Name: Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-12-15T14:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Poznaj metodę indukcji udaru niedokrwiennego u myszy C57BL/6J przy użyciu elektrokoagulacji transkranialnej. Protokół umożliwia ocenę zachowań neurologicznych i zmian histopatologicznych po niedrożności tętnicy środkowej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez granty z Fundacji Nauk o Przyrodzie prowincji Hubei (2022CFC057).

Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Jianghan i został przeprowadzony zgodnie z Wytycznymi Etycznymi Zwierząt Doświadczalnych wydanymi przez Centrum Kontroli Chorób w Chinach. W protokole wykorzystano dorosłe samce myszy C57BL/6J w wieku 10 tygodni, o wadze 24-26 g. Wszystkie myszy trzymano w 12-godzinnym środowisku kontrolowanym przez światło/ciemność z jedzeniem i wodą ad libitum.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
UWAGA: Kluczowe instrumenty i sprzęt wymagane dla tego protokołu są pokazane w Rysunek 1.
<ol>
	<li>Przed zabiegiem należy wysterylizować narzędzia chirurgiczne metodą autoklawowania.</li>
	<li>Meloksykam należy podawać podskórnie w dawce 5 mg/kg mc. w celu znieczulenia na 60 minut przed zabiegiem.</li>
	<li>Znieczulić mysz 5% izofluranem w komorze indukcyjnej.</li>
	<li>Przetrzyj płytę chirurgiczną ogrzewania 75% etanolem i włącz przełącznik ogrzewania przy temperaturze ustawionej na 37 °C. Następnie ustaw mysz w lewej pozycji bocznej na tablicy, z głową odsuniętą od chirurga i ogonem skierowanym w stronę chirurga.</li>
	<li>Przymocuj maskę do twarzy myszy, która zapewnia stały dopływ 2% izofluranu i 0,3 l/min tlenu do znieczulenia podtrzymującego. Nałóż maść do oczu na rogówkę, aby zabezpieczyć ją przed wysuszeniem podczas zabiegu.</li>
	<li>Ogol sierść od lewej orbity do lewego kanału słuchowego za pomocą golarki. Użyj kremów do depilacji, aby usunąć pozostałą sierść do sterylizacji.</li>
	<li>Przygotować obszar operacyjny, trzykrotnie nakładając powidon-jod dezynfekujący i 75% etanol.</li>
</ol>
2. Dystalny model MCAO
<ol>
	<li>Sprawdź, czy mysz jest głęboko znieczulona, oceniając odruchy szczypania palca u nogi.</li>
	<li>Wykonaj pionowe nacięcie między lewym oczodołem a lewym kanałem słuchowym za pomocą sterylnego ostrza skalpela.</li>
	<li>Cofnij tkankę miękką skóry za pomocą retraktorów i odsłoń mięsień skroniowy.</li>
	<li>Użyj prostych mikrokleszczy, aby oddzielić segmenty wierzchołkowe i grzbietowe mięśnia skroniowego od czaszki.</li>
	<li>Zidentyfikuj rozwidlenie MCA, które przyjmuje kształt litery "Y" poniżej kości skroniowej z odchyleniem w kierunku podstawy czaszki (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2A). 
	UWAGA: Jeśli rozwidlenie MCA nie jest wizualnie dostrzegalne (ze względu na anatomicznie normalną zmianę), upewnij się, że naczynie jest najbardziej rostralne.</li>
	<li>Użyj elektrycznego wiertła czaszkowego, aby przerzedzić czaszkę, aby utworzyć okienko kostne (o średnicy 4 mm), aż opona twarda o półprzezroczystej fakturze stanie się widoczna. 
	UWAGA: Z przerwami dodawaj krople normalnej soli fizjologicznej do czaszki, aby zapobiec przegrzaniu podczas tego procesu.</li>
	<li>Usuń oponę twardą powyżej tętnicy za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków, aby odsłonić gałąź MCA.</li>
	<li>Ustaw elektrokoagulację na 7 W. Koaguluj tętnicę za pomocą elektrycznych kleszczy do krzepnięcia w miejscach bliższych i dalszych do rozwidlenia MCA (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2A). Gdy rozwidlenie nie jest widoczne z powodu różnicy anatomicznej, przeprowadź koagulację na dokładnie zidentyfikowanej gałęzi MCA (jak wspomniano powyżej) w dwóch oddzielnych miejscach oddalonych od siebie o około 1 mm13.</li>
	<li>Monitoruj przepływ krwi w lewej gałęzi korowej MCA za pomocą laserowego miernika przepływu krwi plamkowego. 
	UWAGA: Myszy wykazujące zmniejszenie przepływu krwi o mniej niż 40% wartości wyjściowej po elektrokoagulacji zostały wykluczone z badania.</li>
	<li>Zszyj mięsień i skórę osobno za pomocą szwów z kwasem poliglikolowym 5-0. Nałóż diklofenak żel sodowy i maść mupirocyny na nacięcie skóry za pomocą sterylnego bawełnianego wacika.</li>
	<li>Umieść mysz w komorze odzyskiwania. Monitoruj wszystkie myszy, aż w pełni się obudzą. Meloksykam (5 mg/kg mc., SC) należy podawać w celu znieczulenia co 24 godziny do 72 godzin.</li>
</ol>
3. Fikcyjna operacja
<ol>
	<li>Powtórz tę samą procedurę, jak te wymienione powyżej, z wyłączeniem procesu krzepnięcia tętniczego.</li>
</ol>
4. Testy behawioralne
UWAGA: Przed wprowadzeniem dMCAO, myszy przechodziły trening behawioralny dwa razy dziennie przez 3 dni. W 3 dniu po dMCAO przenieś myszy do pokoju testów behawioralnych na 2-godzinną adaptację do środowiska przed testem.
<ol>
	<li>Test siły chwytu14 
	UWAGA: Miernik siły chwytu składa się z tensometru push-pull i metalowego pręta poziomego.
	<ol>
		<li>Chwyć podstawę ogona myszy. Stopniowo opuszczaj mysz w kierunku metalowego uchwytu, aż chwyci poziomą belkę obiema przednimi łapami (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2B).</li>
		<li>Pociągnij mysz do tyłu ze stałą prędkością około 2 cm/s i trzymaj jej korpus poziomo.</li>
		<li>Zapisz szczytową siłę w gramach (g), gdy mysz zwalnia przednie łapy z drążka.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pole test15
	<ol>
		<li>Umieść mysz na szczycie pionowego drewnianego słupa (50 cm wysokości, 1 cm średnicy) z głową skierowaną do góry i pozwól jej zejść z tyczki (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B).</li>
		<li>Zapisz czas potrzebny myszy na odwrócenie się (T-turn) i całkowity czas zejścia ze słupa (T-total) z czasem granicznym 60 s.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Test usuwania taśmy klejącej16
	<ol>
		<li>Przytrzymaj mysz i przymocuj plaster taśmy klejącej (2 × 2 mm) do prawej przedniej łapy myszy (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B).</li>
		<li>Włóż mysz z powrotem do klatki hodowlanej i pozwól jej się swobodnie poruszać.</li>
		<li>Zapisz czas potrzebny myszy na usunięcie kleju z limitem 60 s.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Test cylindra17
	<ol>
		<li>Umieść mysz w otwartym, przezroczystym szklanym cylindrze (średnica: 14 cm; wysokość: 20 cm) i rejestruj jej spontaniczne zachowanie eksploracyjne w pozycji stojącej przez 3 minuty za pomocą kamery (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B). 
		UWAGA: Podczas procedury eksperymentalnej dwa lustra zostały umieszczone wzdłuż cylindra, aby zapewnić optymalne rejestrowanie ruchów kończyn przednich.</li>
		<li>Przetrzyj cylinder 75% etanolem, aby wyeliminować resztki sygnałów węchowych przed przetestowaniem kolejnej myszy.</li>
		<li>Zmniejsz prędkość odtwarzania wideo do 1/5 rzeczywistej prędkości i policz liczbę dotknięć ścianą lewą (L) lub prawą przednią łapą (R) lub jednoczesnym użyciem obu przednich łap (B). Oblicz wskaźnik wykorzystania prawej przedniej łapy jako (L-R)/(L + R + B) × 100%.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Perfuzja i przygotowanie próbki
<ol>
	<li>Poddaj mysz eutanazji przez przedawkowanie pentobarbitalu (300 mg/kg) we wstrzyknięciu otrzewnowym. Ustaw mysz na wznak i unieruchom kończyny.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry, zaczynając od środkowej części jamy brzusznej i rozciągając się w kierunku górnej części klatki piersiowej.</li>
	<li>Otwórz klatkę piersiową za pomocą nożyczek chirurgicznych i złóż mieczyk mieczykowaty do góry za pomocą hemostatu. Ostrożnie wyjmij płuco i przeponę, aby odsłonić serce.</li>
	<li>Włóż końcówkę igły perfuzyjnej do lewej komory i nakłuj prawy przedsionek nożyczkami. Ukrwić serce 20 ml soli fizjologicznej przez lewą komorę.</li>
	<li>Odetnij głowę myszy i rozetnij skórę głowy wzdłuż linii środkowej między oczami. Przetnij kość po obu stronach, zaczynając od podstawy czaszki i otwierając się do oczodołu.</li>
	<li>Podnieś kalwarię i delikatnie oderwij mózg od podstawy czaszki za pomocą kleszczy. 
	UWAGA: Mózgi połowy myszy poddano barwieniu chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC), podczas gdy mózgi drugiej połowy poddano badaniu histologicznemu.</li>
	<li>Namocz mózgi w 4% roztworze paraformaldehydu przez noc w celu przeprowadzenia dalszej analizy histologicznej.</li>
</ol>
6. Identyfikacja objętości zawału
<ol>
	<li>Umieść mózg w zamrażarce lodówki o temperaturze -20 °C na 20 minut.</li>
	<li>Umieść mózg w macierzy mózgowej o średnicy 1 mm i pokrój mózg na sekcje wieńcowe o grubości 2 mm za pomocą ostrzy mikrotomu.</li>
	<li>Przenieś skrawki mózgu na 24-dołkową płytkę hodowlaną i dodaj 2% TTC, aby pokryć tkankę mózgową. Umieścić 24-dołkową płytkę do hodowli w piecu o stałej temperaturze na 30 minut w temperaturze ustawionej na 37 °C.</li>
	<li>Ostrożnie wyjmij sekcje mózgu i utrwal je w 4% roztworze paraformaldehydu na 15 minut.</li>
	<li>Wykonaj skanowanie optyczne tych wycinków mózgu z rozdzielczością 1200 x 1200 dpi za pomocą skanera.</li>
	<li>Zmierz objętość zawału mózgu, sumując obszar zawału każdej sekcji (obszar prawej półkuli minus nieuszkodzony obszar lewej półkuli) za pomocą oprogramowania Image J (https://imagej.net/software/imagej/index)18. Oblicz procent objętości zawału jako objętość/objętość zawału prawej półkuli × 100%.</li>
</ol>
7. Analiza barwienia histopatologicznego i immunofluorescencyjnego
<ol>
	<li>Pobrać próbki mózgu z roztworu paraformaldehydu i płukać je bieżącą wodą przez 1 godzinę.</li>
	<li>Przenieś próbki mózgu do automatycznej maszyny do odwadniania tkanek. Uruchom zaprogramowany program do odwadniania, witryfikacji i zanurzania w wosku. Zanurz odwodnione próbki mózgu w parafinie i pokrój je na skrawki o grubości 5 μm za pomocą mikrotomu.</li>
	<li>Barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E)
	<ol>
		<li>Odwoskować skrawki ksylenem 3 razy po 8 minut każda.</li>
		<li>Uwodnić sekcje, zanurzając kolejno w gradientowym etanolu (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) i wodzie destylowanej na 5 minut za każdym razem.</li>
		<li>Skrawki barwić roztworem hematoksyliny przez 5 minut.</li>
		<li>Opłucz skrawki wodą destylowaną, aby zmyć pozostałości hematoksyliny, a następnie zanurz je w 5% alkoholu kwasu solnego w celu rozróżnicowania 5-sekundowego. Umyj sekcje wodą destylowaną przez 2 minuty.</li>
		<li>Zabarwić skrawki roztworem eozyny przez 30 s i spłukać nadmiar płynu barwiącego wodą destylowaną.</li>
		<li>Zanurz sekcje w 90% etanolu, 95% etanolu, 100% etanolu i ksylenie (2 razy) kolejno na 5 minut za każdym razem. Zamontuj sekcje za pomocą neutralnego balsamicznego medium montażowego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Barwienie immunofluorescencyjne
	<ol>
		<li>Odparafinować skrawki ksylenem 3 razy przez 8 minut za każdym razem.</li>
		<li>Ponownie uwodnić sekcje, zanurzając kolejno w gradientowym etanolu (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) i wodzie destylowanej na 5 minut za każdym razem.</li>
		<li>Podgrzej roztwór do pobierania antygenu cytrynianowego do wrzenia w kuchence mikrofalowej. Zanurz skrawki w roztworze do pobierania antygenu. Podgrzewać bufor do pobierania antygenu o małej mocy (20 W) przez 20 minut.</li>
		<li>Wyłącz kuchenkę mikrofalową i pozwól buforowi do pobrania antygenu ostygnąć do temperatury pokojowej (RT).</li>
		<li>Przemyj sekcje trzykrotnie solą fizjologiczną buforowaną fosforanem 0,1 mM (PBS) przez 5 minut za każdym razem.</li>
		<li>Skrawki inkubować z roztworem blokującym (5% albumina surowicy bydlęcej) w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę w celu zablokowania nieswoistego wiązania immunoglobuliny.</li>
		<li>Inkubować skrawki z króliczym przeciwciałem anty-NeuN (1:300), króliczym przeciwciałem anty-Iba-1 (1:500) i mysim przeciwciałem anty-GFAP (1:500) w temperaturze 4°C przez noc.</li>
		<li>Umyj sekcje trzykrotnie 0,1 mM PBS przez 5 minut za każdym razem.</li>
		<li>Inkubuj skrawki z kozim przeciwciałami anty-króliczymi Alexa 594-sprzężonymi IgG (1:500) lub kozich anty-mysim Alexa 488-sprzężonymi IgG (1:500) przez 1 godzinę w RT.</li>
		<li>Umyj sekcje 0,1 mM PBS i zamontuj je za pomocą środka montażowego zapobiegającego blaknięciu zawierającego 4',6-diamidyno-2-fenyloindol (DAPI).</li>
		<li>Wykonaj zdjęcia trzech mikroskopijnych pól (300 μm × 300 μm) w niedokrwiennym półcieniu za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego odpowiednio przy 594 nm i 488 nm.</li>
		<li>Korzystając z oprogramowania ImageJ (https://imagej.net/software/imagej/index), oszacuj dodatnio zabarwioną gęstość komórek, uśredniając liczby w niedokrwiennym półcieniu półcienia19.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Occlusion of Distal Middle Artery to Develop an Ischemic Stroke Mouse Model

<ol><li>Patel, P., Yavagal, D., Khandelwal, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperacute+management+of+ischemic+strokes%3A+JACC+Focus+Seminar%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Hyperacute management of ischemic strokes: JACC Focus Seminar.</a> J Am Coll Cardiol. 75 (15), 1844-1856 (2020).</li>
<li>GBD 2016 Stroke Collaborators. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global%2C+regional%2C+and+national+burden+of+stroke%2C+1990-2016%3A+a+systematic+analysis+for+the+Global+Burden+of+Disease+study+2016%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurol%22%5BJournal%5D)">Global, regional, and national burden of stroke, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease study 2016.</a> Lancet Neurol. 18 (5), 439-458 (2019).</li>
<li>Joo, H., Wang, G., George, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+literature+review+of+cost-effectiveness+of+intravenous+recombinant+tissue+plasminogen+activator+for+treating+acute+ischemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke+Vasc+Neurol%22%5BJournal%5D)">A literature review of cost-effectiveness of intravenous recombinant tissue plasminogen activator for treating acute ischemic stroke.</a> Stroke Vasc Neurol. 2 (2), 73-83 (2017).</li>
<li>Jones, A. T., O'Connell, N. K., David, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+functional+stroke+mimic+patients%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurol%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of functional stroke mimic patients: a systematic review and meta-analysis.</a> Eur J Neurol. 27 (1), 18-26 (2020).</li>
<li>Tamura, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Focal+cerebral+ischaemia+in+the+rat%3A+Description+of+technique+and+early+neuropathological+consequences+following+middle+cerebral+artery+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Focal cerebral ischaemia in the rat: Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).</li>
<li>Kuraoka, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+experimental+occlusion+of+the+distal+middle+cerebral+artery+induces+high+reproducibility+of+brain+ischemia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Anim%22%5BJournal%5D)">Direct experimental occlusion of the distal middle cerebral artery induces high reproducibility of brain ischemia in mice.</a> Exp Anim. 58 (1), 19-29 (2009).</li>
<li>Orset, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+in+situ+thromboembolic+stroke+and+reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion.</a> Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).</li>
<li>Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ischemic+stroke+and+their+application+in+clinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Des+Devel+Ther%22%5BJournal%5D)">Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research.</a> Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).</li>
<li>Candelario-Jalil, E., Paul, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+aging+and+comorbidities+on+ischemic+stroke+outcomes+in+preclinical+animal+models%3A+A+translational+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Impact of aging and comorbidities on ischemic stroke outcomes in preclinical animal models: A translational perspective.</a> J Exp Neurol. 335, 113494(2021).</li>
<li>Zuo, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Attenuation+of+secondary+damage+and+A%CE%B2+deposits+in+the+ipsilateral+thalamus+of+dMCAO+rats+through+reduction+of+cathepsin+B+by+bis%28propyl%29-cognitin%2C+a+multifunctional+dimer%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">Attenuation of secondary damage and Aβ deposits in the ipsilateral thalamus of dMCAO rats through reduction of cathepsin B by bis(propyl)-cognitin, a multifunctional dimer.</a> Neuropharmacology. 162, 107786(2020).</li>
<li>Shabani, Z., Farhoudi, M., Rahbarghazi, R., Karimipour, M., Mehrad, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular%2C+histological%2C+and+behavioral+pathological+alterations+associated+with+the+mouse+model+of+photothrombotic+ischemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Chem+Neuroanat%22%5BJournal%5D)">Cellular, histological, and behavioral pathological alterations associated with the mouse model of photothrombotic ischemic stroke.</a> J Chem Neuroanat. 130, 102261(2023).</li>
<li>Caleo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rehabilitation+and+plasticity+following+stroke%3A+Insights+from+rodent+models%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Rehabilitation and plasticity following stroke: Insights from rodent models.</a> Neuroscience. 311, 180-194 (2015).</li>
<li>Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+stroke+in+mice%3A+permanent+coagulation+of+the+distal+middle+cerebral+artery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery.</a> J Vis Exp. (89), e51729(2014).</li>
<li>Lavayen, B. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroprotection+by+the+cannabidiol+aminoquinone+VCE-004.8+in+experimental+ischemic+stroke+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurochem+Int%22%5BJournal%5D)">Neuroprotection by the cannabidiol aminoquinone VCE-004.8 in experimental ischemic stroke in mice.</a> Neurochem Int. 165, 105508(2023).</li>
<li>Hu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cathepsin+B+knockout+confers+significant+brain+protection+in+the+mouse+model+of+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Cathepsin B knockout confers significant brain protection in the mouse model of stroke.</a> J Exp Neurol. 368, 114499(2023).</li>
<li>Yu, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optochemogenetic+stimulation+of+transplanted+iPS-NPCs+enhances+neuronal+repair+and+functional+recovery+after+ischemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Optochemogenetic stimulation of transplanted iPS-NPCs enhances neuronal repair and functional recovery after ischemic stroke.</a> J Neurosci. 39 (33), 6571-6594 (2019).</li>
<li>Lin, Y. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Opening+a+new+time+window+for+treatment+of+stroke+by+targeting+HDAC2%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Opening a new time window for treatment of stroke by targeting HDAC2.</a> J Neurosci. 37 (28), 6712-6728 (2017).</li>
<li>Shi, X. F., Ai, H., Lu, W., Cai, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SAT%3A+Free+software+for+the+semi-automated+analysis+of+rodent+brain+sections+with+2%2C3%2C5-triphenyltetrazolium+chloride+staining%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurosci%22%5BJournal%5D)">SAT: Free software for the semi-automated analysis of rodent brain sections with 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride staining.</a> Front Neurosci. 13, 102(2019).</li>
<li>Jensen, E. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+analysis+of+histological+staining+and+fluorescence+using+ImageJ%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Rec%22%5BJournal%5D)">Quantitative analysis of histological staining and fluorescence using ImageJ.</a> Anat Rec. 296 (3), 378-381 (2013).</li>
<li>Donahue, J., Wintermark, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfusion+CT+and+acute+stroke+imaging%3A+foundations%2C+applications%2C+and+literature+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neuroradiol%22%5BJournal%5D)">Perfusion CT and acute stroke imaging: foundations, applications, and literature review.</a> J Neuroradiol. 42 (1), 21-29 (2015).</li>
<li>Sun, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+L-3-n-butylphthalide+pretreatment+attenuates+ischemic+brain+injury+in+mice+with+permanent+distal+middle+cerebral+artery+occlusion+through+the+Nrf2+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Heliyon%22%5BJournal%5D)">Long-term L-3-n-butylphthalide pretreatment attenuates ischemic brain injury in mice with permanent distal middle cerebral artery occlusion through the Nrf2 pathway.</a> Heliyon. 8 (7), e09909(2022).</li>
<li>Balkaya, M. G., Trueman, R. C., Boltze, J., Corbett, D., Jolkkonen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+outcome+measures+to+improve+experimental+stroke+research%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Behavioral outcome measures to improve experimental stroke research.</a> Behav Brain Res. 352, 161-171 (2018).</li>
<li>Hao, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+mechanism+of+cerebral+ischemia-reperfusion+injury+with+treatment+of+stepharine+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Phytomedicine%22%5BJournal%5D)">Inflammatory mechanism of cerebral ischemia-reperfusion injury with treatment of stepharine in rats.</a> Phytomedicine. 79, 153353(2020).</li>
<li>Pietrogrande, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+oxygen+post+conditioning+prevents+thalamic+secondary+neuronal+loss+caused+by+excitotoxicity+after+cortical+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Low oxygen post conditioning prevents thalamic secondary neuronal loss caused by excitotoxicity after cortical stroke.</a> Sci Rep. 9 (1), 4841(2019).</li>
<li>Shi, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stroke+subtype-dependent+synapse+elimination+by+reactive+gliosis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Stroke subtype-dependent synapse elimination by reactive gliosis in mice.</a> Nat Commun. 12 (1), 6943(2021).</li>
<li>Chen, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aryl+hydrocarbon+receptor+modulates+stroke-induced+astrogliosis+and+neurogenesis+in+the+adult+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22JNeuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Aryl hydrocarbon receptor modulates stroke-induced astrogliosis and neurogenesis in the adult mouse brain.</a> JNeuroinflammation. 16 (1), 187(2019).</li>
</ol>

Autorzy nie mają sprzecznych interesów do ujawnienia.

W obecnym protokole elektrokoagulacji kraniotomii w modelu dMCAO zabiegi chirurgiczne są przeprowadzane z minimalną inwazyjnością, przy czym tylko część mięśnia skroniowego jest oddzielana w celu złagodzenia niekorzystnego wpływu na funkcję żucia. Wszystkie myszy dobrze wyzdrowiały po zabiegu, bez zaobserwowanych przypadków trudności z karmieniem. MCA można łatwo rozpoznać w kości skroniowej myszy, co ułatwia precyzyjną identyfikację odpowiednich miejsc kraniotomii. Ta wywołana modelem dMCAO zmiana niedokrwienna była zlo...

Udar mózgu to powszechna ostra choroba naczyniowo-mózgowa charakteryzująca się wysoką częstością niepełnosprawności i śmiertelnością1. Spośród wszystkich przypadków udaru mózgu prawie 80% należy do udaru niedokrwiennego2. Do tej pory tromboliza dożylna pozostaje jednym z niewielu skutecznych podejść w leczeniu ostrego udaru niedokrwiennego. Skuteczność leczenia trombolitycznego jest jednak ograniczona przez wąskie okno czasowe skuteczności oraz występowanie transformacji krwotocznej3. W długotrwałej fazie rehabilitacji po udarze niedokrwiennym znaczna liczba pacjentów może doświadczyć trwałych dysfunkcji neurologicznych4. Pilnie potrzebne są dalsze badania, aby odkryć mechanizmy patofizjologiczne leżące u podstaw udaru niedokrwiennego, a także ułatwić opracowanie nowych strategii terapeutycznych ukierunkowanych na udar niedokrwienny. Stworzenie wiarygodnego i powtarzalnego modelu udaru niedokrwiennego ma kluczowe znaczenie dla badań podstawowych, a także późniejszych badań translacyjnych w dziedzinie udaru niedokrwiennego.
W 1981 roku Tamura i wsp. opracowali model ogniskowego niedokrwienia mózgu, stosując przezczaszkową elektrokoagulację w miejscu bliższym tętnicy środkowej mózgu (MCA)5. Od tego czasu wielu badaczy wykorzystało różne metodologie, takie jak podwiązanie, kompresja lub klipsowanie, w celu wywołania dystalnej okluzji MCA (dMCAO) w celu ustalenia przejściowych lub trwałych modeli udaru niedokrwiennego 6,7,8. W porównaniu z modelem filamentowym, model dMCAO wykazuje znaczące zalety, takie jak mniejszy rozmiar zawału i wyższy wskaźnik przeżycia, co czyni go bardziej odpowiednim do badania długotrwałej poprawy funkcjonalnej po udarze niedokrwiennym9. Ponadto model dMCAO wykazuje wyższy wskaźnik przeżywalności u starszych gryzoni w porównaniu z modelem filamentowym, co czyni go korzystnym narzędziem do badania udaru niedokrwiennego u osób starszych i współistniejących modeli zwierzęcych10. Wykazano, że model udaru fotozakrzepowego (PT) charakteryzuje się mniejszą inwazyjnością chirurgiczną i znacznie niską śmiertelnością. Jednak model PT wykazuje większy stopień martwicy komórkowej i obrzęku tkanek w porównaniu z modelem dMCAO, co prowadzi do braku krążenia obocznego11. Ponadto warto zauważyć, że zmiany niedokrwienne obserwowane w modelu PT wynikają głównie z niedrożności mikronaczyniowej, która różni się znacznie od niedokrwienia mózgu wywołanego zatorowością dużego naczynia w modelu dMCAO12.
W tym artykule prezentujemy metodologię indukowania mysiego modelu dMCAO poprzez koagulację dystalnego MCA za pomocą małego okienka kostnego. Dodatkowo przeprowadziliśmy badania histologiczne i oceny behawioralne, aby kompleksowo scharakteryzować uszkodzenia niedokrwienne i wyniki udaru w tym modelu eksperymentalnym. Naszym celem jest zapoznanie badaczy z tym modelem i ułatwienie dalszych badań nad patologicznymi mechanizmami udaru niedokrwiennego.

<table><tbody><tr><td>2,3,5-trifenylotetrazolium Chlorek (TTC)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>108380</td><td>Barwnik do barwienia TTC</td></tr><tr><td>24-dołkowa płytka hodowlana</td><td>Corning (USA CLS3527</td><td></td> <td>Naczynie do barwienia TTC</td></tr><tr><td>4% paraformaldehydu</td><td>Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd.</td><td>G1101</td><td>Utrwalanie tkanek</td></tr><tr><td>5% albuminy surowicy bydlęcej</td><td>Wuhan BOSTER Bio Co., Ltd.</td><td>AR004</td><td>Niespecyficzny antygen blokujący</td></tr><tr><td>5-0 Szew kwasu poliglikolowego</td><td>Jinhuan Medical Co., Ltd</td><td>KCR531</td><td>Materiał do operacji</td></tr><tr><td>Maszyna anestezjologiczna</td><td>Midmark Corporation</td><td>VMR</td><td>Znieczulone</td></tr><tr><td>zwierzę Środek montażowy Antifade</td><td>Beyotime Biotech</td><td>P0131</td><td>Uszczelka do barwienia IF</td></tr><tr><td>Automatyzacja-odwadnianie tkanek&nbsp; Maszyna </td><td>Leica Biosystems (Niemcy)</td><td>TP1020</td> Krem do depilacji <td>tkanek odwadniających</td></tr><tr><td></td><td>Veet (Francja)</td><td>20220328</td><td>Materiał do operacji</td></tr><tr><td>Diklofenak&nbsp; sód&nbsp; żel</td><td>Wuhan Ma Yinglong Pharmaceutical &nbsp;Co., Ltd.</td><td>H10950214</td><td>Analgezja dla zwierząt</td></tr><tr><td>Końcówka wiertła (0,8 mm)</td><td>Rwd Life Science Co., Ltd.</td><td></td><td>Sprzęt do chirurgii</td></tr><tr><td>Roztwór do barwienia Eosin</td><td>Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd.</td><td>G1001</td><td>Barwnik do H& Barwienie E</td></tr><tr><td>Maść do oczu</td><td>Guangzhou Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>H44023098</td><td>Materiał do operacji</td></tr><tr><td>Mikroskop fluorescencyjny</td><td>Olympus (Japonia)</td><td>BX51</td><td>Akwizycja obrazu</td></tr><tr><td>GFAP Mysie przeciwciało monoklonalne</td><td>Cell Signaling Technology Inc. (Danvers, MA, USA)</td><td>3670</td><td>Podstawowe przeciwciało do barwienia IF</td></tr><tr><td>Kozioł anty-mysz Alexa 488-sprzężona IgG</td><td>Cell Signaling Technology Inc. (Danvers, MA, USA)</td><td>4408</td><td>Drugie przeciwciało do barwienia IF</td></tr><tr><td>Kozioł anty-królik Alexa 594-sprzężony IgG</td><td>Cell Signaling Technology Inc. (Danvers, MA, USA)</td><td>8889</td><td>Drugie przeciwciało do barwienia IF</td></tr><tr><td>Miernik siły uchwytu</td><td>Shanghai Xinruan Information Technology Co., Ltd.</td><td>XR501</td><td>Sprzęt do testów behawioralnych</td></tr><tr><td>Roztwór do barwienia hematoksyliny</td><td>Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd.</td><td>G1004</td><td>Barwnik do H& Barwienie E</td></tr><tr><td>Iba1 Przeciwciało monoklonalne królika</td><td>Abcam</td><td>ab178846</td><td>Przeciwciało pierwszorzędowe do barwienia IF</td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Rwd Life Science Co., Ltd.</td><td>R510-22-10</td><td>Znieczulony zwierzęcy</td></tr><tr><td>Laserowy dopplerowski miernik przepływu krwi</td><td>Moor Instruments (Wielka Brytania)</td> <td>moorVMS</td><td>Monitorowanie przepływu krwi</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Boehringer-Ingelheim</td><td>J20160020</td><td>Analgezja dla zwierząt</td></tr><tr><td>Microdrill</td><td>Rwd Life Science Co., Ltd.</td><td>78001</td><td>Sprzęt do chirurgii</td></tr><tr><td>Zestaw narzędzi mikrochirurgicznych</td><td>Rwd Life Science Co., Ltd.</td><td>SP0009-R</td><td>Sprzęt do chirurgii</td></tr><tr><td>Microtome</td><td>Thermo Fisher Scientific (USA)</td><td>HM325</td><td>Produkcja sekcji tkanek</td></tr><tr><td>Ostrze mikrotomu</td><td>Leica Biosystems (Niemcy)</td><td>819</td><td>Produkcja przekrojów tkanek</td></tr><tr><td>Monopolarny generator elektrokoagulacji</td><td>Wiosenna sceneria Instrument medyczny Co., Ltd.</td><td>CZ0001</td><td>Sprzęt do operacji</td></tr><tr><td>Maść mupirocyny</td><td>Tianjin Smith Kline & Laboratoria Francuskie Sp. z o.o.</td><td>H10930064</td><td>Ochrona przed infekcjami dla zwierząt</td></tr><tr><td>Przeciwciało monoklonalne królika NeuN</td><td>Cell Signaling Technology Inc. (Danvers, MA, USA)</td><td>24307</td><td>Przeciwciało pierwszorzędowe do barwienia IF</td></tr><tr><td>Neutralny balsam</td><td>Absin Bioscience</td><td>abs9177</td><td>Pieczęć dla H& E barwienie</td></tr> Centrum <tr><td>zatapiania parafiny</td><td>Thermo Fisher Scientific (USA)</td> <td>EC 350</td><td>Wyprodukuj bloki parafinowe</td></tr><tr><td>Pentobarbital sodu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3761</td><td>Eutanizowane zwierzę</td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami</td><td>Shanghai Beyotime Biotech Co., Ltd</td><td>C0221A</td><td>Płukanie sekcji tkanek</td></tr><tr><td>Golarka</td><td>Shenzhen Codos Electrical Appliances Co., Ltd.</td><td>CP-9200</td><td>Sprzęt do chirurgii</td></tr><tr><td>Roztwór cytrynianu sodu</td><td>Shanghai Beyotime Biotech Co., Ltd.</td><td>P0083</td><td>Pobieranie antygenu do barwienia IF</td></tr></tbody></table>

indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej

Induction of Acute Ischemic Stroke in Mice Using the Distal Middle Artery Occlusion Technique

Udar niedokrwienny pozostaje główną przyczyną śmiertelności i upośledzenia funkcjonalnego wśród dorosłych populacji na całym świecie. Tylko niewielka liczba pacjentów z udarem niedokrwiennym kwalifikuje się do trombolizy wewnątrznaczyniowej lub trombektomii mechanicznej w optymalnym oknie czasowym. Wśród osób, które przeżyły udar, około dwie trzecie cierpi na dysfunkcje neurologiczne przez dłuższy czas. Ustalenie stabilnego i powtarzalnego eksperymentalnego modelu udaru niedokrwiennego jest niezwykle istotne dla dalszego badania mechanizmów patofizjologicznych i opracowywania skutecznych strategii terapeutycznych udaru niedokrwiennego. Tętnica środkowa mózgu (MCA) stanowi dominującą lokalizację udaru niedokrwiennego u ludzi, przy czym okluzja MCA służy jako często stosowany model ogniskowego niedokrwienia mózgu. W tym protokole opisujemy metodologię ustalania modelu dystalnej okluzji MCA (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL / 6. Ponieważ miejsce okluzji znajduje się w gałęzi korowej MCA, model ten generuje umiarkowaną zmianę zawałową ograniczoną do kory. Charakterystyka neurologiczna, behawioralna i histopatologiczna wykazała widoczną dysfunkcję motoryczną, zwyrodnienie neuronów oraz wyraźną aktywację mikrogleju i astrocytów w tym modelu. W ten sposób ten model myszy dMCAO stanowi cenne narzędzie do badania udaru niedokrwiennego i jest warte popularyzacji.

Kluczowymi instrumentami wykorzystanymi do przeprowadzenia dMCAO są zestaw instrumentów mikrochirurgicznych, waporyzator izofluranu oraz monopolarne mikrochirurgiczne urządzenie do elektrokoagulacji, przedstawione na Rysunku 1. Procedura eksperymentalna niniejszego badania została zilustrowana na Rysunku 2. W skrócie, zastosowano kraniotomię z niewielkim oknem kostnym w celu odsłonięcia dystalnego odcinka MCA, który następnie poddano koagulacji, aby wywołać trwa...

Tutaj prezentujemy protokół do ustalenia modelu dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL/6J i oceny późniejszego zachowania neurologicznego i cech histopatologicznych.

Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej

Ischemic stroke remains the predominant cause of mortality and functional impairment among the adult populations globally. Only a minority of ischemic ...

W niniejszym badaniu mamy na celu zapewnienie kompleksowego i szczegółowego protokołu do ustalenia modelu niedrożności przyśrodkowej tętnicy mózgowej u myszy C57BL / 6NJ przy użyciu obliczeń elektrod przezczaszkowych i oceny późniejszego zachowania neurologicznego i cech histopatologicznych. Przyśrodkowa tętnica mózgowa (MCA) jest uznawana za podstawowy zestaw udaru niedokrwiennego u ludzi. Metody okluzji MCA, w tym technika otaczania kraniotomii, ogniskowe wprowadzenie chemiczne i okluzja morfologiczna, były kosztownie stosowane do wywoływania ogniskowego niedokrwienia mózgu u gryzoni.W porównaniu z innymi modelami udaru niedokrwiennego, model ten ma tę zaletę, że jest mniej inwazyjny chirurgicznie, mniejszy rozmiar przekroczenia i wyższy wskaźnik przeżycia, co czyni go bardziej odpowiednim do badania długotrwałej poprawy funkcjonalnej po udarze niedokrwiennym. Ogólnie rzecz biorąc, obecne podejście skutecznie generuje wiarygodny eksperymentalny model udaru niedokrwiennego, który charakteryzuje się wysoką przeżywalnością i doskonałą powtarzalnością. W związku z tym metodologia ta służy jako nieocenione narzędzie zarówno w badaniach podstawowych, jak i translacyjnych w dziedzinie udaru mózgu.W przyszłości zastosujemy paradygmaty zachowań, takie jak rozpoznawanie nowych obiektów i labirynt wodny, aby zbadać dynamiczne zmiany w zdolnościach uczenia się długoterminowego i pamięci wśród myszy z dystalnym zamknięciem MCA. Umożliwi nam to ustalenie zasadności wykorzystania ich jako modelu zwierzęcego do badań nad zaburzeniami poznawczymi po udarze. Aby rozpocząć, przetrzyj tablicę chirurgiczną ogrzewania 75% etanolem i ustaw temperaturę na 37 stopni Celsjusza.Umieść znieczuloną mysz w prawej pozycji bocznej na tablicy, z głową odchyloną na bok. Aby chronić rogówkę przed wysuszeniem, nałóż maść do oczu. Po zgoleniu sierści od lewej orbity do lewego kanału słuchowego użyj kremu do depilacji, aby usunąć pozostałą sierść.Trzykrotnie zdezynfekuj obszar operacyjny jodonem powidonu i 75% etanolem. Przeprowadź ocenę uszczypnięcia palców u stóp. Po wykonaniu pionowego nacięcia między lewym oczodołem a lewym kanałem słuchowym, cofnij miękką tkankę skórną, aby odsłonić mięsień skroniowy.Za pomocą prostych mikrokleszczy oddziel wierzchołkowy i grzbietowy segment mięśnia skroniowego od czaszki. Zidentyfikuj rozwidlenie w kształcie litery Y środkowej tętnicy mózgowej lub MCA poniżej kości skroniowej. Następnie, za pomocą elektrycznego wiertła czaszkowego, rozrzedź czaszkę, aby utworzyć okno kostne, aż opona twarda stanie się widoczna.Usuń oponę twardą powyżej MCA za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków. Za pomocą elektrycznych kleszczy do krzepnięcia skrzepnij tętnicę w miejscach proksymalnych i dystalnych do rozwidlenia. Monitoruj przepływ krwi w lewej gałęzi korowej MCA w laserowym mierniku przepływu krwi plamkowej.Następnie zszyć mięsień i skórę oddzielnie szwami z kwasem poliglikolowym i nałożyć żel sodowy diklofenak i maść mupirocyny na nacięcie skóry. Umieść mysz w komorze odzyskiwania. Aby wykonać test siły chwytu we wcześniej opracowanym dystalnym modelu MCAO, chwyć tylną część ogona myszy i stopniowo opuszczaj mysz, aż przytrzyma poziomą belkę obiema przednimi łapami.Trzymając ciało poziomo, pociągnij mysz do tyłu ze stałą prędkością dwóch centymetrów na sekundę. Kiedy mysz wypuści przednie łapy z drążka, zapisz szczytową siłę w gramach. Aby wykonać test na tyczce, umieść mysz pionowo na drewnianej tyczce.Zapisz czas potrzebny myszy na odwrócenie się i całkowity czas zejścia ze słupa z 60-sekundowym czasem granicznym. Aby przeprowadzić test klejenia, przymocuj łatkę taśmy klejącej do prawej przedniej łapy myszy. Włóż mysz z powrotem do klatki hodowlanej i zapisz czas potrzebny myszy na usunięcie kleju z 60-sekundowym czasem odcięcia.Aby przeprowadzić test cylindra, przetrzyj otwarty cylinder z przezroczystego szkła 75% etanolem i umieść w nim mysz. Za pomocą kamery nagrywaj jego spontaniczne zachowanie eksploracyjne w pozycji stojącej przez trzy minuty. Dystalne myszy MCAO wykazały znaczne zmniejszenie siły chwytu i wskaźnika użycia przedniej łapy po stronie przeciwnej w porównaniu z grupą operowaną pozorowaną.Co więcej, myszy z okludacją wykazały znaczny wzrost czasu opadania w teście ciągnięcia i czasu potrzebnego na usunięcie kleju. Na początek uzyskaj wypreparowany mózg poddanego eutanazji dystalnego modelu myszy MCAO po testach behawioralnych i umieść go w zamrażarce o temperaturze minus 20 stopni Celsjusza na 20 minut. Następnie umieść mózg w jednomilimetrowej macierzy mózgowej i za pomocą ostrzy mikrotomu pokrój mózg na dwumilimetrowe odcinki wieńcowe.Przenieś skrawki mózgu na 24-dołkową płytkę hodowlaną i dodaj 2% TTC, aby pokryć tkankę mózgową. Inkubować płytkę w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez 30 minut. Następnie ostrożnie zamocuj część mózgu w 4% roztworze paraformaldehydu na 15 minut.Za pomocą skanera wykonaj skanowanie optyczne wycinków mózgu. Analiza histologiczna mózgu ujawniła nieuporządkowane ułożenie komórek neuronalnych i znaczne zmniejszenie gęstości komórek NeuN-dodatnich w obszarze okołozawałowym dystalnych myszy z MCA.

induction-acute-ischemic-stroke-mice-using-distal-middle-artery

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Włóknista okluzja tętnicy środkowej mózgu jest powszechnie stosowanym modelem badania udaru niedokrwiennego u myszy.

Modelowanie udaru u myszy – zator tętnicy środkowej mózgu z wykorzystaniem modelu filamentowego

W materiale wideo demonstrujemy metodę wywołania zatoru w środkowej tętnicy mózgowej u dorosłych myszy z wykorzystaniem wewnątrzluminalnego monofilamentu. Pokazujemy również, jak oceniać zakres zawału mózgu za pomocą barwienia chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC).

Myszy model udaru niedokrwiennego wywołanego zamknięciem tętnicy środkowej mózgu

Model intraluminalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) jest najczęściej stosowanym modelem wśród eksperymentalnych modeli udaru niedokrwiennego. W niniejszym materiale szczegółowo zaprezentujemy cały model z wykorzystaniem laserowej flowmetrii dopplerowskiej oraz przedstawimy reprezentatywne wyniki.

Model wewnątrznaczyniowego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) w udarze niedokrwiennym u myszy z prowadzeniem za pomocą laserowej dopplerometrii przepływu

W niniejszej pracy przedstawiono model intraluminalnego zamknięcia tętnicy środkowej mózgu u myszy. Zakres zawału mózgu oceniano za pomocą skali neurologicznej oraz barwienia fioletem krezylowym, który stanowi alternatywę dla barwienia TTC, oferując znaczącą zaletę w postaci możliwości równoległego badania wielu interesujących markerów.

Model mysi wewnątrzluminalnego MCAO: ocena zawału mózgu za pomocą barwienia fioletem krezylu

Różne mysie modele zamknięcia tętnicy środkowej mózgu (MCAO) są szeroko stosowane w eksperymentalnych badaniach mózgu. W tym miejscu demonstrujemy model przezczaszkowego stałego dystalnego MCAO, który powoduje konsekwentny zawał kory mózgowej o wielkości odpowiadającej uszkodzeniom spowodowanym przez większość udarów niedokrwiennych u ludzi.

Modelowanie udaru u myszy: trwała koagulacja dalszej tętnicy środkowej mózgu

Aby zrozumieć patofizjologię udaru, ważne jest korzystanie z wiarygodnych modeli. W artykule opisano jeden z najczęściej stosowanych modeli udaru u myszy, określany jako model niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAo) (określany również jako model włókna śródświetlnego lub szewu) z reperfuzją.

Podejście chirurgiczne do niedrożności tętnicy środkowej mózgu i udaru wywołanego reperfuzją u myszy

Opisujemy mysi model udaru wywołanego przez zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej za pomocą szwu pokrytego silikonem. Protokół może być stosowany w celu wywołania trwałej okluzji lub tymczasowego niedokrwienia, a następnie reperfuzji.

Indukcja udaru niedokrwiennego i reperfuzji niedokrwiennej u myszy przy użyciu techniki niedrożności tętnicy środkowej i wizualizacji obszaru zawału

Wewnątrzświateł okluzja włókien środkowej tętnicy mózgowej jest najczęściej używanym modelem in vivo eksperymentalnego udaru mózgu u gryzoni. Wykonuje się tutaj alternatywne podejście chirurgiczne umożliwiające naprawę tętnicy szyjnej wspólnej, które umożliwia reperfuzję tętnicy szyjnej wspólnej i pełną reperfuzję do obszaru tętnicy środkowej mózgu.

Niedrożność tętnicy środkowej mózgu umożliwiająca reperfuzję poprzez wspólną naprawę tętnicy szyjnej u myszy

Mysi model niedokrwienia i reperfuzji mózgu został stworzony w celu zbadania patofizjologii udaru. Podwiązujemy dystalnie prawą środkową tętnicę mózgową i prawą tętnicę szyjną wspólną i przywracamy przepływ krwi po 10 lub 40 minutach niedokrwienia.

Mysi model zamknięcia dwóch naczyń niedokrwienia mózgu-reperfuzji

Ten protokół demonstruje unikalny model udaru myszy ze średniej wielkości zawałem i doskonałym wskaźnikiem przeżycia. Model ten pozwala przedklinicznym badaczom zajmującym się udarem mózgu wydłużyć czas trwania niedokrwienia, wykorzystać starzejące się myszy i ocenić długoterminowe wyniki funkcjonalne.

Zmodyfikowany przezczaszkowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu do badania wyników udaru u starszych myszy

Ten protokół opisuje model przejściowego ogniskowego niedokrwienia mózgu u myszy poprzez śródświetlne zamknięcie środkowej tętnicy mózgowej. Dodatkowo przedstawiono przykłady oceny wyników z wykorzystaniem rezonansu magnetycznego i testów behawioralnych.

Przejściowy model niedrożności tętnicy środkowej mózgu

Poznaj metodę indukcji udaru niedokrwiennego u myszy C57BL/6J przy użyciu elektrokoagulacji transkranialnej. Protokół umożliwia ocenę zachowań neurologicznych i zmian histopatologicznych po niedrożności tętnicy środkowej.

Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej

Przeglądaj więcej filmów