		<li>Wykonaj utrwalanie, demineralizację i odwadnianie zgodnie ze standardową procedurą17. Podczas osadzania17 upewnij się, że płaszczyzna okluzyjna jest równoległa do krawędzi kasety (patrz Tabela materiałów). Zamocuj żuchwę na spodzie kasety, z jej dolną krawędzią napiętą (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). 
		UWAGA: Ten protokół oferuje płaszczyznę strzałkową obszaru żuchwy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Utrwalanie próbki na mikrotomie
	<ol>
		<li>Wyreguluj zacisk próbki w mikrotomie, aby wystawać kłykieć i stronę korony o 5°-20° więcej, aby uzyskać zintegrowany obraz miazgi koronowej współcześniejącej z miazgą korzeniową (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie sekcji 
	UWAGA: Kłykieć jest zawsze pierwszą strukturą anatomiczną, która ma zostać przecięta. Kiedy zniknie, obszar trzonowca można następnie pokroić na kilka plasterków.
	<ol>
		<li>Przesuń zakres mikrotomów na 5 μm, zbierz co osiem plasterków i poszukaj zębiny w ostatnim plasterku. Jeśli zębina koronowa pojawia się po raz pierwszy bez zębiny wierzchołkowej korzenia, wyreguluj zacisk próbki tak, aby obszar korzenia wystawał i odwrotnie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zbieranie sekcji 
	UWAGA: Kąt cięcia jest odpowiedni, dopóki zębina nie zostanie równomiernie osiągnięta zarówno w koronie, jak i w obszarze wierzchołkowym.
	<ol>
		<li>Ciąć w tym kierunku i obserwować plastry pod mikroskopem, aż miazga zębowa pojawi się zarówno w koronie, jak i korzeniach. Zbierz skrawki, gdy na powierzchni próbki parafiny pojawi się niewyraźny kontur zębów trzonowych17.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Mamoun, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dry+socket+etiology%2C+diagnosis%2C+and+clinical+treatment+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Korean+Association+of+Oral+and+Maxillofacial+Surgeons%22%5BJournal%5D)">Dry socket etiology, diagnosis, and clinical treatment techniques.</a> Journal of the Korean Association of Oral and Maxillofacial Surgeons. 44 (2), 52-58 (2018).</li>
<li>Laraki, M., Chbicheb, S., El Wady, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alveolitis%3A+review+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Odonto-Stomatologie+Tropicale+%3D+Tropical+Dental+Journal%22%5BJournal%5D)">Alveolitis: review of the literature.</a> Odonto-Stomatologie Tropicale = Tropical Dental Journal. 35 (139), 19-25 (2012).</li>
<li>Soundia, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteonecrosis+of+the+jaws+%28ONJ%29+in+mice+after+extraction+of+teeth+with+periradicular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Osteonecrosis of the jaws (ONJ) in mice after extraction of teeth with periradicular disease.</a> Bone. 90, 133-141 (2016).</li>
<li>Araújo, M. G., Silva, C. O., Misawa, M., Sukekava, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alveolar+socket+healing%3A+what+can+we+learn%5BTitle%5D)+AND+%22Periodontology+2000%22%5BJournal%5D)">Alveolar socket healing: what can we learn.</a> Periodontology 2000. 68 (1), 122-134 (2015).</li>
<li>Hojo, H., Ohba, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sp7+Action+in+the+skeleton%3A+its+mode+of+action%2C+functions%2C+and+relevance+to+skeletal+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Sp7 Action in the skeleton: its mode of action, functions, and relevance to skeletal diseases.</a> International Journal of Molecular Sciences. 23 (10), 5647(2022).</li>
<li>Zhou, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+functions+of+Osterix+are+required+for+bone+growth+and+homeostasis+in+postnatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Multiple functions of Osterix are required for bone growth and homeostasis in postnatal mice.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 107 (29), 12919-12924 (2010).</li>
<li>Ito, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathological+differences+in+the+bone+healing+processes+between+tooth+extraction+socket+and+femoral+fracture%5BTitle%5D)+AND+%22Bone+Reports%22%5BJournal%5D)">Pathological differences in the bone healing processes between tooth extraction socket and femoral fracture.</a> Bone Reports. 16, 101522(2022).</li>
<li>Vasak, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+bone+apposition+to+hydrophilic+and+hydrophobic+titanium+implant+surfaces%3A+a+histologic+and+histomorphometric+study+in+minipigs%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Oral+Implants+Research%22%5BJournal%5D)">Early bone apposition to hydrophilic and hydrophobic titanium implant surfaces: a histologic and histomorphometric study in minipigs.</a> Clinical Oral Implants Research. 25 (12), 1378-1385 (2014).</li>
<li>Araújo, M. G., Lindhe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dimensional+ridge+alterations+following+tooth+extraction.+An+experimental+study+in+the+dog%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Periodontology%22%5BJournal%5D)">Dimensional ridge alterations following tooth extraction. An experimental study in the dog.</a> Journal of Clinical Periodontology. 32 (2), 212-218 (2005).</li>
<li>Kim, I. -S., Ki, H. -C., Lee, W., Kim, H., Park, J. -B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+systemically+administered+bisphosphonates+on+bony+healing+after+tooth+extraction+and+osseointegration+of+dental+implants+in+the+rabbit+maxilla%5BTitle%5D)+AND+%22The+International+Journal+of+Oral+%26+Maxillofacial+Implants%22%5BJournal%5D)">The effect of systemically administered bisphosphonates on bony healing after tooth extraction and osseointegration of dental implants in the rabbit maxilla.</a> The International Journal of Oral & Maxillofacial Implants. 28 (5), 1194-1200 (2013).</li>
<li>Kanyama, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Connective+tissue+growth+factor+expressed+in+rat+alveolar+bone+regeneration+sites+after+tooth+extraction%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Oral+Biology%22%5BJournal%5D)">Connective tissue growth factor expressed in rat alveolar bone regeneration sites after tooth extraction.</a> Archives of Oral Biology. 48 (10), 723-730 (2003).</li>
<li>Zhou, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+IFT140+in+early+bone+healing+of+tooth+extraction+sockets%5BTitle%5D)+AND+%22Oral+Diseases%22%5BJournal%5D)">The role of IFT140 in early bone healing of tooth extraction sockets.</a> Oral Diseases. 28 (4), 1188-1197 (2022).</li>
<li>Apaza Alccayhuaman, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FasL+is+required+for+osseous+healing+in+extraction+sockets+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">FasL is required for osseous healing in extraction sockets in mice.</a> Frontiers in Immunology. 12, 678873(2021).</li>
<li>Avivi-Arber, L., Avivi, D., Perez, M., Arber, N., Shapira, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+bone+healing+at+tooth+extraction+sites+in+CD24-deficient+mice%3A+A+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Impaired bone healing at tooth extraction sites in CD24-deficient mice: A pilot study.</a> PLoS One. 13 (2), 0191665(2018).</li>
<li>Vieira, A. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intramembranous+bone+healing+process+subsequent+to+tooth+extraction+in+mice%3A+micro-computed+tomography%2C+histomorphometric+and+molecular+characterization%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Intramembranous bone healing process subsequent to tooth extraction in mice: micro-computed tomography, histomorphometric and molecular characterization.</a> PLoS One. 10 (5), 0128021(2015).</li>
<li>Min, K. -K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+resveratrol+on+bone-healing+capacity+in+the+mouse+tooth+extraction+socket%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Periodontal+Research%22%5BJournal%5D)">Effects of resveratrol on bone-healing capacity in the mouse tooth extraction socket.</a> Journal of Periodontal Research. 55 (2), 247-257 (2020).</li>
<li>Yu, F., Li, F., Zheng, L., Ye, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epigenetic+controls+of+Sonic+hedgehog+guarantee+fidelity+of+epithelial+adult+stem+cells+trajectory+in+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Advances%22%5BJournal%5D)">Epigenetic controls of Sonic hedgehog guarantee fidelity of epithelial adult stem cells trajectory in regeneration.</a> Science Advances. 8 (29), (2022).</li>
<li>Kuroshima, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+noncultured+stromal+vascular+fraction+cells+of+adipose+tissue+ameliorates+osteonecrosis+of+the+jaw-like+lesions+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+bone+and+Mineral+Research%22%5BJournal%5D)">Transplantation of noncultured stromal vascular fraction cells of adipose tissue ameliorates osteonecrosis of the jaw-like lesions in mice.</a> Journal of bone and Mineral Research. 33 (1), 154-166 (2018).</li>
<li>Ahel, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Forces+that+fracture+teeth+during+extraction+with+mandibular+premolar+and+maxillary+incisor+forceps%5BTitle%5D)+AND+%22The+British+Journal+of+Oral+%26+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">Forces that fracture teeth during extraction with mandibular premolar and maxillary incisor forceps.</a> The British Journal of Oral & Maxillofacial Surgery. 53 (10), 982-987 (2015).</li>
</ol>

Wszystkie oryginalne dane i obrazy są zawarte w tym artykule. Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Model gojenia zębodołu jest ważną metodą odkrywania mechanizmów leżących u podstaw gojenia i regeneracji kości, ostatecznie rozwiązując problemy kliniczne. Dotychczasowe badania wykazały możliwość modelu ekstrakcji siekaczy i modelu ekstrakcji zębów trzonowych szczęki, podczas gdy w badaniach nie wykorzystano modelu pierwszego trzonowca żuchwy 13,17,18. Jednak siekacze mają kluczowe znaczenie dla życia gryzoni, a ich upośledzeni...

Gojenie się zębodołu po ekstrakcji zęba jest częstym scenariuszem klinicznym, który może prowadzić do niepotrzebnych powikłań, takich jak krwotok z zębodołu, suchy zębodoł, a nawet zapalenie kości i szpiku szczęki w przypadku niepożądanego gojenia1,2,3. Te choroby współistniejące mogą pogorszyć jakość życia pacjentów, a co gorsza, stanowić poważne wyzwanie dla rehabilitacji protetycznej z powodu masywnego zaniku masy kostnej4. Chociaż etapy gojenia zębodołu zostały wyjaśnione, są one niewystarczające do kierowania opieką kliniczną po operacji ekstrakcji zęba w przypadku napotkania różnych wyzwań związanych z rokowaniem4.
Przeprowadzono wiele badań opartych na modelach zwierzęcych, aby lepiej zrozumieć mechanizmy leżące u podstaw procesu gojenia się zębodołu i zapobiec powyższym sytuacjom. Sp7 jest głównym regulatorem różnicowania osteoblastów, odgrywając istotną rolę w rozwoju szkieletu, hemostazie kości i regeneracji kości5,6. Racjonalne modele gojenia zębodołów mogą wykazać nadmiarowość Sp7 po urazach w regeneracji kości. Ponadto, w odróżnieniu od gojenia złamań kości długich, tylko jeden proces osteogenny, kostnienie śródbłoniaste, obejmuje proces gojenia się gniazda ekstrakcyjnego7. To sprawia, że model ekstrakcji zębów zwierzęcych jest optymalny do badania terapii opartych na implantach, ponieważ osteointegracja implantu podlega tej samej regule osteogennej8.
Przez dziesięciolecia model ekstrakcji zębów był wykonywany u szczurów, królików i psów, ponieważ te gatunki mają duże zęby, które są wygodne w obsłudze9,10,11. Jednak biorąc pod uwagę rosnące zapotrzebowanie na modyfikacje genetyczne i jako bardziej adaptacyjne tło genetyczne dla ludzi, myszy są coraz częściej wykorzystywane do stworzenia modelu ekstrakcji zębów. Odtąd naukowcy mogli odkryć rolę określonej populacji komórek w procesie gojenia się zębodołu, używając myszy ze zmodyfikowanym genomem, zamiast obserwować tylko fenotypy12. Wśród modeli zębodołu do ekstrakcji zębów mysich wcześniejsze badania wykazały proces powstawania i gojenia zębów do ekstrakcji mysich zębów szczękowych i siekaczy13,14,15,16. Jednak wzorzec gojenia wynikający z rokowania oraz detektywistyczne i obserwacyjne punkty czasowe mogą się różnić w zależności od protokołu. Odwołuje się to do uniwersalnego kryterium, według którego uczeni mogą ustalić model gojenia zębodołu.
To badanie miało na celu stworzenie praktycznego modelu leczenia mysich zębodołów dla powyższych problemów. Zęby trzonowe żuchwy u myszy mają charakterystyczne cechy morfologiczne w porównaniu z zębami trzonowymi i siekaczami szczęki, co ma wyjątkowe zalety i wady. Ponieważ modele skupiające się na mysiej żuchwie są obecnie oparte na próżni, protokół ten próbował zapewnić znakomitą metodę ekstrakcji pierwszego zęba trzonowego żuchwy u myszy. Mamy nadzieję, że ten protokół dostarczy badaczom nowych pomysłów, które pozwolą odkryć mechanizmy leżące u podstaw gojenia się zębodołów i wskażą opiekę kliniczną.

<table><tbody><tr><td>23/25/26 G igła</td><td>Chengdu Xinjin Shifeng Aparatura medyczna i Instrumenty Co., Sp. z o.o.</td><td>SB1-074(IV)</td><td></td></tr><tr><td>C57/B6J&nbsp;</td><td>Gempharmatech Experimental Animals Company, Chengdu, Chiny</td> Roztwór do barwienia <td>C57/B6J</td><td></td></tr><tr><td>DAPI&nbsp;</td><td>Beyotime&nbsp;</td><td>Cat#C1005</td><td></td></tr><tr><td>Kasety do zatapiania</td><td>CITOTEST Scientific</td><td>80106-1100-16</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do barwienia hematoksyliny i eozyny</td><td>Biosharp</td><td>BL700B</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>RWD Life Science Co., Ltd</td><td>R510-22-10</td><td></td></tr><tr><td>Masson' s Zestaw bejc trichromowych</td><td>Solarbio</td><td>G1340</td><td></td></tr><tr><td>Microtome&nbsp;</td><td>Leica</td><td>RM2235</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital Sodium</td><td>Huaxia Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>2018042001</td><td></td></tr><tr><td>Królik poliklonalny&nbsp;</td><td>anty-Sp7&nbsp;</td><td>Abcam Cat# ab22552</td><td></td></tr><tr><td>Pęseta</td><td>Chengdu Xinjin Shifeng Aparatura medyczna i Instrumenty Co., Sp. z o.o.</td><td>Zobacz materiał SB2-115</td><td></td></tr></tbody></table>

opracowanie modelu gojenia zębodołu po ekstrakcji zębów trzonowych żuchwy u myszy

The Establishment of a Murine Mandibular Molar Extraction Socket Healing Model

To badanie wprowadza rozwój modelu ekstrakcji zębów trzonowych w żuchwie, aby zapewnić praktyczny model do badania regeneracji kości wyrostka zębodołowego i kostnienia wewnątrzbłoniastego. Myszy C57 / J6 użyto do ekstrakcji pierwszego zęba trzonowego żuchwy w celu ustalenia tego modelu. Zostały one poddane eutanazji, a obustronne żuchwy pobrane odpowiednio po 1 tygodniu i 4 tygodniach od operacji. Następnie przeprowadzono seryjne stereoskopowe pobranie, ocenę histologiczną i barwienie immunofluorescencyjne, aby wykazać udaną operację. Bezpośrednio po zabiegu na obrazach stereoskopowych uwidocznił się pusty zębodół ekstrakcyjny. Hematoksylina i eozyna (H&E) po 1 tygodniu i barwienie Massonem po 4 tygodniach po operacji wykazały, że obszar pierwotnego korzenia był odpowiednio częściowo i całkowicie wypełniony beleczkami kostnymi. Barwienie immunofluorescencyjne wykazało, że w porównaniu ze stroną homeostazy, ekspresja Sp7 wzrosła po 1 tygodniu od operacji, co sugeruje energiczną osteogenezę w dole wyrostka zębodołowego. Wszystkie te wyniki wykazały praktyczny model gojenia zębodołu po ekstrakcji zęba mysiego. Nadchodzące badania ujawniające mechanizmy gojenia się ubytków kości szczęki lub zębodołów mogą przyjąć tę metodę.

Aby wyjaśnić praktyczne zastosowanie tej metody, pobrano pierwszy ząb trzonowy prawej żuchwy dwóch zdrowych myszy C57BL/6 (3 miesiące, obie samice) i obserwowano je odpowiednio przez 1 tydzień i 4 tygodnie. Nieuszkodzone lewe żuchwy były używane jako zdrowa kontrola. <silna klasa="xfig">Rysunek 1A pokazuje specyficzne cechy aparatu chirurgicznego, w tym igły 26-23 G i zębatą pęsetę okulistyczną. Igła 26 G jest punktowo wyjmowana i wyginana. Igła 25 G jest wygięta pod kątem około 25° w punkcie. Igły 23 G są podstawą opera...

Ten protokół krok po kroku pokazuje, jak wydobyć pierwszy ząb trzonowy żuchwy u myszy. Stanowi alternatywną metodę dla badaczy zajmujących się gojeniem i regeneracją kości szczęki.

Opracowanie modelu gojenia zębodołu po ekstrakcji zębów trzonowych żuchwy u myszy

This study introduces the development of a molar extraction model in the murine mandible to provide a practicable model for studying alveolar bone ...

Protokół ten zapewnia mysi model ekstrakcji zębów trzonowych żuchwy, który jest rzadko wprowadzany w dostępnych badaniach nad regeneracją kości. Opracowanie modelu ekstrakcji zębów trzonowych żuchwy jest konieczne, ponieważ żuchwa jest bardziej porównywalna i spójna między różnymi grupami interwencyjnymi. Implikacje tej techniki nie rozciągają się na terapię żadnej choroby.Może jednak pomóc w leczeniu klinicznym i regeneracji kości szczęki w dłuższej perspektywie, pomagając w przeglądzie mechanizmów leżących u podstaw tego procesu. Technika ta została opracowana, aby wspomóc badania, ujawniając mechanizmy dostępnego leczenia i regeneracji. Niestety, tej metody nie można zastosować w innych systemach.Rozpocznij eliminowanie dystalnego oporu znieczulonej myszy, przytrzymując ząb trzonowy pęsetą przyśrodkowo. Następnie wbij igłę o rozmiarze 23 w kość wyrostka zębodołowego dystalnego korzenia i wykonaj interwał. Następnie zmień na igłę o rozmiarze 25, aby kontynuować rozszerzanie interwału.Delikatnie przesuwaj się w kierunku obszaru okołowierzchołkowego, powoli obracając igłę do przodu i leniwie, aby wypchnąć korzeń z dołu wyrostka zębodołowego. Aby wyeliminować opór mezjalny należy włożyć igłę o rozmiarze 23 do widełek korzeniowych i podnieść ząb trzonowy okluzyjnie. Po mocnym przytrzymaniu zęba trzonowego weź kolejną igłę o rozmiarze 23 i wepchnij ją w błonę przyzębia językowego, aby utworzyć interwał.Następnie użyj igły o rozmiarze 25 i powoli obracaj do przodu i policzkowo. Jeśli jakieś ukryte przeszkody utrudniają zwichnięcie zęba trzonowego, użyj igły o rozmiarze 26, aby wbić się w wierzchołek korzenia i powtórzyć operacje. Podczas końcowej ekstrakcji należy usunąć ząb, upewniając się, że korona wznosi się ponad płaszczyznę zgryzu i że wyraźnie widać dwa nienaruszone korzenie.Po pomyślnym usunięciu pierwszego zęba trzonowego żuchwy nałóż suchą bawełnę, aby zatrzymać krwawienie, zmień położenie języka, podaj środek przeciwbólowy i umieść mysz na poduszce grzewczej o stałej temperaturze, aż wyzdrowieje ze znieczulenia. Zębodół natychmiast wypełniony skrzepem po ekstrakcji. Proces gojenia zębodołu obserwowano przez tydzień.Uformowały się gąbczaste kości beleczkowe, ale skrzep pozostał. W procesie gojenia panewka po dwóch tygodniach wypełniała się kośćmi gąbczastymi, co wskazywało na zakończenie regeneracji. Główny regulator różnicowania osteoblastów, Sp7 był szeroko wyrażany w komórkach szpiku kostnego na marginesie, który jest frontem tworzącym kość.W stanie homeostazy kości beleczkowe były spójne i zlewały się z blokami komórek szpiku kostnego rozsianymi jak wyspy. Po tygodniu od operacji liczne komórki wykazujące ekspresję Sp7 wypełniły zębodół ekstrakcyjny nowo utworzoną kością beleczkową rozsianą dookoła. Po czterech tygodniach od operacji stan odwrócił się i przekształcił się w dużą część kości beleczkowej.Aktywność komórek wykazujących ekspresję Sp7 spadła do poziomu zbliżonego do stanu homeostazy. Można go również wykonać, aby zademonstrować proces regeneracji noworodka. Technika ta może pomóc naukowcom w rozwikłaniu mechanizmów leżących u podstaw dostępnego procesu leczenia i regeneracji poprzez dostarczenie nowego modelu mysiego.

the-establishment-murine-mandibular-molar-extraction-socket-healing

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Tutaj prezentujemy protokół chirurgiczny u królików, którego celem jest ocena materiałów zastępczych kości pod kątem zdolności do regeneracji kości. Za pomocą cylindrów PEEK przymocowanych do czaszek królików, osteokondukcja, osteoindukcja, osteogeneza i waskulogeneza wywołane przez materiały mogą być oceniane zarówno na żywych, jak i uśpionych zwierzętach.

Kalwaryjny model augmentacji kości u królika do oceny wzrostu kości i neowaskularyzacji w materiałach kościozastępczych

Ten artykuł przedstawia krok po kroku procedurę tworzenia modelu myszy z przetoką ustno-nosową. Przetoka ustno-nosowa została utworzona przez zastosowanie podgrzanej kauteryzacji okulistycznej w celu uszkodzenia środkowej części podniebienia twardego, co spowodowało powstanie otworu między jamą ustną a nosową.

Opracowanie modelu myszy z przetoką ustno-nosową

Ten artykuł przedstawia uproszczony protokół tworzenia modelu zapalenia miazgi u myszy za pomocą innowacyjnego knebla ustnego, po którym następuje analiza histologiczna.

Opracowanie modelu ekspozycji miazgi mysiej z nowatorskim kneblem do badań nad zapaleniem miazgi

Tutaj demonstrujemy krok po kroku łatwy do opanowania, ortodontyczny protokół ruchu zębów operowany na mysim modelu szczęki. Dzięki wyraźnemu wyjaśnieniu każdego kroku i wizualnej demonstracji, naukowcy mogą opanować ten model i zastosować go do swoich potrzeb eksperymentalnych za pomocą kilku modyfikacji.

Opracowanie mysiego modelu ortodontycznego szczęki

To jest raport na temat eksperymentalnego modelu zapalenia okołoimplantowego wywołanego ligaturą u myszy. Opisujemy wszystkie etapy chirurgiczne, od przed- i pooperacyjnego postępowania ze zwierzętami, ekstrakcji, wszczepienia implantu i zapalenia okołoimplantowego wywołanego podwiązaniem.

Eksperymentalny model peri-implantitis wywołanego ligaturą u myszy

Ten protokół przedstawia kompleksową i efektywną metodę analizy naprawy kości żuchwy. Opisujemy powtarzalną technikę nieustabilizowanego złamania żuchwy w modelu mysim, pozwalającą na analizę procesu naprawy kości śródchrzęstnej przy minimalnym uszkodzeniu tkanek i ubytku kości.

Mniej inwazyjna technika niestabilizowanego złamania żuchwy w modelach mysich

Celem niniejszej pracy było ujednolicenie bezpiecznego i powtarzalnego podejścia chirurgicznego do przeprowadzenia całkowitej poprzecznej amputacji żuchwy u Ambystoma mexicanum w celu badania regeneracji tkanki czaszkowo-twarzowej.

Projektowanie i standaryzacja modelu urazu żuchwy w celu badania regeneracji tkanek czaszkowo-twarzowych w modelu Ambystoma mexicanum

Przeszczepianie nerek u myszy jest procedurą wymagającą technicznie, która w celu odniesienia sukcesu wymaga starannej opieki i leczenia pooperacyjnego.

Procedura transplantacji nerki u myszy

W niniejszym materiale wideo zaprezentowano sposób wykorzystania szybkiego i wiarygodnego modelu do badania procesów patobiologicznych i patofizjologicznych niedokrwienia mięśnia sercowego.

Ligacja LAD: mysi model zawału mięśnia sercowego

Niniejszy protokół wideo prezentuje metodę generowania transgenicznych Xenopus laevis poprzez wprowadzanie transgenów do jąder plemników, a następnie transplantację jąder do niezapłodnionych komórek jajowych.

Produkcja transgenicznych Xenopus laevis poprzez integrację za pośrednictwem enzymów restrykcyjnych i transplantację jąder

Poznaj metodę ekstrakcji pierwszego trzonowca żuchwy u myszy, tworzącą model gojenia zębodołu. Technika ta pozwala badać mechanizmy regeneracji kości szczękowej i różnicowania osteoblastów poprzez ekspresję Sp7.

Opracowanie modelu gojenia zębodołu po ekstrakcji zębów trzonowych żuchwy u myszy

Przeglądaj więcej filmów