Name: Sekcja i klasyfikacja rozwoju jajników u samic owadów typu dzikiego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-07-14T14:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 41 s
Description: Poznaj metodę sekcji i klasyfikacji rozwoju jajników u samic owadów typu dzikiego. Technika ta umożliwia analizę anatomii rozrodczej i identyfikację gatunkową.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez duży projekt innowacji naukowej i technologicznej (2020CXGC010802).

UWAGA: Zwróć uwagę na pomiary bezpieczeństwa przed schwytaniem dzikich owadów wędrownych, zaleca się noszenie sprzętu ochronnego (rękawice, koszulki z długimi rękawami i gogle). Wyłączaj również pułapkę, gdy nie jest używana, aby uniknąć innych zagrożeń bezpieczeństwa i przegrzania światła. Ważne jest, aby przestrzegać protokołów bezpieczeństwa przed sekcją, takich jak noszenie rękawiczek, okularów i fartucha laboratoryjnego, aby zapobiec narażeniu na płyny ustrojowe i chemikalia.
1. Łapanie owadów migrujących
<ol>
	<li>Rozpocznij ten protokół od złapania owadów za pomocą lampy szperacza. W tym protokole źródłem owadów testowych jest dystrykt Jiyang, miasto Jinan, prowincja Shandong, Chiny (36,977088° N, 116,982747° E).</li>
	<li>Wykorzystaj główny korpus lampy szperacza, który jest wykonany ze stali nierdzewnej, skrzynkę, która jest prostokątnym korpusem oraz reflektor halogenowy typu GT75 o mocy 1000 W. Umieść reflektor pośrodku jako źródło światła.</li>
	<li>Umieść kanał do zbierania owadów w kształcie lejka wewnątrz i na dole lampy, umieść pudełko do zbierania owadów o średnicy 5 cm, a następnie 60-rzędową siatkową siatkę do zbierania owadów (0,5 m x 0,5 m), która służy do zbierania owadów uwięzionych przez światło. Znana projekcja światła znajduje się około 500 m nad ziemią.</li>
	<li>Protokół ten kładzie nacisk na dynamikę imigracyjną samic typu dzikiego i rozwój jajników, dlatego należy zbierać różne gatunki owadów (tutaj zbieranie odbywało się od kwietnia do sierpnia, w latach 2021-2022). Unikaj zbierania małych i zranionych owadów, wybierz do tego eksperymentu duże szkodniki o podobnej wielkości.</li>
</ol>
2. Przygotowanie owadów
<ol>
	<li>Przenieś wszystkie zebrane owady z worka siatkowego (0,5 m) do klatki siatkowej (30 cm x 30 cm), a następnie podaj szalkę Petriego zawierającą wysterylizowany roztwór 10% wody miodowej (karmienie jest opcjonalne). Umieścić klatkę w temperaturze 27 ± 2 °C, wilgotności względnej 65% ± 12% i przechowywać w ciemności przez 8-12 godzin.</li>
	<li>Wybierz samice typu dzikiego, które przyleciały do klatki tego samego dnia, ostrożnie przenieś je do pojedynczych probówek z fiolkami i zamknij każdą probówkę bawełnianą pokrywką. Unikaj bezpośredniego obchodzenia się z nim, które mogłoby uszkodzić lub zranić szkodnika z powodu nadmiernego nacisku. 
	UWAGA: Wszystkie samice typu dzikiego zostały schwytane w nocy, a sekcja została przeprowadzona w ciągu dnia. Tak więc każdy eksperyment był wykonywany w ciągu jednego dnia.</li>
</ol>
3. Przygotowanie do metody paraliżowania owadów (<silna klasa="xfig">Rysunek 1)
<ol>
	<li>Umieść wybrane samice szkodnika pojedynczo w probówce z fiolką na muchy pośrodku i znieczulij samicę za pomocą gazu CO2, przytrzymując igłę pistoletu do przedmuchiwania, aby spowodować łagodny paraliż. Aby potwierdzić, czy szkodnik jest sparaliżowany, czy nie, delikatnie szturchnij lub dotknij szkodnika miękką szczotką. Brak reakcji na miękkie bodźce i bezruch wskazują na udany paraliż. 
	UWAGA: Niska temperatura (-20 °C) może być również stosowana jako alternatywna technika paraliżowania owadów.</li>
</ol>
4. Sekcja owadów
<ol>
	<li>Umieść świeżo sparaliżowaną kobietę na szalce Petriego zawierającej absolutny etanol (10 ml). Aby uniknąć wpływu włosków łuskowatych i proszku skrzydeł podczas sekcji, nacieć żywego lub sparaliżowanego owada absolutnym alkoholem i spłukać czystą wodą.</li>
	<li>Oddziel skrzydła grzbietowe od połączenia klatki piersiowej i brzucha za pomocą dwóch par kleszczy.</li>
	<li>Przenieś brzuch na nową jednorazową szalkę Petriego, zawierającą odpowiednią ilość wody (2-5 mm głębokości) i delikatnie oderwij egzoszkielet brzuszny wzdłuż grzbietowej linii brzusznej od spiczastego pyska do ogona, używając kleszczy preparacyjnych. Powtórz te same kroki po drugiej stronie, a następnie włóż go do czystej wody, aby rozproszyć nienaruszone tkanki.</li>
	<li>Ostrożnie oderwij tkankę tłuszczową naskórka za pomocą kleszczy, a następnie delikatnie pociągnij i uwolnij jajniki.</li>
	<li>Użyj kleszczy preparacyjnych, aby delikatnie usunąć cząsteczki tłuszczu i inne narządy wokół jajników. Ogólnie rzecz biorąc, jajniki szkodników są w większości złożone do wewnątrz po obu stronach brzucha, staraj się działać w płynnym środowisku podczas rozwijania jajników i powoli odklejaj worek godowy od środka i wybieraj cząsteczki tłuszczu przyczepione do jajników.</li>
	<li>Delikatnie chwyć jajnik i worek współpracujący od pionowego tylnego końca i ostrożnie rozłóż go w dół. Aby uniknąć uszkodzeń podczas rozkładania, przenieś jajnik do nowej lub czystej szalki Petriego zawierającej wodę. Przytrzymaj końcówkę jajnika i rozłóż jajnik do wewnątrz; Ostrożnie wykonaj ten krok, aby uniknąć uszkodzenia jajników.</li>
</ol>
5. Analiza danych dotyczących anatomii tkanek jajnika
<ol>
	<li>Na tym etapie oceń rozwój jaj każdego owada, podążając za kolorem i wielkością jaj, aby ocenić jego dojrzałość. Następnie oceń stopień jajnika na podstawie rozwoju komórki jajowej. 
	UWAGA: Podział różnych poziomów rozwoju jajników jest głównie podzielony na etapy przed złożeniem jaj lub rozwojem jaj z poziomem wytrącania się żółtka. Rozwój ziarna jaj owadów jest dalej podzielony na etapy dla większej jasności, takie jak etap występowania żółtka, etap dojrzałości żółtka i etap zaniku żółtka. Dojrzałość ziarna jaja zależy od pełni, koloru i wielkości jaja, aby ocenić jego dojrzałość.</li>
	<li>Po rozbiorze upewnij się, że oddzieliłeś tkanki samic woreczków godowych od nienaruszonych jajników i obserwuj morfologię, aby odróżnić gatunek, ponieważ anatomia większości woreczków godowych różni się w zależności od gatunku. Dlatego używaj worków godowych, aby rozróżnić gatunki.</li>
	<li>Na tym etapie oceń anatomię jajników i przeanalizuj ocenę rozwoju jajników. Podziel tkanki jajnika na pięć stopni (stopień 1 do stopnia 5).
	<ol>
		<li>Zwróć uwagę na następujące zmiany i strukturę, aby uporządkować tkankę: pierwszy stopień (1) to wczesny etap rozwoju (mleczny przezroczysty), pełny brzuch, miękkie, tłuste ciało puszyste, jasny kolor, trudne do obrania. Drugi stopień (2) to etap odkładania się żółtka i w razie potrzeby ocenia jajniki osobno po obserwacji dłuższego i grubszego kanału jajnika. Trzeci stopień (3) ma mniej ciałek tłuszczowych i tylko kilka granulek przyczepionych do jajnika. Czwarta klasa (4) wydaje się mniej elastyczna i łatwa do złamania, a niektóre jaja mogą być obecne w środku jajowodu. Piąta klasa (5) jest łatwa do zidentyfikowania z mniejszą ilością lub brakiem ciał tłuszczowych, zanikowymi i kruchymi jajnikami.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rób zdjęcia za pomocą aparatu cyfrowego zgodnie z potrzebami eksperymentalnymi.</li>
</ol>

Dissection for Identifying Migratory Insects via Ovarian Reproductive Analysis

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Metody analizy jajników są rutynowo stosowane w ochronie roślin, w celu wyjaśnienia ruchu lotu owadów i populacji w celu prognozowania 19,20,21 oraz w celu opracowania zmian fizjologicznych owadów. Zauważono, że wyjątkowa zdolność migracji i szybkiego rozprzestrzeniania się powszechnych szkodników rolniczych, takich jak robak bollworm, armyworm, gąsienica taro i buraczana, utrudniają prognozowanie z innych regionów. Niektóre bad...

Migracja owadów odgrywa istotną rolę w dynamice populacji globalnego rozmieszczenia owadów takich jak Helicoverpa armigera - bawełniane robaki, Mythimna separate - orientalna armia robaka, Spodoptera litura - gąsienica taro, Spodoptera exigua - armia buraczana, które zostały zgłoszone jako poważne szkodniki w Chinach1,2,3,4. Długie odległości, sezonowe przemieszczanie się, wysoka płodność migrujących szkodników oraz czynniki ekologiczne spowodowały duże trudności w przewidywaniu, prognozowaniu i zwalczaniu tych szkodników5. Monitorowanie migracji szkodników jest wymagane w celu ujawnienia zdolności adaptacyjnych i zmian behawioralnych, które ułatwiają migrowanie szkodników zgodnie ze zmianami klimatycznymi lub cyklami6. Aby utrzymać swój wzrost, rozmnażanie i przetrwanie, owady nabyły sekwencyjne zdolności adaptacyjne podczas ewolucji; Ta seria adaptacyjnych form życia wygenerowała wiele zmian w układzie rozrodczym, takich jak strategia migracyjna prowadząca do kontroli rozwoju jajników w długim procesie migracji.
Rozwój jajników jest powszechny u migrujących szkodników, co wpływa na wzrost ich populacji7. Dlatego rozwój jajników od dawna jest gorącym tematem badań nad szkodnikami wędrownymi. Seria badań doprowadziła do opracowania kilku wskaźników rozwoju jajników i strategii klasyfikacji. Do tej pory do analizy rozwoju jajników stosowano kilka metod, np. Loxostege sticticalis - rozwój łąkowej - jajnika, który obejmuje początkowy etap upierzenia, wczesny okres tarła, okres tarła i koniec składania jaj8. Niektórzy badacze dzielą poziomy jajników na podstawie rozwoju koloru żółtka u migrujących szkodników z rzędu Lepidoptera, takich jak S. exigua - armia buraczana, Pseudaletia unipuncta - prawdziwa armia i Cnaphalocrocis medinalis - folder liści ryżu itp.9,10,11,12. W poprzednich badaniach poziomy rozwoju jajników szkodników, takich jak robak bawełniany i zwójka ryżowa, podzielono na pięć etapów: etap depozycji żółtka, etap dojrzałości ziarna jaja, dojrzałe oczekiwanie na narodziny, szczytowy okres owogenezy i końcowy etap tarła13,14. Rozwój jajników omacnicy prosowianki został podzielony na sześć etapów rozwojowych: etap depozycji żółtka, dojrzewanie jaj, predyspozycja jaj, szczytowa faza tarła i faza końcowego tarła15.
Ponadto, owady tego samego rodzaju mają różne etapy rozwoju, takie jak poziomy rozwoju jajników Spodoptera frugiperda - jesiennego robaka wojskowego - dzielą się na cztery poziomy: etap odkładania się żółtka, dojrzałość oczekująca na dostawę, szczyt pozytywnego jaja i etap końcowego tarła16. Z drugiej strony, rozwój jajników u Spodoptera exigua - buraczanej - ma pięć poziomów: przezroczystość, witellogenezę, dojrzewanie jaj, uwalnianie jaj i późne składanie jaj17.
Poprzednie badania mogą klasyfikować rozwój od jednego do wielu poziomów rozwoju jajnika na podstawie dojrzałości koloru żółtka, składania jaj i rozwoju jaj, ale klasyfikacja nie może być dokonana na podstawie anatomii układu rozrodczego. Rozwój jajnika na podstawie anatomii morfogenezy jest mniej zbadanym obszarem. W tym przypadku metoda preparacji została zaprojektowana w celu przewidywania migrujących samic w populacji przy użyciu dwóch typów tkanki jajnikowej, w celu opracowania ich dynamiki reprodukcyjnej w oparciu o anatomiczną morfogenezę etapu rozwoju jajnika i worka godowego, dostarczając bezpośrednich dowodów na rozróżnienie migrujących samic typu dzikiego.
Niektóre badania wykazały, że wędrowne gatunki owadów Noctuidae były często chwytane przez reflektory18. Jajnik większości wędrownych gatunków owadów Noctuidae znajduje się we wczesnych stadiach rozwoju w początkowej fazie migracji, a poziom jajników wzrasta wraz z postępem migracji. W tym badaniu opisano metodę preparacji stopni rozwoju jajników w celu zbadania dwóch tkanek rozrodczych różnych samic szkodników populacyjnych, uchwyconych przez światło poszukiwawcze. Metoda ta nie tylko naprzód badania w celu zrozumienia dynamiki migracji, ale także ułatwia klasyfikację owadów, badanie fizjologii owadów, przewidywanie szkodników i prognozowanie żeńskich gatunków szkodników.

<table><tbody><tr><td>Aparat cyfrowy</td><td>Canon ( China ) co., LTD</td><td>EOS 800D</td><td></td></tr><tr><td>Dropper</td><td>Qingdao jindian biochemical equipment co., LTD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Absolutny etanol (99,7%)</td><td>Shanghai Hushi Laboratory Equipmentco., LTD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>&nbsp; Vetus Tools co., LTD</td> Reflektor halogenowy <td>typu ST-14</td><td></td></tr><tr><td>GT75 (1000 W)</td><td>Shanghai Yadeng Industry co., LTD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Helicoverpa armigera, Mythimna separate, Spodoptera litura, Spodoptera exigua</td><td>Jiyang district, miasto Jinan, prowincja Shandong, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cylinder miarowy, zlewka, kolba</td><td>Qingdao jindian sprzęt biochemiczny co., LTD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Torba siatkowa&nbsp;</td><td>Qingdao jindian sprzęt biochemiczny co., LTD</td><td></td><td>0,5 m&nbsp;</td></tr><tr><td>Klatki siatkowe&nbsp;</td><td>Qingdao jindian sprzęt biochemiczny co., LTD</td><td></td><td>30 cm x 30 cm</td></tr><tr><td>szalki Petriego</td><td>Qingdao jindian sprzęt biochemiczny co., LTD</td><td></td><td>&nbsp; Średnica 60 mm</td></tr></tbody></table>

sekcja i klasyfikacja rozwoju jajników u samic owadów typu dzikiego

Dissection and Grading of Ovarian Development in Wild-Type Female Insects

Wędrowne szkodniki stanowią poważne wyzwanie dla produkcji żywności i bezpieczeństwa na całym świecie. Szkodniki wędrowne mogą być monitorowane i chwytane za pomocą pułapek z użyciem reflektorów. Jedną z najważniejszych technik prognozowania występowania agrofagów wędrownych jest identyfikacja gatunków wędrownych. Jednak w większości przypadków trudno jest uzyskać informacje tylko na podstawie wyglądu. Dlatego wykorzystanie wiedzy zdobytej w wyniku systematycznej analizy żeńskiego układu rozrodczego może pomóc w zrozumieniu połączonej morfologii anatomicznej worka godowego jajników i oceny rozwojowej jajników dzikich owadów wędrownych schwytanych za pomocą pułapek szperaczy. Aby wykazać przydatność tej metody, stan rozwoju jajników i etapy rozwoju ziarna jaja oceniano bezpośrednio u Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura i Spodoptera exigua dla anatomii jajników, a pęcherze jajnikowe badano w Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Helicoverpa armigera, Athetis lepigone, Mythimna separata, Spodoptera litura, Mamestra brassicae i Spodoptera exigua, aby zbadać ich relacje. Praca przedstawia specyficzną metodę preparacji w celu przewidywania dzikich owadów wędrownych, porównując unikalny układ rozrodczy różnych owadów wędrownych. Następnie przeprowadzono dalsze badania obu tkanek, a mianowicie jajnika i worków godowych. Metoda ta pomaga przewidzieć dynamikę i rozwój strukturalny układów rozrodczych u samic owadów wędrownych typu dzikiego.

Rozwój jaj 
Powyższy protokół zastosowano do analizy rozwoju jaj w jajniku. W tym celu najpierw podzielono jaja ogólnie na cztery stadia, aby odróżnić wczesną i dojrzałą fazę rozwoju jaj u wszystkich gatunków, np. zwojarki, pomurnika, gąsienicy taro i ćmy buraczka. W tym przypadku zaobserwowano wczesny etap „pierzenia” (stadium mleczno-białe, przezroczyste). Rycina 2A pokazuje, że jajniki nie zaczęły jeszcze się rozwijać, a przewód jajowodowy jest nitkowaty i wykazuje dob...

Protokół demonstruje prostą i łatwą metodę sekcji, odpowiednią dla dzikich wędrownych samic owadów schwytanych za pomocą pułapek z reflektorami. Technika ta może znacznie wyjaśnić ten sam gatunek, porównując obie tkanki rozrodcze, a mianowicie worek godowy i rozwój jajników samic owadów typu dzikiego.

Sekcja i klasyfikacja rozwoju jajników u samic owadów typu dzikiego

Migratory insect pests pose serious challenges to food production and security all over the world. The migratory pests can be monitored and captured using ...

Naszym celem jest zastosowanie łatwej i nowej metody dla szkodników wędrownych, opisującej jajniki i anatomię migrujących samic. Informacje te będą przydatne do analizy podobnych pojedynczych gatunków. Przewidzenie migrujących samic owadów jest dość trudne.Dlatego wizualizacja jajników i anatomii jest dość łatwa i bardzo przydatna. Zacznij od przeniesienia wszystkich zebranych owadów noctuidae z worka siatkowego do klatki siatkowej. Następnie podaj szalkę Petriego, zawierającą wysterylizowany, 10% roztwór wody z miodem.Ustaw klatkę w stabilnym środowisku. Wybierz dzikie samice owadów, które tego samego dnia odważyły się wejść do klatki. Ostrożnie przenieś te owady do pojedynczych probówek z fiolkami, upewniając się, że każda probówka jest szczelnie zamknięta bawełnianą pokrywką.W celu przeprowadzenia sekcji owadów najpierw umieść świeżo sparaliżowaną samicę owada na rozwarstwiającej się szalce Petriego zawierającej absolutny etanol. Aby zapewnić czystą sekcję, naciekaj owada alkoholem absolutnym i spłucz go w czystej wodzie. Następnie za pomocą kleszczy oddziel skrzydła grzbietowe na styku klatki piersiowej i brzucha.Przenieś brzuch do nowego jednorazowego naczynia wypełnionego od dwóch do pięciu milimetrów wody. Za pomocą kleszczy preparacyjnych delikatnie oderwij egzoszkielet brzuszny, zaczynając od spiczastego pyska, grzbietowo-brzusznie do ogona. Powtórz te kroki po drugiej stronie i umieść go w czystej wodzie, aby rozproszyć nienaruszone tkanki.Teraz delikatnie złuszcz tkankę tłuszczową naskórka za pomocą kleszczy i delikatnie pociągnij i uwolnij jajniki. Za pomocą kleszczy preparacyjnych delikatnie usuń cząsteczki tłuszczu i wszelkie otaczające narządy z jajników. Stopniowo odklejaj worek godowy od środka i eliminuj cząsteczki tłuszczu przyczepione do jajników.Delikatnie chwyć jajnik i worek godowy od pionowego tylnego końca. Następnie powoli rozłóż go w dół. Aby zapobiec uszkodzeniu, przenieś jajnik na nową lub czystą szalkę Petriego wypełnioną wodą.Przytrzymaj końcówkę jajnika i rozłóż jajnik do wewnątrz. Oceń dojrzałość jaj owada za pomocą wskaźników koloru i wielkości. Następnie oceń stopień jajnika zgodnie z rozwojem komórki jajowej.Po rozbiorze należy oddzielić tkanki worka godowego samicy od nienaruszonych jajników. Zbadaj morfologię, ponieważ cechy anatomiczne worka godowego różnią się w zależności od gatunku. Następnie przeanalizuj anatomię jajnika, dzieląc tkanki jajnika na pięć odrębnych stopni.Na koniec uchwyć obrazy jajnika za pomocą aparatu cyfrowego zgodnie z wymaganiami eksperymentu. Zaobserwowano cztery różne etapy rozwoju jajników, w tym mlecznobiałe, przezroczyste stadium ze słabo rozwiniętymi jajnikami. Etap odkładania żółtka z dużymi, lekko niedojrzałymi jajami.Faza dojrzewania z jasnożółtymi jajami w kształcie kulek i końcowa faza tarła z niewielką ilością ziaren jaj lub bez nich. Worek godowy dzikiego owada Helicoverpa armigera miał kolumnową prawą helisę z wewnętrznym światłem. Mythimna separata miała worek godowy w kształcie litery G z ciemnobrązowymi paskami.Worek godowy Agrotis ipsilon był liniowy z dużymi zwojami zewnętrznych torbieli tylnych. Spaelotis valida miał lekko brązowawy, cienki worek godowy w kształcie litery J, podczas gdy Spodoptera exigua wykazywał biały, półprzezroczysty worek w kształcie hantli z torbielą bąbelkową pośrodku. Worek godowy Spodoptera litura był czerwony z górnym mlecznym, białym przezroczystym otworem gębowym i słabo widoczną wewnętrzną jamą torbielowatą.Worek godowy Pseudoptera lepigone był mały i zwinięty z zamkniętymi torbielami zewnętrznymi. Mamestra brassicae miała podwójnie zwinięte worki w kolorze oliwkowym, z zewnętrznymi torbielami. Ocena jajników starych robaków wykazała przezroczyste i elastyczne przewody jajnikowe z widocznymi oocytami pierwszego stopnia.W stopniu 2 przewód jajnikowy stał się przezroczysty z delikatnymi żółtymi jajami. W stopniu 3 duże ciała tłuszczowe były nieobecne, a przewód był najgrubszy przy pokładełku. Stopnie 4 i 5 wykazały skupiska i mniej jaj w jajnikach o bladożółtym i zielonkawym kolorze.Wszystkie pięć stopni jajników zaobserwowano również u robaka wojskowego, gąsienicy tarota i bitowej.

dissection-grading-ovarian-development-wild-type-female

Research

JoVE Journal

Behavior

Zachowanie

Dissection Drosophila Jajniki

Sposób, w jaki nisze i komórki macierzyste tworzą się podczas rozwoju, jest istotnym zagadnieniem o praktycznym znaczeniu. W jajniku Drosophila komórki macierzyste linii zarodkowej oraz ich nisze somatyczne powstają podczas rozwoju larwalnego. Niniejszy film prezentuje sposób preparowania, barwienia i montowania gonad samic larw Drosophila w późnym trzecim stadium larwalnym (LL3).

Disekcja i barwienie jajników larw Drosophila

Specyficzna dla danego etapu izolacja mieszków włosowych Drosophila jest przydatna do różnych celów. Takie pęcherzyki rozwijają się w hodowli, co pozwala na połączenie manipulacji genetycznych i/lub farmakologicznych z testami rozwoju in vitro i obrazowaniem na żywo. Dodatkowo pęcherzyki mogą być wykorzystywane do badań molekularnych, takich jak izolowanie mRNA i białka.

Użyteczność specyficznej dla etapu izolacji mieszków włosowych Drosophila w połowie i późności

Analiza zależności między strukturą a funkcją mitochondriów jest niezbędna do dokładnego zrozumienia mechanizmów regulacyjnych funkcjonalności mitochondriów. W artykule opisano i zademonstrowano specyficzne metody badania struktury i funkcji mitochondriów w żywych i utrwalonych jajnikach Drosophila.

Badanie struktury i funkcji mitochondriów w jajnikach Drosophila

Opisujemy protokół preparacji, utrwalania i barwienia immunologicznego organów steroidogennych u larw Drosophila i dorosłych samic w celu zbadania biosyntezy hormonów steroidowych i ich mechanizmu regulacyjnego. Oprócz narządów steroidogennych wizualizujemy unerwienie narządów steroidogennych, a także steroidogennych komórek docelowych, takich jak komórki macierzyste linii rozrodczej.

Protokoły wizualizacji narządów steroidogennych i ich interaktywnych narządów z barwieniem immunologicznym u muszki owocowej Drosophila melanogaster

Jajnik Drosophila jest doskonałym modelem do badania rozwoju nisz komórek macierzystych. Chociaż metody preparowania jajników larwalnych i dorosłych zostały opublikowane, sekcje jajników poczwarki wymagają różnych technik, które nie zostały szczegółowo opublikowane. Tutaj przedstawiamy protokół preparowania, barwienia i montowania jajników poczwarki.

Rozwarstwienie i barwienie jajników poczwarki Drosophila

Ten protokół przedstawia kroki podjęte w celu przeprowadzenia sekcji jajników u wypławków słodkowodnych, Schmidtea mediterranea. Wypreparowane jajniki są kompatybilne z barwieniem immunologicznym przeciwciał i analizą ultrastrukturalną z transmisyjną mikroskopią elektronową w celu zbadania biologii komórek jajowych i komórek somatycznych, zapewniając głębię i jakość obrazowania, które wcześniej były niedostępne.

Rozwarstwienie wypławków jajnika do analizy ultrastrukturalnej i barwienia przeciwciał

Tutaj prezentujemy zoptymalizowany protokół obrazowania całych jajników do analiz ilościowych i jakościowych przy użyciu barwienia immunologicznego z całą mocą, mikroskopii wielofotonowej oraz wizualizacji i analizy 3D. Protokół ten umożliwia wysokowydajne, niezawodne i powtarzalne przetwarzanie, które ma zastosowanie w toksykologii, diagnostyce klinicznej i testach genomowych funkcji jajników.

Immunofluorescencja, oczyszczanie i mikroskopia wielofotonowa całego jajnika do ilościowej analizy 3D rozwijającej się rezerwy jajnikowej u myszy

Przedstawiono metodę mikrodysekcji jajowodu myszy, która pozwala na pobranie poszczególnych segmentów przy zachowaniu integralności RNA. Ponadto opisano nieenzymatyczną procedurę dysocjacji komórek jajowodowych. Metody te są odpowiednie do późniejszej analizy genów i białek funkcjonalnie różnych segmentów jajowodów i zdysocjowanych komórek jajowodowych.

Mikrodysekcja i dysocjacja mysiego jajowodu: identyfikacja poszczególnych segmentów i izolacja pojedynczych komórek

Błona podstawna jest niezbędna do morfogenezy tkanek i narządów podczas rozwoju. Aby lepiej zrozumieć mechanizmy prowadzące do prawidłowego umiejscowienia tej struktury, w przedstawionym protokole opisano metody wizualizacji i charakterystyki wewnątrzkomórkowego transportu i wydzielania białek błony podstawnej w komórkach nabłonka za pomocą mikroskopii konfokalnej i superrozdzielczej.

Obrazowanie konfokalne i superrozdzielcze spolaryzowanego transportu wewnątrzkomórkowego i wydzielania białek błony podstawnej podczas oogenezy Drosophila

Poznaj metodę sekcji i klasyfikacji rozwoju jajników u samic owadów typu dzikiego. Technika ta umożliwia analizę anatomii rozrodczej i identyfikację gatunkową.

Sekcja i klasyfikacja rozwoju jajników u samic owadów typu dzikiego

Przeglądaj więcej filmów