Analiza komunikacji neuronalnej jelitowo-mózgowej w czasie rzeczywistym: dynamika wapnia w całej korze mózgowej w odpowiedzi na stymulację glukozy w jelitach

Nasz zakres badań ujawnia komunikację neuronalną jelitowo-mózgową, a zwłaszcza jej rolę w preferencjach żywieniowych. Eksperymenty z udziałem nerwu błędnego często traktowano jako pojedynczy pęczek, ale ostatnie badania wykazały, że dobiera on właściwości i specyfikę narządową. Myślę więc, że zbadanie jego statystyk przyciągnie uwagę w przyszłości.

Ta metoda mocowania cewnika do jelita jest odpowiednia przy niskich kosztach, mniej inwazyjna i łatwiejsza niż metoda zaproponowana wcześniej. Tradycyjnie, zakładanie cewnika do jelita odbywało się poprzez zszywanie. Tutaj złagodziliśmy chirurgiczne uszkodzenia myszy, zastępując szycie mocowaniem kleju cyjanoakrylowego.

W naszym laboratorium badamy mechanizm wpływu stresu fizycznego i psychicznego na komunikację neuronalną jelitowo-mózgową u myszy. Na początek użyj nożyczek, aby przyciąć silikonową rurkę na precyzyjną długość siedmiu centymetrów. Za pomocą kleju cyjanoakrylowego przymocuj maleńkie plastikowe koraliki, około trzech milimetrów od końca silikonowej rurki.

Wytnij wierzchołek igły o rozmiarze 23 i odetnij 1,5 centymetra od końcówki igły. Włóż wyciętą część igły po przeciwnej stronie koralika do silikonowej rurki. Za pomocą szczypiec odetnij jeden centymetr od końcówki igły.

Podłączyć zmodyfikowaną igłę do wstrzykiwań o rozmiarze 23 do strzykawki o pojemności 2,5 mililitra. Owiń 15-centymetrową silikonową rurkę na igłę iniekcyjną o rozmiarze 23. Odetnij igłę iniekcyjną 1,5 centymetra od końcówki i przymocuj ją do silikonowej rurki.

Na początek połóż znieczuloną mysz na wznak na stole operacyjnym, ustawiając jej usta bliżej aparatu do inhalacji. Za pomocą taśmy klejącej przymocuj jamę ustną myszy, przednie i tylne nogi do stołu operacyjnego. Nałóż krem do depilacji, aby usunąć włosy z lewej górnej części brzucha.

Wykonaj 1,5-centymetrowe nacięcie skóry po prawej stronie brzucha i pięć milimetrów poniżej wyrostka mieczykowatego. Następnie wykonaj 1,5-centymetrowe nacięcie w ścianie brzucha w tym samym miejscu, co początkowe nacięcie skóry. Delikatnie przesuń lewy płat wątroby na boki za pomocą kleszczy z końcem, aby odsłonić brzuch.

Teraz podnieś żołądek i delikatnie wyjmij go przez nacięcie. Za pomocą nożyczek utwórz maleńką perforację w antrum odźwiernika. Wprowadzić koniec cewnika z koralikiem do perforacji.

Po potwierdzeniu mocnego mocowania cewnika do żołądka, ostrożnie ustaw żołądek w pierwotnej pozycji. Zszyj ścianę jamy brzusznej, umożliwiając wyjście cewnika na zewnątrz. Następnie zamknij nacięcie skóry w sposób analogiczny do zamknięcia brzucha.

Oczyść operowany obszar roztworem glukonianu chlorheksydyny i umieść mysz w odkażonej klatce. Na początek przymocuj znieczuloną mysz do platformy stereotaktycznej za pomocą pomocniczych pasków dousznych, aby złagodzić skutki pulsacji i oddychania. Za pomocą golarki elektrycznej lub kremu do depilacji ostrożnie usuń włosy ze skóry głowy.

Zdezynfekuj powierzchnię skóry głowy 0,1 do 0,5% roztworem glukonianu chlorheksydyny. Nałóż żel znieczulający miejscowo na skórę głowy i odczekaj od pięciu do 10 minut. Następnie za pomocą nożyczek wykonaj proste cięcie od tyłu głowy do czoła.

Użyj klipsów, aby odciągnąć nadmiar skóry odsłaniającej czaszkę. Usuń tkankę łączną okostnej za pomocą bawełnianego wacika. Natychmiast nałóż cement akrylowy na czaszkę i poczekaj pięć minut, aż cement wyschnie.

Przesuń mysz pod fluorescencyjnym mikroskopem stereoskopowym. Do obrazowania należy użyć szerokopasmowego zestawu niebieskich filtrów fluorescencyjnych w połączeniu z rtęciowym źródłem światła. Następnie wyjmij igłę cewnika z końca cewnika.

Usuń resztki zawartości w cewniku po stronie myszy za pomocą około 0.03 mililitra soli fizjologicznej. Następnie wyjmij cewnik z myszy. Odessać odpowiednią dawkę 10% roztworu glukozy do strzykawki i podłączyć ją do cewnika.

W oprogramowaniu do obrazowania sprawdź rozpoznawanie kamery i ustaw liczbę klatek na sekundę na 10 Hz. Ustaw rozdzielczość na 512 x 512 pikseli i głębię na 16 bitów. Kliknij przycisk procesu nagrywania i zbieraj spontaniczne dane przez 50 sekund.

Na koniec, przy stopniowym wlewie roztworu glukozy, zapisz dane o stanie fizjologicznym myszy. Spontaniczna aktywność neuronalna ujawniła losowe oscylacje wapnia w całej korze mózgowej. Czasowe zmiany intensywności fluorescencji wykazały oscylacje wapnia zgodnie ze wzorcem tłumienia impulsów.

Wstrzyknięcie glukozy wykazało znaczące zmiany w korze wapniowej w ciągu czterech do ośmiu sekund po zakończeniu podawania glukozy z natychmiastową aktywacją w drugorzędowej korze ruchowej. Nie zaobserwowano jednak żadnych zmian po podaniu wody. W porównaniu z podawaniem wody, po wstrzyknięciu glukozy zaobserwowano znaczne zmiany we współczynnikach intensywności fluorescencji w regionie wtórnej kory ruchowej.

Poziomy aktywacji w różnych obszarach kory mózgowej po wstrzyknięciu wykazały istotne różnice tylko w obszarze wtórnej kory ruchowej.