Name: Mysi model skojarzonej partycji wątroby i podwiązania żyły wrotnej do etapowego zabiegu hepatektomii wspomaganego mikroskopią (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-01-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 45 s
Description: Poznaj technikę ALPPS w mysim modelu do badania regeneracji wątroby po ciężkim uszkodzeniu. Wykorzystano sekwencjonowanie pojedynczych komórek i CRISPR do identyfikacji nowych typów komórek wątrobowych oraz równowagi Gata3 i Ramp2.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wszystkie eksperymenty w tym protokole zostały zatwierdzone przez Władze Weterynaryjne Szpitala Ludowego Prowincji Jiangxi (numer 70/2022). Ponadto wszystkie etapy eksperymentalne zostały przeprowadzone w ścisłej zgodności z Instytucjonalnym Komitetem ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Wykorzystania.
1. Rozpoczęcie operacji
UWAGA: Samce myszy C57BL/6 o wadze 20-22 g były trzymane w dobrze wentylowanej klatce, utrzymywanej w standardowym środowisku wolnym od patogenów z cyklem 12 godzin/12 godzin światła/ciemności. Zwierzętom zapewniono ad libitum dostęp do pożywienia i wody w kontrolowanej temperaturze otoczenia 22 ± 1 °C. Zabieg został przeprowadzony w dedykowanej sali mikrochirurgicznej przy użyciu mikroskopu operacyjnego (<silna klasa="xfig">Ryc. 1). Myszy w grupie pozorowanej były operowane tylko przez laparotomię, ale nie przeprowadzono żadnej operacji na wątrobie. W grupie PVL podwiązano część gałęzi żyły wrotnej, a w grupie ALPPS przecięto środkowy płat wątroby na zasadzie podwiązania żyły wrotnej (PVL).
<ol>
	<li>Poddaj myszy 4-6 godzinnemu okresowi postu przedoperacyjnego. 
	UWAGA: Post jest wymagany, ponieważ jedzenie powoduje wybrzuszenie żołądka u myszy, skutkuje słabym polem operacyjnym i jest podatne na przypadkowe uszkodzenie ściany żołądka.</li>
	<li>Ułóż sterylne narzędzia chirurgiczne, w tym mikrokleszcze, nożyczki, retraktory brzucha i wstępnie przygotowane 8-0 szwy ligaturowe żyły wrotnej, na stoliku bocznym. Materiały śródoperacyjne składające się ze sterylnej gazy i wacików namoczyć w roztworze soli fizjologicznej o temperaturze 37 °C.</li>
	<li>W celu indukcji należy wystawić zwierzęta na działanie 5% izofluranu v/v przez 30 s, a następnie znieczulenie podtrzymujące przy użyciu izofluranu 3% obj., aż do osiągnięcia głębokiego stanu znieczulenia. Zbadaj odruch szczypania palców u stóp, aby ustalić poziom znieczulenia. Medetomidyna należy wstrzykiwać podskórnie w dawce 5 mg/kg mc. w fazie indukcji.</li>
	<li>Nałożyć maść na oczy zwierząt i wstrzyknąć podskórnie 1 ml mlecznego roztworu Ringera zmieszanego z 5% glukozą, dzieląc dawkę równomiernie między dolną część brzucha z każdej strony.</li>
	<li>Skrupulatnie ogol okolicę brzucha za pomocą małych maszynek do strzyżenia włosów zwierzęcych, obejmujących 2 cm boczny obszar od wyrostka mieczykowatego do okolicy narządów płciowych.</li>
	<li>Dokładnie zdezynfekuj miejsce operacyjne 3 razy naprzemiennie jodem powidonu i alkoholem.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry o długości 2,5-3,0 cm za pomocą skalpela chirurgicznego, a następnie za pomocą nożyczek chirurgicznych delikatnie otwórz jamę brzuszną.</li>
	<li>Zastosuj retraktor brzuszny, aby rozszerzyć nacięcie, ułatwiając delikatną trakcję dwunastnicy i odcinka jelita cienkiego za pomocą sterylnych, wilgotnych wacików. Przykryj te struktury wstępnie przygotowaną sterylną gazą, jednocześnie odsłaniając wątrobowy odcinek żyły wrotnej.</li>
</ol>
2. Podwiązanie żyły wrotnej (PVL)
UWAGA: Upewnij się, że wszystkie działania są delikatne podczas całej procedury. Używaj zwilżonych wacików do manipulowania tkanką wątroby.
<ol>
	<li>Odklej otrzewną i przewód pokarmowy i upewnij się, że żyła wrotna jest całkowicie odsłonięta.</li>
	<li>W trakcie odsłaniania głównej żyły portalowej okrążaj jej odgałęzienia, wykonując powolne, celowe ruchy pchające do przodu i rozpierające się.</li>
	<li>Kolejno zidentyfikuj różne gałęzie żyły wrotnej w następującej kolejności: (1) prawa tylna gałąź, (2) połączone lewe boczne i lewe środkowe gałęzie oraz (3) gałąź ogoniasta (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2A).</li>
</ol>
3. Sekcja prawej tylnej gałęzi odgałęzień żyły wrotnej
<ol>
	<li>Po przejściu przez wnękę wątroby przez główną żyłę wrotną, obserwuj rzucającą się w oczy gałąź prawego tylnego płata, która stała się widoczna.</li>
	<li>Użyj zwilżonych wacików jako środka foluszującego i oddziel środkowy płat wątroby od prawego tylnego płata, aby uniknąć potencjalnych obrażeń.</li>
	<li>Pamiętaj, aby przeprowadzić sekcję wzdłuż torebki Glissona (otrzewnej, która rozciąga się nad powierzchnią wątroby) i pociągnąć 1,5 cm jedwabiu, aby zawiązać wokół gałęzi żyły wrotnej.</li>
	<li>Podwiązuj prawą tylną gałąź żyły wrotnej za pomocą 8-0 szew jedwabny. Wiarygodnym wskaźnikiem udanego podwiązania żyły wrotnej jest widoczna bladość wątroby.</li>
</ol>
4. Rozwarstwienie lewej bocznej i lewej przyśrodkowej gałęzi żyły wrotnej
<ol>
	<li>Gałęzie lewego płata bocznego (LLL) i lewego płata przyśrodkowego (love my life) mają wspólną żyłę wrotną główną. Pamiętaj, aby przeanalizować wszelkie potencjalne szczeliny między LLL a płatem ogoniastym. 
	UWAGA: Podwiązanie gałęzi LLL i love my life żyły wrotnej jest najtrudniejsze w tym modelu chirurgicznym, ponieważ mikrokleszcze muszą przechodzić przez przestrzeń wokół żyły wrotnej i unikać uszkodzenia wątroby.</li>
	<li>Wprowadź mikrokleszczyki przez wejście w kroku 4.1 i powoli poruszaj ręką, ponieważ nawet najmniejszy opór wskazuje na potencjalną bliskość wątroby lub naczyń krwionośnych.</li>
	<li>Gdy wyczujesz opór, lekko wyreguluj mikrokleszcze, aby przesunąć się do przodu i przez powierzchnię torebki Glissona prawego płata przyśrodkowego (RML) (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3C).</li>
	<li>Zatrudnij przygotowane 8-0 jedwabny szew do zawiązania wokół żyły wrotnej LLL i gałęzi love my life. Szukaj uderzającego rozgraniczenia niedokrwiennego w środkowym płacie wątroby, podczas gdy lewy płat staje się blady po podwiązaniu gałęzi żyły wrotnej.</li>
</ol>
5. Rozwarstwienie gałęzi ogoniastej odgałęzień żyły wrotnej
<ol>
	<li>Wypreparuj płat ogoniastego i użyj bawełnianego wacika, aby wypełnić potencjalną przestrzeń między główną żyłą wrotną a płatem ogoniastym.</li>
	<li>Oderwij otrzewną płatów ogoniastych, aby uwidocznić gałęzie żyły wrotnej płata.</li>
	<li>Użyj szwu do zszywania zamiast wiązania, aby podwiązać gałąź ogoniastą, upewniając się, że ścieżka igły odpowiednio owija gałąź ogoniastą żyły wrotnej. 
	UWAGA: Trudność w podwiązaniu gałęzi ogoniastej żyły wrotnej polega na tym, że żyła wrotna płata ogoniastego otacza tkankę wątroby i znajduje się blisko głównej żyły wrotnej. Zalecana jest głębokość penetracji igły wynosząca 1 mm.</li>
</ol>
6. Przecięcie wątroby i cholecystektomia
<ol>
	<li>Obserwuj wyraźną linię demarkacyjną w środkowym płacie wątroby i wykonaj przecięcie wzdłuż tej linii (<silna klasa="xfig">Ryc. 2B).</li>
	<li>Użyj pisaka do elektrokoagulacji, aby utworzyć wstępnie przyciętą linię o średnicy 0,5 mm wzdłuż linii demarkacyjnej.</li>
	<li>Użyj mikrokleszczyków i wstrzykiwacza do elektrokoagulacji, aby przeciąć tkankę wątroby, nakładając bawełniane waciki, aby zatrzymać krwawienie. 
	UWAGA: Trudność w przecięciu polega na opanowaniu głębokości. Celem jest podzielenie wątroby jak najbliżej żyły głównej. Krwawienie śródoperacyjne jest trudne do uniknięcia i wymaga powtarzalnej praktyki, aby opanować głębokość przecięcia. Gorące spalanie, waciki i gąbki żelatynowe mogą być używane do wspomagania hemostazy.</li>
	<li>Usuń woreczek żółciowy na końcu, ponieważ zapewni to dobry punkt ciągnięcia podczas całej operacji.</li>
	<li>Użyj bawełnianego wacika, aby zastosować kontrolowany nacisk na hemostazę, a jeśli krwotok będzie się utrzymywać, żyła główna dolna zostanie uszkodzona, a efekt naprawy szwów będzie słaby; poddaj zwierzę eutanazji bez wahania.</li>
</ol>
7. Końcowe etapy operacji
<ol>
	<li>Upewnij się, że jelito cienkie jest dokładnie umieszczone w jamie brzusznej przed zamknięciem.</li>
	<li>Bezpiecznie zamknij otrzewną i ścianę brzucha za pomocą szwów wchłanialnych 6-0, a skórę za pomocą szwów wchłanialnych 4-0.</li>
	<li>Ponownie zdezynfekuj powierzchnię skóry, aby zapewnić optymalną czystość.</li>
	<li>Podskórnie podać 1 ml roztworu soli fizjologicznej i fentanylu 0,02 mg/kg mc. oraz meloksykamu 4 mg/kg w miejscu nacięcia, aby złagodzić ból pooperacyjny i zaradzić ewentualnej dodatkowej utracie płynów śródoperacyjnych.</li>
	<li>Umieść zwierzę na ogrzanej powierzchni, aby ułatwić naturalne przebudzenie i monitoruj dopływ krwi do jego kończyn. Następnie umieść je pojedynczo w klatkach, aby kontynuować obserwację, gdy odzyskają przytomność.</li>
	<li>Po wyzdrowieniu należy wstrzyknąć podskórnie medetomidynę w dawce 4 mg/kg, kontynuując przez 24 godziny po operacji.</li>
</ol>
8. Śródoperacyjny pomiar regeneracji wątroby i jej funkcji
<ol>
	<li>Poddaj myszy eutanazji i pobierz próbki wątroby oraz krwi w odstępach 1, 2, 3 i 7 dni po operacji.</li>
	<li>Wykonaj test barwienia HE i funkcji wątroby oraz zbadaj markery stanu zapalnego w surowicy, zapewniając w ten sposób dodatkową walidację wpływu konstrukcji modelu.</li>
	<li>Udokumentuj dzienne zmiany masy ciała i stosunku FLR/BW (masy ciała) myszy w ciągu 1 tygodnia po zabiegu chirurgicznym.</li>
</ol>

Studying Liver Regeneration of ALLPS in Animal Models for Staged Hepatectomy

<ol><li>Michalopoulos, G. K., Bhushan, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+regeneration%3A+Biological+and+pathological+mechanisms+and+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Gastroenterol+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Liver regeneration: Biological and pathological mechanisms and implications.</a> Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 18 (1), 40-55 (2021).</li>
<li>Chapelle, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimation+of+the+future+remnant+liver+function+is+a+better+tool+to+pr+edict+post-hepatectomy+liver+failure+than+platelet-based+liver+scores%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Surg+Oncol%22%5BJournal%5D)">Estimation of the future remnant liver function is a better tool to pr edict post-hepatectomy liver failure than platelet-based liver scores.</a> Eur J Surg Oncol. 43 (12), 2277-2284 (2017).</li>
<li>Isfordink, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Portal+vein+ligation+versus+portal+vein+embolization+for+induction+of+hypertrophy+of+the+future+liver+remnant%3A+A+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Oncol%22%5BJournal%5D)">Portal vein ligation versus portal vein embolization for induction of hypertrophy of the future liver remnant: A systematic review and meta-analysis.</a> Surg Oncol. 26 (3), 257-267 (2017).</li>
<li>Linecker, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Risk+adjustment+in+alpps+is+associated+with+a+dramatic+decrease+in+ear+ly+mortality+and+morbidity%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Risk adjustment in alpps is associated with a dramatic decrease in ear ly mortality and morbidity.</a> Ann Surg. 266 (5), 779-786 (2017).</li>
<li>Darnis, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subtotal+hepatectomy+in+swine+for+studying+small-for-size+syndrome+and+portal+inflow+modulation%3A+Is+it+reliable%5BTitle%5D)+AND+%22HPB+%28Oxford%29%22%5BJournal%5D)">Subtotal hepatectomy in swine for studying small-for-size syndrome and portal inflow modulation: Is it reliable.</a> HPB (Oxford). 17 (10), 881-888 (2015).</li>
<li>Casellas, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inbred+mouse+strains+and+genetic+stability%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Animal%22%5BJournal%5D)">Inbred mouse strains and genetic stability: A review.</a> Animal. 5 (1), 1-7 (2011).</li>
<li>Zhang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+associating+liver+partition+and+portal+vein+ligation+for+staged+hepatectomy+from+2012+to+2021%3A+A+bibliometric+analysis.+Review%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Surg%22%5BJournal%5D)">Evolution of associating liver partition and portal vein ligation for staged hepatectomy from 2012 to 2021: A bibliometric analysis. Review.</a> Int J Surg. 103, 106648(2022).</li>
<li>Parola, M., Pinzani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+fibrosis%3A+Pathophysiology%2C+pathogenetic+targets+and+clinical+iss+ues%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Aspects+Med%22%5BJournal%5D)">Liver fibrosis: Pathophysiology, pathogenetic targets and clinical iss ues.</a> Mol Aspects Med. 65, 37-55 (2019).</li>
<li>Kikuchi, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+associating+liver+partition+and+portal+vein+occlusion+for+st+aged+hepatectomy+on+tumor+growth+in+a+mouse+model+of+liver+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Surg+Oncol%22%5BJournal%5D)">Impact of associating liver partition and portal vein occlusion for st aged hepatectomy on tumor growth in a mouse model of liver metastasis.</a> Eur J Surg Oncol. 44 (1), 130-138 (2018).</li>
<li>Schlegel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alpps%3A+From+human+to+mice+highlighting+accelerated+and+novel+mechanism+s+of+liver+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Alpps: From human to mice highlighting accelerated and novel mechanism s of liver regeneration.</a> Ann Surg. 260 (5), 839-846 (2014).</li>
<li>Dili, A., Lebrun, V., Bertrand, C., Leclercq, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Associating+liver+partition+and+portal+vein+ligation+for+staged+hepate+ctomy%3A+Establishment+of+an+animal+model+with+insufficient+liver+remnan+t%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Invest%22%5BJournal%5D)">Associating liver partition and portal vein ligation for staged hepate ctomy: Establishment of an animal model with insufficient liver remnan t.</a> Lab Invest. 99 (5), 698-707 (2019).</li>
<li>Schadde, E., Hertl, M., Breitenstein, S., Beck-Schimmer, B., Schläpfer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+of+the+associating+liver+partition+and+portal+vein+ligation+for+staged+hepatectomy+%28alpps%29+procedure%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Rat model of the associating liver partition and portal vein ligation for staged hepatectomy (alpps) procedure.</a> J Vis Exp. (126), e55895(2017).</li>
<li>Allaire, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+frontiers+in+liver+resection+for+hepatocellular+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22JHEP+Rep%22%5BJournal%5D)">New frontiers in liver resection for hepatocellular carcinoma.</a> JHEP Rep. 2 (4), 100134(2020).</li>
<li>Memi, F., Ntokou, A., Papangeli, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crispr%2Fcas9+gene-editing%3A+Research+technologies%2C+clinical+applications+and+ethical+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Perinatol%22%5BJournal%5D)">Crispr/cas9 gene-editing: Research technologies, clinical applications and ethical considerations.</a> Semin Perinatol. 42 (8), 487-500 (2018).</li>
<li>Saviano, A., Henderson, N. C., Baumert, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-cell+genomics+and+spatial+transcriptomics%3A+Discovery+of+novel+cell+states+and+cellular+interactions+in+liver+physiology+and+disease+biology%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Single-cell genomics and spatial transcriptomics: Discovery of novel cell states and cellular interactions in liver physiology and disease biology.</a> J Hepatol. 73 (5), 1219-1230 (2020).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

W pracy przedstawiono protokół początkowej fazy operacji ALPPS u myszy, obejmującej częściowe podwiązanie żyły wrotnej i podział środkowego płata wątroby. Metoda ta ściśle naśladuje ludzką procedurę ALPPS, z unikalną strukturą zrazikową wątroby myszy i podwójnym wrotnym zaopatrzeniem żylnym do płata środkowego, zapewniającym wyraźny przepływ krwi po operacji11. Warto zauważyć, że procedura ALPPS składa się z dwóch odrębnych etapów chirurgicznych. W tym badaniu przedstawiamy wyłącznie początkowy etap obejmujący podwiązanie gałęzi żyły wrotnej i przecięcie wątroby, oznaczony jako PVL+T. Warto zauważyć, że drugi etap, obejmujący częściową lobektomię wątroby, nie jest wykonywany w naszym badaniu. Aby zachować jednolitość w naszym opisie, uważamy, że ALPPS jest równoważny PVL+T. Podczas gdy poprzednie badania koncentrowały się głównie na modelach szczurzych, zespół z Uniwersytetu w Zurychu w unikalny sposób poinformował o specyficznym dla myszy protokole ALPPS12. Jednak ustandaryzowana procedura operacyjna dla myszy pozostaje nieuchwytna. W porównaniu ze szczurami, myszy oferują łatwiejszą manipulację genetyczną i szersze możliwości badawcze w zakresie regeneracji wątroby, co sprawia, że specyficzny dla myszy model ALPPS jest bardzo cenny dla zrozumienia regeneracji wątroby w warunkach klinicznych
Kluczowe kroki w tym protokole obejmują uproszczenie procedury ALPPS jako PVL w połączeniu z T oraz podkreślenie anatomii żyły wrotnej myszy dla początkujących. Każdy płat wątroby myszy ma oddzielną żyłę wrotną, przypominającą kliniczne strategie resekcji wątroby (ryc. 3A). Krytycznymi aspektami są staranne podwiązanie gałęzi żyły wrotnej, aby zapobiec krwawieniu i zapewnić przeżycie pooperacyjne, a także identyfikacja luk wokół tych gałęzi w celu łatwiejszego podwiązania. Sterylne waciki pomagają chronić wątrobę podczas zabiegu, a delikatne obchodzenie się z nimi ma kluczowe znaczenie ze względu na delikatną teksturę wątroby. Podczas podwiązywania lewego płata bocznego i środkowego niezbędne jest znalezienie właściwej szczeliny, podobnie jak metoda podwiązania szwu gałęzi żyły wrotnej płata ogoniastego.
Dwa odrębne zabiegi chirurgiczne, podwiązanie żyły wrotnej (PVL) i PVL z przecięciem (PVL+T), dają wyraźnie różną kinetykę wzrostu i przyszłe wyniki pozostałości wątroby (FLR). PVL wywołuje umiarkowany wzrost objętości w ciągu 2 dni, podczas gdy PVL+T wykazuje znacznie większe powiększenie prawego płata środkowego (RML), jak pokazano na rysunku 4A i rysunku 5A. Obserwację tę można potwierdzić poprzez ocenę stosunku FLR do masy ciała (BW) i stosunku barwienia Ki67-dodatniego, jak pokazano na rysunku 4B,D. Jeśli chodzi o stosunek FLR/BW lub barwienie IHC (np. Ki67/MCM2/Ccnd1), oczekiwany wzrost stosunku FLR/BW wynosi ~1,3-1,5 po 2 dniach ALPPS opisanego w kroku 1 protokołu. Dodatnie barwienie Ki67 to 15-20 dodatnich komórek na 100 hepatocytów.
Protokół dostosowuje procedurę ALPPS u szczurów, mając na celu zwiększenie zrozumienia anatomii, udoskonalenie technik chirurgicznych i poprawę wyników pooperacyjnych u myszy. Jednak może nie w pełni symulować regenerację wątroby u myszy w różnych warunkach fizjologicznych, ponieważ kliniczni pacjenci z ALPPS często mają stany takie jak zapalenie wątroby, marskość wątroby lub rak wątroby. Przyszłe badania powinny obejmować różne podłoża chorób wątroby lub chorób układowych w celu dokładniejszej oceny stanu wątroby po ALPPS13.
Aby ocenić ryzyko niewydolności wątroby w różnych grupach, określiliśmy ilościowo poziomy aminotransferaz po operacji w wątrobie i porównaliśmy ich odpowiednie krzywe przeżycia (ryc. 4D, E). Co ciekawe, ALPPS wykazał zdolność do szybkiej regeneracji wątroby i korygowania zaburzeń metabolicznych wynikających z niewydolności wątroby. Dodatkowo, biorąc pod uwagę znaczną niejednorodność regionalną wątroby, przeprowadziliśmy barwienie HE na hepatocytach rozciągających się od żyły wrotnej do żyły centralnej w różnych punktach pooperacyjnych. Analiza ta wykazała, że wątroba ulega apoptozie i martwicy 2-3 dni po operacji, po której następuje szybki powrót komórek wątroby do stanu sprzed operacji po ~ 7 dniach (ryc. 6). Warto zauważyć, że nie zaobserwowano żadnych istotnych różnic między różnymi regionami wątroby, co sugeruje, że zagłębienie się w heterogeniczność wątroby może dostarczyć dalszych informacji na temat skomplikowanego związku między regeneracją wątroby a różnorodnością wątroby.
Ponadto niektóre szczegóły wymagają starannego rozważenia podczas przygotowań przedoperacyjnych. Jeśli chodzi o post przedoperacyjny, ważne jest, aby wziąć pod uwagę, że w celu przeprowadzenia operacji należy uzyskać dostęp do jamy brzusznej. Rozdęte jelito może stanowić wyzwanie w odsłanianiu żyły wrotnej podczas zabiegu, zwiększając ryzyko niezamierzonego uszkodzenia jelita. Intrygujący aspekt dotyczy krzywej uczenia się, na którą wpływ mają takie czynniki, jak wiedza anatomiczna, zręczność manualna i zdolności chirurgiczne. Osiągnięcie biegłości w mikromanipulacji, przy około 100 godzinach doświadczenia, wiąże się z powtarzalną manipulacją na ~30 myszach.
Przekrój wątroby wyróżnia się jako kluczowy krok w modelu chirurgicznym ALPPS. Wybór odpowiedniego stopnia przecięcia ma kluczowe znaczenie dla zapobieżenia ubocznym uszkodzeniom żyły głównej dolnej, tematowi, który zostanie rozwinięty w poprawionym manuskrypcie. W przypadku hemostazy należy stosować elektrokoagulację i ucisk wacika, systematycznie przenikając wzdłuż linii niedokrwiennej od powierzchni do głębokich warstw. Warto zauważyć, że nie stwierdzono częstości występowania nadmiernego krwawienia w odcinku wątrobowym po skrupulatnej hemostazie warstwa po warstwie.
Podsumowując, nasza adaptacja protokołu ALPPS dla szczurów dla myszy poprawiła wskaźniki przeżycia i zmniejszyła krwawienie śródoperacyjne. Pozostają jednak pytania o czynniki wpływające na regenerację wątroby w tym kontekście. Czy jest to zmieniona hemodynamika spowodowana podwiązaniem żyły wrotnej, czy reakcją zapalną po przecięciu wątroby? Przypadkowe odkrycie ALPPS u pacjentów z rakiem wątroby i jego rozwój jako metody chirurgicznej zwiększającej objętość wątroby nadal pozostawia nierozwiązaną tajemnicę regeneracji wątroby. Nasze badania, obejmujące edycję genów CRISPR i sekwencjonowanie pojedynczych komórek14,15, mają na celu rozwikłanie zależności między czynnikami zapalnymi, hepatocytami, komórkami odpornościowymi i innymi komórkami w regeneracji wątroby, przyczyniając się do nowych strategii terapeutycznych regeneracji wątroby po resekcji i zapobiegania niewydolności wątroby.

Wątroba posiada ogromny potencjał regeneracyjny, szybko się rozprzestrzenia i przywraca wymagania metaboliczne w ciągu zaledwie 3 miesięcy po resekcji dla różnych dolegliwości wątroby1. Jednak konieczność upewnienia się o kompletności marginesów guza wymaga nieuchronności ekspansywnego wycięcia wątroby. W związku z tym zapewnienie dużej objętości partycypacyjnego środowiska wątrobowego, znanego jako przyszła resztka wątroby (FLR), nabiera ogromnego znaczenia2. ALPPS był przełomową techniką w chirurgii wątroby w ciągu ostatnich kilku dekad, szczególnie dostosowaną do pacjentów z niewystarczającą resztkową objętością wątroby po resekcji guza, ogłoszoną jako jeden z najbardziej pomyślnych przełomów w dziedzinie chirurgii onkologicznej wątroby3.
Niezwykły postęp został osiągnięty w rozwoju modeli zwierzęcych ALPPS. Idealny model zazwyczaj wymaga niezależnego dopływu krwi (żyła wrotna i tętnica wątrobowa) i odpływu (żyła wątrobowa) w zachowanym płacie wątrobowym oraz wyraźnego oddzielenia między zachowanymi i przeznaczonymi do wycięcia płatami wątroby, aby zapobiec krążeniu obocznemu4. Chociaż ALPPS stymuluje szybką regenerację wątroby w pozostałej tkance wątroby, konkretne mechanizmy tego procesu są nadal niejasne.
Obecnie modele ALPPS dzielą się na trzy typy: duże modele zwierzęce (np. świnie i owce), modele średniej wielkości (np. króliki i gryzonie) oraz małe modele (np. myszy)5. Wykorzystanie myszy, ze względu na ich szybką hodowlę i łatwość modyfikacji genetycznej, jest szczególnie skuteczne w dogłębnych badaniach mechanizmów regeneracji wątroby6. Co więcej, budowa wątroby myszy, zwłaszcza ich środkowa żyła wątrobowa, bardzo przypomina ludzką, co czyni je wysoce odpowiednimi do rozwoju modelu ALPPS.
Ważne jest, aby zauważyć, że większość pacjentów z rakiem wątrobowokomórkowym w praktyce klinicznej ma podstawowe choroby wątroby, w przeciwieństwie do modeli zdrowej wątroby zwykle używanych w badaniach7. Tak więc, użycie myszy wstępnie kondycjonowanych zwłóknieniem wątroby lub infekcjami wirusowymi może dokładniej symulować reakcje chirurgiczne i pooperacyjną regenerację wątroby obserwowane u pacjentów z różnymi chorobami wątroby8. Takie podejście może ujawnić nowe cele terapeutyczne o znaczeniu klinicznym.
Do tej pory kilka renomowanych grup badawczych, takich jak te z Uniwersytetu w Zurychu i Uniwersytetu Tokijskiego, z powodzeniem opracowało mysie modele ALPPS9,10. Stworzenie ustandaryzowanego modelu mysiego w kontrolowanych warunkach może pogłębić naszą wiedzę na temat szybkiej regeneracji wątroby obserwowanej po zabiegach ALPPS.

<table><tbody><tr><td>5% zastrzyk glukozy (500 ml)</td><td>Shapuaisi pharma (http://www.zjspas.com/)</td><td>H20003666</td><td>Wydajny, tani, łatwo dostępny</td></tr><tr><td>aparat do znieczulenia</td><td>RWD (www.rwdls.com)</td><td>R500</td><td>niska cena i cenna jakość. Nadaje się do pracy z początkującymi</td></tr><tr><td>C57 BL/6</td><td>The Jackson Lab</td><td>22349-2023</td><td>Stabilność szczepów</td></tr><tr><td>izofluran</td><td>KCSW (kcsw.szqisoubao.com)</td><td>H19980141</td><td>trwały, ekonomiczny</td></tr><tr><td>meloksykam</td><td>Boehringer-Ingelheim</td><td>H20020217</td><td>Trwałe i wydajne</td></tr><tr><td>mikrokleszcze</td><td>mogą 60018920</td><td></td><td>Trwałe i wydajne</td></tr><tr><td>mikroinstrument</td><td>Fabryka narzędzi mikrochirurgicznych CH</td><td>HC-A804-1</td><td>trwały, ekonomiczny</td></tr><tr><td>dzwonek z mleczanem sodu</td><td>Shapuaisi pharma (http://www.zjspas.com/)</td><td>H20193277</td><td>Wydajna, tania, łatwo dostępna</td></tr><tr><td>linia do szycia</td><td>Fabryka narzędzi mikrochirurgicznych CH</td><td>6-0 / 8-0</td><td>wysoki stosunek wydajności do ceny</td></tr><tr><td>miejscowe przeciwciała</td><td>farmakologia chenxin ( www.cisen-pharma.com</td> <td>H20020217</td><td>Skutecznie zapobiegaj infekcji nacięcia</td></tr></tbody></table>

mysi model skojarzonej partycji wątroby i podwiązania żyły wrotnej do etapowego zabiegu hepatektomii wspomaganego mikroskopią

A Mouse Model of the Associating Liver Partition and Portal Vein Ligation for Staged Hepatectomy Procedure Aided by Microscopy

Hepatektomia jest powszechnie uważana za główną metodę leczenia nowotworów wątroby; jednak pooperacyjna niewydolność wątroby pozostaje główną przyczyną śmiertelności okołooperacyjnej, poważnie wpływając na wyniki pacjentów. W silnym środowisku wątrobowym przyszły pozostałość wątroby (FLR) musi przekraczać 25%, aw przypadku marskości wątroby zapotrzebowanie to wzrasta do ponad 40%. Nieadekwatność FLR jest obecnie główną przeszkodą w postępie chirurgii wątroby.
Tradycyjne metody zwiększania hipertrofii FLR koncentrują się głównie na embolizacji żyły wrotnej (PVE), ale jej skuteczność jest znacznie ograniczona. W ostatnich latach pojawiło się wiele doniesień na temat nowatorskiej metody dwufazowej hepatektomii obejmującej partycjonowanie wątroby i podwiązanie żyły wrotnej, znanej jako kojarzenie podwiązania wątroby i żyły wrotnej w przypadku etapowej hepatektomii (ALPPS). ALPPS przewyższa PVE w skutecznym i znacznym indukowaniu hipertrofii FLR. Jednak szczegółowe mechanizmy napędzające regenerację wątroby wspomaganą przez ALPPS nie są w pełni poznane. W związku z tym replikacja ALPPS w modelach zwierzęcych ma kluczowe znaczenie dla dokładnego zbadania molekularnych mechanizmów regeneracji wątroby, oferując cenne informacje teoretyczne i praktyczne.

W przeciwieństwie do PVL (kroki protokołu 2, 3, 4 i 5), myszy poddane interwencji chirurgicznej ALPPS (kroki 2, 3, 4, 5 i 6) wykazały zwiększoną skłonność do proliferacji komórkowej. Rysunek 2 przedstawia demarkację niedokrwienną środkowego płata wątroby po podwiązaniu żyły wrotnej oraz pole widzenia podczas transekcji wątroby, co stanowi kluczową różnicę między ALPPS a PVL. Co istotne, poziomy mediatorów stanu zapalnego w tkance wątrobowej, w tym czynnika martwicy nowotworów-α (TNF-α), interleukiny oraz czynnika wzrostu hepatocytów (HGF), są wyższe niż obserwowane w grupie PVL. Widać to na Rysunku 4C, gdzie grupa ALPPS miała wyższe poziomy IL-6 niż grupa PVL, co sugeruje, że stan zapalny może brać udział w szybkiej regeneracji wątroby. Aby dodatkowo potwierdzić te wyniki, przeprowadzono analizę porównawczą stosunku masy wątroby do masy ciała oraz poziomów ekspresji ki67, powszechnie uznanego markera proliferacji komórkowej, w tkance wątrobowej dwa dni po operacji. Rysunek 4A,B oraz Rysunek 5 pokazują, że wątroba w grupie ALPPS wykazuje zwiększoną zdolność do proliferacji.
<img alt="Instrumenty chirurgiczne i szwy rozmieszczone na niebieskim materiale w celu przygotowania do procedury medycznej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66098/66098fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Instrumenty chirurgiczne i materiały eksploatacyjne. (A) 1: antybiotyki miejscowe do nacięć; 2: szwy chirurgiczne 6-0, 8-0; 3: żelowe gąbki hemostatyczne. (B) 1: Nożyczki i 2: potrzymywacze igieł stosowane do nacięcia i zszycia jamy brzusznej. (C) Procedury mikroskopowe wymagają użycia 1: nożyczek, 2: pęsety, 3, 4: pęsety anatomicznej, 5: rozszerzaczy brzusznych. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66098/66098fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat anatomii płatów wątroby, obrazy procesu chirurgicznego retrakcji płata lewego przy użyciu narzędzi chirurgicznych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66098/66098fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Procedura chirurgiczna wątroby. (A) Ligacja i przecięcie żyły wrotnej. Sekwencyjna ligacja punktów 1, 2 i 3 jest wykonywana starannie, równocześnie z precyzyjnym podziałem miąższu wątroby w obrębie płata środkowego. (B) Linia demarkacyjna płata środkowego jest przedstawiona wizualnie za pomocą białej przerywanej linii. (C) Po badaniu mikroskopowym wątroba jest starannie preparowana wzdłuż wyznaczonej granicy niedokrwienia. Skróty: RLL = prawy płat boczny; LML = lewy płat środkowy; LLL = lewy płat boczny; RML = prawy płat środkowy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66098/66098fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Sekwencja procedury chirurgicznej, techniki naprawy, szycie tkanek, wyniki eksperymentu klinicznego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66098/66098fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Podwiązanie żyły wrotnej. (A) Podwiązanie żyły wrotnej prawego płata bocznego; obszar zaznaczony przerywaną linią odpowiada podwiązanemu RLL. (B) Podwiązanie żyły wrotnej lewego płata środkowego oraz lewego płata bocznego; obszar z przerywaną linią reprezentuje miejsce dostępu do podwiązania gałęzi żyły wrotnej. (C) Obszar zaznaczony przerywaną linią odpowiada podwiązanym LML i LLL. (D) Podwiązanie żyły wrotnej płata ogonowego; obszar zaznaczony przerywaną linią wyznacza fizjologicznie ukrwiony prawy płat środkowy, natomiast strzałki wskazują gałąź żyły wrotnej płata ogonowego, dyskretnie osadzoną w miąższu wątroby. Skróty: RLL = prawy płat boczny; LML = lewy płat środkowy; LLL = lewy płat boczny. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66098/66098fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykresy regeneracji wątroby; masa, wzrost, IL-6, przeżywalność, ALT; PVL vs. ALPPS; porównanie danych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66098/66098fig04v2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Porównanie przyszłych pozostałości wątroby, kinetycznego współczynnika wzrostu, wskaźnika przeżywalności oraz poziomu ALT w osoczu podczas pierwszego tygodnia pomiędzy ALPPS a PVL. (A) FLR oceniono w grupie PVL i grupie PVL+T po operacji. (B) KGR określono jako dzienni przyrost stosunku LMR/masa ciała. KGR w grupie ALPPS wzrastał gwałtownie w ciągu 2 dni po operacji, następnie stopniowo spadał, lecz nadal pozostawał wyższy niż w grupie PVL. (C) Poziom IL-6 w osoczu w grupach PVL i ALPPS. (D) Krzywa przeżywalności po PVL i ALPPS. (E) Poziom AST w osoczu w grupach PVL i ALPPS. Skróty: FLR = przyszłe pozostałości wątroby; PVL = podwiązanie żyły wrotnej; PVL + T = podwiązanie żyły wrotnej + transekcja; KGR = kinetyczny współczynnik wzrostu; LMR = lewy płat wątroby; ALPPS = skojarzone dzielenie wątroby i podwiązanie żyły wrotnej w etapowej hepatektomii; ALT = aminotransferaza alaninowa. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66098/66098fig04largev2.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Eksperyment regeneracji wątroby; przekroje histologiczne, barwienie Ki67, analiza proliferacji komórek." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66098/66098fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Markery i morfologia regeneracji wątroby po podwiązaniu żyły wrotnej lub połączonej transekcji. (A) Morfologię wątroby oceniono w grupie operacji pozorowanej (sham), grupie PVL oraz grupie PVL+T 2 dni po operacji. Wyznaczony obszar oznacza zregenerowane płaty wątroby; pasek skali = 1 cm. (B) Barwienie fluorescencyjne ujawniło niejednorodne poziomy proliferacji komórkowej w różnych kohortach chirurgicznych wątroby; pasek skali = 100 µm, ***P &lt; 0.001. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66098/66098fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Histologia, gojenie wątroby w ciągu 7 dni, obraz mikroskopowy, analiza regeneracji komórek w odstępach czasowych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66098/66098fig06.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6: Obrazy HE od żyły wrotnej do żyły centralnej po ALPPS. (A) Barwienie HE wątroby po ALPPS od 0 do 2 dnia. (B) Barwienie HE od 3 do 7 dnia. Pasek skali = 100 µm. Skróty: HE = hematoksylina i eozyna; ALPPS = łączone dzielenie wątroby i podwiązanie żyły wrotnej w ramach etapowej hepatektomii. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66098/66098fig06large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Wykazano, że powiązanie podziału wątroby i podwiązania żyły wrotnej w przypadku etapowej hepatektomii (ALPPS) powoduje niezwykłą regenerację wątroby po kilku tygodniach od operacji pierwszego etapu. Modele zwierzęce, które przeszły ALPPS, zostały opracowane w celu zbadania potencjalnej zdolności regeneracji wątroby i osiągnięcia korzystnych wyników klinicznych.

Mysi model skojarzonej partycji wątroby i podwiązania żyły wrotnej do etapowego zabiegu hepatektomii wspomaganego mikroskopią

Hepatectomy is widely regarded as the primary treatment for hepatic malignancies; yet, postoperative liver failure remains a major cause of perioperative ...

ALPPS może szybko wspomagać regenerację wątroby. Jednak model małego zwierzęcia gryzonia i mechanizm regeneracji są nadal niewystarczające. Model ten pozwala na badanie szlaku molekularnego i komórkowego zaangażowanego w regenerację wątroby po ciężkim uszkodzeniu wątroby.Ostatnie badania wykazały, że równowaga GATA3 i Ramp2 w hepatocytach reguluje rekonstytucję mięśni wątroby w pooperacyjnej regeneracji wątroby. Sekwencjonowanie pojedynczych komórek, sekwencjonowanie ataków pojedynczych komórek, a także CRISPR pojedynczych komórek utorowały drogę do odkrycia nieznanych wcześniej typów i podtypów komórek w prawidłowej i chorej wątrobie. Technika ALPPS jest stosowana u pacjentów z guzami wątroby, których nie można usunąć chirurgicznie.Zdolność pozostałej wątroby do regeneracji po zabiegu ma kluczowe znaczenie dla przeżycia pacjenta. Jednak mechanizm leżący u podstaw ALPPS pozostaje całkowicie nieznany. Opierając się na poprzednich raportach dotyczących szczurzych i mysich modeli ALPPS GeCKO, skonstruowaliśmy mysi protokół GeCKO, który był zgodny z operacją kliniczną i natywną kończyną.Na początek wstrzyknij podskórnie jeden mililitr roztworu Ringera z mleczanami zmieszanego z 5% glukozą znieczulonym myszom. Użyj maszynki do strzyżenia małych zwierząt, aby ogolić dwucentymetrowy obszar w okolicy brzucha myszy. Następnie wykonaj nacięcie w linii środkowej za pomocą skalpela chirurgicznego.Otwórz nacięcie nożyczkami chirurgicznymi. Użyj retraktora brzusznego, aby rozszerzyć nacięcie, ułatwiając jednocześnie delikatną trakcję dwunastnicy i odcinka jelita cienkiego za pomocą sterylnych, wilgotnych wacików. Przykryj struktury wstępnie przygotowanym sterylnym wacikiem, aby odsłonić wątrobowy odcinek żyły wrotnej.W celu podwiązania żyły wrotnej oderwij otrzewną i przewód pokarmowy i okrąż główne gałęzie żył wrotnych powolnymi, celowymi, pchającymi i rozpierającymi się ruchami do przodu. Zidentyfikuj prawą tylną gałąź, połączone lewe boczne i środkowe gałęzie oraz gałąź ogoniastą. Następnie, aby wypreparować prawą tylną gałąź, zlokalizuj jej wydatną widoczną gałąź podczas przechodzenia przez wnękę wątroby przez główną żyłę wrotną.Użyj zwilżonych wacików jako środka folującego, aby oddzielić środkowy płat wątroby od prawego tylnego płata. Przeprowadź sekcję wzdłuż kapsuły Glissona. Przeciągnij jedwabny krawat o długości 1,5 centymetra wokół gałęzi żyły wrotnej.Następnie użyj 8-0 jedwabny szew do podwiązania prawej tylnej gałęzi. W celu rozwarstwienia lewej gałęzi bocznej i środkowej, najpierw należy wyciąć wszelkie potencjalne szczeliny między lewym płatem bocznym a płatem ogoniastym. Następnie wprowadź parę mikrokleszczyków do utworzonego wejścia.Gdy wyczujesz opór, lekko wyreguluj mikrokleszcze, aby przesuwały się po powierzchni torebki Glissona prawego płata przyśrodkowego. Remis 8-0 jedwabny szew wokół żyły wrotnej lewej gałęzi bocznej i środkowej. Udane podwiązanie można zaobserwować poprzez rozgraniczenie niedokrwienne w obrębie środkowego płata wątroby, z bladością na płacie lewym.Następnie rozetnij płat ogonowy. Wypełnij potencjalną przestrzeń między główną żyłą wrotną a płatem ogoniastym wacikiem. Oderwij otrzewną płatów ogoniastych, aby uwidocznić gałęzie żyły wrotnej płata.Podwiązać gałąź ogoniastą za pomocą szwu zszywającego, upewniając się, że ścieżka igły odpowiednio owija gałąź ogoniastą. Aby przeciąć wątrobę, użyj pisaka do elektrokoagulacji, aby utworzyć 0,5-milimetrową linię cięcia wzdłuż linii demarkacyjnej w środkowym płacie wątroby. Za pomocą mikrokleszczy i długopisu do elektrokoagulacji przetnij tkankę wątroby.Przetrzyj krwawienie bawełną. Usuń woreczek żółciowy na końcu, ponieważ zapewnia dobry punkt ciągnięcia podczas przecięcia. Użyj bawełnianego wacika, aby zastosować kontrolowany nacisk na hemostazę.Po zakończeniu transsekcji i cholecystektomii ostrożnie umieść jelito cienkie z powrotem w jamie brzusznej. Zamknij otrzewną i ścianę brzucha za pomocą 6-0 wchłanialnych szwów. Zdezynfekuj powierzchnię skóry, a następnie wstrzyknij podskórnie fentanyl i meloksykam zmieszane z solą fizjologiczną, aby złagodzić ból pooperacyjny.Umieść mysz na podkładce termostatycznej, aby ułatwić wybudzenie. Przenieś je do indywidualnych klatek, gdy odzyskają przytomność. Podskórnie wstrzyknąć medetomidynę, kontynuując przez 24 godziny po operacji.Myszy, które poddano ALPPS, wykazywały większą skłonność do proliferacji komórek. Markery stanu zapalnego myszy ALPPS, w szczególności interleukiny-6, były wyższe niż te obserwowane w grupie PVL.

a-mouse-model-associating-liver-partition-portal-vein-ligation-for

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Opracowaliśmy nowy mysi model systemu obciążnika wiszącego do zamykania zatoki wrotnej. Technika ta może być użyteczna w przyszłych badaniach nad niedokrwieniem w mysich modelach wątroby.

Zastosowanie systemu z obciążnikiem wiszącym do indukowania niedokrwienia wątroby u myszy

Ten film opisuje procedurę obrazowania do obserwacji i badania wewnątrznaczyniowej dynamiki tkanki wątroby myszy za pomocą mikroskopii wielofotonowej po ustabilizowaniu narządu. Mikroskopia wielofotonowa umożliwia obrazowanie tkanek biologicznych w wysokiej rozdzielczości przestrzennej in vivo.

Wspomagana oprawą obrazowania ocena wątroby myszy do wizualizacji naczyniowej opartej na mikroskopii wielofotonowej: technika obrazowania wspomagana urządzeniem stabilizacyjnym w celu uzyskania wielowymiarowych obrazów naczyń krwionośnych w wątrobie myszy

Narzędzia używane do wizualizacji regeneracji naczyń krwionośnych wymagają metod kontrastowania drzew naczyniowych. Film ten zademonstrował delikatną technikę iniekcji zastosowaną w celu uzyskania optymalnego kontrastu drzew naczyniowych i zilustrował potencjalne korzyści wynikające ze szczegółowej analizy otrzymanej próbki za pomocą μCT i histologicznych odcinków seryjnych.

Wizualizacja regeneracji naczyń krwionośnych i miąższu po 70% częściowej hepatektomii u zdrowych myszy

Wywołanie szybkiego przerostu wątroby za pomocą Kojarzenia Partycji Wątroby i Podwiązania Żyły Wrotnej dla etapowej hepatektomii (ALPPS) zostało zaproponowane do resekcji granicznych resekcyjnych guzów wątroby. Model ten może wyjaśnić mechanizmy związane z szybką hipertrofią i umożliwia testowanie leków, które promują lub blokują przyspieszenie regeneracji.

Szczurzy model skojarzenia partycji wątroby i podwiązania żyły wrotnej do etapowej procedury hepatektomii (ALPPS)

Tutaj prezentujemy częściowe podwiązanie dróg żółciowych jako chirurgiczny model uszkodzenia i regeneracji wątroby u gryzoni.

Częściowe podwiązanie dróg żółciowych u myszy: kontrolowany model zlokalizowanej cholestazy obturacyjnej

Obecny protokół optymalizuje metody perfuzji/decelularyzacji wątroby in situ i mikroskopii dwufotonowej w celu stworzenia niezawodnej platformy do wizualizacji dynamiki przebudowy macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) podczas niealkoholowego stłuszczeniowego zapalenia wątroby (NASH).

Obrazowanie 3D macierzy zewnątrzkomórkowej wątroby w mysim modelu niealkoholowego stłuszczeniowego zapalenia wątroby

Tutaj prezentujemy protokół tworzenia ortotopowych ksenoprzeszczepów raka wątrobowokomórkowego z podwiązaniem tętnicy wątrobowej i bez niej oraz wykonywania nieinwazyjnego obrazowania hipoksji guza za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) przy użyciu [18F]Fluoromisonidazolu ([18F]FMISO) i [18F]Fluorodeoksyglukozy ([18F]FDG).

Nieinwazyjne obrazowanie PET/MR w ortotopowym mysim modelu raka wątrobowokomórkowego

Stworzyliśmy mysi model przewlekłego zwłóknienia wątroby, który dostarcza odpowiedniego modelu zwierzęcego do mechanistycznego badania atrezji dróg żółciowych (BA) wywołanego przez wirusa i platformy dla przyszłych terapii BA.

Mysi model przewlekłego zwłóknienia wątroby do badania atrezji dróg żółciowych

W tym protokole omawiamy implementację modelu udanego ortotopowego przeszczepu wątroby (OLT) u myszy. Dodatkowo omówiono adiuwanty do dalszej analizy drożności przeszczepu allogenicznego po udanym OLT u myszy, w szczególności z wykorzystaniem skanów tomografii mikrokomputerowej (microCT).

Udany ortotopowy przeszczep wątroby u myszy z wykorzystaniem angiografii tomografii mikrokomputerowej

Mysi model częściowej 2/3 (66%) hepatektomii jest dobrze opisany w literaturze, ale rzadko stosowano bardziej rozbudowane hepatektomie naśladujące zespół małego dla rozmiaru po przeszczepie wątroby. Opisujemy rozszerzoną 78% procedurę hepatektomii w modelu mysim, która powoduje około 50% śmiertelności pooperacyjnej u zdrowych myszy.

Rozszerzona 78% hepatektomia w mysim modelu chirurgicznym

Protokół ten oferuje kompleksowy pipeline obrazowania umożliwiający wizualizację i modelowanie morfologii komórek wątrobowych gwiaździstych w nienaruszonej tkance wątroby. Podejście to łączy znakowanie fluorescencyjne fibroblastów z wykorzystaniem genetyki myszy, przygotowanie tkanek in situ oparte na perfuzji wątroby oraz zmodyfikowaną metodę oczyszczania tkanek iDISCO, aby uzyskać optyczną przezroczystość.

Mapowanie morfologii komórek gwiaździstych wątroby wątroby w myszych modelach włóknienia wątroby

Poznaj technikę ALPPS w mysim modelu do badania regeneracji wątroby po ciężkim uszkodzeniu. Wykorzystano sekwencjonowanie pojedynczych komórek i CRISPR do identyfikacji nowych typów komórek wątrobowych oraz równowagi Gata3 i Ramp2.

Mysi model skojarzonej partycji wątroby i podwiązania żyły wrotnej do etapowego zabiegu hepatektomii wspomaganego mikroskopią

Przeglądaj więcej filmów