Model ucha myszy do oceny alergicznego kontaktowego zapalenia skóry

Model ten może być wykorzystywany nie tylko do badania patogenezy ACD, ale ma również zastosowanie w przedklinicznej ewolucji nowych metod terapeutycznych, co ma istotne znaczenie. Jest to stabilny i wydajny model zwierzęcy z wieloma zaletami, takimi jak krótki okres eksperymentu, łatwa obsługa, oczywiste objawy i wysoki wskaźnik sukcesu. Nasz protokół eksperymentalny jest bardzo szczegółowy i łatwy w obsłudze.

Upewnij się, że postępujesz zgodnie z każdym krokiem protokołu. Przed rozpoczęciem modelowania należy zaaklimatyzować myszy do środowiska przez tydzień ze swobodnym dostępem do pożywienia i wody. W dniu modelowania, używając lampy ultrafioletowej i 75% alkoholu, oczyść i zdezynfekuj otoczenie i blaty.

Nałóż wodę z mydłem na brzuch myszy za pomocą bawełnianego wacika i ogol obszar w kierunku wzrostu włosów za pomocą ostrza lub golarki. Zważ mysz i porównaj zmiany wagi w każdej grupie. Przed wykonaniem stymulacji uczulającej brzuch należy upewnić się, że wszelkie drobne urazy skóry brzucha myszy spowodowane goleniem są w pełni wyleczone.

Przygotuj 0,5% roztwór DNFB i rozcieńcz go mieszaniną acetonu i oliwy z oliwek w stosunku 4 do 1. Za pomocą pistoletu do pipet przedmuchaj i wymieszaj 20 razy, aby dokładnie wymieszać roztwór DNFB. Nałóż 25 mikrolitrów 0,5% roztworu DNFB na środek obszaru golenia brzucha za pomocą pipetera i lekko rozprowadź gładką stroną końcówki pipety, aby równomiernie ją rozprowadzić.

Po 30 sekundach stymulacji DNFB umieść mysz w pustej klatce bez ściółki, aby zapobiec ścieraniu się roztworu DNFB przez mysz. Gdy roztwór całkowicie wyschnie, umieść mysz z powrotem w oryginalnej klatce ze swobodnym dostępem do jedzenia i wody. W celu stymulacji uwrażliwienia na ucho zorientuj ciało myszy i ustaw zewnętrzną granicę małżowiny usznej skierowaną w dół, aby zapobiec przedostawaniu się roztworu do kanału słuchowego podczas stymulacji DNFB.

W dniach 4 i 10 za pomocą pipetera nanieść powoli i równomiernie 20 mikrolitrów nośnika lub 0,2% roztworu DNFB na wewnętrzną powierzchnię lewej małżowiny usznej i delikatnie rozprowadzić roztwór gładką stroną pipety. Prawe ucho należy pozostawić nieleczone. Poczekaj, aż roztwór DNFB wyschnie i umieść mysz z powrotem w klatce.

Po stymulacji uwrażliwienia jamy brzusznej i uszu myszy waż się co dwa dni, począwszy od pierwszego dnia. Porównaj wagę każdej myszy z dniem zerowym i oceń wpływ ACD na masę ciała myszy w miarę zmian wagi. Rób zdjęcia uszu myszy w wysokiej rozdzielczości, aby rejestrować objawy kliniczne ACD co dwa dni, począwszy od pierwszego dnia.

Za pomocą suwmiarki z noniuszem mierz grubość małżowiny usznej o tej samej porze każdego dnia, aby uzyskać dokładne wyniki. Zatrzymaj suwmiarki z noniuszem przed dalszym zaciskaniem do wewnątrz, gdy występuje niewielka blokada, aby zapobiec uszkodzeniu tkanek ucha myszy. Utrzymuj stałą pozycję i zapisuj dane dla obu uszu.

Zapisz średnią z trzech danych i oceń obrzęk ucha w mikrometrach. Aby ocenić stopień obrzęku zapalnego w 11 dniu, przygotuj 0,5% roztwór barwnika Evans Blue i rozcieńcz go PBS. Aby unieruchomić mysz za pomocą stabilizatora, otwórz pokrywę, przytrzymaj ogon myszy, ustaw głowę myszy w stronę stabilizatora i pozwól myszy instynktownie wspiąć się na stabilizator.

Przykryj pokrywkę. Spraw, aby ogonek myszy wyszedł z otworu w pokrywie i wyreguluj długość utrwalacza, aby odsłonić cały ogon myszy. Kilkakrotnie przetrzyj ogon wacikiem nasączonym alkoholem lub namocz go w ciepłej wodzie na 30 sekund i delikatnie uszczypnij korzeń ogona, aby go wypełnić, i rozszerz żyły po obu stronach.

Powoli wstrzyknąć roztwór Evans Blue Dye do żyły ogonowej myszy za pomocą igły insulinowej o średnicy 1 mm pod wpływem naświetlania zimnego źródła światła. Poczekaj 15 minut, aby zrobić zdjęcia uszu myszy. Uszy myszy z grupy DNFB wykazywały wyraźne objawy kliniczne porównywalne z ACD, przy czym wrażliwe obszary wykazywały typowe objawy zaczerwienienia, suchości, erozji i wysięku.

Jednak podawanie do ucha czystej wody lub kontroli rozpuszczalnika nie wywołało żadnych objawów podobnych do grupy DNFB. W grupie DNFB, w porównaniu z nieleczonym prawym uchem, grubość lewego ucha znacznie wzrosła po stymulacji DNFB. Nie stwierdzono istotnych różnic w grupie kontrolnej i grupie pojazdów.

Lewe ucho myszy z grupy DNFB zmieniło kolor na ciemnoniebieski po wstrzyknięciu barwnika Evans Blue, który wizualnie różnił się od prawego ucha. Lewe i prawe ucho myszy w grupach kontrolnych i nośnikach były mniej więcej tego samego koloru. Przyrost masy ciała myszy został nieco spowolniony przez DNFB, czyli prostą stymulację pojazdu, ale nie spowodował znaczącej utraty wagi.

Powtarzająca się stymulacja DNFB w uchu myszy powodowała powiększenie śledziony i wzrost wskaźnika śledziony. Natomiast indeks śledziony myszy w grupie nośnej nie zmienił się znacząco. Upewnij się, że roztwór DINFB jest całkowicie wymieszany i równomiernie nałożony na ucho myszy bez wpływu do kanału słuchowego.

To jest klucz do sukcesu w modelingu.