Name: Lekki implant napędowy do przewlekłych zapisów tetrody u młodych myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 34 s
Description: Poznaj metodę lekkiego implantu napędowego do przewlekłych zapisów tetrody u młodych myszy. Technika umożliwia rejestrację aktywności sieci neuronowych w 16 dwustronnych regionach mózgu, wspierając badania nad rozwojem mózgu i zaburzeniami neurorozwojowymi.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez National Institutes of Health R01 NS104829 (B.E.P.), R01 MH117149 (L.J.V.) i F99NS12053 (L.D.Q.) oraz UT Southwestern GSO Endowment Award (R.J.P. i L.D.Q.). Autorzy dziękują Jenny Scaria (Texas Tech University, Health Sciences Center, School of Pharmacy) za pomoc techniczną oraz dr Brendonowi Watsonowi (University of Michigan) za sugestie metodologiczne.

Micro-Drive Implant for Recording Daily Neural Activity in Juvenile Mice

<ol><li>Konrad, K., Firk, C., Uhlhaas, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+development+during+adolescence%5BTitle%5D)+AND+%22Deutsches+Arzteblatt+International%22%5BJournal%5D)">Brain development during adolescence.</a> Deutsches Arzteblatt International. 110 (25), 425-431 (2013).</li>
<li>Silbereis, J. C., Pochareddy, S., Zhu, Y., Li, M., Sestan, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cellular+and+molecular+landscapes+of+the+developing+human+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">The cellular and molecular landscapes of the developing human central nervous system.</a> Neuron. 89 (2), 248-268 (2016).</li>
<li>Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+development+in+rodents+and+humans%3A+Identifying+benchmarks+of+maturation+and+vulnerability+to+injury+across+species%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species.</a> Progress in Neurobiology. 106-107, 1-16 (2013).</li>
<li>Volk, L., Chiu, S. -L., Sharma, K., Huganir, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glutamate+synapses+in+human+cognitive+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Glutamate synapses in human cognitive disorders.</a> Annual Review of Neuroscience. 38, 127-149 (2015).</li>
<li>Lord, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autism+spectrum+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Disease+Primers%22%5BJournal%5D)">Autism spectrum disorder.</a> Nature Reviews Disease Primers. 6, 5(2020).</li>
<li>McCutcheon, R. A., Reis Marques, T., Howes, O. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Schizophrenia+-+An+overview%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Schizophrenia - An overview.</a> JAMA Psychiatry. 77 (2), 201-210 (2020).</li>
<li>Hopfield, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+networks+and+physical+systems+with+emergent+collective+computational+abilities%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Neural networks and physical systems with emergent collective computational abilities.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 79 (8), 2554-2558 (1982).</li>
<li>Heeger, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Theory+of+cortical+function%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Theory of cortical function.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (8), 1773-1782 (2017).</li>
<li>Pouget, A., Dayan, P., Zemel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Information+processing+with+population+codes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Information processing with population codes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 1, 125-132 (2000).</li>
<li>Averbeck, B. B., Latham, P. E., Pouget, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+correlations%2C+population+coding+and+computation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Neural correlations, population coding and computation.</a> Nature Reviews Neuroscience. 7 (5), 358-366 (2006).</li>
<li>Bey, A. L., Jiang, Y. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overview+of+mouse+models+of+autism+spectrum+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Overview of mouse models of autism spectrum disorders.</a> Current Protocols in Pharmacology. 66, 1-26 (2014).</li>
<li>Kazdoba, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Translational+mouse+models+of+autism%3A+Advancing+toward+pharmacological+therapeutics%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Topics+in+Behavioral+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Translational mouse models of autism: Advancing toward pharmacological therapeutics.</a> Current Topics in Behavioral Neurosciences. 28, 1-52 (2016).</li>
<li>Mendoza, M. L., Quigley, L. D., Dunham, T., Volk, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((KIBRA+regulates+activity-induced+AMPA+receptor+expression+and+synaptic+plasticity+in+an+age-dependent+manner%5BTitle%5D)+AND+%22iScience%22%5BJournal%5D)">KIBRA regulates activity-induced AMPA receptor expression and synaptic plasticity in an age-dependent manner.</a> iScience. 25 (12), 105623(2022).</li>
<li>Bernardet, M., Crusio, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fmr1+KO+mice+as+a+possible+model+of+autistic+features%5BTitle%5D)+AND+%22The+Scientific+World+Journal%22%5BJournal%5D)">Fmr1 KO mice as a possible model of autistic features.</a> The Scientific World Journal. 6, 1164-1176 (2006).</li>
<li>Weaving, L. S., Ellaway, C. J., Gécz, J., Christodoulou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rett+syndrome%3A+Clinical+review+and+genetic+update%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Genetics%22%5BJournal%5D)">Rett syndrome: Clinical review and genetic update.</a> Journal of Medical Genetics. 42 (1), 1-7 (2005).</li>
<li>Krawczyk, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hippocampal+hyperexcitability+in+fetal+alcohol+spectrum+disorder%3A+Pathological+sharp+waves+and+excitatory%2Finhibitory+synaptic+imbalance%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">Hippocampal hyperexcitability in fetal alcohol spectrum disorder: Pathological sharp waves and excitatory/inhibitory synaptic imbalance.</a> Experimental Neurology. 280, 70-79 (2016).</li>
<li>Jaramillo, T. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+striatal+synaptic+function+and+abnormal+behaviour+in+Shank3+exon4-9+deletion+mouse+model+of+autism%5BTitle%5D)+AND+%22Autism+Research%22%5BJournal%5D)">Altered striatal synaptic function and abnormal behaviour in Shank3 exon4-9 deletion mouse model of autism.</a> Autism Research. 9 (3), 350-375 (2016).</li>
<li>Suh, J., Foster, D. J., Davoudi, H., Wilson, M. A., Tonegawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+hippocampal+ripple-associated+replay+in+a+mouse+model+of+schizophrenia%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Impaired hippocampal ripple-associated replay in a mouse model of schizophrenia.</a> Neuron. 80 (2), 484-493 (2013).</li>
<li>Altimus, C., Harrold, J., Jaaro-Peled, H., Sawa, A., Foster, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disordered+ripples+are+a+common+feature+of+genetically+distinct+mouse+models+relevant+to+schizophrenia%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Neuropsychiatry%22%5BJournal%5D)">Disordered ripples are a common feature of genetically distinct mouse models relevant to schizophrenia.</a> Molecular Neuropsychiatry. 1 (1), 52-59 (2015).</li>
<li>Marcotte, E. R., Pearson, D. M., Srivastava, L. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+schizophrenia%3A+A+critical+review%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Psychiatry+and+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Animal models of schizophrenia: A critical review.</a> Journal of Psychiatry and Neuroscience. 26 (5), 395-410 (2001).</li>
<li>Makuch, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+AMPA+receptor+function+by+the+human+memory-associated+gene+KIBRA%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Regulation of AMPA receptor function by the human memory-associated gene KIBRA.</a> Neuron. 71 (6), 1022-1029 (2011).</li>
<li>Dutta, S., Sengupta, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Men+and+mice%3A+Relating+their+ages%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sciences%22%5BJournal%5D)">Men and mice: Relating their ages.</a> Life Sciences. 152, 244-248 (2016).</li>
<li>Kloosterman, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording%3A+Drive+fabrication%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Micro-drive array for chronic in vivo recording: Drive fabrication.</a> Journal of Visualized Experiments. (26), e1094(2009).</li>
<li>Buzsáki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nature Neuroscience. 7 (5), 446-451 (2004).</li>
<li>Farooq, U., Dragoi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emergence+of+preconfigured+and+plastic+time-compressed+sequences+in+early+postnatal+development%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Emergence of preconfigured and plastic time-compressed sequences in early postnatal development.</a> Science. 363 (6423), 168-173 (2019).</li>
<li>Langston, R. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+spatial+representation+system+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Development of the spatial representation system in the rat.</a> Science. 328 (5985), 1576-1580 (2010).</li>
<li>Wills, T. J., Cacucci, F., Burgess, N., O'Keefe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+hippocampal+cognitive+map+in+preweanling+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Development of the hippocampal cognitive map in preweanling rats.</a> Science. 328 (5985), 1573-1576 (2010).</li>
<li>Bjerknes, T. L., Moser, E. I., Moser, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Representation+of+geometric+borders+in+the+developing+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Representation of geometric borders in the developing rat.</a> Neuron. 82 (1), 71-78 (2014).</li>
<li>Bjerknes, T. L., Dagslott, N. C., Moser, E. I., Moser, M. -B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Path+integration+in+place+cells+of+developing+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Path integration in place cells of developing rats.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (7), E1637-E1646 (2018).</li>
<li>Jansen, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+%CE%B8-%CE%B3+coupling+indicates+inhibitory+dysfunction+and+seizure+risk+in+a+Dravet+syndrome+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Impaired θ-γ coupling indicates inhibitory dysfunction and seizure risk in a Dravet syndrome mouse model.</a> Journal of Neuroscience. 41 (3), 524-537 (2021).</li>
<li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording%3A+Tetrode+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Micro-drive array for chronic in vivo recording: Tetrode assembly.</a> Journal of Visualized Experiments. (26), e1098(2009).</li>
<li>Voigts, J., Siegle, J., Pritchett, D. L., Moore, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+flexDrive%3A+An+ultra-light+implant+for+optical+control+and+highly+parallel+chronic+recording+of+neuronal+ensembles+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Systems+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The flexDrive: An ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice.</a> Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8(2013).</li>
<li>Voigts, J., Newman, J. P., Wilson, M. A., Harnett, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+easy-to-assemble%2C+robust%2C+and+lightweight+drive+implant+for+chronic+tetrode+recordings+in+freely+moving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">An easy-to-assemble, robust, and lightweight drive implant for chronic tetrode recordings in freely moving animals.</a> Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026044(2020).</li>
<li>Guardamagna, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Hybrid+Drive%3A+A+chronic+implant+device+combining+tetrode+arrays+with+silicon+probes+for+layer-resolved+ensemble+electrophysiology+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">The Hybrid Drive: A chronic implant device combining tetrode arrays with silicon probes for layer-resolved ensemble electrophysiology in freely moving mice.</a> Journal of Neural Engineering. 19 (3), (2022).</li>
<li>Yamamoto, J., Wilson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+chronically+implantable+precision+motorized+microdrive+array+for+freely+behaving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals.</a> Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).</li>
<li>Vora, S. R., Camci, E. D., Cox, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Postnatal+ontogeny+of+the+cranial+base+and+craniofacial+skeleton+in+male+C57BL%2F6J+mice%3A+A+reference+standard+for+quantitative+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Postnatal ontogeny of the cranial base and craniofacial skeleton in male C57BL/6J mice: A reference standard for quantitative analysis.</a> Frontiers in Physiology. 6, 417(2016).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Nowoczesne eksperymenty badające in vivo funkcję obwodów nerwowych u gryzoni często wykorzystują elektrofizjologię zewnątrzkomórkową za pomocą elektrod wszczepionych na stałe do monitorowania aktywności pojedynczych neuronów (tj. pojedynczych jednostek) lub lokalnych populacji (za pomocą lokalnych potencjałów pola, LFP), ale takie metody są rzadko stosowane u młodych myszy ze względu na wyzwania techniczne. Niniejszy manuskrypt opisuje metodę uzyskiwania zapisów elektrofizjologicznych in vivo u myszy w krytycznych rozwojowo oknach od p20 do p60 i dalej. Metodologia ta obejmuje proces produkcyjny do drukowania i konstruowania implantu z mikronapędem, procedurę implantacji chirurgicznej oraz strategię rekonwalescencji po operacji, z których wszystkie są specjalnie dostosowane do stosowania u młodych myszy. Na opracowanie tego protokołu wpłynęło kilka czynników, w tym mały rozmiar i względna słabość młodych myszy w porównaniu z ich dorosłymi odpowiednikami, a także zmniejszone kostnienie czaszki młodocianych myszy, do których trzeba było przymocować mikronapęd.
Dwie podstawowe metody powszechnie stosowane do wykonywania elektrofizjologii in vivo to matryce elektrod (np. tetrody) i sondy krzemowe. Sondy krzemowe są lekkie, mogą zapewnić dużą liczbę miejsc rejestracji na jednostkę masy i były wcześniej stosowane u młodych szczurów25. Jednak sondy krzemowe są stosunkowo drogie w przeliczeniu na jednostkę. W przeciwieństwie do tego, mikronapęd opisany w tym manuskrypcie może być zbudowany przy użyciu surowców za mniej niż 50 USD, co czyni go opłacalną opcją do nagrywania in vivo . Ponadto sondy krzemowe muszą być często umieszczane w stałych liniach, co uniemożliwia rejestrowanie przestrzennie zróżnicowanych obszarów mózgu. W przeciwieństwie do tego, konstrukcja mikronapędu opisana w tym manuskrypcie wykorzystuje niezależnie regulowane tetrody, aby pomieścić jednoczesne nagrania w maksymalnie 16 różnych lokalizacjach, praktycznie bez ograniczeń dotyczących relacji przestrzennych między tymi lokalizacjami. Tę konstrukcję mikronapędu można łatwo zmodyfikować, aby umożliwić celowanie w inne lokalizacje niż opisane tutaj, przesuwając wytłoczenia otworu kaniuli do dowolnej pożądanej lokalizacji przedniej/tylnej i przyśrodkowej/dystalnej. Celując w alternatywne obszary mózgu, ważne jest, aby pamiętać, że chociaż tetrody często poruszają się prosto, możliwe jest, że te cienkie druty lekko się ugięją, gdy wychodzą z kaniuli mikronapędu. Tak więc, im mniejszy lub bardziej brzuszny jest obszar mózgu, tym trudniej będzie skutecznie celować w ten obszar za pomocą tetrod.
Implant mikronapędu opisany w tym manuskrypcie jest zasadniczo podobny do kilku wcześniejszych projektów mikronapędów opartych na tetrodach 23,32,33,34,35 w tym, że poszczególne tetrody są przymocowane do, co pozwala na precyzyjną kontrolę głębokości zapisu każdej tetrody. Podczas gdy kilka cech obecnego projektu mikronapędów jest unikalnych, w tym łatwość celowania w przestrzennie rozmieszczone obszary mózgu, główną nowością obecnego manuskryptu jest opis chirurgicznej implantacji i strategii rekonwalescencji po operacji, które pozwalają na przewlekłe badania aktywności sieci u wciąż rozwijających się młodych myszy. Rzeczywiście, opisane tutaj metodologie chirurgii i rekonwalescencji można dostosować do obsługi innych implantów u młodych myszy.
Aby utrzymać spójny zapis przez wiele dni, druty lub sondy muszą być sztywno przymocowane do czaszki. Podczas gdy ogólna struktura czaszki myszy ulega tylko niewielkim zmianom po p20, czaszka znacznie pogrubia się w wieku p20 i p4536. Rzeczywiście, czaszka na p20 nie jest wystarczająco sztywna, aby utrzymać przymocowany implant bez uszkodzenia. Aby przezwyciężyć to biologiczne ograniczenie, protokół ten sztucznie pogrubia czaszkę za pomocą cyjanoakrylanu podczas operacji implantacji. Implantacja u myszy młodszych niż p20 jest prawdopodobnie możliwa przy użyciu tej strategii, ale czaszka myszy ulega znacznym zmianom rozmiaru i kształtu do około p2036. W związku z tym implantacja przez dłuższy czas u myszy młodszych niż p20 nie jest zalecana, ponieważ cyjanoakrylan i stałe kostne w wciąż rozwijającej się czaszce mogą znacząco wpływać na naturalny wzrost czaszki i rozwój leżącej u jej podstaw tkanki mózgowej. Co ważne, w tym badaniu nie zaobserwowano wpływu na ogólne wymiary czaszki lub wielkości mózgu po przewlekłej implantacji rozpoczynającej się od p20 (ryc. 5C).
Krytycznym krokiem w metodzie opisanej w tym manuskrypcie jest strategia rekonwalescencji po operacji; Zgodnie z tą strategią, ciężar implantu powinien być stale równoważony w miarę dojrzewania myszy i rozwoju układu mięśniowego i mięśniowo-szkieletowego. Wcześnie po implantacji myszy nie są w stanie skutecznie udźwignąć ciężaru implantu bez przeciwwagi, co prowadzi do niedożywienia i odwodnienia, ponieważ mysz nie może odpowiednio dotrzeć do źródeł pożywienia i wody w klatce. System przeciwwagi jest łatwy i niedrogi w budowie, prosty do wdrożenia i pozwala myszom w każdym wieku implantowalnym swobodnie eksplorować całą klatkę domową, zapewniając w ten sposób odpowiednie odżywianie i nawodnienie. Wraz z wiekiem myszy ilość przeciwwagi może być zmniejszana, aż będzie można ją całkowicie usunąć u dorosłych myszy; Jednakże zaleca się dalsze stosowanie systemu przeciwwagi przez cały czas trwania eksperymentu, z dołączoną co najmniej nominalną przeciwwagą przez cały czas. Podczas gdy dorosła mysz może być w stanie z czasem udźwignąć rozmiar i ciężar mikronapędu, ciągły naturalny ruch podczas swobodnego zachowania bez poprawiającej przeciwwagi wytwarza moment obrotowy i siłę ścinającą na kostnych, które zakotwiczają mikronapęd w czaszce, co zwiększa prawdopodobieństwo odłączenia się, zwłaszcza podczas dłuższych, przewlekłych eksperymentów.
W niniejszym badaniu należy zwrócić uwagę na dwa ważne ograniczenia. Po pierwsze, aby ocenić wpływ implantacji w p20 na rozwój czaszki i mózgu, kilka kohort myszy zostało uśmierconych po długotrwałej implantacji (Figura 5C). Chociaż analizy te nie wykazały znaczącego wpływu implantacji na rozmiar jamy czaszki lub masę mózgu (Figura 5C), w obecnym badaniu nie zbadano rozmiaru czaszki ani masy mózgu w wielu punktach czasowych we wczesnym okresie rozwojowym p20-p60. Podczas gdy wcześniejsze prace pokazują, że rozwój jamy mózgowej jest zakończony przez p2036, możliwe jest, że implantacja w tym wczesnym oknie może powodować nieoczekiwane zmiany, które są korygowane lub kompensowane przez wiek dorosłych, który był tutaj oceniany. Po drugie, eksperymenty, które dostarczyły danych elektrofizjologicznych pokazanych na rysunku 3 i rysunku 4 , nie były zaprojektowane tak, aby zmaksymalizować wydajność komórek. Tak więc, chociaż przedstawione tutaj dane wskazują na stabilne, przewlekłe zapisy i dobrze izolowane pojedyncze jednostki, nie należy ich traktować jako reprezentatywnych dla maksymalnej potencjalnej wydajności dla tego urządzenia.
Wiele zaburzeń neurologicznych i psychiatrycznych u ludzi objawia się we wczesnych okresach rozwoju lub w okresie dojrzewania, w tym autyzm i schizofrenia. Jednak niewiele wiadomo na temat dysfunkcji na poziomie obwodu, która może leżeć u podstaw tych chorób, pomimo mnóstwa dostępnych modeli myszy. Identyfikacja tych początkowych zmian w sieci ma kluczowe znaczenie dla tworzenia strategii wczesnego wykrywania i paradygmatów leczenia. Jednak ze względu na wyzwania techniczne nie jest jasne, w jaki sposób funkcja sieci jest zakłócana w rozwoju mysich modeli chorób neuropsychiatrycznych. Opisana tutaj strategia mikronapędu i odzyskiwania ma na celu wspieranie badań nad rozwojem wieloregionalnej sieci mózgowej w mózgu myszy, a tym samym umożliwienie naukowcom pomiaru zdrowego rozwoju mózgu, a także identyfikacji zmian w tym rozwoju w mysich modelach choroby.

Mózg przechodzi duże zmiany podczas krytycznych okien rozwojowych w dzieciństwie i okresie dojrzewania1,2,3. Wiele chorób neurologicznych i psychiatrycznych, w tym autyzm i schizofrenia, po raz pierwszy objawia się behawioralnie i biologicznie w tym okresie rozwoju mózgu młodocianych i młodzieńczych4,5,6. Chociaż wiele wiadomo na temat zmian komórkowych, synaptycznych i genetycznych, które zachodzą we wczesnym okresie rozwoju, stosunkowo niewiele wiadomo na temat tego, jak zmieniają się procesy na poziomie obwodu lub sieci w tym oknie czasowym. Co ważne, funkcja mózgu na poziomie obwodu, która ostatecznie leży u podstaw złożonych zachowań, pamięci i funkcji poznawczych, jest nieprzewidywalną, wyłaniającą się właściwością funkcji komórkowych i synaptycznych7,8,9,10. Dlatego, aby w pełni zrozumieć funkcjonowanie mózgu na poziomie sieci, konieczne jest bezpośrednie badanie aktywności neuronalnej na poziomie nienaruszonego obwodu neuronalnego. Ponadto, aby określić, w jaki sposób aktywność mózgu zmienia się w trakcie progresji zaburzeń neuropsychiatrycznych, kluczowe znaczenie ma zbadanie aktywności sieci w prawidłowym modelu choroby w określonym oknie czasowym, w którym manifestują się fenotypy behawioralne choroby i śledzenie obserwowanych zmian, które utrzymują się w wieku dorosłym.
Jednym z najpowszechniejszych i najpotężniejszych naukowych organizmów modelowych jest mysz, z dużą liczbą unikalnych szczepów genetycznych, które modelują zaburzenia neurorozwojowe z zależnym od wieku początkiem fenotypów behawioralnych i/lub mnemonicznych11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21. Chociaż trudno jest skorelować precyzyjne punkty czasowe rozwoju między mózgami ludzi i myszy, porównania morfologiczne i behawioralne wskazują, że myszy p20-p21 reprezentują wiek człowieka w wieku 2-3 lat, a myszy p25-p35 reprezentują wiek człowieka w wieku 11-14 lat, przy czym myszy prawdopodobnie osiągają rozwojowy odpowiednik ludzkiego 20-letniego dorosłego o p603, 22. Tak więc, aby lepiej zrozumieć, jak rozwija się mózg młodocianego i określić, w jaki sposób sieci neuronowe mózgu stają się dysfunkcyjne w chorobach takich jak autyzm czy schizofrenia, idealnym rozwiązaniem byłoby bezpośrednie monitorowanie aktywności mózgu in vivo u myszy w wieku od 20 dni do 60 dni.
Jednak podstawowym wyzwaniem w monitorowaniu aktywności mózgu we wczesnym okresie rozwoju u myszy jest mały rozmiar i względna słabość młodych myszy. Przewlekłe wszczepianie elektrod, które jest niezbędne do badań podłużnych nad rozwojem mózgu, zazwyczaj wymaga dużej, nieporęcznej obudowy w celu ochrony cienkich drutów elektrod i płytek interfejsu23,24, a implanty muszą być mocno przymocowane do czaszki myszy, która jest cieńsza i mniej sztywna u młodych myszy ze względu na zmniejszone kostnienie. Tak więc praktycznie wszystkie badania fizjologii gryzoni in vivo przeprowadzono na dorosłych osobnikach ze względu na ich względną wielkość, siłę i grubość czaszki. Do tej pory większość badań nad fizjologią mózgu młodych gryzoni in vivo przeprowadzono na młodych szczurach typu dzikiego, co siłą rzeczy ogranicza możliwość eksperymentalnego monitorowania funkcji mózgu młodocianych w swobodnie zachowującym się modelu ludzkiego zaburzenia25,26,27,28,29,30.
Ten manuskrypt opisuje nowatorskie zastosowanie implantów, procedurę chirurgicznego wszczepienia implantu oraz strategię powrotu do zdrowia po operacji, aby przewlekle badać długoterminowe (do 4 lub więcej tygodni) funkcje mózgu in vivo u młodych myszy w krytycznym rozwojowo oknie czasowym (od p20 do p60 i dalej). Procedura implantacji pozwala na niezawodne, trwałe przymocowanie elektrod do czaszek młodych myszy. Co więcej, konstrukcja mikronapędu jest lekka, ponieważ ten mikronapęd waży ~ 4-6 g po pełnym zmontowaniu, a ze względu na minimalną przeciwwagę wymaganą do zrównoważenia ciężaru implantu, nie wpływa na wydajność behawioralną młodych myszy podczas typowych paradygmatów behawioralnych.

<table><tbody><tr><td>Diody LED do śledzenia wideo 10 V</td><td>Neuralynx</td><td>HS-LED-Red/Green-omni-10V</td><td>Do użytku z przedwzmacniaczami headstage, które zawierają gniazda LED do śledzenia ruchu</td></tr><tr><td>Płyta 16TT EIB</td><td>Neuralynx</td><td>EIB-36-16TT</td><td>Elektroniczna płytka interfejsu - złącze omnetyczne</td></tr><tr><td>Przedwzmacniacz czołowy 16TT</td><td>Neuralynx</td><td>HS-36-LED</td><td>Wzmacniacz sygnału Omnetics 44 gniazdo pomiędzy płytą EIB a tether do zastosowań nagraniowych; zawiera złącza do diod LED sceny czołowej do śledzenia ruchu</td></tr> ilość Burpenorphine ZooPharm (0,5 mg/mL) 5mL <tr><td></td><td></td><td></td><td>Drobno zakrzywiony hemostat</td></tr><tr><td>Śruba kotwiąca kostna</td><td>Stoelting</td><td>51457</td><td>Służy do mocowania płyty EIB do korpusu napędu głównego</td></tr><tr><td>Burpenorphine</td><td>ZooPharm Lot</td><td>#BERLAB0.5-221207</td><td>ilość Burpenorfina (0,5 mg/mL) 5mL</td></tr><tr><td>Linka mocująca</td><td>Neuralynx</td><td>HS-36 Litz Tether</td><td>Lekka linka ekranowana do głowic omnetics; opcje długości 1 m/2 m/3 m/5 m</td></tr><tr><td>Carprofen/Rimadyl</td><td>Bio-Serve</td><td>MD150-2</td><td>Pooperacyjny środek przeciwzapalny</td></tr><tr><td>Przezroczysta żywica v4</td><td>Formlabs</td><td>FLGPGR04</td><td>Płynna żywica, która jest fotopolimeryzowana przez drukarkę 3D podczas procesu drukowania 3D</td></tr><tr><td>Niestandardowa (wahadłowa) śruba</td><td>Zaawansowana obróbka i oprzyrządowanie, Inc.</td><td>Niestandardowe</td><td>obrabiane maszynowo i gwintowane śruby</td></tr><tr><td>niestandardowe Akrylowy składnik płynny</td><td>dentystyczny Materiał protezy Materiał protezy</td><td>Partia #</td><td>329801 płyn&nbsp; składnik materiału protezy (patrz wyżej)</td></tr> <tr><td>Składnik proszku akrylowego</td><td>dentystycznego Materiał protezy Teets</td><td>Parti# 583987</td> <td>"zimnoutwardzany" materiał do protez, metakrylan metylu; zmieszany ze składnikiem płynnym do aplikacji w celu zabezpieczenia urządzenia rejestrującego na miejscu</td></tr><tr><td>DietGel Boost</td><td>ClearH2O</td><td>72-04-5022</td><td>Wysokokaloryczny suplement diety dla młodych/rekonwalescencyjnych myszy</td></tr><tr><td>Digital Lynx 16SX</td><td>Neuralynx</td><td>DigitalLynx 16SX Base Główny</td><td>aparat nagrywający z 16 gniazdami na kartę combo dla maksymalnie 512 kanałów nagrywania</td></tr><tr><td>Nożyczki do rozgałęziania - ciężkie ostrza</td><td>FST</td><td>14082-09</td><td>Różne</td></tr><tr><td>kleszcze Dumont #5 z powłoką ceramiczną</td><td>FST</td><td>11252-50</td><td>Obsługa tetrody/nawlekanie/przypinanie</td></tr><tr><td>Kleszczyki do #5SF Dumont</td><td>FST</td><td>11252-00</td><td>Uniwersalne zastosowanie montażowe</td></tr><tr><td>Kleszczyki do #5SF</td><td>Dumont FST</td><td>11252-00</td><td>Uniwersalne zastosowanie chirurgiczne</td></tr><tr><td>Kleszczyki drobnoziarniste Dumont #7 (zakrzywione)</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td>Różne</td></tr><tr><td>kleszczyki Dumont #7 (zakrzywione)</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td>Uniwersalne zastosowanie chirurgiczne</td></tr><tr><td>EIB-36 adapter do poszycia</td><td>Adapter do poszycia Neuralynx EIB-36</td><td>Zastosowanie w poszyciu/montażu</td><td></td></tr><tr><td>Adapter do poszycia EIB-36</td><td>Adapter do poszycia Neuralynx EIB-36</td><td>Akcesorium stereotaktyczne do opuszczania napędu na czaszkę podczas operacji</td><td></td></tr><tr><td>Euthasol</td><td>Virbac</td><td>710101</td><td>Pentobarbital sodowy do eutanazji</td></tr><tr><td>Bardzo drobne Nożyczki Bonn</td><td>FST</td><td>14083-38</td><td>Różne</td></tr><tr><td>Bardzo drobne Kleszcze Graefe</td><td>FST</td><td>11150-10</td><td>Małe kleszcze ząbkowane</td></tr> proste <tr><td>Bardzo cienkie kleszcze Graefe</td><td>FST</td><td>11150-10</td><td>Małe kleszcze proste ząbkowane</td></tr><tr><td>Cienkie hemostatyki</td><td>FST</td><td>13006-12</td><td>Cienkie hemostatyki</td></tr><tr><td>Cienkie nożyczki - CeramaCut</td><td>FST</td><td>14958-09</td><td>Cięcie tetrody</td></tr><tr><td>Cienkie nożyczki - ToughCut</td><td>FST</td><td>14058-09</td><td>Różne</td></tr><tr>Drukarka 3D <td>Form 3+</td><td>Formlabs</td><td>PKG-F3-P-WS-SVC-BASIC</td><td>do wytwarzania wszystkich drukowanych części/materiałów; stereolitografia o niskiej sile Drukarka 3D (LFS)</td></tr><tr><td>Żel super klej</td><td>Loctite</td><td>1363589</td><td>Różne kroki</td></tr><tr><td>Kleszcze Graefe</td><td>FST</td><td>11049-10</td><td>Małe kleszcze ząbkowane kątowe</td></tr><tr><td>Przewód uziemiający</td><td>Systemy AM</td><td>Partia# 582335</td><td>Goły drut ze stali nierdzewnej, średnica .005", wyżarzany, 100 stóp</td></tr><tr><td>Żel do depilacji</td><td>Ogólny Dostępny</td><td>w handlu</td><td>Do przedoperacyjnego usuwania włosów z czubka głowy myszy</td></tr><tr><td>Opalarka</td><td>Dewalt</td><td>D26960K</td><td>Fuzja tetrody po przędzeniu</td></tr><tr><td>Zestaw do kauteryzacji wysokotemperaturowej</td><td>FST</td><td>18010-00</td><td>Do stosowania z woskiem kostnym, jeśli dotyczy</td></tr><tr><td>Sterylizator gorących kulek</td><td>FST</td><td>18000-45</td><td>Elektryczne urządzenie do sterylizacji narzędzi do doraźnej sterylizacji narzędzi podczas zabiegów chirurgicznych</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Covetrus</td><td>11695067771</td><td>Standardowe znieczulenie płynne izofluranem do stosowania w parowniku izofluranu do max 5%</td></tr><tr><td>Alkohol izopropylowy 91%</td><td>Ogólny</td><td>Dostępny w handlu</td><td>Do standardowej procedury sterylizacji przedoperacyjnej</td></tr><tr><td>Śruba jubilerska (kostne dla młodych myszy)</td><td>Dostawa komponentów co.</td><td>MX-000120-02SFL</td><td>Śruba maszynowa S / S #000-120 x 1/8 '' z filisterowym, napęd szczelinowy</td></tr><tr><td>Nożyczki LaGrange</td><td>FST</td><td>14173-12</td><td>Różne</td></tr><tr><td>duże rurki poliamidowe</td><td>Nordson medical</td><td>Lot # 13564</td><td>Rurki poliamidowe - średnica wewnętrzna 0,0071"; średnica zewnętrzna 0,0115"; długość 36"</td></tr><tr><td>Płynny super klej</td><td>Loctite</td><td>1365882</td><td>Różne kroki</td></tr><tr><td>Micro wiertarka</td><td>Foredom</td><td>K.1070</td><td>K.1070 zestaw mikrosilnika obrotowego o dużej prędkości; ze skrzynką sterowniczą, tuleją zaciskową 3/32", sterownikiem nożnym o zmiennej prędkości, kołyską rękojeści; dopasowany stereotaktycznie; 100&ndash; 115 V użyj</td></tr><tr><td>Frez Micro Drill (0,5 mm+)</td><td>FST</td><td>19007-05/07/09</td><td>Kraniotomia</td></tr><tr><td>Olej mineralny</td><td>Sigma</td><td>Pcode 1002076577; M5904-500mL</td><td>Różne kroki</td></tr><tr><td>Olej mineralny</td><td>Sigma</td><td>Pcode 1002076577; M5904-500mL</td><td>Do użytku przy otwartych otworach kraniotomii</td></tr><tr><td>Miniaturowy śrubokręt płaski</td><td>FST</td><td>30051-10</td><td>Wkładanie/dokręcanie kostnych</td></tr><tr><td>Maść z potrójnym antybiotykiem Neosporin</td><td>Johnson & Johnson</td><td>512373700</td><td>Maść antybiotykowa</td></tr><tr><td>Omnetics 44 gniazdo nano złącze</td><td>Neuralynx</td><td>Neuralynx część #A70427-801</td><td>NIESTANDARDOWY PRZEDMIOT - Omnetics 44 gniazdo (żeńskie) dwurzędowe złącze nano z prostą nogą z 2 kołkami prowadzącymi (męskie) do użytku z aparatem przeciwwagi wykonane na zamówienie</td></tr><tr><td>Platynowy drut irydowy 10%</td><td>Cienki drut kalifornijski</td><td>MO# M374710</td><td>Drobny drut nagrywający przędzony w tetrody do użytku podczas nagrywania za pomocą stacji montażowej terody i kołpaka 2.0 (patrz poniżej); POWŁOKA WIĄZANA HML NATRL VG; ROZMIAR .0007 X 200FT</td></tr><tr><td>Roztwór do powlekania w kolorze platynowej czerni</td><td>Neuralynx</td><td>Platynowe rozwiązanie do powlekania</td><td></td></tr><tr><td>Powłoka Dno klatki z poliwęglanu</td><td>Thomas Scientific/Maryland plastics</td><td>1113M35; nr mfr. E0270</td><td>Standardowe dno klatki; może być wyposażony w aparat z siatki drucianej na górze, który zawiera karmę + butelkę na wodę dla myszy nieimplantowanych</td></tr><tr><td>Górna część klatki z poliwęglanu z mikrofiltrem N10</td><td>Ancare</td><td>N/A</td><td>Standardowa górna część klatki do modyfikacji rurą PVC do aparatury przeciwwagi</td></tr><tr><td>Jod powidonu 10%</td> <td>Ogólny</td><td>Dostępny w handlu</td><td>Do standardowej procedury sterylizacji przedoperacyjnej</td></tr><tr><td>Rura</td><td>PVC Rura Charlotte N</td><td>/ A</td><td>1/2 "x 600 PSI harmonogram 40 biała rura PVC; do użycia/montażu w aparacie przeciwwagi podczas rekonwalescencji myszy</td></tr><tr><td>Ostrza skalpela - #4</td><td>FST</td><td>10060-00</td><td>Nacięcie użyj</td></tr><tr><td>Rękojeść skalpela - #4 anatomia brutto</td><td>FST</td><td>10060-13</td><td>Zastosowanie nacięcia</td></tr><tr><td>Samotrzymające kleszczyki do trzpieniowych i kostnych</td><td>FST</td><td>26100-00</td><td>Uchwyt do kostnych i uziemiających podczas wkładania do czaszki</td></tr><tr><td>Małe szpilki EIB</td><td>Neuralynx</td><td>Małe kołki</td><td>EIB Mocowanie drutów tetrodowych do płyty EIB</td></tr><tr><td>Małe rurki poliamidowe</td><td>Nordson medical</td><td>Lot # 19102423</td><td>Rurka poliamidowa - średnica wewnętrzna 0,004''; średnica zewnętrzna 0,0044''; długość 36"</td></tr><tr><td>SolidWorks</td><td>Dassault Systèmes</td><td>, program CAD SolidWorks</td><td>3D do projektowania mikronapędów</td></tr><tr><td>Szpatułka i sonda</td><td>FST</td><td>1090-13</td><td>Aplikator do wazeliny/oleju mineralnego + opcjonalne zastosowanie do doraźnego prostowania tetrody</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe - 8 mm</td><td>FST</td><td>15024-10</td><td>Nożyczki do nacinania tkanek czaszkowych</td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe - 8 mm</td><td>FST</td><td>15024-10</td><td>Początkowe nacięcia</td></tr><tr><td>Kleszcze standardowe</td><td>FST</td><td>11000-12</td><td>Kleszcze duże ząbkowane</td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne - ostre-</td><td>FST</td><td>14001-12</td><td>Różne</td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne - ToughCut</td><td>FST</td><td>14054-13</td><td>Różne</td></tr><tr><td>stanowiska montażowe tetrod</td><td>Neuralynx</td><td>Stacja montażowa</td><td>Tetrody Montaż Tetrody</td></tr><tr><td>Spinner 2.0</td><td>Kołpak Tetrode Neuralynx</td><td>2.0</td><td>Montaż tetrody</td></tr><tr><td>Dwuczęściowy 4200102 epoksydowy</td><td>marki Gorilla</td><td></td><td>Różne kroki</td></tr></tbody></table>

lekki implant napędowy do przewlekłych zapisów tetrody u młodych myszy

A Lightweight Drive Implant for Chronic Tetrode Recordings in Juvenile Mice

Elektrofizjologia in vivo dostarcza niezrównanego wglądu w dynamikę obwodów sub-drugiego poziomu nienaruszonego mózgu i stanowi metodę o szczególnym znaczeniu dla badania mysich modeli ludzkich zaburzeń neuropsychiatrycznych. Jednak takie metody często wymagają dużych implantów czaszkowych, których nie można stosować u myszy we wczesnych punktach rozwojowych. W związku z tym praktycznie nie przeprowadzono żadnych badań fizjologii in vivo na swobodnie zachowujących się niemowlętach lub młodocianych myszach, pomimo faktu, że lepsze zrozumienie rozwoju neurologicznego w tym krytycznym oknie prawdopodobnie dostarczyłoby unikalnych wglądów w zależne od wieku zaburzenia rozwojowe, takie jak autyzm czy schizofrenia. W tym miejscu opisano projekt mikronapędu, procedurę implantacji chirurgicznej i strategię rekonwalescencji po operacji, która pozwala na przewlekłe zapisy pola i pojedynczej jednostki z wielu regionów mózgu jednocześnie u myszy w wieku od 20 dnia po urodzeniu (p20) do 60 dnia po urodzeniu (p60) i później, okno czasowe odpowiadające w przybliżeniu wiekowi człowieka od 2 lat do dorosłości. Liczba elektrod rejestrujących i końcowych miejsc rejestracji może być łatwo modyfikowana i rozszerzana, co pozwala na elastyczną eksperymentalną kontrolę monitorowania in vivo obszarów mózgu istotnych z punktu widzenia zachowania lub choroby w całym okresie rozwoju.

Opisany powyżej protokół został wykorzystany do jednoczesnej rejestracji sygnałów lokalnych potencjałów polowych oraz pojedynczych jednostek z wielu obszarów mózgu u myszy, przy czym codzienne pomiary przeprowadzano u tych samych osobników od p20 do p60. Przedstawiono tutaj reprezentatywne rejestracje elektrofizjologiczne z dwóch myszy oraz histologię poeksperymentalną potwierdzającą końcowe lokalizacje rejestracji.
Chirurgiczna implantacja mikro-napędu u myszy p20 
Mikro-napęd (Rysunek 1) został skonstruowany (Rysunek 2) i chirurgicznie zaimplantowany myszy p20 zgodnie z powyższym opisem. Bezpośrednio po operacji mysz przymocowano do systemu przeciwwagi (Rysunek 2G-I) i pozostawiono do rekonwalescencji. Po odzyskaniu przez mysz pełnej mobilności, mikro-napęd podłączono do systemu rejestracji elektrofizjologicznej in vivo. Kable łączące mikro-napęd z urządzeniem rejestrującym zawieszono nad myszą. Rejestracje elektrofizjologiczne (32 kHz) uzyskano we wszystkich kanałach przez 1 h, podczas gdy mysz przejawiała naturalne zachowania w swojej klatce domowej. Po zakończeniu rejestracji mysz odłączono od systemu rejestracji, ponownie przymocowano do systemu przeciwwagi i zwrócono do wiwarium z wolnym dostępem do wody i karmy.
Codzienne rejestrowanie aktywności neuronalnej 
Rejestracje elektrofizjologiczne przeprowadzano codziennie przez kilka tygodni, aby umożliwić chroniczny monitoring tego samego obszaru mózgu w krytycznych oknach rozwojowych od p20 do p60. Przykładowe surowe potencjały polowe (LFP) z chronicznych rejestracji przedstawiono na rysunku 3A,C. Jednostki pojedyncze izolowano jednocześnie z wielu tetrod (rysunek 3B). Jednostki o podobnych kształtach fal zidentyfikowano w ciągu wielu dni (rysunek 3B, środek i prawo), jednak ze względu na potencjalny dryf elektrody rejestrującej nie można było jednoznacznie stwierdzić, że w poszczególne dni identyfikowano tę samą jednostkę. U osobnej myszy, u której implantację wykonano w p20 i u której prowadzono codzienne rejestracje przez kilka tygodni, badano aktywność neuronalną za pomocą tetrody skierowanej na grzbietową część obszaru CA1. Każdego dnia rejestracji zidentyfikowano ripple o dużej amplitudzie oraz dobrze odizolowane jednostki pojedyncze (rysunek 4). Dane te wskazują, że stabilne, wysokiej jakości rejestracje elektrofizjologiczne in vivo mogą być prowadzone u tej samej myszy w trakcie wczesnego rozwoju.
Histologiczne potwierdzenie miejsc rejestracji oraz wpływ przewlekłej implantacji na rozwój 
Po ostatnim dniu rejestracji mysz została poddana głębokiej anestezji poprzez zastosowano znieczulenie izofluranem, po którym nastąpił wstrzyknięcie śmiertelnej dawki pentobarbitalu sodowego, a następnie przez końcówki elektrod przepuszczono prąd w celu utworzenia niewielkich uszkodzeń w miejscach rejestracji. Posteksperymentalne przygotowanie skrawków histologicznych mózgu myszy pozwoliło na wizualizację końcowych miejsc rejestracji (Rysunek 5A,B). W oddzielnej kohorcie trzem samcom i trzem samicom myszy w 20. dniu postnatalnym (p20) dokonano implantacji chirurgicznej zgodnie z powyższym opisem. Równą liczbę myszy z tych samych miotów pozostawiono bez implantów i utrzymywano w identycznych warunkach bytowych. Myszy uśmiercono w 62. dniu postnatalnym (p62, co odpowiadało 6 tygodniom po operacji w kohorcie z implantami). Czaszki starannie oczyszczono, a następnie dokonano pomiarów zewnętrznych odległości od bregmy do lambdy (Rysunek 5C, góra po lewej) oraz zewnętrzna maksymalna szerokość czaszki na poziomie lambda (Rycina 5C, góra po prawej). Wzdłuż linii środkowej czaszki wykonano nacięcie, a następnie usunięto połowę czaszki, aby wyciąć mózg w celu pomiaru jego masy (Rycina 5C, prawy dolny róg). Wysokość jamy czaszki na poziomie bregmy zmierzono w nienaruszonej połowie czaszki (Rysunek 5C, lewy dolny róg). Żaden z parametrów nie różnił się istotnie statystycznie między kohortą z implantami a kohortą bez implantów (test sum rang Wilcoxona), co wskazuje, że długoterminowa implantacja rozpoczynąca się w dniu p20 nie wywiera znaczącego wpływu na naturalny rozwój czaszki ani objętość mózgu.
<img alt="Schematy zestawu mikronapędu; anatomia części, otwory na śruby, połączenia EIB dla układów neuronowych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Komponenty mikronapędu. Trójwymiarowe rendery (A) korpusu mikronapędu, (B) kaniuli, (C) stożka, (D) pokrywy, (E) mocowań śrubowych oraz (F) śruby posuwającej tetrodę. Wskazano kluczowe cechy każdego komponentu. Szczegóły pomiarowe można pobrać z plików modelu dostępnych pod adresem https://github.com/Brad-E-Pfeiffer/JuvenileMouseMicroDrive/. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Technika druku 3D w mikro-skali; wyraźne struktury form i precyzyjne wstawienie igieł do mikroprzepływów." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Konstrukcja mikropopychacza. (A) Widok z boku i (B) widok z góry śruby przesuwającej tetrodę z podłączonymi górnym i dolnym mocowaniem śruby. (C) Widok z boku i (D) widok z góry mikropopychacza z przymocowanym korpusem i kaniulą, z dużą rurką polimidową przebiegającą przez każdy otwór kaniuli i przyciętą do dolnej krawędzi kaniuli. (E) Widok z boku mikropopychacza z zamontowanymi śrubami i małymi rurkami polimidowymi. Górne końce małych rurek polimidowych są przycinane bezpośrednio przed załadowaniem tetrody. (F) Gotowy mikropopychacz przymocowany do aparatu stereotaktycznego. Stożek ochronny, który normalnie otacza mikropopychacz, został usunięty w celu lepszej wizualizacji. Należy zauważyć, że niektóre mocowania śrub w tym mikropopychaczu zostały wydrukowane z czarnej żywicy. (G) System wsparcia przeciwwagi. (H) Widok z boku i (I) widok z góry klatki dla myszy z przymocowanym systemem wsparcia przeciwwagi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Dane elektrofizjologiczne, kształty fal LFP, obszary CA1 i CA3, szeregi czasowe, analiza aktywności neuronalnej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Reprezentatywne zapisy elektrofizjologiczne. Myszy w 20. dniu postnatalnym (p20) wszczepiono mikroprzesuwnik zgodnie z powyższym opisem. Od 21. dnia (p21) i codziennie przez kolejne 2 tygodnie mysz podłączano do aparatury rejestrującej i zapisywano aktywność neuronalną przez co najmniej 1 h. (A) Surowe zapisy lokalnego potencjału polowego (LFP) z obustronnej (L = lewa; R = prawa) przedniej kory zakrętu obręczy (ACC), obszaru CA3 hipokampa (CA3) oraz obszaru CA1 hipokampa (CA1). Dane zbierano codziennie; dla przejrzystości wyświetlono dane tylko z dni nieparzystych. Wszystkie zapisy wykonano podczas okresów bezruchu w klatce domowej. Pasek skali: 1 mV, 2 s. (B) Reprezentatywne pojedyncze jednostki wyizolowane z obszaru CA3 hipokampa (lewo) i CA1 (prawo) dla zapisów przedstawionych w panelu A. Wszystkie surowe kształty fal na każdej elektrodzie są pokazane na czarno; średnia jest zaznaczona na czerwono. Pasek skali: 50 µV, 0,2 ms. (C) Reprezentatywne surowe ślady LFP dla każdego 10. dnia aż do końcowego dnia rejestracji w p60 dla drugiej myszy, której implantację przeprowadzono w p20. Dane zbierano codziennie; dla przejrzystości wyświetlono dane tylko z każdego 10. dnia. Wszystkie ślady wykonano podczas okresów bezruchu w klatce domowej. Pasek skali: 1 mV, 2 s. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Analiza sygnałów neuronalnych; wykres EEG, wzorce kształtu fali, wiek p21-p40, wykres autokorelogramu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4. Stabilność rejestracji chronicznych. Myszy p20 zaimplantowano mikro-napęd (micro-drive), zgodnie z powyższym opisem. Począwszy od p21 i następnie przez 4 tygodnie, mysz była podłączana do aparatury rejestrującej, a aktywność neuronalna była rejestrowana przez co najmniej 1 h. Przedstawiono dane z tetrod skierowanych na grzbietową część obszaru CA1 hipokampa. (A) Surowe (góra) i przefiltrowane pod kątem ripples (dół) LFP dla zidentyfikowanych zdarzeń ripple w dniach p21, p30 i p40. W celu identyfikacji zdarzeń ripple, surowe LFP poddano filtracji pasmowo-przepustowej w zakresie od 125 Hz do 300 Hz, a zdarzenia ripple zidentyfikowano jako przejściowe wzrosty mocy w pasmie ripple przekraczające średnią o więcej niż 3 odchylenia standardowe. Początek i koniec każdego ripple zdefiniowano jako punkt, w którym moc pasma ripple powróciła do wartości średniej. Zidentyfikowane ripples zaznaczono na czerwono. Pasek skali: 100 ms, od góry do dołu: 1,000 µV, 140 µV, 1,800 µV, 180 µV, 9,000 µV, 1,200 µV, 10,000 µV, 1,000 µV. (B) Reprezentatywna pojedyncza jednostka (single unit) z każdego dnia z tetrody skierowanej na CA1 dla rejestracji przedstawionych na panelu A. Wszystkie surowe kształty fal na każdej elektrodzie pokazano na czarno; średnia jest zaznaczona na czerwono. Pasek skali 0.2 ms, od góry do dołu: 50 µV, 100 µV, 100 µV. (C) Autokorelogram wszystkich kolców dla pojedynczych jednostek z panelu B. Dane te wykazują stabilne rozmieszczenie elektrod w warstwie piramidowej hipokampa w ciągu kilku tygodni. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Histologia morfologii mózgu z wykresami słupkowymi statystycznymi; ocena wpływu implantów na parametry czaszki." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65228/65228fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Reprezentatywna histologia i wpływ na rozwój czaszki. Myszy p20 zaimplantowano mikro-napęd, zgodnie z powyższym opisem. Po ostatnim dniu rejestracji w dniu p60, w miejscach rejestracji wywołano uszkodzenia elektrolityczne, a mózg perfumowano 4% paraformaldehydem. W celu zidentyfikowania miejsc rejestracji wykonano przekroje o grubości 50 µm. (A) Uszkodzenia w obszarach CA1 i CA3 hipokampa. Grot strzałki oznacza miejsce rejestracji w CA3; podwójny grot strzałki oznacza miejsce rejestracji w CA1. Pasek skali: 0.5 mm. (B) Uszkodzenia w obustronnym ACC. Groty strzałek oznaczają miejsca rejestracji w ACC. Pasek skali: 0.5 mm. (C) Pomiary wielkości czaszki i masy mózgu myszy p62 zaimplantowanych mikro-napędem w dniu p20 (szary) oraz niezaimplantowanych myszy z tego samego miotu (biały). Dla każdego pomiaru podano wartość p z testu suma rang Wilcoxona. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65228/65228fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Tutaj opisujemy projekt mikronapędu, procedurę implantacji chirurgicznej i strategię rekonwalescencji po operacji, które pozwalają na przewlekłe zapisy pola i pojedyncze jednostki z wielu regionów mózgu jednocześnie u młodocianych i dorastających myszy w krytycznym oknie rozwojowym od 20 dnia po urodzeniu (p20) do 60 dnia po urodzeniu (p60) i później.

Lekki implant napędowy do przewlekłych zapisów tetrody u młodych myszy

In vivo electrophysiology provides unparalleled insight into the sub-second-level circuit dynamics of the intact brain and represents a method of ...

Interesuje nas zrozumienie, jak działa mózg na poziomie sieci. Ta metoda jest naszą próbą zbadania rozwoju sieci mózgowych w celu identyfikacji zmian rozwojowych i chorób zależnych od wieku, takich jak autyzm, schizofrenia czy choroba afektywna dwubiegunowa. Technologia sond krzemowych zapewnia prostszą, bardziej spójną metodę rejestrowania aktywności sieci in vivo, ale mimo to przewlekłe zapisy tetrody oferują pewne zalety w porównaniu z sondami krzemowymi, takie jak jednoczesne nagrywanie szerszego rozkładu przestrzennego regionów mózgu.Przewlekłe zapisy stanowią wyjątkowe wyzwanie dla elektrofizjologii in vivo ze względu na kilka czynników, w tym glejozę w miejscach rejestracji, przemieszczanie się miejsca rejestracji w czasie lub niepowodzenie metody mocowania. Nasze ostatnie prace wykazały, że przemiatanie zakodowane przez oscylację theta hipokampa podczas aktywnego ruchu zwierzęcia co około 100 milisekund iteracyjnie przechodzi do przodu, prospektywnie oceniając możliwe przyszłe stany i do tyłu, retrospektywnie oceniając wcześniejsze działania. Wykonywanie tych nagrań in vivo na młodych myszach stwarza kilka wyzwań inżynieryjnych ze względu na mały rozmiar myszy, ich względną słabość i brak rozwoju w czaszce.Nasza metodologia pokonuje te ograniczenia i pozwala nam na chroniczne rejestrowanie codziennej aktywności na poziomie sieci w rozwijającym się mózgu myszy. Oprócz chronicznego rejestrowania u młodych myszy, nasza metoda pozwala nam rejestrować do 16 różnych obustronnych regionów mózgu, niezależnie od relacji przestrzennej tych regionów. Odkrycia te pozwolą nam określić, w jaki sposób sieci ustanawiają funkcjonalną komunikację między zmianami, zarówno w zdrowym mózgu, jak i w modelach mysich, zaburzeń neurorozwojowych, takich jak zaburzenia ze spektrum autyzmu.Po cyfrowym zaprojektowaniu i wydrukowaniu mikronapędu, przymocuj dwie mocujące do każdej posuwającej tetrody, jedną powyżej i jedną poniżej grzbietu. Przytrzymaj nasadki śrubowe razem z żelem cyjanoakrylan. Upewnij się, że mocowania śrubowe nie poruszają się w osi wzdłużnej, ale mogą się swobodnie obracać z minimalnym oporem.Przedłuż każdą sekcję poliamidu przez otwory wyjściowe w kaniuli mikronapędu o kilka milimetrów. Przymocuj poliamid do kaniuli za pomocą czystej igły o rozmiarze 30 w niewielkich ilościach płynnego cyjanoakrylanu, uważając, aby nie dopuścić do jego dostania się do wnętrza rurki poliamidowej. Wyjmij duże rurki poliamidowe z górnej części kaniuli mikronapędu i przepuść je przez duże otwory poliamidowe w korpusie mikronapędu.Delikatnie dociśnij kaniulę mikronapędu i korpus mikronapędu do siebie, aż będą do siebie przylegać, a zaczepy mocujące korpus kaniuli zablokują się. Zabezpiecz korpus mikronapędu i kaniulę mikronapędu cyjanoakrylanem. Używając nowej ostrej żyletki, naciąć duże końce rurki poliamidowej wystające z dna otworów wyjściowych kaniuli, upewniając się, że nacięcie znajduje się dokładnie u podstawy kaniuli, dzięki czemu rurki i dno kaniuli są płaskie.Ostrymi nożyczkami przetnij dużą rurkę poliamidową tuż nad krawędzią wewnętrznej krawędzi korpusu napędu pod kątem 45 stopni. Pokrój małe rurki poliamidowe na odcinki o długości czterech centymetrów. Przełóż małe odcinki poliamidu przez duże rurki poliamidowe już zamontowane w mikronapędzie i upewnij się, że nadmiar małych przewodów poliamidowych wystaje z góry i z dołu.Przymocuj małe rurki poliamidowe do za pomocą cyjanoakrylanu. Nie pozwól, aby cyjanoakrylan dostał się do dużych lub małych rurek poliamidowych. Za pomocą nowej ostrej żyletki odetnij małe końce rurki poliamidowej wystające z dna otworów kaniuli.Upewnij się, że nacięcie znajduje się u podstawy kaniuli i wyczyść tak, aby nic nie blokowało otworu rurki poliamidowej. Następnie użyj ostrych nożyczek, aby przeciąć górną część małego poliamidu kilka milimetrów powyżej górnej części pod kątem 45 stopni, upewniając się, że cięcie jest czyste. Za pomocą kleszczyków z ceramiczną lub gumową końcówką ostrożnie przełóż tetrodę przez jedną z małych rurek poliamidowych, pozostawiając około dwóch centymetrów wystających z górnej części małej rurki poliamidowej.Przymocuj tetrodę do górnej części małej rurki poliamidowej za pomocą płynnego cyjanoakrylanu. Cofnij, aż znajdzie się w pobliżu górnej części napędu. Chwyć drut tetrodowy wystający z dolnej części napędu i delikatnie zagnij go w miejscu, w którym wyłania się z kaniuli.W pełni wysunięta śruba do napędu. Za pomocą ostrych nożyczek przetnij drut tetrody tuż nad załamaniem, a następnie sprawdź go pod mikroskopem, aby upewnić się, że cięcie jest czyste, a metal wszystkich czterech tetrod jest odsłonięty. Na koniec podłącz każdą elektrodę każdej tetrody do odpowiedniego portu na płytce interfejsu elektronicznego.Mocno nawiń jedną kostną cienkim, wysoce przewodzącym drutem, który zostanie uziemiony i przymocowany do płytki interfejsu elektronicznego. Po przygotowaniu myszy do operacji i odsłonięciu czaszki, umieść kostne w skrajnych bocznych, rostralnych lub ogonowych częściach czaszki, gdzie kość jest najgrubsza, a kostne znajdują się wystarczająco daleko od implantu z mikronapędem. Użyj ostrza skalpela lub wiertła, aby naciąć czaszkę w pobliżu miejsc otworów na kostną, zapewniając szorstką powierzchnię do związania się płynnego cyjanoakrylanu.Następnie wkręć każdą kostną na miejsce, uważając, aby nie przebić leżącej pod spodem opony twardej. Za pomocą sterylnej igły o rozmiarze 30 nałóż płynny cyjanoakrylan wokół każdej kostnej, pogrubiając czaszkę, w której zostały przymocowane kostne. Upewnij się, że żaden cyjanoakrylan nie dostanie się do odsłoniętej opony twardej nad miejscami nagrywania.Aby rozpocząć, skonfiguruj system przeciwwagi, podłączając rurę PVC o średnicy 0.75 cala. Włóż jedno ramię systemu przez otwory w pokrywie klatki. Umieść drugie ramię na pokrywie klatki i wysuń trzecie ramię powyżej i poza klatkę.Zakończ, zakrywając najwyższe ramię. Po wszczepieniu mikronapędu w czaszkę myszy, przymocuj mikronapęd do układu przeciwwagi za pomocą ciężarka przeciwwagi równego ciężarkowi mikronapędu i kostnych. Przymocuj mocną nić lub żyłkę wędkarską od płytki interfejsu elektronicznego do ciężarka przeciwwagi, który zwisa nad najwyższym ramieniem.Na koniec upewnij się, że przeciwwaga jest mocno podłączona do płytki interfejsu elektronicznego mikronapędu i że mysz ma pełny dostęp do klatki.

a-lightweight-drive-implant-for-chronic-tetrode-recordings-juvenile

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

W niniejszym protokole demonstrujemy sposób wykonania macierzy mikrodrajwerów do chronicznych rejestracji elektrofizjologicznych u szczurów.

Układ mikro-napędów do przewlekłych pomiarów in vivo: Konstrukcja napędu

W niniejszym protokole demonstrujemy sposób wykonania i kondycjonowania tetrod do zastosowania w macierzy mikro-napędów, która została zaprojektowana do chronicznych rejestracji elektrofizjologicznych u szczurów. Dodatkowo przedstawiamy końcowe etapy konstrukcji macierzy mikro-napędów, obejmujące instalację przewodów uziemiających oraz stożka ochronnego.

Macierz mikronapędów do chronicznych pomiarów in vivo: montaż tetrod

Opisano projektowanie, wykonanie i montaż ultralekkiego zmotoryzowanego mikronapędu. Urządzenie stanowi kosztowo efektywne i łatwe w użyciu rozwiązanie do chronicznych rejestracji pojedynczych jednostek u małych zwierząt w warunkach behawioralnych.

Projekt i montaż ultralekkiego zmotoryzowanego mikronapędu do chronicznych rejestracji neuronalnych u małych zwierząt

Opisano projektowanie i montaż mikronapędów do elektrofizjologicznych zapisów in vivo sygnałów mózgowych od myszy. Dzięki przymocowaniu wiązek mikroelektrod do wytrzymałych nośników napędzanych, techniki te pozwalają na długotrwałe i stabilne zapisy neuronowe. Lekka konstrukcja pozwala na nieograniczoną wydajność behawioralną zwierzęcia po wszczepieniu napędu.

Budowa macierzy mikronapędów do przewlekłych nagrań neuronowych u myszy zachowujących się w stanie czuwania

Prezentujemy konstrukcję hipernapędu do druku 3D z osiemnastoma niezależnie regulowanymi tetrodami. Hipernapęd ma za zadanie rejestrować aktywność mózgu swobodnie zachowujących się szczurów przez okres kilku tygodni.

Budowa ulepszonego hipernapędu wielotetrodowego do wielkoskalowej rejestracji neuronalnej u zachowujących się szczurów

Ten protokół opisuje budowę hybrydowego układu mikronapędów, który umożliwia wszczepienie dziewięciu niezależnie regulowanych tetrod i jednej regulowanej sondy opto-krzemowej w dwóch obszarach mózgu u swobodnie poruszających się myszy. Zademonstrowano również metodę bezpiecznego odzyskiwania i ponownego wykorzystania sondy optokrzemowej do wielu celów.

Hybrydowy system mikronapędowy z odzyskiwalną sondą optokrzemową i tetrodą do nagrywania w dwóch lokalizacjach o wysokiej gęstości w swobodnie poruszających się myszach

Tutaj prezentujemy unikalny, drukowalny w 3D implant dla szczurów, nazwany TD Drive, zdolny do symetrycznych, obustronnych zapisów elektrod drucianych, obecnie w maksymalnie dziesięciu rozproszonych obszarach mózgu jednocześnie.

TD Drive: parametryczny implant o otwartym kodzie źródłowym do wieloobszarowych zapisów elektrofizjologicznych u zachowujących się i śpiących szczurów

Tutaj przedstawiamy lekki, opłacalny system implantacji sond dla przewlekłej elektrofizjologii u gryzoni, zoptymalizowany pod kątem łatwości użycia, odzyskiwania sondy, wszechstronności eksperymentalnej oraz zgodności z zachowaniem.

Implant DREAM: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się

Opisano przygotowanie ostrych skrawków mózgu z izolowanych struktur hipokampa oraz jednoczesne rejestracje elektrofizjologiczne astrocytów i neuronów w stratum radiatum podczas stymulacji kolaterali Schaffera. Zaprezentowano farmakologiczną izolację prądów transporterów potasu i glutaminianu w astroglei.

Podwójne rejestracje elektrofizjologiczne odpowiedzi astroglialnych i neuronalnych wywołanych synaptycznie w ostrych skrawkach hipokampa

Opisujemy projekt i montaż zminiaturyzowanych słuchawek odpowiednich do zastąpienia naturalnego słuchowego sprzężenia zwrotnego ptaka śpiewającego zmanipulowanym sygnałem akustycznym.  Sprzęt do przetwarzania dźwięku online służy do manipulowania wyjściem utworu, wprowadzania błędów w czasie rzeczywistym w dźwiękowych informacjach zwrotnych przez słuchawki i napędzania uczenia się motorycznego głosu.

Lekki, oparty na słuchawkach system do manipulowania sprzężeniem zwrotnym u ptaków śpiewających

Poznaj metodę lekkiego implantu napędowego do przewlekłych zapisów tetrody u młodych myszy. Technika umożliwia rejestrację aktywności sieci neuronowych w 16 dwustronnych regionach mózgu, wspierając badania nad rozwojem mózgu i zaburzeniami neurorozwojowymi.

Lekki implant napędowy do przewlekłych zapisów tetrody u młodych myszy

Przeglądaj więcej filmów