Ocena wpływu leków przeciwbiegunkowych i ekstraktów roślinnych na Drosophila melanogaster

Nasze badania koncentrują się na naukowej walidacji tradycyjnych środków leczniczych, w tym roślin leczniczych. Staramy się lepiej zrozumieć działanie farmakologiczne, zwłaszcza działanie przeciwbiegunkowe i przeciwbakteryjne tych środków. Aby przetestować działanie przeciwbiegunkowe roślin leczniczych, zwykle stosuje się modele myszy, ale proces ten jest czasochłonny i kosztowny, a do przetestowania wymaga dużej ilości materiału roślinnego.

Wykorzystując Drosophila melanogaster jako model, pomagamy usprawnić proces odkrywania nowych środków przeciwbiegunkowych poprzez zmniejszenie rodzaju eksperymentalnego, a także ilości użytego materiału roślinnego. Pomagamy również w dostarczeniu naukowego uzasadnienia dla stosowania roślin przeciwbiegunkowych w medycynie tradycyjnej za pomocą prostego i skutecznego modelu. Nasze odkrycia pomogą naukowcom przeprowadzić frakcjonowanie sterowane biologicznie w przypadku stresu roślin, a tym samym odkrycie, że śmierć kompostowa jest odpowiedzialna za aktywność przeciwbiegunkową.

Na początek wlej 100 mililitrów wody destylowanej do zlewki zawierającej cztery gramy cukru w 0,8 grama agaru. Podgrzej mieszaninę do 100 stopni Celsjusza, ciągle mieszając. Zdejmij mieszaninę z ognia, aby ją ochłodzić.

Zmniejsz ogień, aby utrzymać temperaturę 80 stopni Celsjusza. Następnie dodaj 7,4 grama mąki, a następnie 2,8 grama drożdży do mieszanki, mieszając. Następnie dodaj roztwór kwasu propionowego Moldex do mieszaniny.

Następnie schładzamy temperaturę do 50 stopni Celsjusza. Dodaj roztwór ekstraktu roślinnego psidium guajava, a następnie 0,5 grama niebieskiego proszku bromofenolowego. Wlej przygotowaną mieszankę żywności do szalek Petriego, aż każde naczynie będzie pełne.

Po ostygnięciu naczyń do temperatury pokojowej zamknij je pokrywkami i przechowuj w lodówce w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Aby przygotować pliki do testów, najpierw przygotuj zbiorniki na dwutlenek węgla, pistolet do przedmuchiwania dwutlenku węgla z igłami, muchownicę, farbę, pędzel i mikroskop do obchodzenia się z muchami. Wybierz fiolki zawierające co najmniej 10 poczwarek Drosophila, aby ujednolicić wiek much.

Aby usunąć dorosłe muchy, należy odwrócić fiolki i wprowadzić igłę między bawełnianą zatyczkę a boczną ściankę fiolki. Znieczulij dorosłe muchy za pomocą pistoletu do przedmuchiwania dwutlenku węgla, aż stracą przytomność na bawełnianym korku. Otwórz fiolkę nad szklaną butelką zawierającą 70% etanolu i wrzuć do niej muchy.

Uszczelnić fiolkę bawełnianym zatyczką. Następnie inkubuj go w temperaturze 25 stopni Celsjusza przy wilgotności 60% w cyklu świetlnym trwającym 12 godzin światła i 12 godzin ciemności. Następnie posortuj muchy na dziewicze samice i samce za pomocą mikroskopu w ciągu ośmiu godzin od inkubacji, aby zapobiec kryciu.

Żeńskie genitalia można rozpoznać po ich bladym kolorze, podczas gdy męskie genitalia mają czerwonawy odcień. Samce można również rozpoznać po grzebieniach płciowych na ich przednich nogach. Podziel posortowane muchy na dwie świeże tubki, po jednej dla każdej płci, i wysiaduj je przez sześć do ośmiu dni w temperaturze 25 stopni Celsjusza.

Zacznij od ułożenia oznaczonych szalek Petriego jedna na drugiej. Odwróć szalki Petriego z farbowaną żywnością na bibułce, aby wchłonąć nadmiar płynu. Następnie za pomocą szpatułki podziel jedzenie w każdym naczyniu na 12 równych segmentów.

Przełóż jedną kromkę jedzenia na pustą szalkę Petriego. Następnie znieczul muchy za pomocą dwutlenku węgla, aż zaśnieją na bawełnianym korku. Ostrożnie przenieś sześć zdrowych much na każdą szalkę Petriego.

Umieść szczelnie zamknięte naczynia w inkubatorze. Aby zapobiec ucieczce much podczas eksperymentu, zabezpiecz górną i dolną pokrywę każdej szalki Petriego taśmą. Po 24-godzinnym okresie chowu należy ponownie znieczulić muchy dwutlenkiem węgla.

Następnie przenieś muchy do pojemnika wypełnionego 70% etanolem w celu utylizacji. Wyrzuć również resztki jedzenia z naczyń. Aby ułatwić ilościowe określenie szalek Petriego, uruchom oprogramowanie Epson Scan 2, przypisz nazwę pliku i wykonaj skanowanie podglądowe.

Indywidualnie zeskanuj zarówno górną, jak i dolną pokrywę każdej szalki Petriego. Ostrożnie przytnij skan do obrazów za pomocą edytora obrazów typu open source, aby wyeliminować wszelkie artefakty i resztki jedzenia. Następnie zapisz przycięty obraz jako plik TIFF.

Następnie uruchom oprogramowanie T.U.R.D. Kliknij plik, aby utworzyć nowy dokument eksperymentu, przypisz mu nazwę i zapisz go w podfolderze Analiza. Kliknij opcję Płytki, a następnie wybierz Dodaj płytkę, aby wybrać szalkę Petriego do analizy.

Pojawi się nowe okno wyświetlające nazwy wybranych tabliczek wraz z nowymi ustawieniami parametrów. Ustaw Rozmiar bloku na 21, Przesunięcie na 5, Minimalny rozmiar na 20 i Maksymalny rozmiar na 600. Aby potwierdzić dokładność wykrywania osadów kałowych, przejdź do Tablice, a następnie kliknij Sprawdź wybrane płytki, a następnie Grafika i Wyświetl obrazy z adnotacjami.

Powiększ obrazy, aby przejrzeć liczbę depozytów. W razie potrzeby usuń zaznaczenie wszystkich depozytów, które nie powinny być uwzględniane w analizie. Po analizie za pomocą oprogramowania T.U.R.D. dostosuj liczbę much, klikając liczbę much.

Zmień nazwę grupy, klikając Tablice, a następnie Edytuj grupy, a następnie naciśnij Dodaj. Wybierz odpowiednią nazwę grupy w kolumnie grupy. Następnie kliknij pozycję Analizuj, a następnie pozycję Statystyki opisowe i wybierz opcję Grupa, aby wyeksportować dane dla każdej repliki z osobna.

Zapisz wszystkie wynikowe pliki arkuszy kalkulacyjnych w tym samym wyznaczonym folderze. Aby skompilować wszystkie dane w jednym arkuszu kalkulacyjnym, otwórz aplikację Excel merge-v4. Po wyświetleniu monitu o wybranie ścieżki do folderu z plikami CSV wprowadź adres folderu i naciśnij dwukrotnie Enter, aby utworzyć nowy arkusz kalkulacyjny w tym samym folderze.

Dodaj nowy arkusz w arkuszu kalkulacyjnym ze scalonymi danymi, aby obliczyć średnią każdego parametru we wszystkich powtórzeniach. Użyj funkcji WYSZUKAJ.PIONOWO, aby zebrać średnią każdego parametru ze wszystkich powtórzeń. Uruchom oprogramowanie GraphPad Prism i wprowadź nazwy zestawów danych.

Przenieś dane z arkusza kalkulacyjnego Excel na wykres danych Prism. Kliknij Analizuj, aby wybrać zestawy danych do analizy i naciśnij OK. Wybierz odpowiednie parametry testu, przeanalizuj wartość P. Liczba złogów kałowych, całkowita powierzchnia osadów i IOD była znacznie wyższa w normalnej grupie żywności w porównaniu z ekstraktem z P.guajava zarówno u dziewiczych mężczyzn, jak i kobiet.

Śledzenie spożycia pokarmów stałych wykazało, że nie było istotnych różnic w spożyciu pokarmu między grupami otrzymującymi leki i nieprzyjmujące leków. Jednak samce much, które spożywały loperamid, wydawały się przyjmować mniej pokarmu niż normalnie.