Name: Mysi model krzemicy utworzony przez wielokrotne wdychanie krystalicznego pyłu krzemionkowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-01-06T14:40:00.000+00:00
Duration: 10 min 45 s
Description: Poznaj metodę tworzenia myszego modelu krzemicy poprzez wielokrotne wdychanie pyłu krzemionkowego. Protokół ten pozwala na wierne odwzorowanie przebiegu choroby u ludzi bez uszkodzeń mechanicznych dróg oddechowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez University Synergy Innovation Program of Anhui Province (GXXT-2021-077) oraz Anhui University of Science and Technology Graduate Innovation Fund (2021CX2120).

Wszystkie procedury były zgodne z wytycznymi National Institutes of Health's Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (publikacja NIH nr 8023, poprawiona w 1978 roku) i zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee w Szkole Medycznej Uniwersytetu Nauki i Technologii Anhui.
1. Zarządzanie i karmienie myszy
<ol>
	<li>Przypisz 20 zdrowych samców myszy C57BL/6 do grup eksperymentalnych lub nośników w stosunku 1:1. Zaaklimatyzuj myszy do nowego środowiska przez 1 tydzień.</li>
	<li>Zapewnij stały czas świecenia przez 12 godzin dziennie. Użyj przełącznika sterowania czasowego, aby uzyskać precyzyjny czas.</li>
</ol>
2. Przygotowanie zawieszenia CSD
<ol>
	<li>Co najmniej 1 dzień przed kroplówką z nosa zmielić krzemionkę w moździerzu agatowym przez 0,5 godziny.</li>
	<li>Obserwuj rozmiar i kształt cząstek kryształu. Wykonaj reprezentatywne zdjęcia za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM).
	<ol>
		<li>Użyj taśmy przewodzącej, aby związać cząstki, aby przygotować próbkę do SEM. Użyj suszarki do włosów, aby delikatnie zdmuchnąć cząsteczki krzemu, które nie są mocno związane.</li>
		<li>Opróżnij komorę próbki, włącz wysokie ciśnienie i uchwyć obraz. 
		UWAGA: Odległość robocza (WD) między obiektywem a próbką wynosi 5,9 mm, napięcie przyspieszania wynosi 2,0 kV, a powiększenie (Mag) wynosi 100 000x, przy użyciu detektora SignalA. Cząstki są rozproszone z nieregularną krystalizacją, a około 80% ma średnicę 1-5 μm (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 1A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotować sterylną zawiesinę CSD o stężeniu 20 mg/ml. Rozcieńczyć CSD za pomocą sterylnej soli fizjologicznej i wymieszać z wytrząsarką ultradźwiękową (40 kHz, 80 W) w temperaturze pokojowej (RT) przez 30 minut.</li>
	<li>Zawiesinę CSD dokładnie wymieszać i wymieszać na mieszadle wirowym przez 10 sekund przed podaniem kroplówek do nosa.</li>
</ol>
3. Podawanie kroplówek z nosa myszom
<ol>
	<li>Szybko znieczulij mysz 2% izofluranem w dawce 3,6 ml/h w maszynie do znieczulania (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B, lewy panel). 
	UWAGA: Znieczulenie należy wykonywać w dygestorium, aby uniknąć wdychania środka znieczulającego przez technika. Upewnij się, że odpowiednia głębokość znieczulenia, obserwując zmianę z szybkiego i nieregularnego oddechu na powolny i stabilny stan u myszy.</li>
	<li>Wlej 50 μl CSD donosowo w ciągu 4-8 sekund (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1B, po prawej).
	<ol>
		<li>W przypadku kroplówki do nosa umieść głowę myszy na stawie śródręczno-paliczkowym badacza czubkiem palca wskazującego.</li>
		<li>Trzymaj mysz w pozycji leżącej, z czterema palcami lekko zgiętymi, a czubkiem kciuka delikatnie dotykaj dolnej wargi myszy, aby wyprostować drogi oddechowe. Unikaj dotykania gardła, aby wywołać odruch wymiotny.</li>
		<li>Odessać 50 μl płynu za pomocą pipety o pojemności 200 μl. Wrzuć płyn do jamy nosowej myszy w trzech do czterech podzielonych dawkach, w zależności od częstości oddechów myszy. Każde wkroplenie powinno składać się z 15 do 20 μl płynu. Kroplówki należy podawać raz na 3 dni, 5 razy w ciągu 12 dni. Potraktuj mysz kontrolną równą ilością soli fizjologicznej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Delikatnie masuj okolice serca myszy 5x-10x przez 5 s.
	<ol>
		<li>Przytrzymaj ciało myszy dłonią, kciukiem i palcem wskazującym uszczypnij skórę z tyłu szyi, a pozostałymi palcami przymocuj tylne kończyny myszy. Następnie delikatnie naciśnij obszar bicia serca myszy palcem wskazującym drugiej ręki 5-10 razy w ciągu 5 sekund.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Gdy oddech myszy się ustabilizuje, umieść ją w klatce regeneracyjnej z poduszką grzewczą i obserwuj, aż dojdzie do siebie po znieczuleniu, a następnie wróć do klatki domowej. Poświęć mysz w 31 dni.</li>
</ol>
4. Pobieranie tkanek płucnych i przygotowanie przekroju parafinowego
<ol>
	<li>Wstrzyknij dootrzewnowo 0,18 ml 10% hydratu chloralu, upewniając się, że myszy nie reagują na stymulację palców u nóg lub ogona (wykonywaną za pomocą kleszczy zębatych). Następnie przejdź do następnego kroku.</li>
	<li>Zamocuj kończyny myszy na piankowej tablicy testowej i spryskaj 75% alkoholem, aby zwilżyć sierść. Usuń większość żeber piersiowych w linii środkowej obojczyka i otwórz klatkę piersiową myszy, aby odsłonić serce i płuca.</li>
	<li>Natychmiast rozetnij prawy przedsionek za pomocą okulistycznych nożyczek chirurgicznych i powoli wstrzyknij 20 ml buforu fosforanowego (PBS) z końcówki serca w lewym tętnieniu przedsionka z największą amplitudą, aby umożliwić przepływ pełnej krwi. Następnie należy usunąć dolny płat prawego płuca i przechowywać go w temperaturze -80 °C do analizy western blot.</li>
	<li>Kontynuuj perfuzję 10 ml 4% paraformaldehydu (PFA) w tym samym miejscu po wstrzyknięciu PBS. Zebrać pozostałe płuca i zachować próbkę w 30 ml 4% PFA do analizy patologicznej.</li>
	<li>Po 72 godzinach utrwalania zanurzyć próbki w parafinie.
	<ol>
		<li>Odwodnić tkanki za pomocą stopniowanej serii rozcieńczeń etanolu (EtOH) w wodzie dejonizowanej (60%, 70%, 80%, 90%, 100%) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej. Usunąć próbkę w dwóch płukaniach ksylenu przez 1 godzinę każde.</li>
		<li>Naciekać próbki stopionym woskiem parafinowym, ogrzewając do temperatury 50 °C przez 2 godziny. Powtórzyć ten proces w innym cylindrze. Formy woskowe schłodzić chusteczkami przez 1 godzinę do stwardnienia.</li>
		<li>Po stwardnieniu wosku i osadzeniu tkanki należy użyć maszyny do cięcia parafiny, aby przeciąć tkankę na głębokość 5 μm. Dokładne etapy cięcia i montażu prowadnic zostały wcześniej opisane11. 
		UWAGA: Wystarczająca perfuzja tkanek jest wskazywana przez pojawienie się drgań mięśni i skręcania ogona w kształt litery "S" lub zgięcie po otrzymaniu 10 ml 4% PFA.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Barwienie hematoksyliną i eozyną (HE)
<ol>
	<li>Podgrzewać tkanki zatopione w parafinie na płycie grzejnej (60 °C) przez ponad 4 godziny, aby umożliwić przyleganie do szkiełek i poprawę deparafinacji.</li>
	<li>Odwoskować i uwodnić sekcje parafinowe. Namocz szkiełka z próbkami w ksylenie 2x przez 30 minut za każdym razem. Następnie zanurz je w bezwodnym etanolu, a następnie odpowiednio 95%, 85%, 75% alkoholu i wodzie dejonizowanej na 5 minut.</li>
	<li>Wykonaj barwienie hematoksyliną i eozyną. Tkanki należy barwić w wiadrze do barwienia hematoksyliną przez 10 minut. Opłucz je delikatnie bieżącą wodą przez 5 min. Następnie zanurz szkiełka w wiadrze do barwienia eozyny na 10 sekund.</li>
	<li>Odwodnić próbki w 75%, 85%, 95% i bezwodnym etanolu przez 5 minut każda. Oczyść skrawki tkanki, zanurzając je w ksylenie na 5 minut. Uszczelnij sekcję około 60 μl kropli żywicy obojętnej. Umieść prowadnicę pokrywy na sekcji i ostrożnie ją opuść, aby uniknąć pęcherzyków powietrza.</li>
</ol>
6. Wykonywanie barwienia Massona
<ol>
	<li>Odwoskować i uwodnić próbki parafiny, jak wspomniano w kroku 5.2. Następnie barwić jądra komórkowe 50% hematoksyliną Weigerta przez 10 minut. Namocz tkankę w kwaśnym roztworze skraplania etanolu przez 10 s i delikatnie spłucz szkiełka tkankowe pod bieżącą wodą, aby uzyskać niebieszczenie jąder. 
	UWAGA: Roztwór do barwienia hematoksyny Weigert należy przygotować bezpośrednio przed użyciem.</li>
	<li>Próbki należy barwić kroplami czerwonego roztworu barwiącego Lichun (40 μl na każde szkiełko tkankowe) przez 7 minut i przemywać je roztworem roboczym o słabym kwasie (30% kwasu solnego) przez 1 minutę w celu usunięcia niezwiązanego czerwonego barwnika Lichun.</li>
	<li>Zanurz je w 95% alkoholu na 20 s i odwadniaj 2x bezwodnym etanolem na 1-3 s każdy. Następnie oczyść tkanki ksylenem i uszczelnij je 60 μl kropli żywicy obojętnej, jak wspomniano w kroku 5.4.</li>
</ol>
7. Wykonywanie barwienia Syriusza na czerwono
<ol>
	<li>Odwoskować i uwodnić skrawki parafiny, jak wspomniano w kroku 5.2.</li>
	<li>Naciekać skrawki przez 1 godzinę roztworem do barwienia na czerwono Sirius.</li>
	<li>Jądra komórkowe próbek należy barwić przez 8-10 minut roztworem do barwienia hematoksyliną Mayera. Płucz je delikatnie pod bieżącą wodą przez 10 min. Następnie odwodnić i usunąć szkiełka tkankowe. Zapieczętuj je, jak wspomniano w kroku 5.4.</li>
</ol>
8. Wykonywanie immunohistochemii
<ol>
	<li>Odparafinować i uwodnić próbki parafiny zgodnie z opisem w kroku 5.2.</li>
	<li>Naciekać próbki roztworem do pobierania antygenu EDTA o stężeniu 30 mg/ml o objętości około 30 ml. Gotować przez 20-30 min. Umyj tkanki wodą dejonizowaną, a następnie inkubuj je w roztworze buforowanym fosforanem zawierającym 0,5% Tween-20 (PBST) przez 5 minut.</li>
	<li>Moczyć próbki przez 15 minut w 0,3% roztworze nadtlenku wodoru w celu dezaktywacji endogennej peroksydazy w próbkach. Umyj je 3x PBST przez 5 minut za każdym razem. 
	UWAGA: 0,3% roztwór nadtlenku wodoru musi być świeży w środowisku odpornym na światło.</li>
	<li>Przepuszczać membranę próbek przez 15 minut 0,3% roztworem Triton-100. Następnie blokować 30-40 μl 5% albuminy surowicy bydlęcej (BSA) przez 1 godzinę.</li>
	<li>Usuń roztwór blokujący. Dodać rozcieńczone przeciwciała pierwszorzędowe NF-κB (rozcieńczenie 1:200) i CD68 (rozcieńczenie 1:1000) i inkubować próbki przez noc w temperaturze 2-8 °C w mokrym pudełku z szkiełkiem mikroskopowym IHC, aby zapobiec parowaniu i światłu.</li>
	<li>Następnego dnia przenieś je do RT na 1 godzinę. Następnie myj je PBST 3x przez 5 min każdy.</li>
	<li>Próbki inkubować przez 1 godzinę w króliczych przeciwciałach drugorzędowych znakowanych peroksydazą chrzanową przeciwko myszowi chrzanowi (stosunek rozcieńczenia 1:500) w temperaturze pokojowej i przemywać je PBST 3x przez 5 minut każda. 
	UWAGA: Zarówno przeciwciała pierwszorzędowe, jak i drugorzędowe rozcieńczono 5% BSA.</li>
	<li>Próbki inkubować z substratem 3,3'-diaminobenzydyny (DAB) odpowiadającym przeciwciału znakowanemu enzymem przez 5-20 minut. Zatrzymać reakcję wodą dejonizowaną, gdy zostanie osiągnięta optymalna intensywność barwienia. 
	UWAGA: Roztwór DAB należy przygotować na świeżo i chronić przed światłem. Reakcję rozwoju koloru należy obserwować w czasie rzeczywistym pod mikroskopem, aby określić, kiedy należy zaprzestać barwienia. Próbki dodatnie wykazują intensywne barwienie, podczas gdy próbki ujemne nie rozwijają koloru.</li>
	<li>Przeciwbarwić próbki przez 30 s hematoksyliną Weigerta. Następnie płucz chusteczki pod bieżącą wodą przez 1 min. Następnie odwodnić, oczyścić i uszczelnić szkiełka tkankowe, jak wspomniano w kroku 5.4.</li>
</ol>
9. Przeprowadzanie analizy western blot
<ol>
	<li>Lizuj tkanki płucne w celu ekstrakcji białek. Dodać 200 μl roztworu roboczego RIPA do 20 mg tkanki płucnej.</li>
	<li>Homogenizować tkankę na lodzie przez 5 minut za pomocą ręcznego młynka elektrycznego i inkubować przez 1 godzinę na lodzie, delikatnie wstrząsając. Następnie odwirować homogenat w temperaturze 4 °C przez 15 minut przy 14 800 x g.</li>
	<li>Zebrać supernatant i określić stężenie białka za pomocą zestawu do oznaczania białek BCA. Przygotować roztwór do przechowywania białka z RIPA o stężeniu 6 μg/μl białka. Dodać 20 μl 5x buforu ładującego do 80 μl lizatu białkowego. Zakłócić drugorzędową strukturę białka poprzez ogrzewanie probówek mikrowirówek zawierających białko w metalowej kąpieli (100 °C) przez 20 minut.</li>
	<li>Po schłodzeniu podamy 100 μl roztworu do przechowywania białka do każdej probówki i przechowujemy próbki w lodówce o temperaturze -80 °C. Rozcieńczyć stężenie białka do 2–3 μg/μl za pomocą 1x buforu ładującego przed elektroforezą. 
	UWAGA: Proces ekstrakcji białek powinien być przeprowadzany na lodzie. Do roztworu roboczego RIPA dodać 1 μl 100 mM fluorku fenylometylosulfonylu (PMSF) do 99 μl RIPA w celu zahamowania degradacji fosforylowanych białek. Przygotować 1x bufor ładujący, rozcieńczając 5x bufor ładujący RIPA w stosunku 1:4. </li>
	<li>Dodać 20 μg próbek do każdej studzienki i uruchomić żel. W przypadku 5% skoncentrowanych żeli należy użyć 80 V przez 20 minut, aby białka zostały poddane elektroforezie z tego samego punktu początkowego. W przypadku 10% izolowanych żeli należy pracować pod napięciem 100 V przez 1 godzinę, aby umożliwić jak największe rozdzielenie białek o różnej masie cząsteczkowej.</li>
	<li>Wstępnie aktywuj membranę PVDF metanolem przez 20 s. Przenieś białka do membrany PVDF metodą mokrego transferu prądem 400 mA przez 1-2 godziny 
	UWAGA: Upewnij się, że zbiornik do elektroforezy i zbiornik do elektrotransferu są ustawione poziomo. Schłodzić cały zbiornik lodem, ponieważ proces przenoszenia membrany generuje dużo ciepła.</li>
	<li>Płukać membranę roztworem TBST przez 5 minut za każdym razem, 5x. Następnie blokuj 5% BSA lub 5% odtłuszczonym mlekiem przez 1 godzinę. Rozcieńczyć pierwszorzędowe przeciwciała NF-κB (1:1,000) i β-aktynę (1:1,000) 5% BSA. Zanurzyć paski w roztworze przeciwciała i delikatnie wstrząsnąć paskami przez noc w temperaturze 2-8 °C.</li>
	<li>Umyj paski za pomocą PBST. Następnie rozcieńczyć kozie przeciwciało drugorzędowe przeciwko królikowi sprzężone z peroksydazą chrzanową (HRP) (1:10 000) i inkubować je w rozcieńczonym przeciwciałie drugorzędowym przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej z delikatnym wstrząsaniem.</li>
	<li>Przygotuj wywoływacz do wzmocnionej chemiluminescencji (ECL), upuść go na pasek i inkubuj przez 3 minuty.</li>
	<li>Wystaw pasek na działanie termowizora żelowego przez 20 sekund. Zmierz wartość szarości paska, aby ocenić poziom białka za pomocą oprogramowania systemowego. Stosuj β-aktynę jako kontrolę wewnętrzną.</li>
</ol>

<ol><li>Olsson, A., Kromhout, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Occupational+cancer+burden%3A+the+contribution+of+exposure+to+process-generated+substances+at+the+workplace%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Oncology%22%5BJournal%5D)">Occupational cancer burden: the contribution of exposure to process-generated substances at the workplace.</a> Molecular Oncology. 15 (3), 753-763 (2021).</li>
<li>The Lancet Respiratory. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+world+is+failing+on+silicosis%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet.+Respiratory+Medicine%22%5BJournal%5D)">The world is failing on silicosis.</a> The Lancet. Respiratory Medicine. 7 (4), 283(2019).</li>
<li>Weissman, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progressive+massive+fibrosis%3A+An+overview+of+the+recent+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacology+%26+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">Progressive massive fibrosis: An overview of the recent literature.</a> Pharmacology & Therapeutics. 240, 108232(2022).</li>
<li>Lancet, C. C., Yu, I. T., Chen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silicosis%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Silicosis.</a> Lancet. 379 (9830), 2008-2018 (2012).</li>
<li>Mazurek, J. M., Wood, J., Blackley, D. J., Weissman, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coal+workers%27+pneumoconiosis-attributable+years+of+potential+life+lost+to+life+expectancy+and+potential+life+lost+before+age+65+years+-+United+States%2C+1999-2016%5BTitle%5D)+AND+%22MMWR.+Morbidity+and+Mortality+Weekly+Report%22%5BJournal%5D)">Coal workers' pneumoconiosis-attributable years of potential life lost to life expectancy and potential life lost before age 65 years - United States, 1999-2016.</a> MMWR. Morbidity and Mortality Weekly Report. 67 (30), 819-824 (2018).</li>
<li>Voelker, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Black+Lung+resurgence+raises+new+challenges+for+coal+country+physicians%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Black Lung resurgence raises new challenges for coal country physicians.</a> JAMA. 321 (1), 17-19 (2019).</li>
<li>Nakashima, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+role+of+heme+oxygenase-1+in+silica-induced+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Respiratory+Research%22%5BJournal%5D)">Regulatory role of heme oxygenase-1 in silica-induced lung injury.</a> Respiratory Research. 19 (1), 144(2018).</li>
<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minute+cellular+nodules+as+early+lesions+in+rats+with+silica+exposure+via+inhalation%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Sciences%22%5BJournal%5D)">Minute cellular nodules as early lesions in rats with silica exposure via inhalation.</a> Veterinary Sciences. 9 (6), 251(2022).</li>
<li>Salehi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunological+responses+in+C3H%2FHeJ+mice+following+nose-only+inhalation+exposure+to+different+sizes+of+beryllium+metal+particles%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">Immunological responses in C3H/HeJ mice following nose-only inhalation exposure to different sizes of beryllium metal particles.</a> Journal of Applied Toxicology. 29 (1), 61-68 (2009).</li>
<li>Yang, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emodin+suppresses+silica-induced+lung+fibrosis+by+promoting+Sirt1+signaling+via+direct+contact%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Medicine+Reports%22%5BJournal%5D)">Emodin suppresses silica-induced lung fibrosis by promoting Sirt1 signaling via direct contact.</a> Molecular Medicine Reports. 14 (5), 4643-4649 (2016).</li>
<li>Cornell, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paraffin+embedding+and+thin+sectioning+of+microbial+colony+biofilms+for+microscopic+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Paraffin embedding and thin sectioning of microbial colony biofilms for microscopic analysis.</a> Journal of Visualized Experiments. (133), e57196(2018).</li>
<li>Li, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+suitable+silicosis+mouse+model+was+constructed+by+repeated+inhalation+of+silica+dust+via+nose%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicology+Letters%22%5BJournal%5D)">A suitable silicosis mouse model was constructed by repeated inhalation of silica dust via nose.</a> Toxicology Letters. 353, 1-12 (2021).</li>
<li>Mu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coal+dust+exposure+triggers+heterogeneity+of+transcriptional+profiles+in+mouse+pneumoconiosis+and+Vitamin+D+remedies%5BTitle%5D)+AND+%22Particle+and+Fibre+Toxicology%22%5BJournal%5D)">Coal dust exposure triggers heterogeneity of transcriptional profiles in mouse pneumoconiosis and Vitamin D remedies.</a> Particle and Fibre Toxicology. 19 (1), 7(2022).</li>
<li>Kato, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muc1+deficiency+exacerbates+pulmonary+fibrosis+in+a+mouse+model+of+silicosis%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+and+Biophysical+Research+Communications%22%5BJournal%5D)">Muc1 deficiency exacerbates pulmonary fibrosis in a mouse model of silicosis.</a> Biochemical and Biophysical Research Communications. 493 (3), 1230-1235 (2017).</li>
<li>Liu, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD4%2BCD25%2BFoxp3%2B+regulatory+T+cells+depletion+may+attenuate+the+development+of+silica-induced+lung+fibrosis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T cells depletion may attenuate the development of silica-induced lung fibrosis in mice.</a> PLoS One. 5 (11), 15404(2010).</li>
<li>Mansouri, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchymal+stromal+cell+exosomes+prevent+and+revert+experimental+pulmonary+fibrosis+through+modulation+of+monocyte+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22JCI+Insight%22%5BJournal%5D)">Mesenchymal stromal cell exosomes prevent and revert experimental pulmonary fibrosis through modulation of monocyte phenotypes.</a> JCI Insight. 4 (21), 128060(2019).</li>
<li>Ohtsuka, Y., Wang, X. T., Saito, J., Ishida, T., Munakata, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+linkage+analysis+of+pulmonary+fibrotic+response+to+silica+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+European+Respiratory+Journal%22%5BJournal%5D)">Genetic linkage analysis of pulmonary fibrotic response to silica in mice.</a> The European Respiratory Journal. 28 (5), 1013-1019 (2006).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Mysie modele krzemicy mają kluczowe znaczenie dla badania patogenezy i leczenia krzemicy. Protokół ten opisuje metodę przygotowania modelu krzemicy u myszy poprzez wielokrotną ekspozycję przez nos. Metoda ta pozwala na badanie patologicznych cech krzemicy wywołanej różnymi czasami ekspozycji. Myszy znieczulono pod respiratorem, a ich częstość oddechów monitorowano. Początkowa krótka, szybka częstość oddechów stopniowo zwalniała i pogłębiała się z czasem. Znieczulenie spowodowało rozluźnienie mięśni myszy, co doprowadziło...

Pracownicy są nieuchronnie narażeni na nieregularny pył krzemionki krystalicznej (CSD), który może być wdychany i jest bardziej toksyczny w wielu kontekstach zawodowych, w tym w górnictwie, garncarstwie, szkle, przetwórstwie kwarcu i1,2. Przewlekły stan wdychania pyłu, znany jako krzemica, powoduje postępujące zwłóknienie płuc3. Według danych epidemiologicznych częstość występowania krzemicy spada na całym świecie w ciągu ostatnich kilku dekad, ale w ostatnich latach wzrasta i dotyka młodych ludzi4,5,6. Mechanizm leżący u podstaw krzemicy stanowi poważne wyzwanie dla badań naukowych ze względu na jej podstępny początek i przedłużający się okres inkubacji. Nadal nie wiadomo, jak rozwija się krzemica. Co więcej, żadne obecnie stosowane leki nie są w stanie zatrzymać postępu krzemicy i odwrócić zwłóknienie płuc.
Obecne modele mysie dla krzemicy polegają na spożyciu przez tchawicę mieszanej zawiesiny CSD. Na przykład, podanie CSD do płuc poprzez przyjęcie urazu tchawicy szyjki macicy po znieczuleniu nie jest zgodne z powtarzającym się narażeniem ludzi na pył barwnikowy7. Wpływ narażenia na pył z otoczenia na osoby można badać, wystawiając je na działanie CSD w postaci aerozoli, co dokładniej odzwierciedla stężenia tej substancji toksycznej w środowisku8. Jednak CSD środowiskowe nie może być po prostu wdychane bezpośrednio do płuc ze względu na unikalną strukturę fizjologiczną nosa myszy 9. Co więcej, sprzęt związany z tą technologią jest drogi, co skłoniło badaczy do ponownej oceny modelu krzemicy myszy10. Wdychając zawiesinę CSD przez kroplówkę donosową pięć razy w ciągu 2 tygodni, udało się zbudować dynamiczny model krzemicy. Ten model jest spójny i bezpieczny, a jednocześnie łatwy w użyciu. Ważne jest, aby pamiętać, że badanie to pozwala na wielokrotne wdychanie CSD u myszy. Oczekuje się, że model krzemicy myszy stworzony w wyniku tej procedury będzie bardziej korzystny dla wymagań badawczych.

<table><tbody><tr><td>Probówka 0,5 ml</td><td>Biosharp</td><td>BS-05-M</td><td></td></tr><tr><td>10% neutralny formalina utrwalacz</td><td>Nanchang Yulu Experimental Equipment Co.</td><td>Ameryka</td><td></td></tr><tr><td>Północna Adobe Illustrator</td><td>Adobe&nbsp;</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Alkoholowy środek dezynfekujący</td><td>Xintai Kanyuan Produkty do dezynfekcji Co.</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>CD68</td><td>Abcam</td><td>ab125212</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór do odzyskiwania antygenu cytrynianowego</td><td>biosharp life science</td><td>BL619A</td> Zestaw chromogeniczny <td></td></tr><tr><td>DAB</td><td>NJJCBio</td><td>W026-1-1</td><td></td></tr><tr><td>Dimetylobenzen</td><td>Technologia chemiczna Azji Zachodniej (Shandong) Co</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Ulepszony zestaw do oznaczania białek BCA</td><td>Beyotime Biotechnology</td><td>P0009</td><td></td></tr><tr><td>Hematoksylina i eozyna (H& E)</td> <td>Beyotime Biotechnology</td><td>C0105S</td><td></td></tr><tr><td>Substrat HRP</td><td>Millipore Corporation</td><td>P90720</td><td></td></tr><tr><td>Affinipure Coligürgen Affinipure Anti-Rabbit IgG (H + L)</td> <td>Proteintech</td><td>Sa00001-2</td><td></td></tr><tr><td>Kwas lodowy</td><td>Azja Zachodnia Technologia chemiczna (Shandong) Co</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>NIH</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>RWD Life Science</td><td>R510-22</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw bejc Trichrome Massona</td><td>Solarbio</td><td>G1340</td><td></td></tr><tr><td>Metanol</td><td>Macklin</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Mikrorurki</td><td>Milipore</td><td>AXYMCT150CS</td><td></td></tr><tr><td>NF-&kappa; B p65</td><td>Technologia sygnalizacji komórkowej</td><td>8242S</td><td></td></tr><tr><td>Oscylacyjna termostatyczna wanna metalowa</td><td>Abson</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>Maszyna do zatapiania parafiny</td><td>Precyzja (Changzhou) Sprzęt medyczny Co.</td><td>PBM-A</td><td></td></tr><tr><td>Krajalnica do parafiny</td><td>Jinhua Kratai Instruments Co.</td>Bufor fosforanowy <td>NA</td><td></td></tr><tr><td>(PBS)&nbsp;</td><td>Biosharp</td><td>BL601A</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna&nbsp;</td><td>Pierwszy Szpital Ludowy w mieście Huainan</td><td>Pipety Eppendorf</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>PMSF</td><td>Beyotime Biotechnological</td><td>ST505</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop światła spolaryzowanego</td><td>Olympus</td><td>BX51</td><td></td></tr><tr><td>Waga precyzyjna</td><td>Acculab</td><td>ALC-110.4</td><td></td></tr><tr><td>Prism7.0</td><td>GraphPad&nbsp;</td><td>Wersja 7.0</td><td></td></tr><tr><td>Membrany PVDF</td> Bufor do lizy <td>Millipore</td><td>3010040001</td><td></td></tr><tr><td>RIPA</td><td>Beyotime Biotechnology</td><td>P0013B</td><td></td></tr><tr><td>RODI IOT inteligentny wielofunkcyjny system oczyszczania wody</td><td>RSJ</td><td>RODI-220BN</td><td></td></tr><tr><td>Scilogex SK-D1807-E Wytrząsarka 3D</td><td>Scilogex</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>SDS-PAGE zestaw do przygotowania żelu</td><td>Beyotime Biotechnologia</td><td>P0012A Dwutlenek krzemu</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Sigma</td><td>#BCBV6865</td><td></td></tr><tr><td>Syriusz czerwone barwienie</td><td>Nanjing SenBeiJia Biological Technology Co., Ltd.</td><td></td><td></td>181012</tr><tr><td>Maszyna do znieczulania małych zwierząt</td><td>Anhui Yaokun Biotech Co., Ltd.</td><td>ZL-04A Uniwersalne końcówki</td><td></td></tr><tr><td>do pipet (0,1&ndash; 10 &mikro; L)</td> Uniwersalne końcówki do pipet <td>KIRGEN</td><td>KG1011</td><td></td></tr><tr><td>(100&ndash; 1000 &mikro; L)</td> Uniwersalne końcówki do pipet <td>KIRGEN</td><td>KG1313</td><td></td></tr><tr><td>(1&ndash; 200 i mikro; L)</td><td>KIRGEN</td><td>KG1212</td><td></td></tr><tr><td>Vortex&nbsp; mikser&nbsp;</td><td>VWR</td><td>NA</td><td></td></tr><tr><td>ZEISS GeminiSEM 500</td><td>Zeiss Niemcy</td><td>SEM 500</td><td></td></tr><tr><td>&beta;-aktyna</td><td>Bioss</td><td>bs-0061R</td><td></td></tr></tbody></table>

mysi model krzemicy utworzony przez wielokrotne wdychanie krystalicznego pyłu krzemionkowego

A Silicosis Mouse Model Established by Repeated Inhalation of Crystalline Silica Dust

Krzemica może być spowodowana przez narażenie na pył krzemionki krystalicznej (CSD) w środowisku przemysłowym. Patofizjologia, badania przesiewowe i leczenie krzemicy u ludzi były szeroko badane przy użyciu mysiego modelu krzemicy. Poprzez wielokrotne zmuszanie myszy do wdychania CSD do płuc, myszy mogą naśladować kliniczne objawy ludzkiej krzemicy. Metodologia ta jest praktyczna i efektywna pod względem czasu i wydajności oraz nie powoduje mechanicznych urazów górnych dróg oddechowych w wyniku operacji. Co więcej, model ten może z powodzeniem naśladować ostry/przewlekły proces transformacji krzemicy. Główne procedury były następujące. Wysterylizowany proszek CSD o wielkości 1-5 μm został całkowicie zmielony, zawieszony w soli fizjologicznej i zdyspergowany w ultradźwiękowej łaźni wodnej przez 30 minut. Myszy w znieczuleniu indukowanym izofluranem przełączały się z płytkiego, szybkiego oddychania na głębokie, powolne aspiracje na około 2 sekundy. Mysz umieszczono w dłoni, a czubek kciuka delikatnie dotknął krawędzi wargi szczęki myszy, aby wyprostować drogi oddechowe. Po każdym wydechu myszy wdychały zawiesinę krzemionki kropla po kropli przez jedno nozdrze, kończąc proces w ciągu 4-8 sekund. Po ustabilizowaniu się oddechu myszy, ich klatka piersiowa była głaskana i pieszczona, aby zapobiec odkrztuszaniu wdychanego CSD. Myszy zostały następnie zwrócone do klatki. Podsumowując, model ten może określić ilościowo CSD wzdłuż typowego fizjologicznego przejścia drobnych cząstek do płuc, od górnych dróg oddechowych do końcowych oskrzelików i pęcherzyków płucnych. Może również odtworzyć powtarzające się narażenie pracowników w związku z pracą. Model może być wykonany przez jedną osobę i nie wymaga drogiego sprzętu. Wygodnie i skutecznie symuluje cechy chorobowe ludzkiej krzemicy z wysoką powtarzalnością.

Potencjalną patogenezę krzemicy u myszy zbadano przy użyciu proponowanej metody. Stwierdzono, że masa ciała myszy w grupie badawczej znacznie spadła w stosunku do grupy kontrolnej i że masa ciała powoli powracała do normy po zaprzestaniu ekspozycji. Dzięki zastosowaniu zoptymalizowanej dawki w tym eksperymencie nie odnotowano śmiertelności wśród myszy poddanych działaniu krzemionki. Schemat techniczny powtarzającego się podawania kropel do nosa w celu wywołania CSD przedstawiono na (Rysunek 1</strong...

Ten protokół opisuje metodę tworzenia mysiego modelu krzemicy poprzez wielokrotne wystawienie na działanie zawiesin krzemionki za pomocą kroplówki z nosa. Model ten może wydajnie, wygodnie i elastycznie naśladować patologiczny proces krzemicy u ludzi z wysoką powtarzalnością i oszczędnością.

Mysi model krzemicy utworzony przez wielokrotne wdychanie krystalicznego pyłu krzemionkowego

Silicosis can be caused by exposure to respiratory crystalline silica dust (CSD) in an industrial environment. The pathophysiology, screening, and ...

W opisanym mysim modelu krzemicy generowanej przez infuzję laserową śródcząsteczkowego pyłu krzemionkowego, wszystkie zawiesiny CSD kilkakrotnie symulowały występowanie i rozwój krzemicy u ludzi w dużym stopniu. Ta metoda oszczędza czas i poziom, a także jest praktyczna i skuteczna. Ponadto nie powoduje mechanicznych urazów górnych dróg oddechowych w wyniku operacji.Metoda ta może być również wykorzystana do przygotowania modeli chorób wirusów, bakterii i tak dalej. Procedurę zademonstruje Hangbing Cao, student klasy mistrzowskiej z mojego laboratorium, wykwalifikowany w przygotowaniu mysiego modelu krzemicy. Rozpocznij od przygotowania krystalicznego pyłu krzemionkowego lub CSD co najmniej jeden dzień przed podaniem kroplówek do nosa.Aby to zrobić, zmiel krzemionkę w zaprawie agatowej przez pół godziny. Aby sprawdzić wielkość i kształt cząstek, przygotuj próbkę do skaningowej mikroskopii elektronowej lub SEM za pomocą taśmy przewodzącej w celu związania cząstek krzemu. Za pomocą suszarki do włosów delikatnie zdmuchnij cząsteczki, które nie są mocno związane, zanim przystąpisz do robienia zdjęcia.Następnie wymieszaj zmieloną krzemionkę i sterylną sól fizjologiczną w stężeniu 20 miligramów na mililitr za pomocą wytrząsarki ultradźwiękowej. Na koniec należy wirować przygotowaną zawiesinę CSD przez 10 sekund. Podawaj 50 mikrolitrów CSD znieczulonej myszy za pomocą kroplówki do nosa przez cztery do ośmiu sekund.Potraktuj mysz kontrolną równą ilością soli fizjologicznej, a następnie trzymając ciało myszy dłonią, uszczypnij skórę z tyłu szyi kciukiem i palcem wskazującym, jednocześnie unieruchamiając tylne kończyny myszy pozostałymi palcami. Delikatnie naciśnij obszar bicia serca myszy drugim palcem wskazującym od pięciu do 10 razy przez pięć sekund. Podgrzewaj zatopioną w parafinie tkankę płucną na gorącej płycie w temperaturze 60 stopni Celsjusza przez ponad cztery godziny.Aby odwoskować i nawodnić sekcję parafinową, namocz szkiełko w ksylenie przez 30 minut dwa razy, następnie kolejno zanurz szkiełko na pięć minut w bezwodnym 95%85% i 75% etanolu, a na koniec w wodzie dejonizowanej, a następnie umieść szkiełko w wiadrze do barwienia hematoksyliną na 10 minut, a następnie delikatnie spłucz pod bieżącą wodą przez pięć minut. Zanurz go w wiadrze do barwienia eozyny na 10 sekund. Po odwodnieniu próbki w 75%85%95% i bezwodnym etanolu przez pięć minut każdy, wyczyść fragment tkanki, zanurzając go w ksylenie na pięć minut i zamknij go około 60 mikrolitrami kropli neutralnej żywicy.Ostrożnie umieść prowadnicę pokrywy na sekcji. W przypadku barwienia Massona, odwoskowane i uwodnione próbki parafiny należy zabarwić świeżo przygotowanym 50% hematoksyliną Weigerta przez 10 minut, a następnie po namoczeniu tkanki w kwaśnym upłynnianiu etanolu przez 10 sekund, delikatnie spłukać szkiełko bieżącą wodą w celu uzyskania niebieszczenia jąder. Następnie zabarwić próbkę kroplami czerwonego roztworu barwiącego przez siedem minut i myć 30% roztworem roboczym kwasu solnego przez jedną minutę.Po zanurzeniu szkiełka w 95% alkoholu na 20 sekund, odwodnić próbkę bezwodnym etanolem przez jedną do trzech sekund dwa razy i, jak pokazano wcześniej, oczyścić i uszczelnić próbkę. W przypadku czerwonego barwienia Syriusza naciekaj odwoskowaną i uwodnioną część przez godzinę roztworem do barwienia na czerwono Sirius, a następnie barwić jądra komórkowe przez osiem do 10 minut roztworem barwiącym Mayer hematokslyn. Delikatnie opłucz go pod bieżącą wodą przez 10 minut przed odwodnieniem, oczyszczeniem i uszczelnieniem szkiełka.Naciekać odparafinową i uwodnioną próbkę parafiny 30 mililitrami roztworu do pobierania antygenu EDTA o trzech miligramach na mililitr. Gotować próbkę przez 20 do 30 minut, a następnie umyć ją wodą dejonizowaną i inkubować w PBST przez pięć minut. Moczyć próbkę przez 15 minut w świeżo przygotowanym 0,3% roztworze nadtlenku wodoru i myć ją trzy razy przez pięć minut za każdym razem za pomocą PBST.Przepuszczać błonę próbki przez 15 minut 0,3% roztworem Triton 100 i blokować 30 do 40 mikrolitrami 5% albuminy surowicy bydlęcej lub BSA przez jedną godzinę. Po usunięciu roztworu blokującego dodać odpowiednio rozcieńczone przeciwciała pierwszorzędowe NF-kappa B i CD-68 i inkubować próbkę przez noc w temperaturze od dwóch do ośmiu stopni Celsjusza w mokrym pudełku z szkiełkiem mikroskopowym IHC. Następnego dnia, po przeniesieniu próbki do temperatury pokojowej na jedną godzinę, przemyć ją trzykrotnie po pięć minut, każdy za pomocą PBST.Inkubować próbkę przez godzinę w króliczych przeciwciałach drugorzędowych znakowanych peroksydazą chrzanową przeciwko mysim chrzanom w temperaturze pokojowej. Po inkubacji ponownie przemyć próbki trzy razy przez pięć minut każda za pomocą PBST, a następnie inkubować próbkę z substratem DAB odpowiadającym przeciwciału znakowanemu enzymem przez pięć do 20 minut. Po wygaszeniu reakcji wodą dejonizowaną należy przeciwbarwić próbkę przez 30 sekund hematoksyliną Weigerta.Opłucz go pod bieżącą wodą przez minutę, odwodnij, wyczyść i uszczelnij tkankę. Przed przystąpieniem do analizy western blot homogenizuj tkankę roztworem roboczym RIPA na lodzie przez pięć minut za pomocą ręcznego młynka elektrycznego. Inkubować przez godzinę na lodzie z wytrząsaniem i odwirować homogenat w temperaturze 14,800 G przez 15 minut w temperaturze czterech stopni Celsjusza.Zebrać supernatant i określić stężenie białka za pomocą zestawu do oznaczania białek BCA. Dodać 20 mikrolitrów buforu 5X ładującego do supernatantu, a następnie podgrzać sześć mikrogramów na mikrolitr roztworu do przechowywania białka przygotowanego za pomocą RIPA w metalowej kąpieli w temperaturze 100 stopni Celsjusza przez 20 minut. Przechowywać 100 mikrolitrów podwielokrotności roztworu białka w każdej probówce w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza.W przypadku elektroforezy rozcieńczyć podwielokrotności do dwóch do trzech mikrogramów na mikrolitr lizatem RIPA, a następnie dodać 20 mikrogramów próbki na studzienkę, aby uruchomić żel. Przenieś białko do membrany PVDF wstępnie aktywowanej metanolem przez 20 sekund przy użyciu metody mokrego transferu prądem 400 miliamperów przez jedną do dwóch godzin. Po przemyciu membrany pięć razy przez pięć minut, każdy roztworem PBST, zablokuj 5% BSA lub odtłuszczonym mlekiem na jedną godzinę.Zanurz paski w pierwszorzędowym roztworze przeciwciała zawierającym NF-kappa B i beta aktynę rozcieńczoną 5% BSA. Delikatnie wstrząśnij paskami przez noc w temperaturze od dwóch do ośmiu stopni Celsjusza przed umyciem ich PBST. Następnie inkubuj paski, najpierw w rozcieńczonym przeciwciałie drugorzędowym przez godzinę w temperaturze pokojowej z delikatnym potrząsaniem, a następnie ze wzmocnionym wywoływaczem chemiluminescencji przez trzy minuty.Wystaw pasek na działanie aparatu do obrazowania żelu na 20 sekund i zmierz wartość szarości paska, aby ocenić poziom białka za pomocą oprogramowania systemowego. Obrazy SEM CSD wykazały, że cząstki miały nieregularny kształt. Barwienie na czerwono Siriusa przeprowadzone w celu zmierzenia odkładania się kolagenu wykazało, że postęp zwłóknienia płuc u myszy był znacznie przyspieszony po ekspozycji na CSD przez jeden miesiąc.Mikroskopia polaryzacyjna ujawniła trzy różne typy włókien kolagenowych, z których włókna kolagenowe typu pierwszego pokazane na czerwono są czynnikiem ryzyka krzemicy, jednak w grupie nośnej nie stwierdzono znaczącego zwłóknienia. Wskazywały na to również odpowiednie wyniki zwłóknienia. Barwienie HE tkanki płucnej myszy leczonej CSD wykazało typowe guzki krzemionkowe charakteryzujące się upłynnioną martwicą po fagocytozie CSD w centrum otoczonym makrofagami na obrzeżach.Barwienie Massona wykazało również, że guzki były wzbogacone o CSD, któremu towarzyszyło zwłóknienie. Barwienie immunohistochemiczne CD-68 dodatkowo ujawniło szeroką obecność makrofagów w tkance płucnej. Mikroskopia światła spolaryzowanego wykazała, że te makrofagi połknęły CSD, powodując poważne uszkodzenie płuc.Barwienie immunohistochemiczne wykazało wyższe barwienie NF-kappa B, co wskazuje na wyższą odpowiedź zapalną w grupie leczonej CSD niż w grupie podnośnika. Reprezentatywny western blot wykazał również, że myszy leczone CSD miały wyższą ekspresję NF-kappa B w płucach, a różnica w ekspresji między obiema grupami była znacząca. Aby uniknąć niedrożności dróg oddechowych i przyspieszyć regenerację oddechową, obszar serca myszy musi być delikatnie masowany od pięciu do 10 razy, jak wykazano po upływie pięciu sekund.Model ten może badać niektóre mechanizmy leżące u podstaw krzemicy i wspomagać badania przesiewowe leków terapeutycznych, a także ustalać kluczowe parametry, takie jak dawkowanie i czas trwania. Technologia ta oferuje wygodny, skuteczny i ekonomiczny sposób wystawiania modeli myszy na działanie cząstek stałych, niezależnie od tego, czy dodaje to bakterie. Monitorowanie zachowania myszy może pomóc w określeniu potencjalnych skutków wdychania cząstek stałych.

a-silicosis-mouse-model-established-repeated-inhalation-crystalline

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ten film demonstruje metodę generowania mysiego modelu rozprzestrzeniania się opłucnej poprzez wstrzykiwanie zawiesiny komórek raka płuc do klatki piersiowej myszy z niedoborem odporności.

Opracowanie mysiego modelu rozsianego raka płuc w opłucnej

To badanie opisuje udane wygenerowanie nowego modelu zwierzęcego przewlekłej obturacyjnej choroby płuc (POChP) poprzez wielokrotne wystawianie myszy na działanie wysokich stężeń ozonu.

Generowanie modelu przewlekłej obturacyjnej choroby płuc u myszy poprzez powtarzającą się ekspozycję na ozon

Różne modele zwierzęce zwłóknienia płuc zostały stworzone przy użyciu bleomycyny, aby wyjaśnić patogenezę zwłóknienia płuc i znaleźć nowe cele leków. Jednak większość modeli zwłóknienia płuc ukierunkowanych na tkankę płucną ma nierównomierne podawanie leków. W tym miejscu proponujemy model jednolitego zwłóknienia płuc wywołanego nebulizacją bleomycyny nosowej.

Mysi model zwłóknienia płuc wywołanego nebulizacją bleomycyny w nosie

To badanie opisuje technikę tworzenia modelu szczura z krzemicą z wdychaniem krzemionki przez całe ciało w komorze inhalacyjnej. Szczury z krzemicą mogą ściśle naśladować patologiczny proces krzemicy u ludzi w łatwy, opłacalny sposób z dobrą powtarzalnością.

Ustalenie modelu szczura krzemicy poprzez wystawienie całego ciała na działanie krzemionki respirabilnej

To badanie opisuje model mysi do badania synergicznego wpływu nikotyny na postęp zwłóknienia płuc u eksperymentalnych myszy z krzemicą. Mysi model podwójnej ekspozycji symuluje patologiczny postęp w płucach po jednoczesnej ekspozycji na nikotynę i krzemionkę. Opisane metody są proste i wysoce powtarzalne.

Stosowanie nikotyny w mysim modelu narażonym na działanie krzemionki w celu promowania przejścia nabłonkowo-mezenchymalnego płuc

Ten protokół opisuje rozwój modelu myszy z nadwrażliwością na kaszel, który może służyć jako idealny model do badania mechanizmów przewlekłego kaszlu.

Stworzenie modelu mysiego z nadwrażliwością na kaszel poprzez wdychanie kwasu cytrynowego

Ten protokół demonstruje technikę aspiracji ustno-gardłowej do użycia w mysim modelu zwłóknienia płuc z bleomycyną.

Podawanie bleomycyny w jamie ustnej i gardłowej w mysim modelu zwłóknienia płuc

Protokół ten określa metodę wywoływania zwłóknienia płuc u myszy poprzez wielokrotne podawanie bleomycyny do jamy ustnej i gardła, uzyskując cechy patologiczne bardzo podobne do idiopatycznego zwłóknienia płuc.

Wyrafinowany mysi model idiopatycznego włóknienia płuc

Przedstawiamy protokół modelowania włóknienia płuc u myszy z wykorzystaniem aerozozolizowanej bleomycyny podanej przez tchawicę. Ta zoptymalizowana metoda umożliwia jednolite, ilościowe i precyzyjne podanie bez nacięcia chirurgicznego, zwiększając powtarzalność i wiarygodność włóknienia wywołanego bleomycyną.

Udoskonalona metoda podawania bleomycyny wewnątrztchawicowej oparta na aerozoli dla powtarzalnych i minimalnie inwazyjnych modeli myszy z włóknieniem płuc

Opis chirurgicznego indukowania endometriozy u myszy i szczurów poprzez autotransplantację tkanki macicy do kaskady tętniczej krezki jelitowej.

Myszowy model chirurgicznie wywołanej endometriozy poprzez autotransplantację tkanki macicy

Poznaj metodę tworzenia myszego modelu krzemicy poprzez wielokrotne wdychanie pyłu krzemionkowego. Protokół ten pozwala na wierne odwzorowanie przebiegu choroby u ludzi bez uszkodzeń mechanicznych dróg oddechowych.

Mysi model krzemicy utworzony przez wielokrotne wdychanie krystalicznego pyłu krzemionkowego

Przeglądaj więcej filmów