Name: Skuteczne techniki karmienia i hodowli ex situ wysiadującego koralowca skleraktynowego, Pocillopora acuta (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-23T14:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 31 s
Description: Poznaj skuteczne techniki karmienia i hodowli koralowca Pocillopora acuta w warunkach laboratoryjnych. Metoda ta umożliwia długoterminową reprodukcję i wspiera strategie ochrony raf koralowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie zostało sfinansowane przez Ministerstwo Nauki i Technologii (Tajwan), granty o numerach MOST 111-2611-M-291-005 i MOST 111-2811-M-291-001.

1. Wiszące kolonie koralowcóww zbiornikach akwakultury ex situ
<ol>
	<li>Umieść pręt z karbem (długość x szerokość x wysokość: 75 cm x 1 cm x 3 cm), zwany dalej "drążkiem do zawieszania", w poprzek zbiornika hodowlanego, przygotowując się do zawieszenia kolonii koralowców. 
	UWAGA: Drążek do zawieszania użyty w tym eksperymencie został wykonany na zamówienie, ale prosta rura PVC z wystającymi (tj. Działającymi jako nacięcia) byłaby wystarczająca, o ile można ją ustawić w stabilny sposób na górze zbiornika hodowlanego i jest wystarczająco mocna, aby utrzymać koralowce.</li>
	<li>Zmierz kawałek żyłki (patrz Tabela Materiałów) do ~1,5 m długości, a następnie złóż go na pół dwa razy. 
	UWAGA: Początkową długość żyłki należy dobrać na podstawie pożądanej końcowej pozycji kolonii koralowców w zbiorniku hodowlanym.</li>
	<li>Zrób mały węzeł na końcu złożonej żyłki, który ma początkowe końce żyłki. 
	UWAGA: Po wykonaniu węzła powinny znajdować się dwie duże pętle na dole i jedna mała pętelka na górze.</li>
	<li>Umieść kolonię koralowców pośrodku dwóch dużych pętli tak, aby pętle były umieszczone wokół kolonii i mogły bezpiecznie trzymać koralowiec, gdy jest zawieszony w wodzie.</li>
	<li>Zaczep małą górną pętlę żyłki w nacięciu na drążku do zawieszania (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B).</li>
</ol>
2. Karmienie koralowców
<ol>
	<li>Wykonanie pojemnika do karmienia
	<ol>
		<li>Zbuduj prostokątną ramę za pomocą rury akrylowej (długość x szerokość x wysokość: 25 cm x 60 cm x 25 cm). Zrób dwie oddzielne komory w ramie, w których można umieścić odpowiednio karmione i niekarmione koralowce (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C). 
		UWAGA: Rura akrylowa została użyta, ponieważ jest lekka (tj. w przeciwieństwie do cięższej rury PVC), a zatem może ułatwić łatwiejsze przemieszczanie pojemnika do karmienia do / z komór hodowlanych.</li>
		<li>Użyj gorącego pistoletu do klejenia, aby przykleić 100 μm siatki planktonowej do spodu i boków ramy.</li>
		<li>Wywierć w sumie ~10 małych otworów (o średnicy 0,5 cm) w rurach (szczególnie wzdłuż boków i dolnej części ramy), aby zapobiec unoszeniu się pojemnika do karmienia po umieszczeniu w zbiorniku hodowlanym.</li>
		<li>Wywierć otwory (o średnicy ~0,5 cm) w siatce planktonowej w każdym rogu pojemnika do karmienia.</li>
		<li>Umieść rurkę o długości 8 cm i średnicy 0,5 cm przez otwory narożne i użyj gorącego pistoletu do klejenia, aby zamocować ją na miejscu. 
		UWAGA: Te kawałki rurki zostaną podłączone do pompy powietrza i kamieni bąbelkowych podczas karmienia (więcej szczegółów można znaleźć w kroku 2.3.2).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uprawa artemii 
	<ol>
		<li>Zbierz 2 litry wody morskiej z niezależnego zbiornika do karmienia i wlej wodę morską do pojemnika wylęgowego Artemia (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D). 
		UWAGA: W niniejszym eksperymencie wykorzystanym do zademonstrowania protokołów użyto dwóch niezależnych zbiorników do karmienia specyficznych dla leczenia, co wymagało przygotowania dwóch pojemników wylęgowych do uprawy artemii.</li>
		<li>Podłącz pompę powietrza do rurki podłączonej do dna pojemnika wylęgowego na około 10 minut przed dodaniem torbieli artemii.</li>
		<li>Czekając, użyj wagi, aby zmierzyć 8 g torbieli artemii (patrz Tabela Materiałów). 
		UWAGA: Aby uzyskać średnią gęstość 35 pojedynczych nauplii artemii/ml, zgodnie z sugestią Huang et al.19, użyj proporcji 4 g torbieli artemii na 1 l wody morskiej.</li>
		<li>Po 10 minutach wlej 8 g torbieli artemii do pojemnika wylęgowego.</li>
		<li>Wysiaduj torbiele artemii przez 48 godzin.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie zbiornika do karmienia
	<ol>
		<li>Umieść pojemnik do karmienia w zbiorniku do karmienia tak, aby górna część pojemnika znajdowała się nad powierzchnią wody.</li>
		<li>Podłącz zewnętrzną część rurki narożnej pojemnika do karmienia do pompy powietrza, która będzie dostarczać powietrze do kamieni bąbelkowych, aby ułatwić cyrkulację wody podczas karmienia.</li>
		<li>Włączyć pompę powietrza ~5 min przed rozpoczęciem karmienia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wzbogacanie i zbieranie nauplii artemii
	<ol>
		<li>Dodać 1,5 ml diety wzbogacającej (patrz Tabela Materiałów) do pojemnika wylęgowego na 2 godziny przed pożądanym czasem karmienia. 
		UWAGA: Stosunek 0,75 ml diety wzbogacającej na 1 l wody morskiej jest zalecany przez Huang et al.19.</li>
		<li>Po 2 godzinach zakręcić zawór doprowadzający powietrze do pojemnika wylęgowego.</li>
		<li>Przykryj pojemnik wylęgowy kartonem, aby wykluczyć światło otoczenia, i umieść źródło światła (wystarczy latarka do telefonu komórkowego) u podstawy pojemnika wylęgowego na 5 minut, aby przyciągnąć naupliusy artemii do dna pojemnika, a tym samym ułatwić oddzielenie żywych naupliów artemii od pustych skorupek.</li>
		<li>Po 5 minutach wyjmij pudełko i źródło światła.</li>
		<li>Umieść dzbanek miarowy o pojemności 3 l pod pojemnikiem wylęgowym.</li>
		<li>Odłącz rurkę od pojemnika wylęgowego, aby umożliwić przepływ nauplii artemii i roztworu wody morskiej do dzbanka miarowego; zebrać 1 l roztworu nauplii artemii i wody morskiej. 
		UWAGA: Zbierz tylko połowę objętości w pojemniku wylęgowym, aby wykluczyć niechciane puste skorupy.</li>
		<li>Stojąc w bliskiej odległości od zbiornika do karmienia, przelej nauplii Artemia i roztwór wody morskiej przez sitko o średnicy 100 μm, aby oddzielić nauplii Artemia (które pozostaną w sitku) od wody morskiej.</li>
		<li>Nauplia artemii znajdujące się w sitku należy dwukrotnie przepłukać wodą ze zbiornika do karmienia.</li>
		<li>Nauplia Artemia są teraz gotowe do użycia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Karmienie kolonii koralowców
	<ol>
		<li>Rozładuj nauplii artemii, umieszczając sitko z kroku 2.4.8 w zbiorniku do karmienia.</li>
		<li>Ręcznie wymieszaj wodę w zbiorniku, aby równomiernie rozprowadzić nauplii Artemia. 
		UWAGA: Po tym etapie należy pobrać próbki w celu ilościowego określenia gęstości nauplii artemii przed karmieniem (więcej szczegółów można znaleźć w kroku 3.1).</li>
		<li>Przenieś każdy drążek do zawieszania (z koloniami koralowców nadal zwisającymi z pręta) ze zbiornika hodowlanego do zbiornika do karmienia i ustaw pręt tak, aby bezpiecznie spoczywał na górnej części zbiornika do karmienia. Czas, przez jaki koralowce są wystawione na działanie powietrza, powinien być jak najkrótszy. 
		UWAGA: Upewnij się, że kolonie nie stykają się ze sobą i mają wystarczająco dużo miejsca na chwytanie pokarmu (np. w odległości ~5 cm od siebie).</li>
		<li>Wyłącz światła w zbiornikach do karmienia lub użyj nieszczelnej pokrywy, aby przykryć zbiornik do karmienia, aby uniknąć zakłóceń świetlnych podczas karmienia.</li>
		<li>Pozwól koloniom żerować bez przeszkód przez 4 godziny.</li>
		<li>Po 4 godzinach należy pobrać próbki w celu ilościowego określenia gęstości nauplii artemii po karmieniu (więcej szczegółów znajduje się w kroku 3.1).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Sprzątanie po karmieniu
	<ol>
		<li>Po zakończeniu sesji karmienia usuń kolonie koralowców. Wyjmij wiszące pręty ze zbiornika do karmienia pojedynczo i dokładnie spłucz każdy koralowiec wodą morską z odpowiedniego zbiornika hodowlanego, aby usunąć wszelkie pozostałości nauplii artemii. 
		UWAGA: Opłucz kolonie na stabilnej powierzchni, a nie podczas zwisu, aby zmniejszyć ryzyko uszkodzeń, które mogą wystąpić, jeśli kolonie będą się kołysać w przód iw tył podczas płukania. Zgodnie z początkowym transferem, utrzymuj jak najkrótszy czas, przez jaki koralowce są wystawione na działanie powietrza.</li>
		<li>Umieść wiszące pręty (z zawieszonymi koralowcami) z powrotem w zbiornikach hodowlanych.</li>
		<li>Odłącz rurki łączące pojemnik do karmienia z pompą powietrza i wyjmij pojemnik do karmienia ze zbiornika do karmienia.</li>
		<li>Dokładnie wypłucz pojemnik do karmienia świeżą wodą, aby usunąć wszystkie pozostałe nauplia artemii.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Kwantyfikacja gęstości nauplii artemii przed i po karmieniu
<ol>
	<li>Pobieranie próbek
	<ol>
		<li>Próbki należy pobrać w dwóch punktach czasowych: po pierwsze, gdy nauplia artemii zostaną rozładowane i równomiernie rozprowadzone w pojemniku do karmienia (krok 2.5.2) i ponownie po zakończeniu sesji karmienia (krok 2.5.6).</li>
		<li>Dla każdego punktu czasowego użyj trzech strzykawek, aby pobrać 20 ml wody odpowiednio z powierzchni, środkowej warstwy i dolnej warstwy pojemnika do karmienia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rozcieńczenie próbki
	<ol>
		<li>Dla każdej strzykawki przenieść 20 ml próbki wody do niezależnej zlewki o pojemności 500 ml.</li>
		<li>Dodać 180 ml gorącej wody (~60 °C) do zlewki (rozcieńczenie 1:10). 
		UWAGA: Gorąca woda służy do unieruchamiania naupliusów artemii w celu zwiększenia dokładności liczenia.</li>
		<li>Dodać 2 ml próbki wody ze zlewki do każdego dołka płytki 9-dołkowej. 
		UWAGA: Wymieszaj próbkę w zlewce, aby równomiernie rozprowadzić nauplia artemii w słupie wody przed pobraniem 2 ml próbki.</li>
		<li>Policz liczbę naupliów artemii w każdym dołku pod mikroskopem stereoskopowym przy użyciu 6,5-krotnego powiększenia (patrz tabela materiałów).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Obliczanie gęstości nauplii artemii
	<ol>
		<li>Podziel liczbę nauplii artemii w każdym studzienku przez 2, aby uzyskać liczbę nauplii artemii na ml. Następnie pomnóż tę liczbę przez 10 (aby uwzględnić rozcieńczenie), aby obliczyć gęstość nauplii artemii.</li>
		<li>Oblicz średnią gęstość nauplii artemii (tj. średnią gęstość w 27 powtórzeniach dołka przed i po karmieniu), aby porównać gęstość nauplii artemii między karmieniem i po karmieniu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Kolekcja larw koralowców
<ol>
	<li>Tworzenie pojemnika na larwy (<silna klasa="xfig">Rysunek 1E)
	<ol>
		<li>Wybierz plastikową butelkę na wodę o pojemności 6 litrów i całkowicie odetnij spód butelki. 
		UWAGA: Ten otwór będzie służył do przenoszenia kolonii do i z pojemnika na larwy.</li>
		<li>Utwórz dwa okna, wycinając prostokąt o wymiarach ~15 cm x 20 cm z każdej strony butelki. 
		UWAGA: Plastikowa butelka na wodę o pojemności 6 litrów jest odpowiednia dla koralowców o średnicy ~15 cm; Zmodyfikuj rozmiar butelki w zależności od wielkości badanych koralowców.</li>
		<li>Użyj gorącego pistoletu do klejenia, a następnie żywicy epoksydowej, aby przykleić siatkę planktonową o grubości 100 μm do każdego z okien.</li>
		<li>Wykonaj dwa małe otwory (o średnicy ~0,5 cm) z każdej strony dna butelki.</li>
		<li>Przełóż sznurek przez dwa małe otwory i zawiąż oba końce, aby utworzyć uchwyt do zaczepienia pojemnika na larwy na drążku do zawieszania.</li>
		<li>Przed pierwszym użyciem umieść butelki w zbiorniku przepływowym (bez koralowców) na co najmniej 24 godziny, aby usunąć wszelkie pozostałości kleju.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie do zbierania koralowców
	<ol>
		<li>Całkowicie zanurz pojemnik na larwy w zbiorniku hodowlanym.</li>
		<li>Umieść kolonię w pojemniku na larwy, trzymając zarówno kolonię, jak i pojemnik zanurzone w wodzie.</li>
		<li>Zaczepić uchwyt pojemnika na larwy na drążku do zawieszania. 
		UWAGA: Po zawieszeniu upewnij się, że górna część pojemnika na odpady znajduje się ~3 cm nad wodą.</li>
		<li>Powtarzać kroki 4.2.1-4.2.3, aż wszystkie kolonie znajdą się w pojemnikach na larwy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zbieranie i liczenie larw koralowców
	<ol>
		<li>Przygotuj dzbanek miarowy o pojemności 3 l, miskę, pipetę o pojemności 3 ml i probówki o pojemności 50 ml.</li>
		<li>Odczep żyłkę od wiszącego drążka i wyjmij jedną kolonię z pojemnika na larwy. Natychmiast umieść kolonię z powrotem w zbiorniku hodowlanym. 
		UWAGA: Upewnij się, że czas ekspozycji na powietrze jest jak najkrótszy.</li>
		<li>Połóż jedną rękę na końcówce pojemnika na larwy. 
		UWAGA: Gdy pojemnik na larwy jest wypełniony wodą, może być ciężki. Bez odpowiedniego podparcia pojemnik może pęknąć podczas wyjmowania go z wody.</li>
		<li>Odczep "uchwyt" pojemnika na larwy od drążka do zawieszania.</li>
		<li>Powoli wyjmij pojemnik na larwy z wody.</li>
		<li>Trzymaj pojemnik zbiorczy pod kątem około 45° nad zbiornikiem hodowli przez kilka sekund, aby nadmiar wody mógł spłynąć z powrotem do zbiornika przez okna pojemnika na larwy. 
		UWAGA: Nie należy ustawiać pojemnika pod kątem większym niż 45°, aby zmniejszyć ryzyko wylania larw z górnej części pojemnika.</li>
		<li>Wyjmij pojemnik na larwy ze zbiornika i umieść go na górze dzbanka miarowego.</li>
		<li>Przed odkręceniem nakrętki użyj jednego palca, aby przyłożyć umiarkowany nacisk na nakrętkę, a następnie odkręć nakrętkę. 
		UWAGA: Woda znajdująca się w pojemniku zbiorczym może zostać szybko uwolniona po zdjęciu nakrętki, jeśli nie jest ona najpierw podparta palcem (tj. potencjalnie powodując utratę larw).</li>
		<li>Przenieś część wody z dzbanka miarowego do miski.</li>
		<li>Ręcznie policz liczbę larw w misce za pomocą pipety o pojemności 3 ml, aby przenieść larwy do probówki o pojemności 50 ml. 
		UWAGA: Należy pamiętać, że niektóre larwy mogą utknąć w pipecie. Jeśli tak się stanie, wlej trochę wody morskiej do pipety i delikatnie potrząśnij, jednocześnie zamykając pipetę jednym palcem, aby poluzować larwy.</li>
		<li>Kontynuować kroki 4.3.9 i 4.3.10, aż wszystkie larwy zostaną policzone. Na tym etapie larwy można wykorzystać w kolejnych eksperymentach.</li>
		<li>Powtórz kroki 4.3.2-4.3.10 dla wszystkich pozostałych kolonii koralowców. 
		UWAGA: Miarkę i miskę należy płukać między koloniami.</li>
		<li>Po zakończeniu liczenia dokładnie wypłucz każdy pojemnik zbiorczy świeżą wodą, zwłaszcza okna.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Ex Situ Culture of Pocillopora acuta and Effective Feeding Techniques

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych ani innych konfliktów interesów.

Ta wstępna ocena wpływu temperatury i żerowania na reprodukcję koralowców ujawniła różnice w wydajności reprodukcyjnej i czasie rozrodu między koloniami hodowanymi w różnych warunkach traktowania. Co więcej, stwierdzono, że karmienie kolonii koralowców naupliami artemii wydaje się być skuteczne zarówno w stosunkowo niskich (24°C), jak i ciepłych temperaturach (28°C). Te połączone odkrycia podkreślają możliwość zastosowania tych prostych technik do karmienia i hodowli koralowców skleraktyńskich (na przykładzie <e...

Wiele ekosystemów raf koralowych na całym świecie jest traconych i degradowanych w wyniku stresu związanego z wysoką temperaturą spowodowanego zmianami klimatu1,2. Blaknięcie koralowców (tj. załamanie symbiozy koralowców i glonów3) było uważane za stosunkowo rzadkie w przeszłości4, ale teraz występuje częściej5, przy czym oczekuje się, że coroczne bielenie nastąpi w wielu regionach od połowy do końca stulecia6,7. To skrócenie okresu przejściowego między zdarzeniami bielenia może ograniczyć zdolność do odporności rafy8. Bezpośredni wpływ stresu wysokotemperaturowego na kolonie koralowców (np. uszkodzenie tkanek9; depletion energii10) jest nierozerwalnie związany z pośrednimi oddziaływaniami na poziomie rafy, z których zmniejszenie zdolności reprodukcyjnej/rekrutacyjnej jest szczególnie niepokojące11. Stało się to bodźcem do szeregu badań stosowanych, takich jak na przykład aktywne usprawnianie rekrutacji in situ (np. zasiewanie raf12), nowe technologie zwiększania skali odbudowy koralowców13 oraz symulacja sygnałów reprodukcyjnych w celu wywołania reprodukcji w systemach ex situ14. Uzupełnieniem tych aktywnych interwencji jest niedawne uznanie zalet heterotroficznego żerowania koralowców w warunkach stresu wysokotemperaturowego15 oraz badanie roli, jaką dostarczanie pożywienia może odgrywać w reprodukcji16.
Wiadomo, że karmienie heterotroficzne wpływa na wydajność koralowców17 i zostało konkretnie powiązane ze zwiększonym wzrostem koralowców18,19, a także odpornością termiczną i odpornością20,21. Jednak korzyści płynące z heterotrofii nie są wszechobecne wśród gatunków koralowców22 i mogą się różnić w zależności od rodzaju spożywanego pokarmu23, a także poziomu ekspozycji na światło24. W kontekście rozmnażania koralowców, dokarmianie heterotroficzne wykazało zmienne wyniki, z obserwacjami zdolności reprodukcyjnej wyższej25, jak również niższej26 po karmieniu heterotroficznym. Wpływ żerowania heterotroficznego na rozmnażanie koralowców w całym spektrum temperatur jest rzadko oceniany, jednak w przypadku koralowca Cladocora caespitosa w klimacie umiarkowanym stwierdzono, że heterotrofia jest ważniejsza dla reprodukcji w niższych warunkach temperaturowych27. Lepsze zrozumienie roli temperatury i odżywiania się w produkcji reprodukcyjnej jest prawdopodobnie potrzebne do określenia, czy określone rafy (np. rafy związane z wysoką dostępnością pożywienia28) mają większą zdolność rekrutacji w warunkach zmian klimatycznych.
Podobnie jak w przypadku produkcji reprodukcyjnej, wpływ temperatury i odżywiania na czas reprodukcji u koralowców pozostaje stosunkowo słabo zbadany, mimo że synchronizacja reprodukcji z warunkami abiotycznymi/biotycznymi jest ważnym czynnikiem wpływającym na sukces rekrutacji w ocieplającym się oceanie29. Wykazano, że wyższe temperatury powodują wcześniejszą reprodukcję w badaniach kondycjonowania termicznego koralowców przeprowadzonych w lab30, a także zaobserwowano to w koralowcach zebranych z naturalnych raf w różnych porach roku31. Jednak, co ciekawe, odwrotny trend zaobserwowano ostatnio u karmionych koralowców hodowanych w ciągu 1 roku w systemie przepływowym ex situ (tj. rozmnażanie nastąpiło wcześniej w cyklu księżycowym przy niższych temperaturach zimowych, a później w cyklu księżycowym przy cieplejszych temperaturach lata)32. Ten kontrastujący wynik sugeruje, że czas reprodukcji może odbiegać od typowych wzorców w warunkach związanych z obfitymi zasobami energetycznymi.
Długoterminowe kontrolowane eksperymenty w różnych scenariuszach temperaturowych mogłyby przyczynić się do lepszego zrozumienia wpływu heterotrofii na rozmnażanie u koralowców skleraktynowych. Utrzymanie rozmnażających się kolonii koralowców w warunkach ex situ przez wiele cykli reprodukcyjnych może być jednak trudne (ale zobacz poprzednie badania32,33). W niniejszym artykule opisano proste i skuteczne techniki aktywnego żywienia (źródło pokarmu: Artemia nauplii) i długotrwałej hodowli koralowca wylęgowego (Pocillopora acuta) w przepływowym systemie akwakultury; Należy jednak zauważyć, że wszystkie opisane techniki mogą być również stosowane w recyrkulacyjnych systemach akwakultury. Aby zademonstrować te techniki, przeprowadzono wstępne porównanie wydajności reprodukcyjnej i czasu kolonii koralowców utrzymywanych w temperaturze 24 °C i 28 °C podczas zabiegów "karmionych" i "niekarmionych". Temperatury te zostały wybrane tak, aby przybliżyć temperaturę wody morskiej odpowiednio zimą i latem na południu Tajwanu30,34; Wyższa temperatura nie została wybrana, ponieważ głównym celem tego eksperymentu było promowanie długoterminowej hodowli ex situ, a nie testowanie reakcji koralowców na stres termiczny. Ponadto określono ilościowo gęstość naupliów artemii przed i po sesjach karmienia, aby porównać wykonalność karmienia heterotroficznego przy obu zabiegach temperaturowych.
Konkretnie, 24 kolonie P. acuta (średnia całkowita długość liniowa ± odchylenie standardowe: 21,3 cm ± 2,8 cm) uzyskano ze zbiorników przepływowych w obiektach badawczych Narodowego Muzeum Biologii Morskiej i Akwarium na południowym Tajwanie. Pocillopora acuta to pospolity gatunek koralowca, który posiada zarówno rozsiewającą strategię rozrodczą, jak i typowo lęgową35,36. Kolonie rodzicielskie tych koralowców zostały pierwotnie zebrane z rafy Outlet (21.931°E, 120.745°N) około 2 lata wcześniej na potrzeby innego eksperymentu32. W związku z tym kolonie koralowców użyte w niniejszym eksperymencie były hodowane przez całe swoje życie w warunkach hodowli ex situ; W szczególności kolonie wystawiono na działanie temperatury otoczenia i cyklu światła i ciemności trwającego 12 godzin: 12 godzin przy 250 μmolach kwantów m−2·s−1 i karmiono je naupliami Artemia dwa razy w tygodniu. Zdajemy sobie sprawę, że ta długotrwała hodowla ex situ mogła wpłynąć na sposób, w jaki kolonie zareagowały na warunki leczenia w tym eksperymencie. W związku z tym chcielibyśmy podkreślić, że głównym celem jest zilustrowanie, w jaki sposób opisane techniki mogą być skutecznie wykorzystane do hodowli koralowców ex situ, poprzez pokazanie zastosowanego przykładu, w którym oceniono wpływ temperatury i żerowania na rozmnażanie koralowców.
Kolonie koralowców były równomiernie rozmieszczone w sześciu zbiornikach do hodowli w systemie przepływowym (długość wewnętrzna zbiornika x szerokość x wysokość: 175 cm x 62 cm x 72 cm; reżim oświetlenia zbiornika: 12 h:12h światło:ciemny cykl przy 250 μmol kwanty m−2·s−1) (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A). Temperaturę w trzech zbiornikach ustalono na 28 °C, a w pozostałych trzech zbiornikach na 24 °C; każdy zbiornik posiadał rejestrator, który rejestrował temperaturę co 10 minut (patrz Tabela Materiałów). Temperatura była niezależnie kontrolowana w każdym zbiorniku za pomocą agregatów chłodniczych i grzałek, a cyrkulacja wody była utrzymywana za pomocą silników przepływowych (patrz Tabela Materiałów). Połowa kolonii w każdym zbiorniku (n = 2 kolonie/zbiornik) była karmiona naupliami artemii dwa razy w tygodniu, podczas gdy pozostałe kolonie nie były karmione. Każda sesja karmienia trwała 4 godziny i była prowadzona w dwóch niezależnych zbiornikach do karmienia w zależności od temperatury. Podczas karmienia wszystkie rodziny zostały przeniesione do zbiorników do karmienia, w tym kolonie niekarmione, aby ustandaryzować potencjalny efekt stresu związany z przenoszeniem kolonii między zbiornikami. Kolonie w karmionych i niekarmionych kuracjach umieszczono we własnych komorach za pomocą siatkowej ramy w zbiornikach do karmienia o określonej temperaturze, tak aby tylko kolonie w stanie odżywionym otrzymywały pokarm. Wydajność reprodukcyjna i czas rozrodu koralowców były oceniane dla każdej kolonii codziennie o godzinie 09:00, licząc liczbę larw, które zostały wypuszczone do pojemników do zbierania larw w nocy.

<table><tbody><tr><td>Torbiele artemii&nbsp;</td><td>Supreme plus</td><td>NA</td><td>Źródło żywności&nbsp;</td></tr><tr><td>Chiller</td><td>Resun</td><td>CL650</td><td>Aby schłodzić temperaturę wody w razie potrzeby</td></tr><tr><td>Przenośny miernik przewodności</td><td>WTW</td><td>Cond 3110</td><td>Do pomiaru zasolenia</td></tr><tr><td>Diety wzbogacające</td><td>Omega</td><td>NA</td><td>Używany w uprawie artemii</td></tr><tr><td>Żyłka wędkarska</td><td>Super</td><td>Nylon monofilament</td><td>Do zawieszania kolonii koralowców</td></tr><tr><td>Silniki przepływowe</td><td>Maxspect</td><td>GP03</td><td>Tworzyć </td></tr><tr><td>przepływ wody Grzałka 350 W</td><td>ISTA</td><td>NA</td><td>Grzałki stosowane w zbiornikach</td></tr><tr><td>Wiszący rejestrator temperatury HOBO</td><td>Onset Computer</td><td>UA-002-08</td><td>Do rejestrowania temperatury wody</td></tr><tr><td>Diody LED</td><td>Mean Well</td><td>FTS: HLG-185H-36B</td><td>NA</td></tr><tr><td>Lekki przenośny miernik</td><td>LI-COR</td><td>LI-250A</td><td>Urządzenie używane z czujnikiem światła do pomiaru natężenia światła w PAR</td></tr><tr><td>Czujnik światła</td><td>LI-COR</td><td>LI-193SA</td><td>NA</td></tr><tr><td>Siatka planktonowa 100 &mikro; m rozmiar oczek</td><td>Omega</td><td>NA</td><td>Do zbierania larw i artemii&nbsp;</td></tr><tr><td>Pompa pierwotna 6000 L/H</td><td>Mr. Aqua</td><td>BP6000</td><td>Do pobierania wody ze zbiorników do agregatu chłodniczego</td></tr><tr><td>Miernik prądu śmigłowego</td><td>KENEK</td><td>GR20</td><td>Urządzenie używane z detektorem śmigłowym do pomiaru natężenia przepływu</td></tr><tr><td>Detektor śmigłowy</td><td>KENEK</td><td>GR3T-2-20N</td><td>NA</td></tr><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000-C&nbsp;</td><td>Aby policzyć liczbę artemii&nbsp;</td></tr><tr><td>Regulator temperatury 1000 W</td><td>Rep Park</td><td>O-RP-SDP-1</td><td>Do ustawiania i utrzymywania temperatury wody</td></tr></tbody></table>

skuteczne techniki karmienia i hodowli ex situ wysiadującego koralowca skleraktynowego, pocillopora acuta

Effective Techniques for the Feeding and Ex Situ Culture of a Brooding Scleractinian Coral, Pocillopora acuta

Zmiany klimatyczne wpływają na przetrwanie, wzrost i rekrutację koralowców na całym świecie, a w ciągu najbliższych kilku dekad spodziewane są duże zmiany w obfitości i składzie społeczności w ekosystemach rafowych. Rozpoznanie tej degradacji rafy zainspirowało szereg nowatorskich aktywnych interwencji opartych na badaniach i odbudowie. Akwakultura ex situ może odgrywać rolę pomocniczą poprzez ustanowienie solidnych protokołów hodowli koralowców (np. w celu poprawy zdrowia i reprodukcji w długoterminowych doświadczeniach) oraz poprzez zapewnienie stałej podaży stad wylęgowych (np. do wykorzystania w projektach odbudowy). Tutaj przedstawiono proste techniki karmienia i hodowli ex situ wysiadujących koralowców skleraktyńskich na przykładzie pospolitego i dobrze zbadanego koralowca, Pocillopora acuta. Aby zademonstrować to podejście, kolonie koralowców wystawiono na działanie różnych temperatur (24 °C vs. 28 °C) i zabiegów żywieniowych (karmione vs. niekarmione), a także porównano wydajność reprodukcyjną i czas rozrodczości, a także wykonalność karmienia koralowców naupliami artemii w obu temperaturach. Wydajność reprodukcyjna wykazała dużą zmienność między koloniami, przy czym różne trendy zaobserwowano między zabiegami termicznymi; w temperaturze 24 °C karmione kolonie produkowały więcej larw niż kolonie niekarmione, ale odwrotną sytuację stwierdzono w koloniach hodowanych w temperaturze 28 °C. Wszystkie kolonie rozmnażały się przed pełnią księżyca, a różnice w czasie reprodukcji stwierdzono tylko między koloniami niekarmionymi w temperaturze 28 °C a koloniami karmionymi w temperaturze 24 °C (średni księżycowy dzień reprodukcji ± odchylenie standardowe: odpowiednio 6,5 ± 2,5 i 11,1 ± 2,6). Kolonie koralowców efektywnie żywiły się naupliami artemii w obu temperaturach leczenia. Proponowane techniki karmienia i hodowli koncentrują się na zmniejszeniu stresu koralowców i promowaniu długowieczności reprodukcyjnej w sposób opłacalny i dostosowany do potrzeb klienta, z wszechstronnym zastosowaniem zarówno w systemach akwakultury przepływowej, jak i recyrkulacyjnej.

Opisane protokoły pozwoliły na (1) porównanie wydajności i czasu rozmnażania poszczególnych kolonii koralowców w zależności od różnych warunków karmienia i temperatury oraz (2) ocenę wykonalności karmienia naupliusami Artemia w różnych temperaturach. Poniżej przedstawiono krótki przegląd wyników, jednak należy zachować ostrożność w szerokiej interpretacji raportowanych efektów temperatury i karmienia na rozmnażanie koralowców ze względu na krótkoterminowy charakter tego eksperymentu (tj. tylko jeden cykl rozrodc...

Zmiany klimatyczne wpływają na ekosystemy raf koralowych na całym świecie. Koralowce pochodzące z systemów akwakultury ex situ mogą pomóc w odbudowie i badaniach naukowych. W tym artykule przedstawiono techniki karmienia i hodowli koralowców, które można wykorzystać do promowania długoterminowego utrzymania wysiadujących koralowców skleraktyńskich ex situ.

Skuteczne techniki karmienia i hodowli ex situ wysiadującego koralowca skleraktynowego, Pocillopora acuta

Climate change is affecting the survival, growth, and recruitment of corals globally, with large-scale shifts in abundance and community composition ...

Nasze laboratorium jest zainteresowane zrozumieniem zmian klimatycznych, odporności i odporności koralowców oraz badaniem roli akwakultury ex-situ. W szczególności naszym celem jest hodowla koralowców w laboratorium, które można wykorzystać do prac rekultywacyjnych i badawczych. W ciągu ostatnich kilku lat zaobserwowaliśmy znaczny postęp w akwakulturze koralowców ex-situ, w tym zdolność do indukowania reprodukcji, a także zakończenia całego cyklu życia koralowców zarówno w okresie tarła, jak i wylęgu.Utrzymanie długotrwałej reprodukcji wylęgowych koralowców w laboratorium jest zwykle dość trudne. Rozmnażanie zwykle ustaje po kilku miesiącach. Odkryliśmy jednak, że jeśli hodujemy koralowce razem w niestandardowych zbiornikach miso i zapewniamy im dodatkowy pokarm, mogą one nadal produkować larwy każdego miesiąca.Ogólnie rzecz biorąc, dobrze rozumiemy, w jaki sposób karmienie i temperatura niezależnie wpływają na rozmnażanie koralowców, ale ich interaktywne efekty pozostają stosunkowo słabo zbadane. Na przykład heterotrofia może mieć różne korzyści lub ograniczenia w cieplejszych i niższych temperaturach. Korzystając z opisanych przez nas protokołów, możemy skutecznie karmić i hodować kolonie przez długi czas w systemach akwakultury ex-situ, a ostatecznie możemy śledzić rozmnażanie na poziomie kolonii, aby pomóc wywnioskować wpływ heterotrofii na reprodukcję i rekrutację w ocieplającym się oceanie.Zacznij od umieszczenia pręta z karbem, zwanego również drążkiem do zawieszania, w poprzek zbiornika hodowlanego, aby zawiesić kolonie koralowców na miejscu. Umieść kolonię koralowców między dwiema dużymi pętlami, upewniając się, że pętle są bezpiecznie umieszczone wokół kolonii, aby stabilnie wisiały w wodzie. Zaczep mniejszą górną pętlę żyłki w wycięciu na drążku do zawieszania.Zbierz dwa litry wody morskiej z niezależnego zbiornika do karmienia i wlej ją do pojemnika wylęgowego Artemia. Następnie podłącz pompę powietrza do rurki podłączonej do dna pojemnika wylęgowego i pozwól jej pracować przez około 10 minut przed dodaniem torbieli artemii. Czekając, zmierz osiem gramów torbieli artemii za pomocą wagi.Po 10 minutach wlej odmierzone cysty artemii do pojemnika wylęgowego. Następnie przygotuj zbiornik do karmienia, umieszczając w nim pojemnik do karmienia, upewniając się, że górna część pozostaje nad powierzchnią wody. Podłącz zewnętrzną część rurki narożnej pojemnika do karmienia do pompy powietrza, która dostarcza powietrze do kamieni bąbelkowych, aby zapewnić prawidłową cyrkulację wody podczas karmienia.Aby wzbogacić naupliusy artemii, dodaj 1,5 ml diety wzbogacającej do pojemnika wylęgowego na dwie godziny przed pożądanym czasem karmienia. Po dwóch godzinach wyłącz zawór doprowadzający powietrze do pojemnika wylęgowego. Po umieszczeniu źródła światła u podstawy pojemnika wylęgowego przykryj je kartonem, aby wykluczyć światło otoczenia.Pozwól, aby światło przyciągnęło naupliusy artemii do dna pojemnika przez pięć minut, aby oddzielić żywe naupliusy artemii od pustych skorupek. Po pięciu minutach wyjmij pudełko i źródło światła. Umieść trzylitrowy dzbanek miarowy pod pojemnikiem wylęgowym.Odłącz rurkę od pojemnika wylęgowego, pozwalając, aby nauplius artemii i roztwór wody morskiej spłynęły do dzbanka i zebrały jeden litr roztworu. W pobliżu zbiornika do karmienia przelej nauplii artemii i roztwór wody morskiej przez sitko o średnicy 100 mikrometrów, aby oddzielić je od wody morskiej. Następnie dwukrotnie przepłucz nauplia artemii wewnątrz sitka wodą ze zbiornika do karmienia.Umieść sitko w zbiorniku do karmienia, aby rozładować naupliusy artemii. Następnie wymieszaj wodę w zbiorniku, aby równomiernie rozprowadzić nauplii w całym zbiorniku. Przenieś każdy drążek do zawieszania z dołączonymi koloniami koralowców ze zbiornika hodowlanego do zbiornika do karmienia.Upewnij się, że drążek do zawieszania jest bezpiecznie umieszczony w górnej części zbiornika do karmienia. Usuń kolonie koralowców po czterogodzinnej sesji karmienia, wyjmując wiszące pręty ze zbiornika do karmienia. Dokładnie spłucz każdy koralowiec wodą morską z odpowiednich zbiorników hodowlanych, aby usunąć resztki naupliów artemii.Umieść wiszące pręty z dołączonymi koralowcami z powrotem w odpowiednich zbiornikach hodowlanych. Aby określić ilościowo nauplia artemii używane do eksperymentów z żerowaniem na koralowcach, zbierz próbki w dwóch punktach czasowych. W każdym punkcie czasowym użyj trzech strzykawek, aby zebrać 20 ml wody z powierzchni, środkowej warstwy i dolnej warstwy pojemnika do karmienia.Pobrać pobraną próbkę wody do indywidualnych zlewek o pojemności 500 ml. Następnie dodaj 180 ml gorącej wody o temperaturze około 60 stopni Celsjusza do zlewki, aby uzyskać rozcieńczenie 1:10. Dodać dwa ml próbki wody ze zlewki do każdego dołka na płytce sześciodołkowej.Następnie, używając mikroskopu stereoskopowego ustawionego na 6,5-krotne powiększenie, policz liczbę naupliów artemii w każdym dołku. Pomiary zagęszczenia nauplii artemii przed i po sesjach karmienia koralowców wykazały, że wstępna ocena w temperaturze T-zero nie wykazała różnicy w obu temperaturach. Po dwóch i czterech tygodniach hodowli gęstość nauplii artemii była niższa po karmieniu w obu temperaturach.Nie stwierdzono różnicy w gęstości przed karmieniem między zabiegami termicznymi ani w gęstości po karmieniu między zabiegami termicznymi w żadnym z trzech ocenianych punktów czasowych. Zanurz całkowicie pojemnik na larwy w zbiorniku hodowlanym. Następnie zanurz kolonię koralowców w pojemniku na larwy, upewniając się, że obie pozostają pod wodą.Następnie zaczep uchwyt pojemnika na larwy na drążku do zawieszania. Następnego ranka odczep żyłkę od wiszącego drążka i ostrożnie wyjmij jedną kolonię z pojemnika na larwy. Natychmiast umieść kolonię z powrotem w zbiorniku hodowlanym.Następnie wyjmij pojemnik na larwy ze zbiornika i umieść go na dzbanku miarowym. Przytrzymaj umiarkowanie nakrętkę jednym palcem i odkręć ją. Przelej wodę z dzbanka miarowego do miski.Ręcznie policz larwy w misce za pomocą pipety o pojemności 3 ml, aby przenieść je do probówki o pojemności 50 ml. Metoda ta umożliwiła ocenę wydajności reprodukcyjnej kolonii Pocillopora acuta w różnych temperaturach i zabiegach żywieniowych. Kolonie hodowane w temperaturze 28 stopni Celsjusza wypuszczały więcej larw, gdy nie były karmione, niż gdy były karmione, ale odwrotny trend stwierdzono w koloniach hodowanych w temperaturze 24 stopni Celsjusza, przy czym karmione kolonie produkowały więcej larw niż niekarmione kolonie.Rozmnażanie we wszystkich koloniach miało miejsce przed pełnią księżyca. Średni dzień uwolnienia larw w dniu księżycowym wahał się od 6,5 dnia księżycowego do 11,1 dnia księżycowego. Jednak znaczącą różnicę między dawkami zaobserwowano tylko między nieodżywionymi koloniami o temperaturze 28 stopni Celsjusza, które produkowały wcześniej w cyklu księżycowym, a koloniami karmionymi w temperaturze 24 stopni Celsjusza, które produkowały później w cyklu księżycowym.

effective-techniques-for-feeding-ex-situ-culture-brooding

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Tutaj pokazujemy, jak indukować i monitorować regenerację u ukwiału gwiazdkowego Nematostella vectensis, modelowego antozoana parzydełkowego.  Pokazujemy, jak amputować i kategoryzować regenerację za pomocą morfologicznego systemu oceny stopnia zaawansowania, a także używamy tego systemu, aby ujawnić wymóg autofagii w regeneracji struktur polipowych.

Indukowanie całkowitej regeneracji polipów z pęcherza brzusznego ukwiału gwiazdkowego Nematostella vectensis

Celem tego protokołu jest przeprowadzenie hybrydyzacji in situ na próbkach dorosłych koralowców, które zostały zatopione w parafinie i pocięte na szkiełka podstawowe. Jest to metoda jakościowa stosowana do wizualizacji ekspresji przestrzennej sondy antysensownej RNA w tkankach zanurzonych w parafinie.

In Situ Techniki hybrydyzacji próbek dorosłych koralowców zanurzonych w parafinie

Doliolidy, w tym gatunek Dolioletta gegenbauri, to mały, galaretowaty zooplankton morski o znaczeniu ekologicznym, występujący na produktywnych systemach szelfu subkontynentalnego na całym świecie. Trudność w hodowli tych delikatnych organizmów ogranicza ich badania. W tym badaniu opisujemy podejścia do uprawy w celu zbierania, hodowli i utrzymania doliolid Dolioletta gegenbauri.

Uprawa osłonicy morskiej pelagicznej Dolioletta gegenbauri (Uljanin 1884) do badań eksperymentalnych

Koralowce tworzą bioróżnorodne ekosystemy ważne zarówno dla ludzi, jak i organizmów morskich. Jednak nadal nie rozumiemy pełnego potencjału i funkcji wielu komórek koralowców. W tym miejscu przedstawiamy protokół opracowany do izolacji, znakowania i rozdzielania populacji kamiennych komórek koralowców.

Sortowanie komórek aktywowane fluorescencją w celu izolacji populacji komórek skleraktynów

Oikopleura dioica to organizm modelowy osłonic w różnych dziedzinach biologii. Opisujemy metody pobierania próbek, identyfikację gatunków, konfigurację hodowli i protokoły hodowli zwierząt i paszy dla glonów. Zwracamy uwagę na kluczowe czynniki, które przyczyniły się do wzmocnienia systemu kultury oraz omawiamy możliwe problemy i rozwiązania.

Usprawnione pobieranie próbek i hodowla pelagicznych larw kosmopolitycznych (Oikopleura dioica)

Ratowanie polipów to proces wywołany ostrym stresem, w którym polipy koralowców trawią tkankę łączącą je z ich kolonią i odłączają się od niej, aby żyć jako jednostki. Niniejszy protokół opisuje, w jaki sposób indukować mikrorozmnażanie koralowców poprzez ratowanie za pomocą hipersoli fizjologicznej lub bezwapniowej wody morskiej.

Indukowanie ratowania polipów w koloniach koralowców w celu uzyskania zindywidualizowanych mikropropagatów do laboratoryjnego użytku eksperymentalnego

Ten protokół opisuje budowę i działanie systemu mikro-respirometrii, który może być wykorzystany do zbadania fizjologicznych cech holobiontu koralowca.

Fizjologiczna charakterystyka holobionta koralowca przy użyciu nowego narzędzia do mikrorespirometrii

Badanie to opracowało sposób tworzenia i utrzymania stabilnych linii mutantów dla ślimaka jabłkowego słodkowodnego, Pomacea canaliculata. Protokoły obejmują zbieranie zygot, mikrowstrzyknięcie ich komponentami systemu CRISPR/Cas9 w celu wywołania edycji genomu, hodowlę zarodków ex ovo oraz genotypizację po kontrolowanych krzyżowaniach.

Złota jabłka ślimaka Pomacea canaliculata: od zygot do stabilnych linii mutantów

W tym filmie zaprezentowano New culture – metodę, dzięki której zarodki kurcząt są hodowane poza jajem przez maksymalnie 24 hr. Metoda ta umożliwia badanie wczesnego rozwoju (od pręgi pierwotnej do 14 som.), co odpowiada okresowi E7-9 u myszy. Zastosowania tej techniki obejmują elektroporację, hybrydyzację in situ oraz immunohistochemię.

Metoda hodowli wczesnych zarodków kurczaka ex vivo (nowa hodowla)

Błona chorioallantoiczna (CAM) zarodka kurczaka stanowi unikalne, naturalnie immunodeficyjne środowisko hodowlane do badania angiogenezy i tumorigenzy. Niniejszy artykuł wideo prezentuje poszczególne etapy hodowli kurczaka ex ovo, aplikację substancji potencjalnie angiogennych oraz skuteczną inokulację komórek i tkanek nowotworowych na powierzchni CAM.

Hodowla kurcząt ex ovo oraz test CAM ex ovo: jak to naprawdę działa

Poznaj skuteczne techniki karmienia i hodowli koralowca Pocillopora acuta w warunkach laboratoryjnych. Metoda ta umożliwia długoterminową reprodukcję i wspiera strategie ochrony raf koralowych.

Skuteczne techniki karmienia i hodowli ex situ wysiadującego koralowca skleraktynowego, Pocillopora acuta

Przeglądaj więcej filmów