Name: Model zwężenia zastawki aortalnej królika wywołany bezpośrednim uszkodzeniem balonu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-03-31T14:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 10 s
Description: Poznaj nową metodę wywoływania zwężenia zastawki aortalnej u królików poprzez bezpośrednie uszkodzenie balonem. Model ten umożliwia badanie mechanizmów patologicznych AVS i ocenę terapii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez grant Narodowej Fundacji Badawczej Korei (NRF) finansowany przez rząd koreański (MSIT) (nr 2020R1A4A3079570), Ministerstwo Edukacji (nr 2021R1I1A1A01051425) oraz Program Rozwoju Technologii Strategicznych Przemysłu (nr 20014873) finansowany przez Ministerstwo Handlu, Przemysłu i Energii, Republika Korei.

Wszystkie procedury badawcze na zwierzętach zostały zatwierdzone i przeprowadzone zgodnie z Ustawą o Dobrostanie Zwierząt Laboratoryjnych, Przewodnikiem po Opiece i Użytkowaniu Zwierząt Laboratoryjnych oraz Wytycznymi i Zasadami Eksperymentów na Zwierzętach dostarczonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w Kolegium Medycznym Katolickiego Uniwersytetu Korei (numer zatwierdzenia: CUMC-2021-0176-05). W niniejszej pracy wykorzystano 3-miesięczne samce królików nowozelandzkich białych (NZW) o wadze 3,5-4,0 kg, które były utrzymywane w standardowych warunkach w indywidualnych klatkach. Króliki były karmione albo normalną dietą, albo dietą wzbogaconą w 0,5% cholesterolem, uzupełnioną 50 000 U witaminy D2 (patrz tabela materiałów). Projekt eksperymentalny i metody analizy indukcji modelu królika AVS są przedstawione na <silna klasa="xfig">Rysunek 1.
1. Przygotowanie do operacji
<ol>
	<li>Upewnij się, że wszystkie narzędzia medyczne i chirurgiczne (patrz Tabela materiałów) są wysterylizowane na początku operacji.</li>
	<li>Przygotuj zestaw cewnika balonowego do dylatacji, wykonując poniższe czynności.
	<ol>
		<li>Podłączyć urządzenie do deflacji wypełnione mieszaniną soli fizjologicznej i dostępnego w handlu środka kontrastowego (1:1) do części typu luer lock cewnika balonowego (patrz tabela materiałów).</li>
		<li>Napełnij balon roztworem do napełniania i usuń powietrze z cewnika balonowego. 
		UWAGA: W niniejszym badaniu roztwór do napełniania składał się z 30% jodiksanolu i 0,9% soli fizjologicznej (patrz tabela materiałów).</li>
		<li>Sprawdź prawidłowe napompowanie balonu, przepłukując światło balonu roztworem do napełniania.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Zabieg chirurgiczny w przypadku uszkodzenia zastawki aortalnej
<ol>
	<li>Podać domięśniowe wstrzyknięcie tiletaminy i zolazepamu (15 mg/kg) oraz ksylazyny (5 mg/kg) (patrz Tabela Materiałów) w celu znieczulenia zwierzęcia. 
	UWAGA: Przed podaniem znieczulenia króliki zostały wstępnie potraktowane podskórnym wstrzyknięciem glikopironolanu (0,05 mg / kg) jako przedznieczulającego środka antycholinergicznego. Odpowiedni poziom znieczulenia określono na podstawie kombinacji kryteriów, w tym braku reakcji na uszczypnięcie palca u nogi i stałej częstości oddechów.</li>
	<li>Wprowadzić cewnik dożylny (IV) o sile 24 G do żyły usznej brzeżnej i podłączyć zestaw do infuzji z heparynizowaną solą fizjologiczną (100 j./kg heparyny).</li>
	<li>Podłącz królika do wieloparametrowego monitora weterynaryjnego (patrz tabela materiałów), aby stale monitorować parametry życiowe, takie jak sygnał nasycenia tlenem (SpO2), temperatura i ciśnienie krwi. 
	UWAGA: Aby monitorować SpO2, przymocuj czujnik SpO2 do języka królika. W celu monitorowania temperatury włóż sondę do odbytnicy królika. W celu monitorowania ciśnienia krwi umieść mankiet na kończynie przedniej.</li>
	<li>Umieść królika w pozycji leżącej na plecach na stole operacyjnym wyposażonym we fluoroskopię z ramieniem C (patrz Tabela Materiałów) i usuń włosy z brzusznej okolicy szyi za pomocą maszynki do strzyżenia włosów zwierzęcych (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2A).</li>
	<li>Wysterylizuj miejsce nacięcia jodem i przykryj królika ręcznikami chirurgicznymi.</li>
	<li>Umieść serce królika na środku obrazu z ramieniem C. 
	UWAGA: Wszyscy badacze muszą nosić odzież ochronną z dołączonymi dozymetrami termoluminescencyjnymi (TLD), aby zmniejszyć narażenie na promieniowanie podczas wykonywania operacji pod kontrolą ramienia C.
	<ol>
		<li>Włącz ramię C i wybierz tryb fluoroskopii do obrazowania serca.</li>
		<li>Dostosuj pozycję królika, aby upewnić się, że serce znajduje się w środku pola obrazowania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj podłużne nacięcie o długości około 3 cm w skórze szyi i użyj nożyczek chirurgicznych, aby przeciąć powięź i tkankę tłuszczową.</li>
	<li>Odsłoń lewą tętnicę szyjną wspólną (LCCA), ostrożnie oddzielając mięśnie, aż około 3-3,5 cm LCCA zostanie odsłonięte (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2B).</li>
	<li>Podwiązać LCCA za pomocą jedwabnego szwu 3-0 (patrz Tabela materiałów) na górze i na końcu odsłoniętego LCCA, aby zatrzymać przepływ krwi.</li>
	<li>Wprowadzić cewnik dożylny 22 G do LCCA i wprowadzić drut prowadnik (0,016 cala, patrz Tabela materiałów) do lewej komory (LV) przez cewnik dożylny, upewniając się, że końcówka cewnika jest prawidłowo umieszczona w polu obrazowania ramienia C. 
	UWAGA: Podczas zakładania cewnika dożylnego ostrożnie poluzuj szew ligaturowy w drodze w dół do zastawki aortalnej, aby umożliwić przesunięcie cewnika.</li>
	<li>Wyjmij cewnik dożylny, pozostawiając przewód doprowadzający i umieść osłonę 4-F (patrz Tabela materiałów) na przewodzie doprowadzającym do LCCA, aby wprowadzić cewnik balonowy (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2C). 
	UWAGA: Po wymianie cewnika dożylnego na osłonę, wszelkie uwięzione powietrze należy usunąć z urządzenia osłonowego.</li>
	<li>Ostrożnie wprowadzić cewnik balonowy 8 mm przez prowadnik do zastawki aortalnej pod kontrolą fluoroskopową ramienia C (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2D).</li>
	<li>Umieść końcówkę cewnika balonowego około 1-2 cm dystalnie do zastawki aortalnej i napompuj balon, przedmuchując roztwór do napełniania inflatorem o ciśnieniu 6 atm.</li>
	<li>Wsuń balon do wierzchołka LV i wciągnij go z powrotem do wylotu LV . Powtórz tę procedurę pięć razy, a następnie opróżnij balon (<silna klasa="xfig">Rysunek 2E, F).</li>
	<li>Powtórz kroki 2.8-2.9 trzy razy, aby zapewnić odpowiednie uszkodzenie zaworu.</li>
	<li>Wyjmij cewnik balonowy i prowadnik. Powoli wyjmij osłonkę z LCCA i natychmiast zawiąż LCCA ze szwem w drodze w dół do zastawki aortalnej.</li>
	<li>Oczyść obszar nacięcia solą fizjologiczną, aby usunąć skrzepy krwi i sprawdź miejsce nakłucia pod kątem krwawienia z tętnic.</li>
	<li>Zamknij mięsień i skórę niewchłanialnym szwem 3-0 i wysterylizuj wszystkie boki rany jodem.</li>
</ol>
3. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Usuń plastry i klipsy monitorujące i trzymaj królika w inkubatorze intensywnej terapii. 
	UWAGA: Po operacji króliki były ściśle obserwowane przez 1 dzień w inkubatorze intensywnej terapii, a następnie przeniesione do klatki domowej.</li>
	<li>Radzić sobie z bólem pooperacyjnym za pomocą tramadolu w dawce 5 mg/kg i ketoprofenu w dawce 3 mg/kg oraz podawać antybiotyki (4 mg/kg gentamycyny) dwa razy dziennie przez 3 dni we wstrzyknięciu podskórnym (patrz tabela materiałów). 
	UWAGA: Leczenie bólu pooperacyjnego powinno być zgodne z wytycznymi weterynaryjnymi i IACUC (np. opioidy, NLPZ, znieczulenie miejscowe lub kombinacja).</li>
	<li>Podawaj dietę wzbogaconą o 0,5% cholesterolu w 50 000 U witaminy D2 (HC + VitD2) przez 8 tygodni.</li>
</ol>
4. Echokardiografia
<ol>
	<li>Po 8 tygodniach od uszkodzenia balonu znieczulij królika, stosując tę samą procedurę, która została opisana w kroku 2.1.</li>
	<li>Wizualizuj zastawki aortalne za pomocą dwuwymiarowych widoków przezklatkowych i rejestruj obrazy w trybie M w widokach krótko- i długoosiowych.
	<ol>
		<li>Ułóż królika w pozycji leżącej na stole do echa.</li>
		<li>Ogol klatkę piersiową za pomocą maszynki do strzyżenia i kremu do depilacji.</li>
		<li>Nałóż żel do przetwornika ultradźwiękowego (patrz Tabela materiałów) na klatkę piersiową.</li>
		<li>Wyreguluj przetwornik, aby uzyskać przymostkowy widok długiej osi i przymostkowy widok krótkiej osi zastawki aortalnej.</li>
		<li>Obrazowanie w trybie M umożliwia rejestrowanie obrazów zastawki aortalnej zarówno w widoku długiej, jak i krótkiej, a następnie zapisywanie obrazów do późniejszej analizy.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Analiza histologiczna
<ol>
	<li>Po badaniu echokardiograficznym należy poddać królika eutanazji, podając dożylnie wstrzyknięcie chlorku potasu (KCl, 3 g/20 ml, 1 ml).</li>
	<li>Otwórz klatkę piersiową, zbierz serce za pomocą aorty wstępującej7 i umieść je na lodzie w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).</li>
	<li>Natychmiast zanurz serce w 4% roztworze paraformaldehydu (PFA) i zanurz je w bloku parafinowym (patrz Tabela Materiałów).</li>
	<li>Pokrój zatopiony w parafinie blok serca na sekcje o grubości 4 μm za pomocą mikrotomu i zabarwij skrawki trichromem Massona (MT), czerwienią alizarynową i von Kossa (patrz tabela materiałów), aby ocenić odpowiednio osadzanie kolagenu i zwapnienie zastawki8,9.</li>
</ol>

<ol><li>Aliev, G., Burnstock, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Watanabe+rabbits+with+heritable+hypercholesterolaemia%3A+A+model+of+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Histology+and+Histopathology%22%5BJournal%5D)">Watanabe rabbits with heritable hypercholesterolaemia: A model of atherosclerosis.</a> Histology and Histopathology. 13 (3), 797-817 (1998).</li>
<li>Cimini, M., Boughner, D. R., Ronald, J. A., Aldington, L., Rogers, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+aortic+valve+sclerosis+in+a+rabbit+model+of+atherosclerosis%3A+An+immunohistochemical+and+histological+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Heart+Valve+Disease%22%5BJournal%5D)">Development of aortic valve sclerosis in a rabbit model of atherosclerosis: An immunohistochemical and histological study.</a> Journal of Heart Valve Disease. 14 (3), 365-375 (2005).</li>
<li>Drolet, M. C., Couet, J., Arsenault, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+aortic+valve+sclerosis+or+stenosis+in+rabbits%3A+role+of+cholesterol+and+calcium%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Heart+Valve+Disease%22%5BJournal%5D)">Development of aortic valve sclerosis or stenosis in rabbits: role of cholesterol and calcium.</a> Journal of Heart Valve Disease. 17 (4), 381-387 (2008).</li>
<li>Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+calcific+aortic+valve+disease%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Inflammation%22%5BJournal%5D)">Animal models of calcific aortic valve disease.</a> International Journal of Inflammation. 2011, 364310(2011).</li>
<li>Honda, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+mouse+model+of+aortic+valve+stenosis+induced+by+direct+wire+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">A novel mouse model of aortic valve stenosis induced by direct wire injury.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (2), 270-278 (2014).</li>
<li>Niepmann, S. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graded+murine+wire-induced+aortic+valve+stenosis+model+mimics+human+functional+and+morphological+disease+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Research+in+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Graded murine wire-induced aortic valve stenosis model mimics human functional and morphological disease phenotype.</a> Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 847-856 (2019).</li>
<li>Robbins, N., Thompson, A., Mann, A., Blomkalns, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+excision+of+murine+aorta%3B+A+versatile+technique+in+the+study+of+cardiovascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Isolation and excision of murine aorta; A versatile technique in the study of cardiovascular disease.</a> Journal of Visualized Experiments. (93), e52172(2014).</li>
<li>Wirrig, E. E., Gomez, M. V., Hinton, R. B., Yutzey, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((COX2+inhibition+reduces+aortic+valve+calcification+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Arteriosclerosis%2C+Thrombosis%2C+and+Vascular+Biology%22%5BJournal%5D)">COX2 inhibition reduces aortic valve calcification in vivo.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 35 (4), 938-947 (2015).</li>
<li>Jung, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+dynamics+of+macrophage+heterogeneity+and+a+potential+function+of+Trem2%28hi%29+macrophages+in+infarcted+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal dynamics of macrophage heterogeneity and a potential function of Trem2(hi) macrophages in infarcted hearts.</a> Nature Communications. 13 (1), 4580(2022).</li>
<li>Freeman, R. V., Otto, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectrum+of+calcific+aortic+valve+disease%3A+Pathogenesis%2C+disease+progression%2C+and+treatment+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Spectrum of calcific aortic valve disease: Pathogenesis, disease progression, and treatment strategies.</a> Circulation. 111 (24), 3316-3326 (2005).</li>
<li>Lindman, B. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcific+aortic+stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Disease+Primers%22%5BJournal%5D)">Calcific aortic stenosis.</a> Nature Reviews Disease Primers. 2, 16006(2016).</li>
<li>Cuniberti, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+mild+aortic+valve+stenosis+in+a+rabbit+model+of+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Development of mild aortic valve stenosis in a rabbit model of hypertension.</a> Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2303-2309 (2006).</li>
<li>Marechaux, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+tissue+factor+in+experimental+aortic+valve+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">Identification of tissue factor in experimental aortic valve sclerosis.</a> Cardiovascular Pathology. 18 (2), 67-76 (2009).</li>
<li>Hara, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progression+of+calcific+aortic+valve+sclerosis+in+WHHLMI+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Atherosclerosis%22%5BJournal%5D)">Progression of calcific aortic valve sclerosis in WHHLMI rabbits.</a> Atherosclerosis. 273, 8-14 (2018).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów, które mogliby zadeklarować w związku z tą pracą.

Zwierzęce modele AVS są powszechnie stosowane do badania patologicznych aspektów AVS, w tym inicjacji i progresji AVS. Protokół ten wprowadza nowy model AVS królika wywołany bezpośrednim uszkodzeniem zastawki aortalnej przez balon. W tym badaniu model uszkodzenia zastawki aortalnej wykazał znaczne pogrubienie i zwapnienie płatka. W porównaniu z łagodnym modelem AVS indukowanym suplementacją diety, zastawka aortalna w modelu bezpośredniego uszkodzenia balonu była selektywnie uszkodzona, co prowadziło do pogrubienia guzków...

Coraz częściej uznaje się, że użycie odpowiednich modeli zwierzęcych może przyczynić się do lepszego zrozumienia patologicznych mechanizmów leżących u podstaw zwężenia zastawki aortalnej (AVS) z powodu braku dostępu do wiarygodnych źródeł chorych ludzkich zastawek aortalnych związanych z postępem zwężenia zastawki aortalnej (AS). Spośród różnych modeli zwierzęcych do badania AVS, króliki są jednym z najczęściej używanych modeli AVS dla dużych zwierząt, a model królika AVS jest indukowany albo przez suplementację cholesterolu/witaminy D2, albo przez manipulację genetyczną1,2,3,4.
Chociaż modele AVS dla królików dostarczyły istotnych informacji na temat rozwoju i postępu AVS, nadal pozostaje wyzwaniem do konsekwentnego i powtarzalnego wywoływania AVS, co widać w naszych wstępnych eksperymentach.
Oprócz modeli zwierzęcych uzależnionych od diety i genetycznie podatnych, nowy model AVS został stworzony poprzez bezpośrednie mechaniczne urazy u myszy5,6. Model urazu mechanicznego z powodzeniem indukuje zwężenie zastawki aortalnej i stanowi prosty i powtarzalny model AVS u myszy typu dzikiego. Zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, nie przeprowadzono wcześniejszych badań oceniających wpływ urazu mechanicznego na zastawkę aortalną w modelach królików. W związku z tym badanie to zapewnia nową procedurę indukowania AVS u samców białych królików nowozelandzkich poprzez bezpośrednie uszkodzenie zastawki aortalnej przez balon, które może dokładnie naśladować stan zastawkowego zwężenia zastawki aortalnej. Protokół ten zawiera opisy krok po kroku preparatu, zabiegu chirurgicznego i opieki pooperacyjnej, które są przydatne do indukowania powtarzalnych modeli królików AVS.

<table><tbody><tr><td>3-0 Szew jedwabny</td><td>AILEE</td><td>SK312</td><td></td></tr><tr><td>4% paraformaldehyd (PFA)</td> <td>Intron</td><td>IBS-BP031-2</td><td></td></tr><tr><td>Czerwony alizaryn Roztwór</td><td>Millpore</td><td>TMS-008-C</td><td></td></tr><tr><td>ASAHI SION NIEBIESKI&nbsp;</td><td>Przewód doprowadzający</td> <td>ASAHI</td><td></td></tr><tr><td>Tylna osłona stołu</td><td>Yuhan kimberly</td><td>80101-30</td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie do opróżniania balonów</td><td>Demax Medical</td><td>DID30s</td> Bionet Monitor weterynaryjny <td></td></tr><tr><td></td><td>BIONET</td><td>BM3 VET</td><td></td></tr><tr><td>C-Arm</td><td>SIEMENS Healthcare GmbH</td><td>Cios alpha</td><td></td></tr><tr><td>Certyfikowana dieta dla królików</td><td>Purina</td><td>5322</td><td>4,7% uwodorniony olej kokosowy, 0,5% cholesterol i 1% Inteligentny inkubator do melasy</td></tr><tr><td>Curadle</td><td>Autoelex</td><td>CS-CV206</td><td>Oddział Intensywnej Terapii (OIOM)</td></tr><tr><td>Ergokalcyferol</td><td>Sigma-aldrich&nbsp;</td><td>E5750</td><td>Witamina D2</td></tr><tr><td>Kleszcze spojówkowe Fechtnera tytan</td><td>WORLD PRECISSION Instrument</td><td>WP1820</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>HEBU</td><td>HB203</td><td></td></tr><tr><td>Gentamycyna</td><td>Shin Poong</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glikopirolan&nbsp;</td><td>SamChunDang</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Greenflex NS</td><td>DAI HAN PHARM</td><td></td><td>Sól fizjologiczna normalna 500 ml</td></tr><tr><td>roztwór hematoksyliny</td><td>Sigma-aldrich&nbsp;</td><td>HT1079-1 ZESTAW</td><td></td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>JW farmaceutyczna</td><td></td><td>25 000 U</td></tr><tr><td>Zestaw infuzyjny do jednorazowego użytku</td><td>SWOON MEDICAL</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jod</td><td>Zielony farmaceutyczny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jodixanol</td><td>GE Healthcare</td><td>Visipaque</td><td>Roztwór do inflacji (środek kontrastowy)</td></tr><tr><td>Cewnik dożylny 22 G</td><td>BD&nbsp;</td><td></td><td></td>382423</tr><tr><td>Cewnik dożylny 24 G</td><td>BD</td><td>382412</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td> Strzykawka <td>SamChunDang</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Luer-Lok 10 ml</td><td>Becton Dickinson Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Luer-Lok strzykawka 3 ml</td><td>Becton Dickinson Mikroskop medyczny</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>OLYMPUS</td><td>SZ61</td><td></td></tr><tr><td>Mikrotom</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>HM 325</td><td></td></tr><tr><td>MT zestaw do barwienia</td><td>Sigma-aldrich</td><td>HT15-1kt</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na igły</td><td>Solco</td><td>009-1304</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na igłę z zamkiem i szwem</td><td>JEUNGDO BIO & PLANT</td><td>H-1222-18</td><td></td></tr><tr><td>Parafina</td><td>LK LABKOREA</td><td>H06-660-107</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek potasu 40</td><td>Daihan Pharm</td><td></td><td>KCl</td></tr><tr><td>Prelude Idealna osłona hydrofilowa</td><td>MERIT MEDICAL</td><td>PID4F11018SS</td><td>Osłona 4F</td></tr><tr><td>PTA Cewnik dylatacyjny balonowy</td><td>Boston Scientific</td><td>H749-3903280208-0</td><td>Cewnik balonowy 8,0 mm</td></tr><tr><td>Rompun</td><td>Elanco</td><td></td><td>Xylaxine</td></tr><tr><td>sterylna Gaza</td><td>DAE HAN Medical</td><td></td><td>10 cm x 20 cm&nbsp;</td></tr><tr><td>Rękawice chirurgiczne</td><td>Fartuch chirurgiczny Ansell</td><td>Ansell</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Yuhan kimberly</td><td>90002-02</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne</td><td>Nopa, Niemcy</td><td>AC020/16</td><td></td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna</td><td>3M micopore</td><td>1530-1</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 1 ml</td><td>Shin Chang Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 ml</td><td>Shin Chang Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kaseta na tkanki</td><td>Scilav korea</td><td>Cas3003</td><td></td></tr><tr><td>Żel przetwornika&nbsp;</td><td>SUNGHEUNG</td><td>SH102</td><td></td></tr><tr><td>Tridol</td><td>Yuhan Corp.</td><td></td> System ultrasonograficzny <td>Tramadol HCl</td></tr><tr><td></td><td>Philps</td><td>Affiniti 50</td><td></td></tr><tr><td>Von Kossa zestaw do barwienia</td><td>Abcam</td><td>ab105689</td><td></td></tr><tr><td>Zoletil 50</td><td>Virbac korea</td><td></td><td>Tiletamina & zolazepam</td></tr></tbody></table>

model zwężenia zastawki aortalnej królika wywołany bezpośrednim uszkodzeniem balonu

A Rabbit Aortic Valve Stenosis Model Induced by Direct Balloon Injury

Modele zwierzęce stają się ważnym narzędziem do zrozumienia mechanizmów patologicznych leżących u podstaw zwężenia zastawki aortalnej (AVS) z powodu braku dostępu do wiarygodnych źródeł chorych ludzkich zastawek aortalnych. Spośród różnych modeli zwierzęcych, modele królików AVS są jednymi z najczęściej stosowanych w badaniach na dużych zwierzętach. Jednak tradycyjne modele królików AVS wymagają długotrwałego okresu suplementacji diety i manipulacji genetycznej w celu wywołania znacznego zwężenia zastawki aortalnej, co ogranicza ich zastosowanie w badaniach eksperymentalnych. Aby rozwiązać te problemy, zaproponowano nowy model królika AVS, w którym zwężenie jest wywoływane przez bezpośrednie uszkodzenie zastawki aortalnej przez balon. Niniejszy protokół opisuje skuteczną technikę indukowania AVS u królików białych nowozelandzkich (NZW), z procedurami krok po kroku dotyczącymi przygotowania, zabiegu chirurgicznego i opieki pooperacyjnej. Ten prosty i powtarzalny model stanowi obiecujące podejście do badania inicjacji i progresji AVS oraz stanowi cenne narzędzie do badania patologicznych mechanizmów leżących u podstaw choroby.

Króliczy model AVS indukowany uszkodzeniem zastawki aortalnej 
W celu indukowania króliczego modelu AVS w badaniu wykorzystano samce królików rasy NZW o masie 3,5-4,0 kg. Zgodnie z procedurami chirurgicznymi opisanymi w kroku 2 (Rysunek 2), model AVS ustanowiono poprzez uszkodzenie zastawki aortalnej, co doprowadziło do mechanicznej degeneracji i zwapnienia zastawki aortalnej. Grupa kontrolna obejmowała króliki karmione dietą wzbogaconą o 0,5% cholesterolu (wysokocholeste...

Odpowiedni model zwierzęcy jest potrzebny do zrozumienia mechanizmów patologicznych leżących u podstaw zwężenia zastawki aortalnej (AVS) i oceny skuteczności interwencji terapeutycznych. Niniejszy protokół opisuje nową procedurę opracowywania modelu królika AVS poprzez bezpośrednie uszkodzenie balonu in vivo.

Model zwężenia zastawki aortalnej królika wywołany bezpośrednim uszkodzeniem balonu

Animal models are emerging as an important tool to understand the pathologic mechanisms underlying aortic valve stenosis (AVS) because of the lack of ...

Roczne modele stają się ważnym narzędziem do zrozumienia mechanizmów patologicznych leżących u podstaw zwężenia zastawki aortalnej z powodu braku dostępu do wiarygodnych źródeł chorych ludzkich zastawek aortalnych. Tradycyjne modele królików ze zwężeniem zastawki aortalnej wymagają długotrwałej suplementacji diety i manipulacji genetycznej w celu wywołania znacznego zwężenia zastawki aortalnej, co ogranicza ich zastosowanie w badaniach eksperymentalnych. Technika ta opisuje nową procedurę wywoływania zwężenia zastawki aortalnej u królików poprzez bezpośrednie uszkodzenie zastawki aortalnej, które może dokładnie naśladować stan człowieka ze zwężeniem zastawki aortalnej.Procedurę zademonstrują Eun-Hye Park, Jin-Moo Kim i Eunmi Lee, specjaliści ds. badań z mojego regulatora. Przygotowanie zestawu cewnika balonowego do dylatacji należy rozpocząć od podłączenia urządzenia do opróżniania wypełnionego mieszaniną jeden do jednego soli fizjologicznej i dostępnego w handlu środka kontrastowego do części Luer lock cewnika balonowego. Po napełnieniu balonu roztworem do napełniania usuń powietrze z cewnika balonowego.Rozpocznij procedurę chirurgiczną od wprowadzenia cewnika dożylnego lub dożylnego o rozmiarze 24 do żyły usznej brzeżnej znieczulonego królika. Podłącz zestaw infuzyjny ze 100 jednostkami na kilogram heparyny i soli fizjologicznej. Następnie połącz królika z wieloparametrowym monitorem weterynaryjnym, aby stale monitorować parametry życiowe, takie jak sygnał nasycenia tlenem lub temperatura SpO2 i ciśnienie krwi.Po umieszczeniu królika w pozycji leżącej na plecach na stole operacyjnym wyposażonym we fluoroskopię z ramieniem C, usuń włosy z brzusznej części szyi za pomocą maszynki do strzyżenia włosów zwierzęcych. Wysterylizuj miejsce nacięcia jodem i przykryj królika ręcznikami chirurgicznymi. Aby ustawić serce królika, włącz ramię C i wybierz tryb fluoroskopowy do obrazowania serca.Dostosuj pozycję królika, aby upewnić się, że serce znajduje się w środku pola obrazowania. Po dostosowaniu pozycji wykonaj podłużne nacięcie o długości około trzech centymetrów w skórze szyi i użyj nożyczek chirurgicznych, aby przeciąć powięź i tkankę tłuszczową. Następnie ostrożnie rozdziel mięśnie, aż około 3 do 3,5 centymetra lewej tętnicy szyjnej wspólnej lub LCCA zostanie odsłonięte.Podwiąż LCCA za pomocą jedwabnego szwu 3-0 na górze i na końcu odsłoniętego LCCA, aby zatrzymać przepływ krwi. Wprowadzić cewnik dożylny o rozmiarze 22 do LCCA. Następnie wprowadź drut doprowadzający o długości 0,016 cala do lewej komory przez cewnik dożylny, upewniając się, że końcówka cewnika jest prawidłowo umieszczona w polu obrazowania ramienia C.Następnie wyjmij cewnik dożylny, pozostawiając drut doprowadzający przed umieszczeniem 4 francuskich osłonek na przewodzie doprowadzającym do LCCA, aby wprowadzić cewnik balonowy. Ostrożnie włóż ośmiomilimetrowy cewnik balonowy przez drut doprowadzający do zastawki aortalnej pod fluoroskopowym kierownictwem ramienia C. Umieść końcówkę cewnika balonowego około jednego do dwóch centymetrów dystalnie do zastawki aortalnej i napompuj balon, przepłukując roztwór do napełniania inflatorem ciśnieniowym o temperaturze sześciu atmosfer.Następnie wsuń balon do lewej komory lub wierzchołka lewej komory i wciągnij go z powrotem do wylotu lewej komory. Powtórz tę procedurę pięć razy przed opróżnieniem balonu. Wyjmij cewnik balonowy i drut prowadny, a następnie powoli zdejmij osłonkę z LCCA i natychmiast zwiąż LCCA ze szwem w drodze w dół do zastawki aortalnej.Oczyść obszar nacięcia solą fizjologiczną, aby usunąć skrzepy krwi. Sprawdź miejsce nakłucia pod kątem krwawienia tętniczego przed zamknięciem mięśni i skóry za pomocą niewchłanialnego szwu 3-0. Po zakończeniu wysterylizuj ranę za pomocą jodu.Po operacji należy usunąć plastry i klipsy monitorujące i trzymać królika w inkubatorze do intensywnej terapii. Po ośmiu tygodniach od uszkodzenia balonu połóż znieczulonego królika na stole do echa w pozycji leżącej. Nałóż żel do przetworników ultradźwiękowych na klatkę piersiową po goleniu okolicy klatki piersiowej.Wyreguluj przetwornik, aby uzyskać perysternalny widok długiej osi i okołomostkowy widok krótkiej osi zastawki aortalnej. Użyj trybu obrazowania, aby rejestrować obrazy zastawki aortalnej i zapisywać obrazy do późniejszej analizy. Ocena zmian strukturalnych w zastawce aortalnej wykazała, że osiem tygodni po uszkodzeniu zastawki aortalnej guzki były pogrubione, a ruch ograniczony u rannych królików karmionych dietą o wysokiej zawartości cholesterolu i witaminy D2 w porównaniu z królikami typu kontrolnego lub dzikiego, a króliki karmione dietą o wysokiej zawartości cholesterolu i witaminy D2 były karmione dietą o wysokiej zawartości cholesterolu i witaminy D2 bez uszkodzenia zastawki.Króliki zostały złożone w ofierze, a serca wycięto osiem tygodni po urazie w celu przeprowadzenia analizy histologicznej zastawki aortalnej. Zastawka aortalna zabarwiona trichromem Massona wykazała zwiększoną grubość guzków zastawki aortalnej w grupie poszkodowanej w porównaniu z grupą kontrolną w grupach z wysokim poziomem cholesterolu i dietą indukowaną witaminą D2. Barwienie czerwienią alizaryny i barwienie Von Kossa przeprowadzono w celu porównania stopnia zastawkowych złogów wapnia, które wskazywały na znikome złogi wapnia w płatkach zastawkowych w grupie indukowanej wysokim poziomem cholesterolu i witaminy D2.Natomiast znaczne osady wapienne zaobserwowano w grupie zranionej balonem. Skuteczna technika wywoływania arktycznego zwężenia zastawki w modelu królika została zademonstrowana tutaj z wyjaśnieniem krok po kroku bezpośredniego uszkodzenia zastawki aortalnej przez balon. Ten prosty i powtarzalny model stanowi obiecujące podejście do badania inicjacji i progresji zwężenia zastawki aortalnej oraz stanowi cenne narzędzie do badania patologicznych mechanizmów leżących u podstaw zwężenia zastawki aortalnej.

a-rabbit-aortic-valve-stenosis-model-induced-by-direct-balloon-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Opisano zoptymalizowaną technikę mikrosurgicalnego tworzenia tętniaków rozwidleń tętniczych, naśladujących ludzkie tętniaki rozwidleń naczyń mózgowych. Torebka żylna zostaje wszyta w sztucznie stworzone prawdziwe rozwidlenie obu tętnic szyjnych wspólnych. Zastosowanie ułatwionych technik mikrosurgicalnych oraz agresywnego przeciwkrzeplenia i analgezji pooperacyjnej prowadzi do zminimalizowania wskaźników zachorowalności oraz wysokiego stopnia drożności tętniaków.

Mikrochirurgiczne tętniaki rozwidleń tętniczych z wykorzystaniem zastawki żylnej w modelu królika: aspekty techniczne

Źródło: Wanderer, S.,  i inni. Model tętniaka mikrochirurgicznego bifurkacji u królika. J. Vis. Exp. (2020)Ten film pokazuje tworzenie eksperymentalnego modelu tętniaka u królika przy użyciu torebki naczyniowej poddanej elastazie. Po wycięciu fragmentu prawego CCA, worek jest traktowany elastazą, a następnie zszywany do lewego CCA w celu przywrócenia przepływu krwi. Powstałe naprężenia na osłabionych ściankach worka indukują powstawanie tętniaka.

Opracowanie eksperymentalnego modelu tętniaka u królika przy użyciu torebki naczyniowej nasączonej elastazą

Ten protokół wykorzystuje cewnik balonowy do spowodowania uszkodzenia śródświetlnego tętnicy szyjnej szczura i wywołania przerostu neointimalu. Jest to dobrze ugruntowany model do badania mechanizmów przebudowy naczyń krwionośnych w odpowiedzi na uraz. Jest również szeroko stosowany do określania ważności potencjalnych podejść terapeutycznych.

Uszkodzenie balonu naczyniowego i podanie śródświetlne w tętnicy szyjnej szczura

Opisany poniżej model uszkodzenia balonu szyjnego u szczura pozwala badaczom ocenić leki lub terapie, które negują przerost tętnic wywołany urazem. Opisano szczegółowe przygotowanie przedoperacyjne, zabieg chirurgiczny i opiekę pooperacyjną nad zwierzęciem.

Model uszkodzenia balonu szyjnego szczura do testowania terapii przeciwnaczyniowej

Zwierzęce modele miażdżycy są niezbędne do zrozumienia mechanizmu i zbadania nowszych metod zapobiegania rozwojowi lub pękaniu płytki nazębnej, głównej przyczynie zgonów w uprzemysłowionym świecie. Protokół ten wykorzystuje połączenie uszkodzenia balonu i diety bogatej w cholesterol w celu wywołania blaszek miażdżycowych w tętnicy biodrowej królika.

Króliczy model przyspieszonej miażdżycy: perspektywa metodologiczna uszkodzenia balonika tętnicy biodrowej

Ten artykuł demonstruje model mysi do badania rozwoju przerostu mięśniowo-intimalnego (MH) po uszkodzeniu balonu aorty.

Uraz balonowy w celu wywołania przerostu mięśniowo-wewnętrznej w aorcie brzusznej myszy

Uszkodzenie balonu tętnicy szyjnej szczura naśladuje zabieg angioplastyki klinicznej wykonywany w celu przywrócenia przepływu krwi w naczyniach miażdżycowych. Model ten indukuje reakcję na uszkodzenie tętnicy poprzez rozdęcie ściany tętnicy i obnażenie warstwy wewnętrznej komórek śródbłonka, ostatecznie powodując przebudowę i reakcję hiperplastyczną błony wewnętrznej.

Segmentowe uszkodzenie balonu tętnicy szyjnej szczura z kontrolowanym ciśnieniem z okołoprzybytkowym zastosowaniem terapeutycznym

Rozwój i testowanie urządzeń wewnątrznaczyniowych do leczenia tętniaków wewnątrzczaszkowych jest nadal bardzo ważne. Większość stosowanych obecnie modeli tętniaków pomija albo ważne cechy zwyrodniałej ściany tętnicy, albo hemodynamikę prawdziwego rozwidlenia. Dlatego naszym celem było zaprojektowanie nowatorskiego modelu bifurkacji worka tętniczego u królików.

Worek tętniczy Model tętniaka bifurkacji mikrochirurgicznej u królika

Tutaj opisujemy technikę mikrochirurgicznego tworzenia gigantycznych tętniaków bifurkacyjnych u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych.

Mikrochirurgiczne tworzenie gigantycznych tętniaków bifurkacji u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych

Ciągły zapis ciśnienia tętniczego krwi pozwala na badanie wpływu różnych parametrów hemodynamicznych. W niniejszym raporcie przedstawiono zastosowanie ciągłego monitorowania ciśnienia tętniczego krwi w dużym zwierzęcym modelu udaru niedokrwiennego w celu określenia patofizjologii udaru, wpływu różnych czynników hemodynamicznych oraz oceny nowych podejść do leczenia.

Monitorowanie i modulacja ciśnienia krwi w czasie rzeczywistym w króliczym modelu udaru niedokrwiennego

Obecne badanie demonstruje wysoce powtarzalny model zwierzęcy ostrego regionalnego niedokrwienia mięśnia sercowego i uszkodzenia reperfuzyjnego u królików przy użyciu mini-torakotomii lewej dla przypadków przeżycia lub sternotomii linii środkowej dla przypadków nieprzeżytych.

Model uszkodzenia niedokrwiennego i reperfuzyjnego u królików

Poznaj nową metodę wywoływania zwężenia zastawki aortalnej u królików poprzez bezpośrednie uszkodzenie balonem. Model ten umożliwia badanie mechanizmów patologicznych AVS i ocenę terapii.

Model zwężenia zastawki aortalnej królika wywołany bezpośrednim uszkodzeniem balonu

Przeglądaj więcej filmów