Eksperymentalne badanie stonki ziemniaczanej hibernacji w warunkach naturalnych

Stonka ziemniaczana jest jednym z najpoważniejszych szkodników ziemniaka w strefie umiarkowanej. Badania odporności i patogenezy tego szkodnika prowadzone są głównie w fazie aktywnej. Jednak w strefie umiarkowanej szkodnik ten spędza większość swojego cyklu życia w stanie hibernacji.

W niniejszej pracy przedstawiono metodę hibernacji stonki ziemniaczanej oraz technikę zbierania chrząszczy zimą. Główną zaletą tej metody jest to, że pozwala na uzyskanie dowolnej liczby zimujących osobników do analizy wirusa w dowolnym okresie hibernacji. Używaj klatek wykonanych ze sztywnej drewnianej ramy o wymiarach 25 na 25 na 40 centymetrów.

Aby zbudować ramę do klatki, użyj drewnianych listew o grubości co najmniej dwóch centymetrów i szerokości czterech centymetrów. Przykryj wnętrze klatki siatką ze stali nierdzewnej o rozmiarze nie większym niż pięć na trzy milimetry. Przymocuj siatkę za pomocą zszywacza do drewna.

Wyłóż wnętrze klatki czarną syntetyczną geowłókniną o gęstości 60 gramów na metr kwadratowy. Mocno przymocuj rurkę z syntetycznej, półprzezroczystej, oddychającej tkaniny o wysokości około 60 centymetrów do górnej części klatki. Skrzyżuj i przymocuj dwie mocne liny do dna klatki, aby w razie potrzeby wyciągnąć ją z ziemi.

Wykop dziurę w ziemi o głębokości 40 centymetrów. Połóż suchą trawę lub siano na dołku. Umieść klatkę w środku tak, aby siano lub sucha trawa znajdowały się między ścianami klatki a glebą.

Wypełnij klatki ziemią z tego samego pola ziemniaków, na którym zbierane są owady. Zainstaluj wodoodporne rejestratory temperatury i wilgotności w klatkach na wymaganych głębokościach. Posadź sadzonki ziemniaków w klatce na trzy do czterech tygodni przed introdukcją chrząszczy i podlewaj je umiarkowanie.

Przymocuj rurkę z tkaniny syntetycznej pionowo do kija z dowolnego materiału zainstalowanego na zewnątrz klatki. Ręcznie zbieraj dorosłe chrząszcze na polach ziemniaków wolnych od pestycydów pod koniec wegetacji ziemniaków. Zebrane chrząszcze przechowuj w 20-litrowych plastikowych wiadrach zawierających blaty ziemniaczane do karmienia owadów przed umieszczeniem w klatkach.

Przykryj wiadra oddychającą tkaniną. Umieścić nie więcej niż 200 osobników chrząszczy na roślinach ziemniaka pokrytych siatką z tkaniny syntetycznej. Po spożyciu blatów ziemniaczanych dodaj świeże osadzone w plastikowym słoiku z wodą, a następnie codziennie zmieniaj blaty ziemniaczane.

Gdy wszystkie chrząszcze zagrzebią się w glebie na zimę, odwiąż rurkę z syntetycznej tkaniny od kija i połóż tkaninę. Usuń śnieg znad powierzchni klatki. Poluzuj klatkę z każdej strony mocną łopatą.

Wyciągnij klatkę z ziemi za pomocą lin. Przynieś klatkę do laboratorium. Usuń ziemię z klatki małymi porcjami, ostrożnie rozbij duże kawałki ziemi i odizoluj chrząszcze za pomocą pęsety.

Oddziel żywe chrząszcze od zwłok. Żywe, zdrowe chrząszcze zagęszczają wokół siebie glebę, tworząc jamę powietrzną, tzw. kołyskę, dzięki czemu łatwo oddzielają się od gleby. Chrząszcze zabijane przez grzyby są mumifikowane lub mają widoczną grzybnię na powierzchni.

Owady rozkładające się bakteryjnie są ciemne. Przesiej glebę przez sito, aby upewnić się, że wszystkie chrząszcze są odizolowane i nie są uszkodzone. Umieść zwłoki z objawami infekcji grzybiczej lub rozkładu bakteryjnego w indywidualnej sterylnej probówce Falcon w celu przyszłej identyfikacji.

Żywe chrząszcze przechowywać w lodówce w temperaturze 2 stopni Celsjusza do czasu analizy w zamkniętych, wentylowanych pojemnikach zawierających wilgotny wacik. Aby pobrać hemolimfę, wykonaj nakłucie w bocznej części brzucha pod aortą za pomocą igły insulinowej. Aby wyizolować jelito, odetnij kapsułkę główną, wyciśnij całą zawartość na szalkę Petriego z buforem fosforanowym.

Oddziel jelito i oczyść je z tłuszczu i naczyń Malpighiana. Oddziel żądaną część jelita, taką jak jelito przednie, jelito środkowe lub jelito tylne. Aby wyizolować ciało tłuszczowe, oddziel je od innych tkanek po izolacji jelita.

Aby wyizolować grzyby entomopatogeniczne ze zwłok, umieść zmumifikowane zwłoki w sterylnej komorze wilgotnościowej. Użyć konidiów powietrznych lub sklerocji z wewnętrznej zawartości chrząszczy do posiewu na agarze dekstrozowym Sabouraud z 0,4% kwasem mlekowym. Wyizolować bakterie ze zwłok z objawami rozpadu bakteryjnego.

Odetnij głowę chrząszcza, wyciśnij zawartość wewnętrzną i zbierz do probówek w celu późniejszego posiewu na podłożu dla bakterii. Temperatury poniżej zera w klatkach na głębokości 30 centymetrów rejestrowano od końca listopada do początku kwietnia. Średnia temperatura w tym okresie wynosiła 3,3 0,1 stopnia Celsjusza.

Najniższa zarejestrowana temperatura wyniosła 7,9 stopnia Celsjusza w połowie lutego. Śmiertelność owadów wzrastała podczas hibernacji i osiągnęła maksimum wiosną przed wschodem. Początkowa liczba chrząszczy wynosiła 2 000, z czego przeżyło 1 470 osobników.

Tak więc przeżywalność chrząszczy podczas hibernacji wyniosła 61%Analiza 530 zwłok wykazała, że w okresie hibernacji 53% z nich charakteryzowało się objawami rozkładu bakteryjnego, a 25% charakteryzowało się objawami infekcji grzybiczej. Wśród izolowanych kultur grzybów entomopatogenicznych dominowała Beauveria. Metarhizium, Cordyceps i Lecanicillium występowały znacznie rzadziej.

Wśród bakterii wyizolowanych ze zwłok z objawami rozkładu bakteryjnego zidentyfikowano gatunki należące do rodzajów Bacillus, Sphingobacterium, Peribacillus, Pseudomonas, Serratia, Rahnella i Glutamicibacacter. Zastosowanie tej metody może rozwiązać problem pozyskiwania stonki ziemniaczanej z pola zimą. Pozwala to na uzyskanie tylu osobników, ile potrzebujesz, przy niskiej śmiertelności owadów.

Badanie różnych aspektów hibernacji chrząszczy jest ważne zarówno z podstawowego, jak i praktycznego punktu widzenia dla poprawy podejścia do zwalczania tego szkodnika. I oczywiście tę technikę można dostosować do innych gatunków owadów zimujących w glebie.